Name: Bioluminescenza Imaging per rilevare fase avanzata di infezione di africani Tripanosomiasi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Scopri l'imaging bioluminescente per tracciare l'infezione da tripanosomi africani nel sistema nervoso centrale di topi CD1. Questo metodo riduce i tempi di valutazione farmacologica da 180 a 90 giorni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ringraziamo John Kelly e Martin Taylor (London School of Hygiene &amp; Tropical Medicine) per la fornitura di T. b. brucei GVR35-VSL-2 e il Dr. Andrea Zelmer (LSHTM) per un consiglio su imaging in vivo. Questo lavoro è stato sostenuto dalla Fondazione Bill e Melinda Gates Foundation globale Health Program (codice di autorizzazione OPPGH5337).

Etica Tutto il lavoro è stato realizzato sotto l&#39;approvazione del Regno Unito per la casa Ufficio Animali (procedure scientifiche) Act 1986 e la London School of Hygiene &amp; Tropical Medicine Animal Welfare and Ethics Review Board. ARRIVARE linee guida sono seguite in questo rapporto. 1. In Vivo Passaggio di Bioluminescent Trypanosoma brucei brucei <ol><li> Rimuovere uno stock crioconservati (stabilate definito) di T. b. brucei ceppo GVR35-VSL-2 (disponibile dal professor John Kelly presso la London School of Hygiene &amp; Tropical Medicine attraverso MTA) 9 da azoto liquido e permettono di equilibrare a temperatura ambiente. Diluire stabilate a 2 x 10 4 trypanosomes / ml in sterile tampone fosfato glucosio (PBS-G) pH 8,0 (1 L PBS + 15 g di glucosio) 10. Nota: T. b. brucei GVR35-VSL-2 non è contagioso per gli esseri umani e richiede SAPO licenza strutture per effettuare esperimenti. </li><li> inject 20-25 g femminile del mouse CD1 con 0,2 ml trypanosomes diluiti per via intraperitoneale (ip) con un ago da 25 G. Questo è il &quot;mouse donatore&quot;. Posizionare il mouse infetto in uno specifico patogeno libero (SPF) -cage e mangimi ad libitum. Nota: i topi CD1 sono un ceppo outbred e T. b. infezioni brucei GVR35 sono ben caratterizzati in questo ceppo. Tuttavia, questo protocollo è applicabile anche a ceppi inbred o geneticamente modificati, ma è importante notare che il colore della pelliccia possono influire sulla sensibilità dell&#39;imaging 6,9. </li><li> Monitorare parassitemia periferica dal prelievo di sangue. Posizionare il mouse in un dispositivo di immobilizzazione di plastica e prendere 5 ml di sangue dalla coda per via venosa con 21 G ago o venesection e mescolare 1/10 con cloruro di ammonio sterile 0,85% per la lisi dei globuli rossi e consentire una più facile conteggio. </li><li> Contare il sangue diluito in un Neubauer emocitometro. <ol><li> Caricare il sangue diluito in entrambe le camere. Conta l&#39;intero gr centraleid di una camera per dare n trypanosomes. Concentrazione di trypanosomes nel sangue = n x 10 4 trypanosomes / ml, regolare per qualsiasi fattore di diluizione e calcolare la media delle due camere. Nota: Dopo circa 5-7 giorni dopo l&#39;infezione, parassitemia periferica dovrebbe aumentare in misura sufficiente a svolgere una infezione ad una concentrazione di 2 x 10 4 tripanosomi / ml. </li></ol></li><li> Quando i livelli di trypanosome sono sufficienti per il numero di topi richiesti alta, passare al punto 1.6. Un livello parassitemia di 6 x 10 4 trypanosomes / ml in un topo donatore è sufficiente per infezione di 10 topi. Nota: Per le dimensioni statisticamente significative del gruppo, n = 6 per ogni gruppo di trattamento di topi sono necessari 8. Per gli altri modelli di infezione, calcoli di potenza dovrebbero essere applicati per determinare le dimensioni dei gruppi appropriati. </li><li> Topi posto in una scatola di calore (a 28-30 ° C per circa 5-10 minuti) per consentire le vene coda di dilatarsi.Per indurre anestesia terminale, somministrare 20 mg / kg ev pentobarbital con un ago 25 G. Conferma del mouse è anestetizzato premendo delicatamente i cuscinetti plantari per garantire che non vi è alcun riflesso di ritiro. </li><li> Eparinizzare un ago G 21 aliquotandolo 5 ml eparina a 5.000 USP unità / ml in un tubo Bijou e succhiare due volte dentro e fuori l&#39;ago di una siringa da 1 ml. </li><li> Prendere la eparinizzato 21 G ago e siringa da 1 ml, ed eseguire puntura cardiaca sul mouse passaggio anestetizzato inserendo l&#39;ago centralmente sotto la gabbia toracica (una goccia di sangue piscina nella base dell&#39;ago) e tirare delicatamente lo stantuffo in modo da non comprimere la camera del cuore. Raccogliere un minimo di 0,7 ml di sangue. </li><li> Diluire sangue infetto per produrre un inoculo di 2 x 10 4 trypanosomes / ml in PBS-G pH 8,0 come al punto 1.1. Nota: A questo punto, il sangue rimanente può essere crioconservati per produrre stabilate miscelando con 8% glicerolo, 20% inattivato al calore ca fetalesiero lf (hi-FCS) e il 72% di sangue infetto. Lentamente congelare a -80 ° C usando un lento congelamento contenitore congelamento per ottenere una velocità di raffreddamento di -1 ° C / min, prima del trasferimento a azoto liquido. </li></ol> 2. L&#39;infezione di topi sperimentale <ol><li> Posizionare CD1 topi di sesso femminile (~ 21-25 g) in una scatola di riscaldamento a delicatamente calda per dilatare le vene. Posizionare i topi riscaldati in un sistema di ritenuta di plastica e iniettare 0,2 ml inoculo diluito per via endovenosa con un ago G 25 nella vena della coda, pari a 4.000 trypanosomes per topo. Mettere pressione al sito di iniezione in seguito per fermare l&#39;emorragia. Nota: infezione intraperitoneale è un percorso valida di infezione ed è stato utilizzato in studi precedenti 10, ma abbiamo trovato questo meno riproducibile rispetto alla via endovenosa. </li><li> Randomize topi infetti e la gabbia in gruppi di 3 in gabbie SPF-ventilati. Come controllo, iniettare CD1 topi femmina con wild type parassita non bioluminescente, T. b. brucei GVR35 (n =3). </li><li> Monitorare l&#39;infezione attraverso il sangue Film Microscopia <ol><li> Spot 5 ml di sangue da prelievo venoso o salasso su un vetrino ed eseguire uno striscio di sangue (utilizzando un secondo vetrino spingere delicatamente la goccia di sangue in tutto il vetrino per produrre un film sottile). Lasciare le diapositive asciugare all&#39;aria. </li><li> Fissare lo striscio di sangue con il 100% di metanolo e macchia con Giemsa per 10 minuti prima di risciacquare con dH 2 O e lasciare asciugare all&#39;aria. Sotto obiettivo 100X contare il numero di tripanosomi in 10 campi di vista (FOV). Nota: le riprese sangue viene eseguita insieme a tutto l&#39;animale di imaging non invasivo più presto dopo l&#39;infezione di un giorno. Durante l&#39;elaborazione di un numero di animali, questo metodo di quantificazione tripanosoma è preferito rispetto conteggio emocitometro come i campioni possono essere conservati a temperatura ambiente e successivamente contati. </li></ol></li></ol> 3. bioluminescenza Imaging per tenere traccia delle infezioni Nota: Per monitorare l&#39;infezione, tutto animAl imaging non invasivo può essere utilizzato. <ol><li> Preparare una soluzione stock di D-luciferina, il substrato luciferasi di lucciola, in Dulbecco tampone fosfato (DPBS) a 30 mg / ml. Filtro sterilizzare e congelare in aliquote a -20 ° C. Nota: D-Luciferin è sensibile alla luce, quindi proteggerlo dalla luce avvolgendo aliquote in un foglio. Non più volte di gelo-disgelo luciferina in quanto può influenzare l&#39;attività 11. </li><li> Scaldare una aliquota di D-luciferina a temperatura ambiente. Rimuovere ogni mouse dalla gabbia (compresi topi di controllo infettate con nonbioluminescent ceppo wild type parassita) e iniettare 150 mg / kg di D-luciferina riscaldato (diluito in DPBS) per via intraperitoneale con un ago 25 G. Posizionare il mouse in una camera isofluorane per circa 5 minuti per indurre l&#39;anestesia con il 2% isofluorane / O 2 miscela a 2,5 L / min. Nota: I topi diventano immobile quando sono sotto anestesia. Per l&#39;imager qui utilizzato, 3 topi possono essere elaborati in un momento. Se i topi sono anesthetzato per più di 30 minuti, unguento oftalmico lacrima artificiale può essere applicato per prevenire gli occhi dei topi si secchi. </li><li> Per l&#39;imager qui descritto, aprire il software e inizializzare la macchina utilizzando il software secondo le istruzioni del produttore. Acquisire le immagini una volta fotocamera e la piastra riscaldata hanno raggiunto la temperatura. Nota: questo strumento non è di solito spento, consentendo alla macchina di eseguire calibrazioni di fondo durante la notte. Nel caso in cui deve essere riavviata o deve eseguire un controllo di calibrazione prima. </li><li> Mettere i topi anestetizzati nella termocamera (cfr 3,5). Utilizzare grandi separatori neri tra i topi per ridurre al minimo sanguinare attraverso di qualsiasi segnale bioluminescente luminoso. topi immagine utilizzando una serie di tempi di esposizione; 1, 3, 10, 30, 60 e 180 secondi, con medie discretizzazione, 1 f / stop e un filtro aperto, e il campo visivo E (12.5 x 12.5 cm 2). Nota: I topi di controllo infettati con il tipo selvatico parassiti GVR35 nonbioluminescent forniscono un backgrvalore di bioluminescenza ound. Da un esperimento di cinetica di luciferina (Figura 6), con questo modello, abbiamo trovato che i picchi di segnale bioluminescenza a 10 minuti dopo la somministrazione e l&#39;imaging dura circa 5 minuti per 3 topi. Prendete questo lasso di tempo in considerazione quando anestetizzare e di imaging i topi. </li><li> Per garantire l&#39;imaging approfondito dei topi, ruotare per ottenere una ventrale, dorsale e vista laterale. Mantenere la coerenza dell&#39;ordine di orientamento per l&#39;imaging tra animali sequenziali. </li><li> Dopo l&#39;imaging, permettono topi per recuperare da anestesia sotto osservazione prima di tornare a SPF-gabbia. </li><li> Continuare l&#39;imaging topi ogni 7 giorni fino al giorno 21 dopo l&#39;infezione. Ci dovrebbe essere un costante aumento del segnale bioluminescenza sull&#39;intera animale. </li><li> Al D21, immagini e striscio di sangue dei topi come descritto in precedenza, e la dose topi con 40 mg / kg per via intraperitoneale Diminazene aceturato. Questo farmaco cancellerà il parasitemia periferico, ma non attraverserà la barriera emato-Brain barriera, e permette quindi una migliore visualizzazione dell&#39;infezione CNS. Nota: Diminazene aceturato è un farmaco comunemente utilizzate per il trattamento di tripanosomiasi animale fase iniziale. </li><li> Continuare l&#39;imaging e il monitoraggio a D28 e D35. </li></ol> 4. Conferma CNS infezione <ol><li> Al D35, topi immagine sopra descritto (passi 3,1-3,4). </li><li> Dopo l&#39;imaging, permettono di recuperare i topi da topi anestesia e Exsanguinate come dettagliato nella fase 1,6-1,8, raccolta di sangue per ulteriori analisi. </li><li> Dopo puntura cardiaca, perfusione topi con 20 ml di PBS (opzionale: aggiungere 3 mg / ml di luciferina alla soluzione di perfusione) attraverso il cuore per cancellare il sangue dagli organi e di reintrodurre etichetta luciferina che potrebbero aver eliminato dalla regione del cervello durante l&#39;intervallo di tempo dal punto 4.1. </li><li> Rimuovere delicatamente il cervello, utilizzando forbici curve, tagliando dalla base attorno alla circonferenza del cranio e sollevamento fuori la parte superiore del cranio, per permettere al cervelloper essere delicatamente tirato fuori con le pinze curve. </li><li> Posizionare il cervello asportato su una sezione di plastica nera e pipettare 50 ml di 15 mg / ml luciferina sopra l&#39;organo prima di imaging, per garantire un&#39;adeguata luciferina è stato aggiunto al cervello asportato. Immagine utilizzando le impostazioni come sopra. Questo dimostrerà localizzazione dell&#39;infezione agli emisferi cerebrali. Nota: quantificazione valle parassitemia sul cervello asportato può essere effettuata da qPCR come precedentemente descritto 8. Altre applicazioni a valle alternative potrebbero includere l&#39;istologia o immunoistochimica per identificare i parassiti nel tessuto cerebrale dopo la fissazione. </li></ol> 5. La quantificazione della bioluminescenza Imaging Nota: bioluminescenza sia quantificabile secondo la regione di interesse (ROI) con il software di imaging e corretta per lo sfondo bioluminescenza. <ol><li> Utilizzando lo strumento ROI, creare un ROI di forma rettangolare per intero animale quantificazione unnd posizionarlo dell&#39;immagine mouse sopra per coprire punta del naso alla base della coda del topo. Utilizzare la stessa casella di dimensione per ogni animale e ogni punto del tempo. Osservando il ROI per il cervello, utilizzare una ROI circolare nello stesso modo, posizionandolo sopra la regione della testa del mouse nell&#39;immagine. </li><li> Se necessario, regolare le immagini a comparire sullo stesso spettro per una rappresentazione visiva di infezione. Nota: il software utilizzato qui genera una mappa di colori per ogni immagine regolata automaticamente per i conteggi minimo e massimo di fotoni. Per consentire un confronto visivo tra una serie di immagini, la scala di colore deve essere impostato gli stessi valori per tutte le immagini. <ol><li> Usando l&#39;immagine con il più alto bioluminescenza e la scheda &#39;Regolazione immagine&#39; sulla tavolozza degli strumenti, selezionare una scala logaritmica e un adeguato minima scala di colori e massima (da determinare empiricamente). Applicare questa scala a tutte le immagini di tutto l&#39;esperimento. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Brun, R., Blum, J., Chappuis, F., Burri, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+African+trypanosomiasis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Human African trypanosomiasis.</a> Lancet. 375 (9709), 148-159 (2010).</li>
<li>Rodgers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trypanosomiasis+and+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Trypanosomiasis and the brain.</a> Parasitology. 137 (14), 1995-2006 (2010).</li>
<li>Barrett, M. P., Boykin, D. W., Brun, R., Tidwell, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+African+trypanosomiasis%3A+pharmacological+re-engagement+with+a+neglected+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Human African trypanosomiasis: pharmacological re-engagement with a neglected disease.</a> Br. J. Pharmacol. 152 (8), 1155-1171 (2007).</li>
<li>Barrett, M. P., Vincent, I. M., Burchmore, R. J. S., Kazibwe, A. J. N., Matovu, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+resistance+in+human+African+trypanosomiasis%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Drug resistance in human African trypanosomiasis.</a> Future Microbiol. 6 (9), 1037-1047 (2011).</li>
<li>Jennings, F. W., Whitelaw, D. D., Urquhart, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+duration+of+infection+with+Trypanosoma+brucei+in+mice+and+the+efficacy+of+chemotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">The relationship between duration of infection with Trypanosoma brucei in mice and the efficacy of chemotherapy.</a> Parasitology. 75 (2), 143-153 (1977).</li>
<li>Andreu, N., Zelmer, A., Wiles, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+biophotonic+imaging+for+studies+of+infectious+disease%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Noninvasive biophotonic imaging for studies of infectious disease.</a> FEMS Microbiol. Rev. 35 (2), 360-394 (2011).</li>
<li>Sadikot, R. T., Blackwell, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Am.+Thorac.+Soc%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence imaging.</a> Proc. Am. Thorac. Soc. 2 (6), 537-540 (2005).</li>
<li>Burrell-Saward, H., Rodgers, J., Bradley, B., Croft, S. L., Ward, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sensitive+and+reproducible+in+vivo+imaging+mouse+model+for+evaluation+of+drugs+against+late-stage+human+African+trypanosomiasis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Antimicrob.+Chemother%22%5BJournal%5D)">A sensitive and reproducible in vivo imaging mouse model for evaluation of drugs against late-stage human African trypanosomiasis.</a> J. Antimicrob. Chemother. 70 (2), 510-517 (2015).</li>
<li>McLatchie, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+sensitive+in+vivo+imaging+of+Trypanosoma+brucei+expressing+%27red-shifted%27+luciferase%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Negl.+Trop.+Dis%22%5BJournal%5D)">Highly sensitive in vivo imaging of Trypanosoma brucei expressing 'red-shifted' luciferase.</a> PLoS Negl. Trop. Dis. 7 (11), e2571(2013).</li>
<li>Jennings, F. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+African+trypanosomiasis%3A+potential+therapeutic+benefits+of+an+alternative+suramin+and+melarsoprol+regimen%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitol.+Int%22%5BJournal%5D)">Human African trypanosomiasis: potential therapeutic benefits of an alternative suramin and melarsoprol regimen.</a> Parasitol. Int. 51 (4), 381-388 (2002).</li>
<li>Wiles, S., Robertson, B. D., Frankel, G., Kerton, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescent+monitoring+of+in+vivo+colonization+and+clearance+dynamics+by+light-emitting+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Bioluminescent monitoring of in vivo colonization and clearance dynamics by light-emitting bacteria.</a> Methods Mol. Biol. 574, 137-153 (2009).</li>
<li>Rodgers, J., Bradley, B., Kennedy, P. G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+chemotherapy+with+a+substance+P+receptor+antagonist+%28aprepitant%29+and+melarsoprol+in+a+mouse+model+of+human+African+trypanosomiasis%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitol.+Int%22%5BJournal%5D)">Combination chemotherapy with a substance P receptor antagonist (aprepitant) and melarsoprol in a mouse model of human African trypanosomiasis.</a> Parasitol. Int. 56 (4), 321-324 (2007).</li>
<li>Kamerkar, S., Davis, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxoplasma+on+the+brain%3A+understanding+host-pathogen+interactions+in+chronic+CNS+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Parasitol.+Res%22%5BJournal%5D)">Toxoplasma on the brain: understanding host-pathogen interactions in chronic CNS infection.</a> J. Parasitol. Res. 2012, 589295(2012).</li>
<li>Franke-Fayard, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+malaria+parasite+sequestration%3A+CD36+is+the+major+receptor%2C+but+cerebral+pathology+is+unlinked+to+sequestration%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Murine malaria parasite sequestration: CD36 is the major receptor, but cerebral pathology is unlinked to sequestration.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (32), 11468-11473 (2005).</li>
<li>Hitziger, N., Dellacasa, I., Albiger, B., Barragan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissemination+of+Toxoplasma+gondii+to+immunoprivileged+organs+and+role+of+Toll%2Finterleukin-1+receptor+signalling+for+host+resistance+assessed+by+in+vivo+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Dissemination of Toxoplasma gondii to immunoprivileged organs and role of Toll/interleukin-1 receptor signalling for host resistance assessed by in vivo bioluminescence imaging.</a> Cell. Microbiol. 7 (6), 837-848 (2005).</li>
<li>Lewis, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+imaging+of+chronic+Trypanosoma+cruzi+infections+reveals+tissue-specific+parasite+dynamics+and+heart+disease+in+the+absence+of+locally+persistent+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence imaging of chronic Trypanosoma cruzi infections reveals tissue-specific parasite dynamics and heart disease in the absence of locally persistent infection.</a> Cell. Microbiol. 16 (9), 1285-1300 (2014).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Lo sviluppo di un T. bioluminescente b. brucei GVR35 ceppo permette la visualizzazione di una infezione tripanosoma dalla presto per la fase tardiva. Precedenti modelli di infezione erano in grado di rilevare la fase avanzata, quando i parassiti sono nel cervello, in tempo reale dalla microscopia striscio di sangue, e richiedevano l&#39;abbattimento e la rimozione dei cervelli dal topi infettati per determinare parassita fardello 12. La bioluminescenza riduce la variabilità inter-mouse come ...

La tripanosomiasi africana umana (HAT), o malattia del sonno, è causata dai parassiti protozoari trasmessi da vettori del Trypanosoma brucei spp1. Il numero stimato di casi attuali è inferiore a 7mila ogni anno, con quasi 70 milioni di persone esposte al rischio di infezione parassitaria all'interno del continente africano. La malattia, che il più delle volte è letale se non trattata, comprende uno stadio emolinfatico precoce in cui i parassiti sono presenti nel sangue, che progredisce fino allo stadio avanzato in cui i parassiti invadono il sistema nervoso centrale (SNC) e non sono più suscettibili al trattamento con farmaci tripanosomici in stadio iniziale2. Le attuali terapie farmacologiche per l'HAT in fase avanzata hanno regimi di trattamento complessi e prolungati ed effetti avversi gravi, nonché resistenza riportata, pertanto la ricerca di nuove terapie farmacologiche è imperativa3,4. 
Lo studio della tripanosomiasi africana umana (HAT) in fase avanzata all'interno di modelli murini tradizionali è lungo e complesso, con la rimozione del tessuto cerebrale necessaria per monitorare il carico parassitario5. Il ceppo infettivo animale T. b. brucei è utilizzato come modello di studio della tripanosomiasi con lo stadio tardivo che compare 21 giorni dopo l'infezione (dpi). Per monitorare l'infezione da parassiti non bioluminescenti wild type nel modello murino, le pellicole di sangue periferico o la PCR quantitativa sono gli unici metodi per determinare il carico di parassiti. Per il carico di parassiti nel cervello, il topo deve essere abbattuto, il cervello asportato e la qPCR eseguita sui tessuti, rendendo impossibile tracciare i parassiti attraverso più punti temporali nella fase avanzata dell'infezione. Ciò si traduce nell'incapacità di seguire in tempo reale le infezioni all'interno del sistema nervoso centrale (SNC). 
L'imaging a bioluminescenza in vivo (BLI) può fornire un rilevamento altamente sensibile e non invasivo della disseminazione del parassita e della progressione della malattia in un modello murino che può essere seguito in un singolo animale per l'intero esperimento6. Il BLI si basa sull'emissione di luce nello spettro visibile prodotta da una reazione catalizzata dalla luciferasi. I fotoni emessi vengono quindi rilevati da una fotocamera CCD (Charge Coupled Device)7. A questo scopo, l'agente patogeno viene geneticamente modificato per esprimere una proteina luciferasi e il substrato, la luciferina, viene introdotto nei punti di interesse per iniezione. Il vantaggio principale di questo metodo è la capacità di effettuare studi longitudinali, in cui lo stesso animale può essere visualizzato più volte con effetti avversi minimi. Il segnale di bioluminescenza acquisito può essere quantificato, indicando così il carico di agenti patogeni.
L'ottimizzazione e la convalida di un T. b. brucei bioluminescente spostato verso il rosso ha permesso lo studio dell'infezione in fase avanzata attraverso procedure non invasive, rilevando i parassiti prima della microscopia con film di sangue e riducendo notevolmente il tempo, il costo e il numero di animali necessari per studiare l'infezione del SNC e lo screening dei farmaci nella tripanosomiasi in fase avanzata8,9. In questo protocollo dimostriamo l'infezione di topi con tripanosomi bioluminescenti e come visualizzare i parassiti in vivo per la quantificazione della progressione della malattia e della penetrazione nel SNC.

<table><tbody><tr><td>PBS</td><td>Sigma, UK</td><td>P4417</td><td>compresse pH 7,4</td></tr><tr><td>Glucosio</td><td>Sigma, UK</td><td>G8270</td><td>99,5% (molecolare) grado</td></tr><tr><td>Cloruro di ammonio</td><td>Sigma, UK</td><td>A9434</td><td>99,5% (molecolare) grado</td></tr><tr><td>Eparina (sale di litio)</td><td>Sigma, UK</td><td>H0878</td><td></td></tr><tr><td>Hi-FCS</td><td>Gibco, Life Technologies, UK</td><td>10500-064</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Sigma, UK</td><td>D4031</td><td>Filtrato sterile</td></tr><tr><td>Mr. Frosty</td><td>Nalgene, UK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Giemsa</td><td>Sigma, UK</td><td>G5637</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sigma, UK</td><td>115144-35-9</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diminazene aceturato</td><td>Sigma, UK</td><td>D7770</td><td>Grado analitico</td></tr><tr><td>IVIS Lumina II</td><td>Perkin Elmer, Regno Unito</td><td></td><td>altri bioimager disponibili ad es da Bruker, Kodak</td></tr><tr><td>Living Image v. 4.2</td><td>Perkin Elmer, software proprietario del Regno Unito</td><td></td><td>per gli strumenti Perkin Elmer IVIS; altri strumenti possono avere la propria</td></tr><tr><td>siringa da 1 ml Fisher</td><td>Scientific, Regno Unito</td><td>10142104</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 20 ml</td><td>Fisher Scientific, Regno Unito</td><td>10743785</td><td></td></tr><tr><td>aghi</td> <td>da 25 GGreiner Bio-one</td><td>N2516</td><td></td></tr><tr><td>21 G Aghi</td><td>Greiner Bio-one</td><td>N2138</td><td></td></tr><tr><td>Vetrino per microscopio a doppia smerigliatura</td><td>VWR, UK</td><td>631-0117</td><td></td></tr><tr><td>Provetta per microcentrifuga da 1,5 ml</td><td>StarLab, UK</td><td>I1415-1000</td><td></td></tr><tr><td>Provetta Bijou da 7 ml</td><td>StarLab, UK</td><td>E1412-0710</td><td></td></tr><tr><td>Mouse retrattile</td><td>Sigma, UK</td><td>Z756903</td><td>Il nostro sistema di ritenuta è stato realizzato internamente, questo è un modello simile</td></tr></tbody></table>

bioluminescenza imaging per rilevare fase avanzata di infezione di africani tripanosomiasi

Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis

La tripanosomiasi africana umana (HAT) è una malattia a più stadi che si manifesta in due stadi: uno stadio precoce del sangue e uno stadio tardivo quando il parassita invade il sistema nervoso centrale (SNC). Lo studio in vivo dello stadio avanzato è stato limitato in quanto le metodologie tradizionali richiedono la rimozione del cervello per determinare la presenza dei parassiti.
L'imaging a bioluminescenza è una forma di imaging ottico non invasiva e altamente sensibile che consente la visualizzazione di un patogeno trasfettato con luciferasi in tempo reale. Utilizzando un ceppo di tripanosoma trasfettato che ha la capacità di produrre una malattia in fase avanzata nei topi, siamo in grado di studiare la cinetica di un'infezione del SNC in un singolo animale durante il corso dell'infezione, oltre a osservare il movimento e la disseminazione di un'infezione sistemica.
Qui descriviamo un protocollo robusto per studiare le infezioni del SNC utilizzando un modello di bioluminescenza della tripanosomiasi africana, fornendo osservazioni non invasive in tempo reale che possono essere ulteriormente analizzate con approcci opzionali a valle.

Questo protocollo dimostra come seguire la progressione della malattia dopo l&#39;infezione di topi con T. b. brucei, un modello per la tripanosomiasi africana umana. La figura 1 mostra la sequenza temporale del protocollo sperimentale, dimostrando il calendario per la fasi di trattamento e di imaging. La Figura 2 mostra un tipico campo di vista in uno striscio di sangue Giemsa-macchiate fisso utilizzato per quantificare parassitemia periferico,...

Questo manoscritto descrive l'uso di un ceppo bioluminescente di tripanosomi africani per consentire il monitoraggio dell'infezione in fase avanzata e dimostra come l'imaging dal vivo in vivo possa essere utilizzato per visualizzare le infezioni all'interno del sistema nervoso centrale in tempo reale.

Bioluminescenza Imaging per rilevare fase avanzata di infezione di africani Tripanosomiasi

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades ...

L'obiettivo generale di questo protocollo è utilizzare l'immagine in vivo in tempo reale per seguire un'infezione da tripanosoma, visualizzando le fasi iniziali a livello ematico fino a quelle tardive a livello cerebrale nel topo, imitando la progressione clinica della malattia del sonno. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo della biologia del tripanosoma, identificando potenziali nuovi trattamenti terapeutici e valutandone l'efficacia contro l'infezione. Il principale vantaggio di questa tecnica è che la valutazione del farmaco può essere completata in 90 giorni, rispetto ai 180 giorni necessari per il precedente modello di riferimento.Questo protocollo può fornire informazioni sulle tripanosomiasi africane umane, ma è applicabile anche ad altri modelli di malattie infettive come la tubercolosi o la malattia di Chagas. Iniziare posizionando topi femmine CD1 del peso di 21-25 grammi in una scatola riscaldata per dilatare le vene della coda. Successivamente, posizionare singolarmente i topi riscaldati in un dispositivo di contenimento in plastica e utilizzare un ago da 25 gauge per iniettare 0,2 millilitri di inocolo diluito di Trypanosoma bruc

bioluminescence-imaging-to-detect-late-stage-infection-african

Research

Ricerca

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

Imaging in vivo del transgenico parassiti Leishmania in un host live

Questo articolo descrive la somministrazione...

Bioluminescent Imaging batterica<em&gt; In Vivo</em

Utilizzando luciferasi e sistemi di imaging in vivo (IVIS) come un nuovo mezzo per identificare terminazioni malattia prima sviluppi clinici verificarsi. IVIS ci ha permesso di visualizzare in tempo reale l'invasione di virus encefalitiche più giorni, fornendo un modello di malattia più accurato per lo studio futuro. E ci ha anche permesso di identificare le caratteristiche potenziali di protezione di antivirali e vaccini più veloce rispetto ai modelli animali attualmente utilizzati. La...

In Vivo Imaging Systems (IVIS) il rilevamento di un neuro-invasiva Virus encephalitic

Fonte: de Vries, C. R., et al., Un modello di inoculazione ritardata dell'infezione cronica da ferita da Pseudomonas aeruginosa . J. Vis. Esp. (2020).Questo video mostra una tecnica di imaging bioluminescente per monitorare la progressione dell'infezione batterica in un modello murino vivo. I batteri patogeni ingegnerizzati con il sistema di segnalazione luxABCDE emettono luce nel sito di infezione, permettendo la visualizzazione dei batteri metabolicamente attivi. Attraverso l'imaging del topo...

Imaging bioluminescente delle infezioni batteriche nei topi

Le dinamiche dei glicosomi nei tripanosomi africani sono difficili da studiare con le tradizionali tecniche di biologia cellulare come la microscopia elettronica e a fluorescenza.  Come mezzo per osservare il comportamento dinamico degli organelli, un sistema reporter di organelli fluorescenti è stato utilizzato in combinazione con la citometria a flusso per monitorare la dinamica del glicosoma in tempo reale nei parassiti vivi.

Utilizzo di proteine ​​fluorescenti per monitorare Glycosome Dynamics in Tripanosoma africano

Questo protocollo descrive l'istituzione di un modello murino portatore di tumori per monitorare la progressione del tumore e l'angiogenesi in tempo reale mediante la doppia bioluminescenza.

Doppia bioluminescenza Imaging della progressione tumorale e dell'angiogenesi

Il protocollo qui fornito descrive i passaggi dettagliati per eseguire studi di efficacia dei farmaci in un modello bioluminescente di infezione da Trypanosoma cruzi , con particolare attenzione all'acquisizione, all'analisi e all'interpretazione dei dati. Vengono inoltre fornite procedure di risoluzione dei problemi e controllo qualità per ridurre al minimo i problemi tecnici.

Demistificazione dell'imaging in bioluminescenza in vivo di un modello murino della malattia di Chagas per studi sull'efficacia dei farmaci

Qui presentiamo una valutazione longitudinale di criceti dorati infettati per via intraperitoneale (IP) o per via intragengivale (IG) con L. infantum-Luc mediante imaging bioluminescente e mediante PCR. I criceti sono stati valutati 1 giorno dopo l'infezione (1 dpi), 1 settimana dopo l'infezione (8 dpi) e 3 settimane dopo l'infezione (22 dpi) e soppressi al 50° dpi e 8 mesi dopo l'infezione.

In vivo Imaging di criceti infetti da Leishmania infantum mediante inoculazione gengivale di amastigoti axenici che esprimono luciferasi

Terapia antiretrovirale per il trattamento di HIV / AIDS è monitorato in Sud Africa su larga scala. Citometria a flusso è combinato per ematologia (CD45), immunologia (CD4) e virali a carico collegato CD38 test. Registrato al NHL-SA laboratori, Johannesburg, questi metodi moderni sono costo-efficaci con accresciuto controllo locale di qualità interno, che servono come modelli per le risorse limitate diagnostica.

Completa dei costi e monitoraggio di laboratorio efficace di HIV / AIDS: un modello di ruolo africano

NADPH ossidasi è la principale fonte di specie reattive dell'ossigeno (ROS) in fagociti. A causa della natura effimera dei ROS, è difficile misurare e monitorare i livelli di ROS negli animali viventi. Un metodo minimamente invasivo per la quantificazione seriale di ROS in topi viventi è descritto.

Imaging bioluminescenza di attività NADPH ossidasi in diversi modelli animali

Scopri l'imaging bioluminescente per tracciare l'infezione da tripanosomi africani nel sistema nervoso centrale di topi CD1. Questo metodo riduce i tempi di valutazione farmacologica da 180 a 90 giorni.

Bioluminescenza Imaging per rilevare fase avanzata di infezione di africani Tripanosomiasi

Esplora altri video