18 maggio 2016
Qui, un protocollo per raccogliere, gestire e trattare il mouse piccoli organoidi intestinale con modelli patogeni associati molecolari (PAMPs) e Listeria monocytogenes è descritto, così come l'accento sulla espressione genica e corrette tecniche di normalizzazione per le proteine.
L'obiettivo generale di questa procedura è misurare gli effetti di una sfida patogena su organoidi dell'intestino tenue, con particolare attenzione alle tecniche di normalizzazione rispetto al numero totale di cellule. Questo metodo potrebbe contribuire a rispondere a domande fondamentali nei campi dell'immunologia innata e della immunologia mucosale, fornendo un mezzo per studiare in vitro le interazioni tra patogeni e cellule epiteliali intestinali. Fondamentale per questa procedura è il metodo di normalizzazione rispetto al numero totale di cellule, una necessità quando si misurano proteine secrete dagli organoidi mediante tecniche come il saggio ELISA. Per raccogliere cripte dell'intestino tenue di topo per la coltura di organoidi, iniziare utilizzando un vetrino sterile per raschiare delicatamente i villi dalla superficie luminale dell'intestino tenue. Successivamente, utilizzare forbici da dissezione per tagliare il tessuto in strisce lunghe 1-2 centimetri e posizionare le strisce in un tubo conico da 50 millilitri contenente 10 millilitri di PBS freddo. Mescolare il contenuto mediante inversione delicata e lasciare sedimentare il tessuto sul fondo del tubo. Quindi, aspirare il PBS e lavare le strisce altre tre volte con 10 millilitri di PBS fresco, ogni volta nello stesso modo. Al termine dell'ultimo lavaggio, posizionare il tubo sul ghiaccio per dieci minuti. Sostituire quindi il PBS con 25 millilitri di PBS integrato con EDTA 2 millimolare, in un secchio di ghiaccio su una piattaforma oscillante per 45 minuti. Al termine dell'incubazione, lasciare sedimentare le strisce di tessuto sul fondo del tubo e sostituire il PBS-EDTA con 10 millilitri di PBS integrato con FBS al 10%. Agitare vigorosamente il tubo a mano per dieci volte. Lasciare poi sedimentare il tessuto sul fondo del tubo e trasferire il soprannatante in un tubo conico da 15 millilitri etichettato come Frazione 1. Agitare il tessuto in PBS-FBS altre cinque volte, trasferendo ogni volta il soprannatante in un nuovo tubo di frazione. Dopo l'ultima agitazione, centrifugare tutti i campioni e risospendere i pellet in cinque millilitri di DMEM/F12 preriscaldato senza fattori di crescita aggiunti. Centrifugare nuovamente i campioni e aspirare quattro millilitri di soprannatante da ciascun tubo. Risospendere i pellet nell'ultimo millilitro di mezzo rimanente e utilizzare aliquote da 20 microlitri di ciascuna frazione per visualizzare le cripte e i detriti su vetrini. Dopo aver raggruppato le frazioni appropriate per ottenere la massima percentuale di cripte rispetto ai detriti, centrifugare le frazioni combinate e aspirare tutto il soprannatante tranne gli ultimi 50-100 microlitri. Mantenendo i tubi sul ghiaccio, aggiungere 1 millilitro di matrice proteica alle frazioni combinate, aspirando e dispensando lentamente per evitare l'introduzione di bolle d'aria. Quindi, aggiungere 50 microlitri della sospensione di matrice proteica/cripte al centro di ogni pozzetto di una piastra da 37
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Questo articolo descrive un protocollo per l'isolamento, il mantenimento e il trattamento di organoidi dell'intestino tenue di topo con pattern molecolari associati ai patogeni (PAMPs) e Listeria monocytogenes. Si concentra sull'espressione genica e sulle corrette tecniche di normalizzazione per l'analisi delle proteine.
Gli organoidi intestinali murini ex vivo forniscono un sistema fisiologicamente rilevante per analizzare le interazioni tra ospite e patogeno e il segnale immunitario innato nei tessuti della mucosa. L'enfasi del protocollo sulla normalizzazione rispetto al numero totale di cellule affronta una sfida fondamentale nella generazione di dati quantitativi riproducibili da colture organoidi eterogenee. Questa capacità sostiene la fiducia predittiva nella scoperta precoce e nella validazione di bersagli per programmi terapeutici mirati all'immunologia e al microbioma.
Questo protocollo si inserisce nel percorso di scoperta, dall'iniziale verifica delle ipotesi fino all'identificazione dei composti promettenti e alla validazione preclinica, per programmi di immunologia mucosale e di interazione ospite-microbo.