Name: La Borsa bentonici di O 2, N 2 e nutrienti disciolti Utilizzo piccolo nucleo Incubazioni (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T10:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Scopri le misure di scambio gas-soluto tra sedimento e acqua utilizzando incubazioni di piccoli nuclei. Questo metodo efficiente consente di studiare processi biogeochimici negli ecosistemi acquatici con ampia copertura spaziale.

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Gli autori hanno sviluppato questo approccio con le nostre osservazioni del lavoro svolto da Walter Boynton e Pete Sampou e lavoro cooperativo su denitrificazione con Todd Kana presso l&#39;Università del Maryland Center for Environmental Science. Sviluppo dei nostri approcci denitrificazione non sarebbe stato possibile senza il sostegno del Mare di Grant Programma Maryland e la National Science Foundation. I dati rappresentativi utilizzati qui sono stati raccolti con un finanziamento da Maryland Sea Grant (R / AQ-5c) e la scrittura sforzi sono stati sostenuti da Maryland Sea Grant (R / SV-2), la Baia Ufficio NOAA Chesapeake (NA13NMF4570210), il Partenariato di recupero Oyster , la National Science Foundation (OCE1427019), Exelon Corporation, e il Servizio ambiente del Maryland / Maryland Port Administration.

Nota: La raccolta di nuclei con interfacce sedimento-acqua indisturbata è essenziale per fare delle buone misure sperimentali di scambio; nuclei altamente disturbati sono suscettibili di scambiare soluti acqua interstiziale con acqua sovrastante e hanno aumentato assorbimento di ossigeno attraverso l&#39;ossidazione di Fe (II) e composti solforati ridotti. In questo articolo, vogliamo sottolineare le procedure di incubazione sedimenti di sedimenti con solo un inserimento rapido di tecniche di campionamento dei sedimenti e le analisi chimiche dei soluti e gas. Prima di campionamento, o in base ai risultati iniziali, determinare il grado di replica da parte delle esigenze del progetto generale, il modello statistico, o la quantità prevista di variabilità spaziale su piccola scala. nuclei duplicati sono il minimo utilizzato da molti studi e triplicato sono utili per consentire una migliore analisi statistica. 1. sedimenti Raccolta e Manipolazione Nota: La raccolta di sedimenti per esperimenti di cambio viene effettuata utilizzando 1) inserimento manuale di nuclei using subacquei o in acque poco profonde o zone umide, guadando, 2) poli carotaggio utilizzando un palo di alluminio con valvola manuale chiusa per trattenere i sedimenti, o 3) scatola di carotaggio. <ol><li> In ogni sito, registrare la posizione del sito utilizzando il GPS, determinare l&#39;ossigeno fondo dell&#39;acqua, la temperatura, la salinità e utilizzando una sonda della qualità delle acque, e determinare la radiazione fotosinteticamente attiva (PAR) in superficie e di fondo con un PAR sensore / metro. <ol><li> Abbassare la qualità dell&#39;acqua sonde a ~ 1 m sopra il sedimento e registrare le caratteristiche dell&#39;acqua inferiore (profondità, temperatura, ossigeno disciolto, temperatura e salinità / conduttività). </li><li> Abbassare un sensore PAR con una sonda sottomarina all&#39;interfaccia acqua-sedimento utilizzando un telaio di abbassamento. Confronto PAR letture vicino alla superficie del sedimento di letture PAR immediatamente sotto l&#39;interfaccia aria-acqua per stimare l&#39;attenuazione della luce in condizioni di luce ambientale. </li><li> Distribuire uno scavino scatola sopra il lato della barca / nave, abbassando lentamente per ridurre al minimo i disturbiupon penetrando il sedimento. Esaminate la cassa d&#39;anima per disturbi visibili o risospensione eccessiva. <ol><li> Per una casella corer, inserire tubi interni nel sedimento, e utilizzare un tappo di materiale per coprire la parte superiore del nucleo. Per gli esperimenti di flusso, mentre il saldo sedimento / acqua ideale all&#39;interno del nucleo è di 15 cm di acqua e 15 cm di sedimento, in grossolano o sedimenti altamente compattati raccolta minore profondità sedimento è un risultato accettabile. Se i tassi di riduzione di ossigeno sono eccessive, spostare l&#39;equilibrio verso una maggiore altezza della colonna d&#39;acqua. </li><li> Tipicamente usare 6.35 cm centri interni di diametro per gli studi di acque profonde e per i sedimenti con microalghe bentoniche o grandi popolazioni di animali, utilizzare 10 core cm ID. Il principale limite di dimensioni del nucleo è la possibilità di ricoprire la parte inferiore del nucleo. </li><li> Cap inferiormente con una piastra di fondo acrilica che ha un O-ring incorporato. Ripetere questo processo fino repliche sufficienti vengono raccolti. Con il corer pole, il primo posto la piastra inferiore in acrilico nella Li nucleoner, rimuovere il nucleo dal carotiere, e aggiungere il tappo. </li></ol></li></ol></li><li> Luogo core in un refrigeratore d&#39;acqua isolato alto che è invaso da acqua ambiente dal sito; Questo aiuta a mantenere in temperatura in situ. Assicurarsi che il dispositivo di raffreddamento rimane in posizione eretta. Scartare nuclei che vengono disturbati durante il trasporto. </li><li> Pompa acqua di fondo prese vicino alla superficie del sedimento in 20 L damigiane per l&#39;uso negli esperimenti. Utilizzare una pompa a membrana con 10-20 L / min capacità o una pompa peristaltica ad alta velocità. <ol><li> In acqua non stratificato poco profondo, riempire la damigiana da &quot;inzuppare&quot; in acqua. La filtrazione delle acque di fondo con un filtro a cartuccia in linea ad alta capacità può essere utile nei siti con alti tassi di colonna d&#39;acqua assorbimento di ossigeno o la fotosintesi (alla luce), riducendo al minimo la correzione della colonna d&#39;acqua solo core di controllo. </li></ol></li><li> Trasportare i nuclei più rapidamente possibile alla struttura di incubazione. In caso di trasporto estesa, aernuclei obic possono diventare spumeggiante o circolazione anossica ed artificiale sono necessari. </li></ol> 2. Configurazione iniziale <ol><li> Nello stabilimento di incubazione, posto nuclei in una vasca di incubazione sia in una camera ambientale con temperatura controllata, o in un incubatore a doppia parete con controllo della temperatura mediante un circolatore di riscaldamento / raffreddamento. Impostare la temperatura a temperature dell&#39;acqua di fondo misurata in 1.1.1. </li><li> Aggiungere acqua basso verso l&#39;incubatore, sommergendo completamente i campioni di sedimenti. Anche aggiungere acqua per 5 L damigiane con attacchi che verranno utilizzati per erogare acqua sostituzione. </li><li> Aggiungere un nucleo solo-acqua (senza sedimenti) per l&#39;incubatrice. L&#39;uso di sbozzati colonna d&#39;acqua è importante nella maggior parte degli ambienti di compensare eventuali processi di colonna dell&#39;acqua che incidono gas e soluti. Per la misura di denitrificazione, questi spazi possono riflettere non solo i processi di colonna d&#39;acqua, ma lo scambio di gas con le pareti acriliche del nucleo. </li><li> nuclei Bubble waria ith per un minimo di 2 ore per assicurare l&#39;equilibrio termico e pieno ossigenazione dell&#39;acqua sovrastante. Essi possono essere tenuti durante la notte e corsi di tempo avviati il ​​mattino successivo. Più lunghi periodi di pre-incubazione non sono state valutate per l&#39;efficacia. <ol><li> Per l&#39;aerazione, utilizzare un piccolo gorgogliatore &quot;T&quot; costituita da ½ &quot;tubo in PVC con tre vie accoppiatore; un &#39;1/8 del tubo inserito sul fondo dei risultati T a trasportare acqua verso l&#39;alto durante gorgogliare e non solo assicura l&#39;ossigenazione, ma circolazione dell&#39;acqua nel nucleo con acqua in incubazione idromassaggio. </li></ol></li></ol> 3. Procedure di incubazione acqua-sedimento <ol><li> Dopo aver controllato la temperatura per garantire che corrisponda alle condizioni di campo, fissare trottole alle cime delle anime. A questo punto, sigillare il nucleo dall&#39;acqua del serbatoio. Lasciare la valvola di campionamento sul nucleo aperto durante questo processo. spazzare manualmente eventuali bolle d&#39;aria delicatamente dal lato inferiore della trottola. </li><li> EleVate l&#39;acqua sostituzione damigiana ~ 30-40 cm più alto le cime dei nuclei di incubazione e svuotare le linee verso il basso per eliminare l&#39;aria nella linea. Mentre ancora scorre, collegare le linee per le cime di base e chiudere le valvole. </li><li> Accendere il giradischi agitazione centrale e regolare la velocità di rotazione in modo che i campioni ruotano ~ 40 volte al minuto, o ad una velocità sufficiente a mescolare la colonna d&#39;acqua, ma non risospendere il sedimento. </li><li> Circa 5 minuti dopo tutti i core sono sigillate, aprire la valvola dell&#39;acqua di sostituzione e la valvola del campione, e poi allegare un breve pezzo di tubo alla valvola campione utilizzando un raccordo Luer. Inserire questo tubo di campionamento sul fondo di un tubo di vetro 7 ml, che viene riempito fino all&#39;orlo. Prima di tappatura tubo, aggiungere 10 ml di 30 g L -1 HgCl2 come conservante. <ol><li> Conservare questi campioni subacqueo a temperature prossime alla temperatura di incubazione. Altri laboratori hanno utilizzato con successo da 12 ml &quot;Exetainers&quot; per Samstoccaggio pio. </li></ol></li><li> Per il campionamento soluto, allegare un 20 ml siringa alla valvola del campione e aprire la valvola dell&#39;acqua di sostituzione. Il corpo della siringa si riempie fino al completo utilizzando solo la gravità. Attaccare un pistone e un disco filtro e quindi filtrare i campioni in fiale. Questi campioni per l&#39;analisi dei nutrienti sono congelati a -20 ° C fino al momento dell&#39;analisi. Nota: La durata di campionamento nel buio comporta tipicamente 4 periodi di campionamento con intervalli tra campionamento da 0,5 a&gt; 2 ore, a seconda del tasso di consumo di ossigeno. Con bassi tassi di assorbimento di ossigeno, gli intervalli di tempo sono lunghi; nei sedimenti con alti tassi di respirazione, gli intervalli devono essere brevi. Eccessivamente elevati volumi di campioni prelevati in ciascun punto di campionamento possono comportare campionamento troppo grande percentuale del volume del campione complesso; nel nostro lavoro questi volumi di campione comportare una rettifica trascurabile. Se è necessaria una maggiore volume di campione, nuclei di diametro maggiore o una maggiore altezza della colonna d&#39;acquapuò essere necessario. </li><li> Non procedere con un corso a tempo di campionamento di sotto di una soglia di consumo di ossigeno del 50%, con perdita di ossigeno del 25% di solito forniscono un segnale sufficientemente in concentrazioni di nutrienti. Qui, usare optodes calibrate per l&#39;analisi diretta delle concentrazioni di ossigeno e la saturazione di ossigeno. <ol><li> Se i sedimenti sono da ambienti illuminati poco profonde, al 4 ° campionamento, accendere le luci e prendere 3 campioni successivi. Si noti che in sedimenti altamente fotosintetici, sovrasaturazione di O 2 e di formazione di bolle limita la misura dei flussi di gas in alcuni casi. Il monitoraggio continuo di ossigeno è un&#39;alternativa sempre valida e prezioso con tecnologia di misura fibra ottica avente relativamente piccole sonde che sono altamente affidabili e precise. </li></ol></li><li> Al termine delle incubazioni sedimenti, sia misurare l&#39;altezza della colonna d&#39;acqua o sifone colonna d&#39;acqua in un cilindro graduato da determ direttamenteine il volume d&#39;acqua, e scattare foto di ogni core. </li></ol> Analisi 4. Campione <ol><li> Campioni pompa per l&#39;analisi di N 2, O 2 e Ar in una membrana Inlet spettrometro di massa, e determinare i coefficienti di N 2: Ar e O 2: Ar al &lt;0,03% precisione 12,23. <ol><li> Coppia un spettrometro di massa a quadrupolo ad un ingresso della membrana. Inserire il campione nel tubo membrana utilizzando una pompa peristaltica. Raccogliere i rifiuti campione in una damigiana di plastica e trattare come rifiuto chimico a causa del conservante Hg. Calibrare con acqua deionizzata equilibrata con aria alla temperatura di incubazione. </li></ol></li><li> Eseguire nutrienti analizza manualmente ≤ 5 ml campioni o su volumi più piccoli che utilizzano analizzatori automatici. Al momento lo scongelamento del campione, inizio analisi immediatamente. La scelta della procedura di analisi dei nutrienti deve cedere una precisione sufficiente per osservare i cambiamenti nella concentrazione di nutrienti durante l&#39;incubazione. rilevazione tipicalimiti sono &lt;tendenze 0,05 micromol L -1 e naturalmente il tempo può essere difficile da osservare sotto le due concentrazioni estremamente basse ed estremamente elevate di nutrienti. <ol><li> Per le analisi colorimetriche di solubili di fosforo reattivo, utilizzare la tecnica fosfomolibdato acido ascorbico. Per analizza l&#39;ammonio, utilizzare un sviluppo del colore durante la notte utilizzando un fenolo ipoclorito di reagente 24. Automatizzata analisi colorimetriche, sia utilizzando il flusso segmentato o un analizzatore discreta, sono una grande alternativa e utilizzare volume del campione inferiore. </li><li> Per le analisi di nitrato oltre il nitrito, utilizzare lo sviluppo del colore durante la notte utilizzando il cloruro di vanadio come riducente 25, o utilizzare un analizzatore automatico </li><li> Confronta assorbanza individuati su UV / VIS a curve standard e determinare le concentrazioni da una regressione delle concentrazioni standard e assorbanza. </li></ol></li></ol> 5. Calcolo dello scambio acqua-sedimento Tariffe <ol><li> Regredire le concentrazioni di gas o sostanze nutritive in funzione del tempo in modo indipendente per entrambe le incubazioni luce e al buio, con la pendenza espressa in micromol L -1 hr -1. Correggere le pendici dei nuclei di incubazione per la pendenza dei nuclei colonna di sola acqua. Utilizzare solo regressioni significative (p &lt;0,05) per i calcoli; identificare i dati non significativi nei fogli di calcolo dei dati finali. </li><li> Calcolare i tassi di cambio sedimenti-acqua dal versante del cambiamento delle concentrazioni di costituenti chimici nell&#39;acqua sovrastante: <img alt="Equazione 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098equation1.jpg" /> Dove F è il flusso (mmol m -2 h -1), ΔC / Dt è la pendenza della variazione di concentrazione in acqua sovrastante (mmol L -1 hr -1), V è il volume dell&#39;acqua sovrastante (L) e A è l&#39;area del nucleo incubato (m -2) .To stimare il flusso giornaliero, moltiplicare il tasso illuminata dalle ore di lucee aggiungere al tasso scuro moltiplicata per le ore di buio. </li></ol> 6. report <ol><li> Nel riportare i risultati di misurazioni di scambio sedimenti-acqua, fornire informazioni sufficienti per altri scienziati a capire l&#39;ambiente che è stato campionato. Informazioni essenziali comprende: 1) posizione del sito e l&#39;acqua di profondità, 2) caratteristiche fisiche come campo e temperatura di incubazione, e PAR, 3) caratteristiche dell&#39;acqua di fondo come l&#39;ossigeno, le concentrazioni di nutrienti e la salinità, e 4) le caratteristiche del sedimento come la dimensione del grano, le concentrazioni di materia organica, e la presenza di animali bentonici. </li></ol>

<ol><li>Einsele, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ueber+die+Beziehungen+des+Eisenkreislaufes+zum+Phosphatkreislauf+im+Eutrophen+See%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.Hydrobiol%22%5BJournal%5D)">Ueber die Beziehungen des Eisenkreislaufes zum Phosphatkreislauf im Eutrophen See.</a> Arch.Hydrobiol. 29, 664-686 (1936).</li>
<li>Mortimer, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+exchange+of+dissolved+substances+between+mud+and+lake+water%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ecol%22%5BJournal%5D)">The exchange of dissolved substances between mud and lake water.</a> J Ecol. 29, 280-329 (1941).</li>
<li>Cowan, J. L. W., Boynton, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sediment-water+oxygen+and+nutrient+exchanges+along+the+longitudinal+axis+of+Chesapeake+Bay%3A+Seasonal+patterns%2C+controlling+factors+and+ecological+significance%5BTitle%5D)+AND+%22Estuaries%22%5BJournal%5D)">Sediment-water oxygen and nutrient exchanges along the longitudinal axis of Chesapeake Bay: Seasonal patterns, controlling factors and ecological significance.</a> Estuaries. 19, 562-580 (1996).</li>
<li>Fisher, T. R., Carlson, P. R., Barber, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sediment+nutrient+regeneration+in+three+North+Carolina+estuaries%5BTitle%5D)+AND+%22Estuar.+Coast.+Shelf+S.e%22%5BJournal%5D)">Sediment nutrient regeneration in three North Carolina estuaries.</a> Estuar. Coast. Shelf S.e. 14, 101-116 (1982).</li>
<li>McGlathery, K. J., Sundback, K., Anderson, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eutrophication+in+shallow+coastal+bays+and+lagoons%3A+the+role+of+plants+in+the+coastal+filter%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol-Prog+Ser%22%5BJournal%5D)">Eutrophication in shallow coastal bays and lagoons: the role of plants in the coastal filter.</a> Mar. Ecol-Prog Ser. 348, 1-18 (2007).</li>
<li>Eyre, B. D., Ferguson, A. J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+carbon+production+and+decomposition%2C+benthic+nutrient+fluxes+and+denitrification+in+seagrass%2C+phytoplankton%2C+benthic+microalgae-+and+macroalgae-dominated+warm-temperate+Australian+lagoons%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol-Prog+Ser%22%5BJournal%5D)">Comparison of carbon production and decomposition, benthic nutrient fluxes and denitrification in seagrass, phytoplankton, benthic microalgae- and macroalgae-dominated warm-temperate Australian lagoons.</a> Mar. Ecol-Prog Ser. 229, 43-59 (2002).</li>
<li>DiToro, D. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDiToro%2C+DM+%22Sediment+Flux+Modeling%22">Sediment Flux Modeling</a>. , Wiley-Interscience. (2001).</li>
<li>Testa, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sediment+flux+modeling%3A+Simulating+nitrogen%2C+phosphorus%2C+and+silica+cycles%5BTitle%5D)+AND+%22Estuar.+Coast.+Shelf+S%22%5BJournal%5D)">Sediment flux modeling: Simulating nitrogen, phosphorus, and silica cycles.</a> Estuar. Coast. Shelf S. 131, 245-263 (2013).</li>
<li>Kana, T. M., Cornwell, J. C., Zhong, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+denitrification+in+the+Chesapeake+Bay+from+measurements+of+N-2+accumulation+in+bottom+water%5BTitle%5D)+AND+%22Estuar.+Coasts%22%5BJournal%5D)">Determination of denitrification in the Chesapeake Bay from measurements of N-2 accumulation in bottom water.</a> Estuar. Coasts. 29, 222-231 (2006).</li>
<li>Hammond, D. E., Cummins, K. M., McManus, J., Berelson, W. M., Smith, G., Spagnoli, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+measuring+benthic+nutrient+flux+on+the+California+Margin%3A+Comparing+shipboard+core+incubations+to+in+situ+lander+results%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanog+Methods%22%5BJournal%5D)">Methods for measuring benthic nutrient flux on the California Margin: Comparing shipboard core incubations to in situ lander results.</a> Limnol. Oceanog Methods. 2, 146-159 (2004).</li>
<li>Miller-Way, T., Boland, G. S., Rowe, G. T., Twilley, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sediment+oxygen+consumption+and+benthic+nutrient+fluxes+on+the+Louisiana+continental+shelf%3A+a+methodological+comparison%5BTitle%5D)+AND+%22Estuaries%22%5BJournal%5D)">Sediment oxygen consumption and benthic nutrient fluxes on the Louisiana continental shelf: a methodological comparison.</a> Estuaries. 17, 809-815 (1994).</li>
<li>Kana, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+inlet+mass+spectrometer+for+rapid+high-precision+determination+of+N2%2C+O2%2C+and+Ar+in+environmental+water+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Membrane inlet mass spectrometer for rapid high-precision determination of N2, O2, and Ar in environmental water samples.</a> Anal. Chem. 66, 4166-4170 (1994).</li>
<li>Gao, Y., Cornwell, J. C., Stoecker, D. K., Owens, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+cyanobacteria+blooms+on+sediment+biogeochemistry+and+nutrient+fluxes%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr%22%5BJournal%5D)">Influence of cyanobacteria blooms on sediment biogeochemistry and nutrient fluxes.</a> Limnol. Oceanogr. 59, 959-971 (2014).</li>
<li>Hopfensperger, K. N., Kaushal, S. S., Findlay, S. E. G., Cornwell, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+Plant+Communities+on+Denitrification+in+a+Tidal+Freshwater+Marsh+of+the+Potomac+River%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Environ.+Qual%22%5BJournal%5D)">Influence of Plant Communities on Denitrification in a Tidal Freshwater Marsh of the Potomac River, United States.</a> J. Environ. Qual. 38, 618-626 (2009).</li>
<li>Cornwell, J. C., Kemp, W. M., Kana, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denitrification+in+coastal+ecosystems%3A+environmental+controls+and+aspects+of+spatial+and+temporal+scale%5BTitle%5D)+AND+%22Aquat.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Denitrification in coastal ecosystems: environmental controls and aspects of spatial and temporal scale.</a> Aquat. Ecol. 33, 41-54 (1999).</li>
<li>LaMontagne, M. G., Valiela, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denitrification+measured+by+a+direct+N2+flux+method+in+sediments+of+Waquoit+Bay%2C+MA%5BTitle%5D)+AND+%22Biogeochemistry%22%5BJournal%5D)">Denitrification measured by a direct N2 flux method in sediments of Waquoit Bay, MA.</a> Biogeochemistry. 31, 63-83 (1995).</li>
<li>Nielsen, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denitrification+in+sediment+determined+from+nitrogen+isotope+pairing%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Ecol%22%5BJournal%5D)">Denitrification in sediment determined from nitrogen isotope pairing.</a> FEMS Microbiol Ecol. 86, 357-362 (1992).</li>
<li>Ferguson, A. J. P., Eyre, B. D., Gay, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organic+matter+and+benthic+metabolism+in+euphotic+sediments+along+shallow+sub-tropical+estuaries%2C+northern+New+South+Wales%2C+Australia%5BTitle%5D)+AND+%22Aq.+Microb.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Organic matter and benthic metabolism in euphotic sediments along shallow sub-tropical estuaries, northern New South Wales, Australia.</a> Aq. Microb. Ecol. 33, 137-154 (2003).</li>
<li>Coley, T. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22The+effect+of+flow+on+the+fluxes+of+oxygen%2C+dinitrogen+gas%2C+nitrate+and+ammonium+in+diffusively+controlled+sediments+using+stirred+experimental+chambers%22">The effect of flow on the fluxes of oxygen, dinitrogen gas, nitrate and ammonium in diffusively controlled sediments using stirred experimental chambers</a>. , MEES Program, University of Maryland. M.S. Thesis (2003).</li>
<li>Owens, M. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Nitrogen+cycling+and+controls+on+denitrification+in+mesoahaline+sediment+of+Chesapeake+Bay%22">Nitrogen cycling and controls on denitrification in mesoahaline sediment of Chesapeake Bay</a>. , MEES Program, University of Maryland. M.S. Thesis (2009).</li>
<li>Sundback, K., Jonsson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphytobenthic+productivity+and+biomass+in+sublittoral+sediments+of+a+stratified+bay%2C+southeastern+Kattegat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Mar.+Biol.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Microphytobenthic productivity and biomass in sublittoral sediments of a stratified bay, southeastern Kattegat.</a> J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 122, 63-81 (1988).</li>
<li>Petersen, J. E., Cornwell, J. C., Kemp, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implicit+scaling+in+experimental+enclosed+aquatic+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Oikos%22%5BJournal%5D)">Implicit scaling in experimental enclosed aquatic ecosystems.</a> Oikos. 85, 3-18 (1999).</li>
<li>Kana, T. M., Weiss, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comment+on+%22Comparison+of+isotope+pairing+and+N-2+%3A+Ar+methods+for+measuring+sediment+denitrification%22+by+B.+D.+Eyre%2C+S.+Rysgaard%2C+T.+Daisgaard%2C+and+P.+Bondo+Christensen.+2002.+Estuaries+25%3A+1077-1087%5BTitle%5D)+AND+%22Estuaries%22%5BJournal%5D)">Comment on "Comparison of isotope pairing and N-2 : Ar methods for measuring sediment denitrification" by B. D. Eyre, S. Rysgaard, T. Daisgaard, and P. Bondo Christensen. 2002. Estuaries 25: 1077-1087.</a> Estuaries. 27, 173-176 (2004).</li>
<li>Parsons, T. R., Maita, Y., Lalli, C. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aParsons%2C+TR+%22A+Manual+of+Chemical+and+Biological+Methods+for+Seawater+Analysis%22">A Manual of Chemical and Biological Methods for Seawater Analysis</a>. , Pergamon Press. (1984).</li>
<li>Doane, T. A., Horwath, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrophotometric+determination+of+nitrate+with+a+single+reagent%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Letters%22%5BJournal%5D)">Spectrophotometric determination of nitrate with a single reagent.</a> Analytical Letters. 36, 2713-2722 (2003).</li>
<li>Testa, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+the+impact+of+floating+oyster+%28Crassostrea+virginica%29+aquaculture+on+sediment-water+nutrient+and+oxygen+fluxes%5BTitle%5D)+AND+%22Aquac.+Environ.+Interact%22%5BJournal%5D)">Modeling the impact of floating oyster (Crassostrea virginica) aquaculture on sediment-water nutrient and oxygen fluxes.</a> Aquac. Environ. Interact. 7, 205-222 (2015).</li>
<li>Hamme, R. C., Emerson, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+solubility+of+neon%2C+nitrogen+and+argon+in+distilled+water+and+seawater%5BTitle%5D)+AND+%22Deep-Sea+Res.+Part+I-Oceanogr.+Res.+Papers%22%5BJournal%5D)">The solubility of neon, nitrogen and argon in distilled water and seawater.</a> Deep-Sea Res. Part I-Oceanogr. Res. Papers. 51, 1517-1528 (2004).</li>
<li>Chong, L. S., Prokopenko, M. G., Berelson, W. M., Townsend-Small, A., McManus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrogen+cycling+within+suboxic+and+anoxic+sediments+from+the+continental+margin+of+Western+North+America%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Nitrogen cycling within suboxic and anoxic sediments from the continental margin of Western North America.</a> Marine Chemistry. 128, 13-25 (2012).</li>
<li>Eyre, B. D., Rysgaard, S., Dalsgaard, T., Christensen, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+isotope+pairing+and+N-2+%3A+Ar+methods+for+measuring+sediment-denitrification-assumptions%2C+modifications%2C+and+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Estuaries%22%5BJournal%5D)">Comparison of isotope pairing and N-2 : Ar methods for measuring sediment-denitrification-assumptions, modifications, and implications.</a> Estuaries. 25, 1077-1087 (2002).</li>
<li>Lee, D. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effects+of+Oxygen+Transition+on+Community+Respiration+and+Potential+Chemoautotrophic+Production+in+a+Seasonally+Stratified+Anoxic+Estuary%5BTitle%5D)+AND+%22Estuar.Coasts%22%5BJournal%5D)">The Effects of Oxygen Transition on Community Respiration and Potential Chemoautotrophic Production in a Seasonally Stratified Anoxic Estuary.</a> Estuar.Coasts. 38, 104-117 (2015).</li>
<li>MacIntyre, H. L., Geider, R. J., Miller, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphytobenthos%3A+The+ecological+role+of+the+%22secret+garden%22+of+unvegetated%2C+shallow-water+marine+habitats+.1.+Distribution%2C+abundance+and+primary+production%5BTitle%5D)+AND+%22Estuaries%22%5BJournal%5D)">Microphytobenthos: The ecological role of the "secret garden" of unvegetated, shallow-water marine habitats .1. Distribution, abundance and primary production.</a> Estuaries. 19, 186-201 (1996).</li>
<li>Aller, R. C., Mackin, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open-incubation%2C+diffusion+methods+for+measuring+solute+reaction+rates+in+sediments%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mar.+Res%22%5BJournal%5D)">Open-incubation, diffusion methods for measuring solute reaction rates in sediments.</a> J. Mar. Res. 47, 411-440 (1989).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La tecnica qui descritta è stata applicata a numerosi tipi di sistemi acquatici, sia superficiali e profonde, e abbiamo trovato a lavorare bene nella maggior parte delle circostanze. Questo approccio è stato adattato da approcci utilizzati dai colleghi e presentati in letteratura; è ottimizzato per la misurazione di denitrificazione tramite spettrometria di massa membrana ingresso. Uno dei punti di forza di questo approccio è la capacità di gestire un gran numero di nuclei simultaneamente. Replica di ogni sito con doppio o triplo core aumenta la fiducia nelle misure, anche se un approccio alternativo è quello di massimizzare i siti con meno di replica, in queste circostanze il valore medio di un segmento ambientale può essere più rappresentativo della variabilità in natura. Per chiarire differenze stagionali, una serie temporale di misurazione ad un numero minore di siti può essere una strategia utile. In questo protocollo, ci sono diversi passaggi critici. Paramount per fare smisure Uccessful è la raccolta di nuclei con interfaccia sedimento-acqua intatto. Pur respingendo nuclei che non rispettano questo criterio nel campo può essere faticoso, nuclei poveri porterà alla scarsa accuratezza e precisione. Mantenere nuclei aerobici gassose e vicina alla temperatura originale collezione ridurrà al minimo gli artefatti e mantenere sani, intatti popolazioni microbiche e metazoi. Infine, per O 2 e N 2 campioni, l&#39;aggiunta di conservanti mercurico cloruro è critica. Abbiamo osservato che la conservazione impropria dei campioni di gas, tra cui un eccessivo riscaldamento e raffreddamento delle fiale, può compromettere queste misurazioni di flusso. Altri laboratori hanno utilizzato con successo 7,0 M ZnCl 2 come conservante meno tossico che ha minori costi di smaltimento dei rifiuti; per un 7 ml di campione una aggiunta di 30 microlitri è appropriato. L&#39;analisi precisa ed accurata del rapporto di N 2 e Ar è fondamentale per la determinazione della N 2 </sub&gt; flussi. Osservato N 2: rapporti Ar cambia in funzione della concentrazione di ossigeno che porta alcuni ricercatori a sostenere la rimozione di ossigeno prima dell&#39;analisi, generalmente utilizzando il rame riscaldati 28. La strumentazione utilizzata nel nostro laboratorio è stato utilizzato per determinare l&#39;effetto di ossigeno su N 2: Ar rapporti 23 e l&#39;effetto è risultato essere molto piccola, &lt;0,03% di riduzione di ossigeno modesta. Le differenze nell&#39;approccio a valutare l&#39;ossigeno &quot;effetto&quot; sembrano condurre a conclusioni diverse da diversi ricercatori 23,28,29. Un grande effetto dell&#39;ossigeno su N 2: rapporti Ar porterebbero ad erroneamente alti tassi di N 2 -N efflusso; nella nostra esperienza, abbiamo molte osservazioni di N trascurabile 2 -N efflusso sotto alto tasso di consumo di ossigeno. Nei laboratori in cui l&#39;effetto dell&#39;ossigeno N 2: rapporti Ar sembrano grandi, un&#39;utile alternativa è la misura indipendente dalle concentrazioni di ossigeno utilizzando elettrodi o optodes e ossigenorimozione dalla spettrometria di massa utilizzando Cu linea riscaldata. Risoluzione dei problemi di questa tecnica è possibile solo dopo l&#39;esame dei dati di flusso dei sedimenti. I fattori chiave da considerare quando regressioni sono poveri sono se agitazione era continuo, i campioni sono stati raccolti e conservati in modo corretto, e se il tempo corsi erano troppo breve per consentire la stima di tassi bassi. La lunghezza degli esperimenti generalmente è impostato dal corso tempo di ossigeno, con bassi tassi di metabolismo richiedono incubazioni più lunghi per aumentare il rapporto segnale rumore incorporato nelle regressioni corso di tempo. Alti tassi di produzione di ossigeno che producono O 2 bolle di rendere i flussi di gas difficili, ma i flussi di soluti possono essere influenzate. E &#39;necessario comprendere i limiti di questo approccio. I piccoli nuclei coprono 0,3% di un metro quadrato e le anime più grandi coprono 0,6%. In siti con sostanziale eterogeneità a scala metro, distribuzioni eterogenee di animals o le piante possono suggerire che uno o due core possono non essere una rappresentazione sufficiente. Ci sono anche alcuni ambienti che presentano difficoltà di misurazione. Per la misura di denitrificazione, la presenza di metano o di ossigeno bolle può invalidare la tecnica, con N 2: rapporti Ar influenzati per incorporazione differenziale di gas nelle bolle. In sedimenti colonizzata da microalghe bentoniche, la formazione di bolle di ossigeno risultati in strippaggio preferenziale N 2 rispetto a Ar, e diminuzione del N 2: rapporto Ar. In generale, non possiamo misurare denitrificazione nel punto in cui le bolle forma. ambienti anaerobici pongono sfide diverse, e l&#39;aerazione dei nuclei cambia le dinamiche redox all&#39;interfaccia acqua-sedimento. Noi chiudiamo il core con cime di agitazione immediatamente dopo la raccolta e iniziare i flussi senza sostituire completamente il 30 la colonna d&#39;acqua. I nostri esperimenti con sedimenti illuminati in genere sono saturando o quasi saturating livelli di illuminazione 31, e quindi massimizzare l&#39;effetto di microalghe bentonici. misurazioni cambio sedimento-acqua sono una misura del flusso netto di materie livello dell&#39;interfaccia acqua-sedimento. Tuttavia, queste misurazioni sola spesso non possono identificare i meccanismi che controllano questi scambi interfacciali. Se la domanda di ricerca coinvolge meccanismi di comprensione, altre informazioni sulla reattività materia organica, terminale di zonazione accettore di elettroni, bioirrigation e bioturbazione, e organismi fotosintetici può essere necessario. Modellazione sforzi 7 potrebbero richiedere la determinazione della chimica acqua interstiziale, misure dirette di materia organica reattività 32, l&#39;enumerazione delle popolazioni animali, sedimenti bio-irrigazione, accrescimento sedimenti, o manipolazioni sperimentali di redox o sovrastante chimica dell&#39;acqua 13. Nei nostri studi, lo scambio buona acqua-sedimento dei dati è un componente chiave di comprensione della chimica dei sedimenti acquatici,e in combinazione con altre misurazioni, identifica il ruolo dei processi di riciclo sedimenti nei cicli biogeochimici acquatici. Con cura sull&#39;utilizzo in sedimenti, controllo di temperatura e colonna d&#39;acqua di miscelazione, incubazioni nucleo sono un utile approccio alla stima dello scambio di soluti e gas all&#39;interfaccia acqua-sedimento. Tuttavia, le tecniche usate qui possono avere bisogno di modifiche per alcuni ambienti e per la logistica difficili, come ad esempio periodi di tempo prolungati prima dell&#39;incubazione. Finora, abbiamo applicato con successo questo approccio incubazione di estuario, costiere, ambienti umidi, lago, serbatoio, fiume e stagno di ritenzione con modifiche minime.

I sedimenti sono componenti critici biogeochimici degli ecosistemi acquatici e spesso sono importanti pozzi di assorbimento di nutrienti e contaminanti. Studi pionieristici di nutrienti, gas e metallo di transizione biogeochimica nei sedimenti lacustri hanno rivelato lo scambio dei sedimenti di soluti e gas con acqua sovrastante che aveva diverse condizioni redox 1,2. Per gli elementi nutritivi, sedimenti possono essere una fonte di fosforo e azoto fissato dopo rimineralizzazione di materia organica, e un lavandino per l&#39;ossigeno in ambienti non-fotosintetici 3,4. Fotosintesi di macrofite sommerse, macroalghe e microalghe bentoniche può avere profonde influenze sullo scambio di sostanze disciolte attraverso l&#39;interfaccia sedimento-acqua 5,6. Le misurazioni dello scambio di soluti e gas attraverso l&#39;interfaccia sedimento-acqua vengono effettuate sia per la scienza di base e scienza applicata scopi, fra cui tarature di ingegneria e scientifico water modelli di qualità 7,8. L&#39;obiettivo di questi metodi, per quanto possibile, è quello di fornire i tassi di cambio sedimento-acqua affidabili e precisi. Un&#39;ampia varietà di approcci sono stati utilizzati per valutare scambio chimico all&#39;interfaccia acqua-sedimento. Accumulo di acqua inferiore del gas e soluti in sistemi stratificati può essere utile 9, ma non è valida per lo scambio acqua-sedimento sopra termoclini o pycnoclines. correlazione Eddy richiede misurazioni ad alta frequenza di gas, generalmente ossigeno, combinato con la misurazione ad alta frequenza della velocità dell&#39;acqua verticali; questa tecnica ha promessa enorme ma attualmente non possono fornire dati per Studi cambio nutrienti. In cupole situ o camere sono un metodo altamente preferito, con il vantaggio di coprire una maggiore superficie di sedimenti e mantenuto in temperatura situ, pressioni acque profonde e livelli di luce 10. In pratica, si tratta di misure molto costosi che richiedono tempo estesosu navi di ricerca più grandi; maggior parte delle applicazioni sono più profonde delle zone costiere o sedimenti oceanici. Tecniche di incubazione di base che utilizzano il flusso attraverso le camere che raggiungono lo stato stazionario sono eccellenti per mantenere relativamente costante chimica dell&#39;acqua sovrastante, tra cui l&#39;ossigeno, durante l&#39;incubazione di 11. Perché il tasso è determinato a regime da differenze di concentrazione tra flusso di carico e l&#39;acqua effluente, e dai tassi di cambio d&#39;acqua, queste incubazioni possono prendere una notevole quantità di tempo. L&#39;approccio incubazione nucleo decorso temporale utilizzato dal nostro laboratorio è stato adattato da approcci usati da diversi laboratori in Nord America e in Europa, e vi è una notevole quantità di letteratura sulla base di questo approccio generale. Abbiamo adattato questo approccio alla misurazione di N 2 -N flussi 12, spesso indicato come denitrificazione, e abbiamo applicato ad ambienti fotosintetici e non fotosintetica sedimenti, compresi estuaries 13, laghi, bacini e zone umide 14. Attraverso questi studi abbiamo trovato molti ambienti in cui il nostro approccio generale funziona bene, e alcuni in cui non funziona. La misurazione di denitrificazione è stata effettuata in molti ambienti terrestri e acquatici diversi perché questo processo rappresenta una perdita chiave di azoto ecosistemi. Numerosi approcci sono stati utilizzati per effettuare misurazioni di denitrificazione, alcune diretta e indiretta alcuni 15. Diretti N 2 misurazioni di flusso sono molto difficile a causa dell&#39;elevato contenuto atmosferico N 2, e successive concentrazioni elevate disciolti in acqua 16. Due approcci sono emersi come avente la migliore rappresentazione dei tassi di interesse ambientale: isotopo abbinamento con N isotopi 17 e la N rapporto 2: Ar utilizzato nel nostro laboratorio. Il metodo degli isotopi abbinamento è stato utilizzato con successo in molti ambienti e ha sensibilità molto alta a prezzi bassi. Impieghiamo la N2: Ar approccio rapporto causa della sua semplicità, sia perché è sufficientemente sensibile negli ambienti colpite spesso studiare. In questo articolo, si descrive l&#39;approccio tecnico che abbiamo utilizzato nel corso degli ultimi due decenni per rendere la misura dello scambio acqua-sedimento di gas e soluti. Eventuali misure di scambio acqua-sedimento devono prendere in considerazione le condizioni di campo e un certo numero di parametri sperimentali. Questi fattori includono la temperatura, condizioni di oscurità / luce 18, la miscelazione / flusso fisico all&#39;interfaccia acqua-sedimento 19, le concentrazioni di ossigeno disciolto 20, e di altri fattori che sono gli elementi chiave di fare buone misure. Ad esempio, se nuclei sono raccolti da aree che ricevono illuminazione sufficiente per la crescita di microalghe bentonici, è necessario escogitare esperimenti che comprendono entrambe le condizioni 21 chiari e scuri. Allo stesso modo, l&#39;aggiunta di acqua sovrastante ossigenato al anossiche corenon replica condizioni di campo. Recinzione Sperimentale di qualsiasi parte degli ecosistemi acquatici possono condurre ad artefatti inevitabili 22; è fondamentale che gli approcci utilizzati in un sedimento-acqua programma di misura di scambio 1) riconoscere i fattori che controllano lo scambio acqua-sedimento in ogni ecosistema e 2) riducono al minimo gli artefatti derivanti da manipolazione sperimentale.

<table><tbody><tr><td>Sonda multiparametrica - temperatura, ossigeno, salinità</td><td>YSI"</td><td></td><td>Qualsiasi attrezzatura di alta qualità sarà sufficiente</td></tr><tr><td>Misurazione PAR</td><td>Li-Cor</td><td>6050000</td><td></td></tr><tr><td>Carotatore</td><td></td><td></td> a palo <td>Costruito da officina meccanica</td></tr><tr><td>Carotatore a scatola</td><td>DK-Danimarca</td><td>Carotatore HAPS</td><td>Utilizziamo anche attrezzature per il carotaggio a scatola leggera</td></tr><tr><td>Piccoli tubi centrali con fondo montato su O-ring, 3' OD, 2,5' ID.</td><td>varie aziende di</td><td></td> materie plastiche <td>Acrilico</td></tr><tr><td>trasparente Tubi centrali medi con O-ring, 4,5" OD, 4" ID</td><td>varie aziende</td><td></td> di plastica Tappo <td>butilico in acrilico trasparente</td></tr><tr><td>dimensione 13,5</td><td>generico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Giradischi</td><td></td><td></td> di agitazione <td>Costruito da officina meccanica</td></tr><tr><td>Vasca</td><td></td><td></td> di incubazione <td>Costruito da officina meccanica</td></tr><tr><td>Acqua di ricambio damigiana</td><td>Nalgene</td><td>2320-0050</td><td></td></tr><tr><td>7 ml tubo con tappo di vetro</td><td>Chemglass</td><td>non in inventario</td> <td>"Exetainers" utilizzato da altri laboratori</td></tr><tr><td>20 ml siringa</td><td>di plastica generica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtri</td><td></td><td></td><td></td>per siringa</tr><tr><td>Tubo di plastica</td><td>Tygon</td><td>ACF00004-CP</td><td></td></tr><tr><td>Compact Fluorescent Lights</td><td>Apollo Horticulture</td><td>Lampada CFL 8U 250W</td><td></td></tr></tbody></table>

la borsa bentonici di o<sub&gt; 2</sub&gt;, n<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrienti disciolti utilizzo piccolo nucleo incubazioni

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

La misura dello scambio sedimento-acqua di gas e soluti nei sedimenti acquatici fornisce dati preziosi per comprendere il ruolo dei sedimenti nei cicli dei nutrienti e dei gas. Dopo aver raccolto le carote con interfacce sedimento-acqua intatte, queste vengono immerse in vasche di incubazione e mantenute in condizioni aerobiche a temperature in situ. Per avviare un corso temporale della chimica dell'acqua sovrastante, i nuclei vengono sigillati senza bolle utilizzando un tappo superiore con un agitatore sospeso. Per determinare il tasso di scambio dell'acqua dei sedimenti vengono utilizzati corsi temporali di 4-7 punti di campionamento. L'illuminazione artificiale simula le condizioni diurne per i sedimenti fotosintetici poco profondi e, in combinazione con le incubazioni al buio, può fornire scambi netti su base giornaliera. La misura netta di N2 è resa possibile dal campionamento di un andamento temporale delle concentrazioni di gas disciolti, con analisi spettrometriche di massa ad alta precisione dei rapporti N2:Ar che forniscono un mezzo per misurare le concentrazioni di N2. Abbiamo applicato con successo questo approccio a laghi, bacini idrici, estuari, zone umide e stagni di acqua piovana e, con cura, questo approccio fornisce preziose informazioni sugli equilibri biogeochimici negli ecosistemi acquatici.

I risultati di sedimenti misure di flusso vicino a un impianto di acquacoltura sul fiume Choptank (Chesapeake Bay, MD) sono mostrati in figura 1 e l&#39;interpretazione di questi risultati in un contesto ecosistema vengono presentati altrove 26. Le incubazioni sono state effettuate oltre 7 ore, con incubazioni scuro seguiti da dati incubazioni illuminati. I dati provenienti da due nuclei sono mostrati, nonche la colonna d&#39;acqua controllare soltanto. La rapida diminuzione di ossigeno nel buio è stato attenuato un po &#39;per l&#39;illuminazione; il tasso di fotosintesi delle microalghe produzione non era alto come la respirazione, con l&#39;effetto principale di illuminazione essendo una diminuita velocità di variazione di ossigeno. Il nucleo di controllo sperimentato piccole riduzioni della concentrazione di ossigeno nel buio e piccoli aumenti la luce. Le concentrazioni N 2 sono stati determinati dal N rapporto 2: Ar eI valori di saturazione letteratura calcolati Ar per la temperatura osservata e salinità 27. In un tipico precisione di 0,02% per il N rapporto 2: Ar, questi dati sono precisi a ~ 0,1 mmol L -1 N 2. I campioni di sedimenti e la colonna di acqua nuclei vuoti avevano aumenti di N 2 nel tempo, con tassi molto più alti di aumento delle anime. Sotto l&#39;illuminazione, le piste erano generalmente simile al tasso scuro di N 2 cambiamento. Flussi di disciolto NH 4 + erano piuttosto alti in questo sito, con aumento scuro di&gt; 20 micromol L -1 per un core. Illuminati NH 4 + flussi erano molto più bassi. Entrambi i core e il vuoto colonna d&#39;acqua erano in diminuzione NO x - la concentrazione nel corso del tempo, il livellamento durante l&#39;illuminazione. Per tutti i flussi, i dati di concentrazione ei dati sul volume core e altri parametri rilevanti sono mostrati in <st<html> rong&gt; tabelle 1 e 2. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098fig1.jpg" /> Figura 1. Tempo dati di rotta da un sito acque poco profonde nel fiume Choptank che è stato coperto con i galleggianti che contengono le ostriche coltivate. I dati provengono da nuclei ripetute (A e B) e i dati da uno spazio vuoto colonna d&#39;acqua sono mostrati. Le concentrazioni di ossigeno N 2, NH 4 + e NO x - (la somma di NO 3 - e NO 2 - sono presentati sia per la parte scura della incubazione (area ombreggiata) e per la parte illuminata dell&#39;incubazione La quarta volta. punto di incubazione buio è anche la prima volta punto della serie storica illuminata; le luci sono state accese al momento del campionamento le linee sono regressioni lineari e le piste sono presentati nella tabella 1..98 / 54098fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> Ossigeno - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 235.1 </td><td> 221,7 </td><td> 235.2 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 204.3 </td><td> 170,6 </td><td> 235.3 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 162.7 </td><td> 138,9 </td><td> 232 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222.2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,943 </td><td> 0,999 </td><td> 0,836 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -23,5 </td><td> -35,9 </td><td> -3.4 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -20,1 </td><td> -32,5 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -3095 </td><td> -4875 </td><td></td></tr><tr><td> Ossigeno - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222.2 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 133,5 </td><td> 68.8 </td><td> 224,3 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 122,8 </td><td> 40.3 </td><td> 221.6 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 116 </td><td> 49,2 </td><td> 230,5 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0.981 </td><td> 0,999 </td><td> 0,994 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -10,1 </td><td> -9.8 </td><td> 2.9 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -13 </td><td> -12.7 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -2.000 </td><td> -1905 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 466,46 </td><td> 466,40 </td><td> 466,62 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 466,74 </td><td> 467,49 </td><td> 466,11 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 467,55 </td><td> 468,18 </td><td> 466,74 </td></tr><tr><td&gt; </td><td> 3.97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,963 </td><td> 0.98 </td><td> 0,854 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0,471 </td><td> 0.645 </td><td> 0,12 </td></tr><tr><td> Corretto Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0.351 </td><td> 0,525 </td><td></td></tr><tr><td> Tasso di N 2 -N (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 108.1 </td><td> 157.5 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 468,84 </td><td> 469,21 </td><td> 467,26 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 469,39 </td><td> 469,71 </td><td> 467,47 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 469,62 </td><td> 470,04 </td><td> 467,41 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0.96 </td><td> 0,987 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0.481 </td><td> 0,378 </td><td> 0.096 </td></tr><tr><td> Corretto Slope N 2 (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 0,386 </td><td> 0,282 </td><td></td></tr><tr><td> Tasso di N 2 -N (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 118,9 </td><td> 84,6 </td><td></td></tr><tr><td> Nucleo Superficie (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Volume di base (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> . Tabella 1. Tempo dati di rotta per O 2 e N 2 da sedimenti sotto i galleggianti di ostriche acquacoltura nel fiume Choptank, un subestuary della Chesapeake Bay Le concentrazioni di gas sono derivati ​​da O 2: Ar e N 2: rapporti Ar determinati tramite ingresso membrana spettrometria di massa. Il tempo di corso di regressione R 2 valori sono significativi per i valori&gt; 0,9025 (p &lt;0,05). Piste sono determinati mediante regressione lineare e piste corretti sono determinati sottraendo il tasso di variazione della colonna d&#39;acqua solo vuota. tassi positivi sono flussi netti fuori del sedimento, i tassi negativi indicano il flusso nel sedimento. I dati di N 2 flusso sono espressi in N 2 -N, rendendo compaRison NH 4 + e NO x - fondenti più facile. Questo sito ha avuto sedimenti costituiti principalmente da limo e argilla con le condizioni di colonna d&#39;acqua completamente aerobici. L&#39;area dei nuclei era 31.65 cm -2 e la profondità della colonna d&#39;acqua erano 15,4 cm per anima A e 15,0 per nucleo B. Tutte le concentrazioni di N 2 e O 2 sono mol L -1. Il tasso finale per N 2 flusso è espresso in N 2 -N. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> NH 4 + - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 10.84 </td><td> 14.09 </td><td> 6.91 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 16.19 </td><td> 20.26 </td><td> 5.83 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 17.07 </td><td> 24.93 </td><td> 5.42 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 22.83 </td><td> 35.43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,968 </td><td> 0.993 </td><td> 0,853 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 2.88 </td><td> 5.36 </td><td> -0.53 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 3.41 </td><td> 5.89 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 525 </td><td> 884 </td><td></td></tr><tr><td> NH 4 + - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 22.83 </td&gt; <td> 35.43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 24.05 </td><td> 36.45 </td><td> 4.13 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 25.00 </td><td> 37.60 </td><td> 3.79 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 26.96 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,978 </td><td> 1 </td><td> 0,966 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 1.37 </td><td> 1.13 </td><td> -0.55 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> 1.92 </td><td> 1.68 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> 296 </td><td> 252 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 4.12 </td><td> 4.01 </td><td> 4.53 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 3.82 </td><td> 3.58 </td><td> 4.43 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 3.70 </td><td> 3.25 </td><td> 4.28 </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 3.19 </td><td> 2.64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,976 </td><td> 0.992 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0,229 </td><td> -0,345 </td><td> -0,089 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0.14 </td><td> -0,256 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -21,6 </td><td> -38,4 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Luce </td><td> Tempo (h) </td><td> nucleo A </td><td> nucleo B </td><td> Controllo </td></tr><tr><td></td><td> 3.97 </td><td> 3.19 </td><td> 2.64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td></td><td> 4.88 </td><td> 3.06 </td><td> 2.59 </td><td> 4.06 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 3.18 </td><td> 2.41 </td><td> 4.02 </td></tr><tr><td></td><td> 6.88 </td><td> 2.95 </td><td> 2.35 </td><td> 4.2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,934 </td><td> 0.909 </td><td> 0.9 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Slope Corretto (mmol L -1 hr -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mmol m-2 hr -1) </td><td></td><td> -12 </td><td> -15.5 </td><td></td></tr><tr><td> Nucleo Superficie (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr><tr><td> Volume di base (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabella 2. Tempo dati del corso per NH 4 + e NO x - dagli stessi campioni di sedimenti per la tavola 1. La durata del corso di regressione R 2 valori sono significativi per i valori&gt; 0,9025 (p &lt;0,05). Piste sono determinati mediante regressione lineare e piste corretti sono determinati sottraendo il tasso di variazione della colonna d&#39;acqua solo vuota. tassi positivi sono flussi nettidal sedimento, tassi negativi indicano flusso nel sedimento. Tutte le concentrazioni di NH 4 + e NO 2 - sono micromol L -1.

Qui, presentiamo piccole incubazioni di nuclei per la misura dello scambio di sedimenti-acqua, gas e soluti. Questi forniranno misurazioni affidabili dello scambio sedimento-acqua che valutano il ruolo dei sedimenti nell'influenzare i processi biologici e biogeochimici negli ecosistemi acquatici.

La Borsa bentonici di O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrienti disciolti Utilizzo piccolo nucleo Incubazioni

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

L'obiettivo generale di questo esperimento biogeochimico sui sedimenti è effettuare misurazioni realistiche dello scambio di soluti e gas tra la superficie del sedimento e l'acqua sovrastante, al fine di affinare i bilanci di massa acquatici e supportare gli sforzi di modellizzazione biogeochimica. Questo metodo potrebbe aiutare a rispondere a domande fondamentali in ambito biogeochimico acquatico, ad esempio quanto importanti siano i sedimenti come serbatoi e fonti di elementi nutrienti e di ossigeno. Il metodo è ottimizzato per la misurazione della denitrificazione acquatica, un importante serbatoio nel ciclo dell'azoto acquatico.Il principale vantaggio di questa tecnica è che è altamente efficiente e ci permette di ottenere una notevole copertura spaziale e temporale dei processi biogeochimici nei sedimenti. Iniziare annotando la posizione del sito di campionamento mediante GPS. Successivamente, determinare l'ossigeno, la temperatura e la salinità dell'acqua di fondo utilizzando una sonda per la qualità dell'acqua YSI.Abbassarlo a circa un metro sopra il sedimento ed effettuare una lettura. Successivamente, effettuare letture con un misuratore di PAR e un telaio di abbassamento in superficie e sul fondo per stimare l'attenuazione della luce nell'acqua. Ora, preparare il corer.Per studi in acque profonde, utilizzare un campionatore con diametro interno di 6,35 centimetri; per sedimenti con microalghe bentoniche o popolazioni abbondanti di organismi di grandi dimensioni, utilizzare un campionatore con diametro interno di 10 centimetri. Posizionare ora il campionatore dal lato della barca e abbassarlo lentamente per minimizzare le perturbazioni durante la penetrazione nel sedimento. Dopo aver recuperato il campionatore a scatola, inserire i tubi campionatori all'interno della scatola.Inserire un tappo di gomma butilica nella parte superiore di ogni tubo del campione, quindi fissare una piastra in acrilico con una guarnizione ad anello O a ciascun fondo. Per un corer a palo, posizionare la piastra di fondo in acrilico nel rivestimento del campione prima di rimuovere il campione dal corer. Dopo il campionamento, esaminare il campione di flusso e la scatola dei campioni per verificare la presenza di disturbi visibili o di eccessiva risospensione.Per esperimenti di flusso, il rapporto ideale tra sedimenti e acqua all'interno del campione è di 15 centimetri ciascuno, ma in sedimenti grossolani o altamente compatti, è accettabile raccogliere una quantità minore di sedimenti. Tuttavia, se i tassi di deplezione dell'ossigeno sono eccessivi, modificare il rapporto aumentando la quantità di acqua. Conservare i campioni in un contenitore isotermico riempito con acqua ambiente prelevata dal sito per mantenere temperature in situ.Assicurarsi che il contenitore frigorifero rimanga in posizione verticale. Successivamente, raccogliere l'acqua di fondo dai punti di campionamento in caraffe da 20 litri utilizzando una pompa a diaframma. In genere, riempire due o tre caraffe e raccogliere campioni da più siti se si prevede che la chimica dell'acqua vari tra i diversi siti.Se una pompa non è disponibile in acque poco profonde e non stratificate, un carboy può essere riempito manualmente. Trasportare ora rapidamente i campioni aerobici al laboratorio di incubazione prima che diventino anossici. Una volta al laboratorio, ispezionare i campioni e scartare quelli che sono stati disturbati durante il trasporto.Quindi posizionare i campioni, inclusa la prova con colonna d'acqua vuota, in un bagno termostatato e impostare la temperatura alla temperatura misurata dell'acqua di fondo. Riempire il bagno con l'acqua di fondo raccolta, immergendo completamente i campioni di sedimenti. Un campione vuoto, ossia un campione senza sedimenti, viene anch'esso riempito con acqua di fondo.Inoltre, aggiungere acqua di fondo in caraffe da cinque litri con rubinetti che verranno utilizzate per erogare l'acqua di rimpiazzo. Per l’aerazione, utilizzare un piccolo diffusore a T realizzato con tubo in PVC da 1/2 pollice e un raccordo a tre vie. Coprire il tubo da 1/8 di pollice con un tubo in PVC, scaricare l’acqua e garantire circolazione e aerazione.Ora, lasciare equilibrare i campioni per almeno due ore, fino a tutta la notte, al buio prima del campionamento. Una volta che i campioni hanno raggiunto l'equilibrio, fissare i tappi rotanti ai campioni. Con la valvola di campionamento aperta, rimuovere delicatamente eventuali bolle d'aria presenti sotto il tappo rotante e sigillare il campione dall'acqua del serbatoio.Successivamente, posizionare un carboy di ricambio con l'acqua a 30-40 centimetri sopra i campioni di incubazione, quindi avviare i tubi di drenaggio dal carboy e, una volta che l'acqua scorre regolarmente, collegarli alle sommità dei campioni. Chiudere quindi le valvole. A questo punto, accendere il tavolo girevole centrale e regolare la velocità di rotazione in modo da mescolare la colonna d'acqua senza risospendere il sedimento.Di solito funzionano 40 giri al minuto. Dopo circa cinque minuti, aprire la valvola dell'acqua di ricambio e la valvola del campione. Quindi, collegare un breve pezzo di tubo alla valvola del campione utilizzando un raccordo a baionetta.Posizionare questo tubo di campionamento in un tubo di vetro da sette millilitri e riempirlo in eccesso con acqua. Quindi aggiungere 10 microlitri di cloruro mercurico al campione e chiudere il tubo con il tappo. Per il campionamento del soluto, fissare un cilindro di siringa da 20 millilitri alla valvola di campionamento e aprire la valvola dell'acqua di rimpiazzo.Quindi fissare uno stantuffo e un disco filtro alla siringa caricata, e filtrare il campione in vial di raccolta. Il corso temporale del campionamento al buio prevede tipicamente quattro periodi di campionamento a intervalli di mezz'ora fino a due ore o più, a seconda della velocità di assorbimento dell'ossigeno. Utilizzando optodi calibrati, monitorare i livelli di ossigeno nell'acqua campionata.In generale, l'esaurimento del 25% dell'ossigeno consente la misurazione delle variazioni di concentrazione dei nutrienti. È possibile effettuare un campionamento più lungo, ma non campionare dopo aver raggiunto l'esaurimento del 50% dell'ossigeno. Se i sedimenti provengono da ambienti poco profondi e illuminati, dopo il quarto campione accendere le luci ed effettuare altri tre campionamenti.Conservare i campioni raccolti sott'acqua alla temperatura di incubazione. Dopo aver prelevato i campioni, misurare il volume residuo di acqua nel nucleo in base all'altezza della colonna d'acqua oppure scaricando tutta l'acqua in un cilindro graduato. Le misurazioni del flusso di sedimenti sono state effettuate nelle vicinanze di un impianto di acquacoltura sul fiume Choptank.La rapida diminuzione dell'ossigeno è stata attenuata in parte dall'illuminazione, ma la velocità della fotosintesi non è stata elevata quanto quella della respirazione. I livelli di ossigeno nel campione di controllo sono variati solo leggermente. Le concentrazioni di azoto sono state determinate utilizzando i rapporti tra azoto e argon, con una precisione dello 0,02% o circa 100 nanomoli per litro di azoto.Sia in condizioni di buio che di luce, i campioni di sedimento hanno mostrato un aumento del contenuto di azoto molto maggiore rispetto agli aumenti osservati nel bianco d'acqua. I flussi di ammonio disciolto sono stati piuttosto elevati durante il periodo di buio. È stato osservato un aumento di 20 micromoli per litro in un singolo campione.Anche in condizioni di illuminazione, i campioni presentavano concentrazioni crescenti di ammonio. Sia i campioni sia il bianco della colonna d'acqua mostravano una concentrazione decrescente di nitrato più nitrito nel tempo, con tassi di diminuzione più bassi durante l'illuminazione. Una volta acquisite, queste procedure di incubazione possono essere eseguite in modo efficiente da due scienziati, tipicamente nell'arco di sei-otto ore, a seconda dei tassi di respirazione del sedimento.Quando si esegue questa procedura, è importante ricordare di raccogliere un'interfaccia intatta tra sedimento e acqua e di mantenere una temperatura costante simile a quella osservata in campo. Al termine dell'incubazione, questi campioni possono essere utilizzati per il prelievo di clorofilla, dimensione delle particelle, chimica dell'acqua interstiziale e reattività specifica per massa del sedimento. Dopo il suo sviluppo, l'uso del rapporto tra azoto e argon come metodo per misurare la denitrificazione ha fornito un approccio alternativo per la valutazione della denitrificazione e dei flussi netti di dinitrogeno.Gli scienziati hanno applicato questa tecnica del rapporto gassoso alla misurazione della denitrificazione in zone umide, laghi, bacini artificiali, estuari e sedimenti costieri poco profondi, fornendo un'utile alternativa alla metodologia isotopica.

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