Name: Un test cellulare gratuitamente utilizzando Laevis Xenopus Embryo Estrae per studiare i meccanismi del regolamento Size nucleare (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 27 s
Description: Scopri un saggio cellulare senza cellule per studiare la regolazione della dimensione nucleare utilizzando estratti di embrioni di Xenopus laevis. Questo metodo consente di manipolare la composizione dell'estratto per analizzare la dinamica nucleare.

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I membri dei laboratori Levy e Gatlin, così come i colleghi del Dipartimento di Biologia Molecolare, hanno offerto utili consigli e discussioni. Rebecca Heald ha fornito supporto nelle prime fasi di sviluppo di questo protocollo. Questo lavoro è stato sostenuto dal NIH/NIGMS (R15GM106318) e dall'American Cancer Society (RSG-15-035-01-DDC).

Tutte le procedure di Xenopus e gli studi sono stati condotti in conformità alla guida NRC per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio 8 ° edizione. I protocolli sono stati approvati dalla University of Wyoming Istituzionale cura degli animali e del Comitato uso (Assurance # A-3216-01). 1. Preparazione di X. Estratto laevis Egg (adattato da 27,28) <ol><li> Prime X. femminile laevis rane un minimo di tre giorni e un massimo di due settimane prima della raccolta delle uova con una singola iniezione 100 UI di gravidanza gonadotropina del siero di cavalla (PMSG). </li><li> Un giorno prima dell&#39;esperimento, iniettare rane vaccinati con 800 UI di gonadotropina corionica umana (HCG) e posto a 16 ° C in 1 L per rana di 1 / 3x dita modificati di Marc (MMR). Vedi Tabella 1 per tutte le composizioni di buffer. Nota: alcuni rane non deporre le uova o le uova saranno di scarsa qualità. Tipicamente 2 - 3 rane vengono iniettati per garantire almeno una rana getterà sufficiennumeri t di uova di buona qualità. La rana media getterà abbastanza uova per la produzione di almeno 1 ml di estratto uovo. </li><li> Preparare 1 L 1 / 3x MMR con acqua deionizzata fredda distillata (DDH 2 O), 500 ml di tampone B, 1 L tampone C, 500 ml di buffer di D, e 100 ml di tampone E. </li><li> Trasferimento dalle uova ad un piatto di vetro di cristallizzazione (150 x 75 mm). Usando una pipetta Pasteur di plastica con la punta tagliata, coltivare fuori gonfi attivato uova bianche o uova lisati. mantenere solo uova con distinte e uguali pali animali scuro e poli vegetali bianchi. </li><li> Preparare 13 x 51 mm provette per centrifuga con 1 ml di tampone E integrato con 355 mM citocalasina D aggiunto appena prima di utilizzare nella fase 1.7. </li><li> Dejelly e lavare le uova. <ol><li> Lavare le uova brevemente con freddo 1 / 3x MMR in un bicchiere di dimensioni adeguate, modificare il buffer 3 - 4 volte. </li><li> Rimuovere i cappotti di gelatina delle uova da incubazione con tampone B. Questo vi porterà ovunque 3-10 min. Come i cappotti gelatina nuvoloso vengono rilasciati dall&#39;uovos, modificare il buffer. Nota: Dejellying è completa quando le uova appaiono accuratamente imballati in un angolo del piatto quando inclinati e poli vegetali sono orientate verso il basso. Le uova sono molto più fragili dopo dejellying, in modo da non incubare le uova con tampone B per più di lavaggi necessari e successive devono essere eseguite con molta attenzione. </li><li> Lavare le uova brevemente con 3 - 4 cambi di tampone C. </li><li> Lavare le uova brevemente con 2 cambi di tampone D. </li><li> Lavare le uova brevemente con 2 cambi di tampone E. </li></ol></li><li> Riempire provette da centrifuga con le uova utilizzando una vasta pipetta di vetro diametro o contagocce di plastica. Aspirare il tampone in eccesso. Per imballare le uova e rimuovere quanto più buffer come possibile, centrifugare a rotore secchio oscillante a 212 xg per 60 sec e poi a 478 xg per 30 sec. Aspirare il tampone in eccesso. Nota: È importante rimuovere il più eccesso di tampone possibile in questa fase per garantire l&#39;estratto dell&#39;uovo è minimamente diluito. </li><li> In una oscillazione<html> rotore secchio, ultracentrifuga sotto vuoto per 15 min a 12.000 xg e 4 ° C per schiacciare le uova aperto e separato in diversi strati, con il citoplasma essendo lo strato ambrata nel mezzo. Rimuovere provette da centrifuga e posto immediatamente in ghiaccio. </li><li> Raccogliere l&#39;estratto. <ol><li> Utilizzando un ago calibro 18 e la siringa, forare il tubo da centrifuga appena sopra lo strato pigmentato scuro sul fondo del tubo e rimuovere il ambrato livello citoplasmatico centrale. Non raccoglie dello strato lipidico superiore. Raccogliere il citoplasma in un tubo di dimensioni adeguate. Nota: In generale, 1 rana produce almeno 1 ml di estratto. </li><li> citoplasma Supplement con 1 / 1.000 il volume di 19,7 mM citocalasina D, 1 / 1.000 il volume di LPC magazzino, e 1/50 del volume di 50x mix energetico. Capovolgere delicatamente la provetta per mescolare. Non eccessivamente pipettare l&#39;estratto. </li><li> Mantenere l&#39;estratto su ghiaccio e utilizzare entro 3 ore di preparazione per i migliori risultati. </li></ol></li></ol>_title &quot;&gt; 2. Preparazione di Demembranated X. laevis Sperma (adattato da 29) Nota: I volumi procedura qui presentati sono per un massimo di 8 testicoli. <ol><li> Rimuovere 0,05% benzocaina (10% benzocaina magazzino preparata in etanolo e diluita al 0,05% in acqua serbatoio rana) da 4 ° C e portarlo a temperatura ambiente. Anestetizzare e sacrificare maschio X. laevis rane in soluzione benzocaina a temperatura ambiente per 20 - 30 min. Assicurare morte per assenza di battito cardiaco esaminando e sentire il torace, dalla mancanza di risposta alla stimolazione meccanica, e / o per decapitazione. </li><li> Effettuare una incisione a forma di U lungo l&#39;addome. Rimuovere la massa tubulated di corpi grassi gialli. Nella parte superiore dei reni, individuare i testicoli, che sono masse rosa pallido circa 1 cm di lunghezza 29 di forma ovale. Accise L&#39;testicoli e li rotolare su carta assorbente per rimuovere il sangue e altri tessuti. </li><li> Lavare testicoli in Buffer T. Utilizzare un pestello stretto montato tritare testicoli con 1 ml di tamponeT in una provetta da 1,5 ml fino omogeneo (10 colpi o più). Centrifuga 5 - 10 sec in un mini centrifuga e raccogliere il surnatante, rimozione di grandi pezzi di tessuto. Ripetere la centrifugazione ancora una volta e raccogliere il surnatante. </li><li> Trasferire la soluzione sperma contenente un tubo di plastica da 15 ml. Aumentare il volume per un totale di 2 ml con tampone T. Centrifugare a 1.411 xg per 10 min a 16 ° C per far sedimentare lo sperma. </li><li> Rimuovere il surnatante e risospendere il pellet in 500 ml di buffer di T. Centrifugare a 1.411 xg per 10 min a 16 ° C. Ripetere questa operazione una o due volte come necessario per pulire il pellet di globuli rossi e somatiche. </li><li> Risospendere il pellet in 100 microlitri tampone T e 300 microlitri tampone S. Incubare a temperatura ambiente per 5 min. Nota: Buffer S contiene lisolecitina, che è responsabile per demembranation. </li><li> Aggiungere tre volumi di tampone R (preparato fresco prima dell&#39;uso). Capovolgere tubo esattamente una volta. Centrifugare a 1.411 xg per 15 min a 16 &amp;# 176; C. </li><li> Risospendere il pellet in 400 microlitri di buffer R e quindi aggiungere un ulteriore 2 ml di tampone R. Centrifugare a 1.411 xg per 15 minuti a 16 ° C. </li><li> Risospendere il pellet in 50 microlitri di buffer T. </li><li> Diluire 1 ml demembranated nuclei degli spermatozoi con 9 ml Tampone T. Applicare questa diluizione ad un emocitometro. Contare il numero di sottili nuclei degli spermatozoi a forma di S in un unico grande 4 x 4 griglia e moltiplicare quel numero per 100 per ottenere la concentrazione dello stock in nuclei degli spermatozoi per ml. </li><li> Diluire il brodo a 100.000 nuclei degli spermatozoi per ml con il tampone T, risultando in un magazzino 200x. Preparare 3 - 5 aliquote microlitri. Flash congelamento in azoto liquido e conservare a -80 ° C. </li></ol> 3. Montaggio nucleare <ol><li> Supplemento 100 ml di estratto di uovo con 1,5 ml 35,5 mM cicloesimide (concentrazione finale ~ 0.5 mm), 6 ml 20x calcio di soluzione (concentrazione finale ~ 0,6 mm), e 0,7 ml 200x spermatozoi (concentrazione finale ~ 700sperma nuclei / ml). Scalare il volume di reazione verso l&#39;alto o verso il basso, se necessario. Invertire o picchiettare delicatamente per mescolare. Nota: estratto pedalato da metafase in interfase fornisce una piattaforma più solida e affidabile per il montaggio nucleare. </li><li> Incubare a bagnomaria a 16 - 20 ° C per 90 min. Mescolare picchiettando delicatamente ogni 15 min per assicurare nuclei rimangono sospese nell&#39;estratto. </li><li> Monitorare i progressi di assemblaggio nucleare a 45 min preparando una zucca come segue. <ol><li> Dispensare 2 ml di estratto su un vetrino e aggiungere 2 ml nucleo correzione. </li><li> Overlay con un coprioggetto 22 millimetri 2. Immagine su un microscopio a epifluorescenza con acqua, olio o aria 20 - obiettivi 100X e un filtro DAPI. Nota: I nuclei possono essere visualizzati da immagini in campo chiaro, ma sono molto più facili da visualizzare con la fluorescenza. </li><li> Utilizzare nuclei immediatamente o aliquote Flash congelare in azoto liquido e conservare a -80 ° C. Nota: L&#39;aggiunta di 4% glicerolo al pr nucleiIOR al gelo può aiutare a mantenere la loro integrità. nuclei congelati sono generalmente ancora vitale e capace di importazione nucleare, tuttavia il processo di congelamento può portare a nuclei fragili interrotte o più strutturalmente. Nuclei fino ad un anno dopo congelamento può essere utilizzato. </li></ol></li></ol> 4. Preparazione di X. laevis Embryo Extract <ol><li> Indurre X. femminile laevis rane per deporre le uova, come descritto in 1.1 e 1.2. </li><li> Isolare testicoli da X. maschio laevis rane come descritto al punto 2.2. Immergere testicoli nei media L15 integrato con 50 UI / ml di penicillina e la streptomicina in un bicchiere di 35 x 10 mm Petri. Conservare a 4 ° C per un massimo di due settimane. </li><li> Raccogliere e fertilizzare le uova. <ol><li> Raccogliere le uova appena deposte tenendo rane su un piatto di vetro riutilizzabile Petri e promuovere la deposizione delle uova, applicando una leggera pressione alla parte bassa della schiena vicino alla cloaca. Comprimendo la rana troppo duro può causare lesioni, portando ad un addome gonfio e requiring l&#39;eutanasia 29. </li><li> Prop il piatto con un angolo di circa 45 °, consentono di raccogliere le uova sul bordo del piatto, rimuovere tutti tampone in eccesso, e aggiungere abbastanza 1 / 3x MMR per coprire a malapena le uova. Fertilizzare uova entro 15 minuti dal prelievo. </li><li> Utilizzare un pestello strettamente montato a macerare ed omogeneizzare 1/4 di testicoli in una provetta da 1,5 ml con 500 ml di sale alto modificati di Barth Saline (sale alto MBS). Aggiungere testicoli macerati alle uova e consentire la fecondazione venga eseguita a temperatura ambiente per 15 - 20 min, poi inondare uova con 1 / 3x MMR. Nota: L&#39;efficacia dei testicoli diminuisce con il tempo di conservazione, quindi più testicoli tessuto può essere necessaria per la fecondazione di successo quando si utilizza testicoli che sono stati conservati per più di una settimana. </li><li> Conferma fecondazione controllando contrazione del polo animale pigmentata scura e dalla rotazione degli embrioni con i loro poli animali rivolto verso l&#39;alto, di solito circa 20 - 30 min dopo l&#39;aggiunta teste schiacciatoS. Aspettatevi la prima scissione delle cellule che si verifichi entro 90 min. </li><li> Utilizzando una vasta pipetta di vetro foro rimuovere diligentemente morti (bianco e gonfio o la distribuzione non uniforme del tuorlo e pigmento), lisato, o uova non fecondate (cioè non spaccati), in quanto saranno rapidamente indurre la morte in embrioni limitrofi. </li><li> Ovunque 1-2,5 ore post-fertilizzazione, dejelly embrioni in 2 - 3% cisteina sciolti in 1/3 x MMR e portati a pH 7.9 con 10 N KOH. Eseguire due modifiche del buffer che sono ogni 3 - 4 min. Lavare accuratamente gli embrioni con 6 - 10 brevi cambiamenti di 1 / 3x MMR per rimuovere tutte le tracce di cisteina. Nota: gli embrioni Dejellied hanno una membrana vitellina e non sono così fragili come uova dejellied. </li></ol></li><li> Utilizzando una vasta pipetta di vetro foro, trasferire fecondati (cioè spaccati,) gli embrioni sani per una capsula di Petri contenente fresco 1 / 3x MMR e consentire loro di sviluppare allo stadio desiderato a temperatura ambiente o, se lo sviluppo più lento è preferito, 16 ° C. Continuare a rimuovere morti o menteembrioni sed indicato dalla mancanza di prima divisione o l&#39;aspetto gonfio bianco. </li><li> Verificare la fase degli embrioni controllando per quasi completa chiusura della blastoporo e confrontando ai disegni di embrioni in scena disponibili in materiali di riferimento 24. Nota: embrioni coltivati ​​a 16 ° C raggiungerà fase 11,5-12 in circa 12 ore. </li><li> Incubare fase 11.5 - 12 embrioni in fresco 1 / 3x MMR integrato con 0,5 mm cycloheximide per 1 ora a temperatura ambiente, per arrestare gli embrioni a fine interfase. </li><li> Trasferimento con ampio vetro diametro o pipetta di plastica da un minimo di 15 (preferibilmente di 30 o più) embrioni interfase-arrestato in una provetta. Nota: 15 embrioni sono sufficienti per produrre circa 20 ml di estratto. Scalare in base alle esigenze. </li><li> Aggiungere 1 ml di tampone di lisi uovo (ELB) integrato con 1 ml di LPC magazzino. Capovolgere lavare embrioni, permettere che gli embrioni cadono sul fondo della provetta, e rimuovere il tampone. Ripetere questa fase di lavaggio altre due volte. &lt;/ Li&gt; <li> embrioni risospendere in 500 ml di ELB più 0,5 l di LPC magazzino, 5 ml di 19,7 mM cicloesimide, e 5 ml di 35,5 mM citocalasina D (per inibire polimerizzazione). Centrifugare a 200 xg per 1 minuto in una microcentrifuga da tavolo. </li><li> Rimuovere il tampone in eccesso e utilizzare un pestello per schiacciare a fondo gli embrioni. Centrifugare in un rotore secchio oscillante per 10 min a 10.000 xg e 16 ° C. </li><li> Perforare lo strato lipidico dall&#39;alto con una punta di pipetta 200 microlitri. Con un pulito 200 microlitri punta della pipetta, rimuovere lo strato ambrato citoplasmatica mezzo di un tubo di dimensioni adeguate. </li><li> Supplemento estratto embrionale con 1/50 del volume di 50x mix energetico (per fornire un sistema di rigenerazione ATP), 1/100 del volume di 35,5 mM Cicloesimide, 1/500 del volume di 19,7 mM citocalasina D, e 1 / 1.000 il volume di LPC magazzino. </li><li> Preparare una zucca come descritto al punto 3.3 di visualizzare nuclei embrionali endogeni nell&#39;estratto. Nota: estratto di embrioni possono essere congelati con<html> i nuclei endogeni a questo punto. Aliquotare per ridurre gelo / disgelo e conservare a -80 ° C. </li><li> Per rimuovere i nuclei dalla estratto embrionale, diluire l&#39;estratto con un volume uguale di ELB contenente 1/50 del volume di 50x mix energetico, 1/100 del volume di 35,5 mM Cicloesimide, 1/500 del volume di 19,7 mM citocalasina D, e 1/1000 il volume di LPC magazzino. Centrifugare in un rotore secchio oscillante a 17.000 xg per 15 min a 16 ° C. </li><li> Raccogliere il surnatante facendo attenzione ad evitare qualsiasi lipidi rimanendo in alto. Non disturbare i nuclei pellet sul fondo della provetta. Preparare una zucca come descritto in 3.3 per garantire che la maggior parte dei nuclei sono stati rimossi. Utilizzare l&#39;estratto fresco o aliquotare e conservare a -80 ° C. </li><li> Per riscaldare inattivare estratto embrionale per esperimenti di controllo, di calore 30 - 100 microlitri aliquote di estratto a 56 ° C per 30 minuti utilizzando un termociclatore. Lasciare che il calore estratto inattivato per tornare a temperatura ambiente prima dell&#39;uso. </li></ol>_title &quot;&gt; 5. Nucleare Shrinking Assay e immunofluorescenza <ol><li> Isolare nuclei assemblati in estratto uovo diluendo 25 - 150 ml di nuclei premontati in 1 ml ELB in una provetta da 1,5 ml. Centrifugare a 1600 xg per 3 min a 4 ° C in una microcentrifuga da tavolo. Rimuovere tampone, facendo attenzione a non disturbare il pellet fragile nuclei sul fondo della provetta. </li><li> Risospendere nuclei in un volume di estratto embrionale pari al volume originale dell&#39;estratto dell&#39;uovo usato in 5.1. Utilizzare ELB o di calore estratto inattivato per le reazioni di controllo, a seconda dei casi. </li><li> Battere delicatamente il tubo per rompere il pellet e risospendere i nuclei. Incubare a temperatura ambiente per 90 min, picchiettando delicatamente la provetta per miscelare frequenza di 15 - 30 min. Nota: La maggior parte del restringimento nucleare si verifica entro i primi 30 min. </li><li> Monitorare i progressi di restringimento nucleare preparando una zucca. <ol><li> Dispensare 2 ml di estratto su un vetrino e aggiungere 2 ml nucleo correzione. </li><li> Sovrapposizione con un 22 millimetri 2 </sup&gt; vetrino. Immagine su un microscopio a epifluorescenza. </li></ol></li><li> Toccare il tubo per sospendere di nuovo i nuclei appena prima di aggiungere 500 ml di fissativo costituito da ELB, 15% glicerolo, e del 2,6% paraformaldeide. Invertire immediatamente, e posizionare il tubo su un rotatore per 15 min a temperatura ambiente. </li><li> Preparare spin down tubi per l&#39;allestimento di 15 ml provette di vetro con fondo arrotondato con inserti in plastica fondo tondo (progettazione e schemi disponibili su richiesta). Aggiungere 5 ml di tampone cuscino nucleare. Eliminare un vetrino circolare 12 millimetri nel tubo, essendo sicuro che adagiata sulla parte superiore del inserto in plastica. </li><li> strato delicatamente la soluzione contenente nuclei fissi sulla parte superiore del cuscino nucleare con una punta di pipetta ampio tunnel. Centrifugare in un rotore secchio oscillante per 15 min a 1000 xg e 16 ° C. </li><li> Utilizzare un aspiratore per rimuovere tutto il tampone ed estrarre l&#39;inserto in plastica alla sommità del tubo. Rimuovere il vetrino con un paio di pinze sottili, facendo attenzione a notare il lato del coperchioscivolare su cui i nuclei sono stati filate. Post-fix in metanolo freddo (conservato a -20 ° C) per 5 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Trasferire il lato coprioggetto nucleo su sopra un foglio di pellicola di plastica di paraffina fodera un grande piatto di plastica Petri. Posizionare salviettine monouso umide lungo il lato del piatto per prevenire la disidratazione. </li><li> Reidratare nuclei sul vetrino con 500 ml di PBS-NP40 (1x PBS più 0,1% NP40) e aspirare dopo 5 - 10 sec. </li><li> strato con cautela 75 ml di PBS-3% di sieroalbumina bovina (BSA) sul vetrino. Consentire al blocco 1 ora a temperatura ambiente o per una notte a 4 ° C. </li><li> Rimuovere soluzione bloccante, e incubare con l&#39;anticorpo primario (ad esempio, mAb414 contro il complesso poro nucleare, 1: 1000) diluiti in PBS-BSA 3% per 1 ora a temperatura ambiente o per una notte a 4 ° C. Lavare con cinque cambiamenti immediati di PBS-NP40. </li><li> Incubare con anticorpo secondario diluito in PBS-BSA 3% per 1 ora a RT. Lavare con cinque cambiamenti immediati di PBS-NP40. </li><li> covarecon 10 ug / ml Hoechst diluito in PBS-BSA 3% per 5 minuti a RT. Lavare cinque volte con PBS-NP40. Rimuovere tutti i buffer di eccesso. </li><li> Montare il vetrino su un vetrino con 5 ml antifade mezzo di montaggio. Sigillare con smalto trasparente. Immagine immediatamente utilizzando un microscopio a epifluorescenza con 20 - 100x obiettivi o conservare a 4 ° C per l&#39;imaging in seguito. Nota: Eseguire la quantificazione come descritto in precedenza 23. </li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui viene presentato un nuovo metodo per studiare i meccanismi di regolazione delle dimensioni nucleari durante lo sviluppo di X. laevis . La progressione dello sviluppo è associata a cambiamenti drammatici nella fisiologia cellulare, nel metabolismo, nei tassi di divisione e nella migrazione, nonché ad alterazioni delle dimensioni delle cellule e delle strutture intracellulari. Questi vari processi sono complessi ed essenziali, quindi è difficile studiare solo uno di questi aspetti dello sviluppo in un cont...

Le dimensioni di organelli cellulari tipicamente scala con la dimensione della cella, e questo è stato forse meglio documentati per la disincrostazione di dimensioni nucleare con dimensione delle celle 1-10. Questo è particolarmente vero durante l&#39;embriogenesi e la differenziazione cellulare, quando drammatiche riduzioni sia cellulare e dimensione nucleare sono spesso osservate 11,12. Inoltre, la dimensione nucleare alterato è un parametro fondamentale nella diagnosi del cancro e la prognosi 13-17. I meccanismi che contribuiscono alla regolazione di formato nucleare sono in gran parte sconosciuti, in parte a causa della complessità e la natura essenziale della struttura nucleare e funzione. Il metodo descritto qui è stato sviluppato come un test in vitro per il ridimensionamento della dimensione nucleare, che è suscettibile di manipolazione biochimica e delucidazione dei meccanismi di regolazione dimensione nucleare. Xenopus laevis estratto uovo è un sistema consolidato di ricapitolare e lo studio dei processi cellulari complessi in un in vitro </em&gt; Contesto. Questi estratti hanno rivelato nuove informazioni fondamentali sui diversi processi cellulari, tra cui l&#39;assemblaggio e la funzione del fuso mitotico, reticolo endoplasmatico, e il nucleo 18-22. Uno dei principali vantaggi del sistema estratto è che X. laevis estratti uova rappresentano un citoplasma quasi non diluito cui composizione può essere facilmente modificato, ad esempio con l&#39;aggiunta di proteine ​​ricombinanti o immunodeplezione. Inoltre, si è in grado di manipolare processi essenziali utilizzando trattamenti che altrimenti potrebbero essere letali in un contesto in vivo. Le modifiche della procedura di estratto di uovo permettono l&#39;isolamento di estratti di X. laevis embrioni piuttosto che uova, e questi estratti embrionali sono ugualmente suscettibili di manipolazione biochimica 23. Durante X. laevis sviluppo, l&#39;embrione fecondato singola cellula (~ 1 mm di diametro) subisce una serie di dodici divisioni cellulari rapidi (punti 1 - 8) per generare diverse migliaia 50 μm di diametro e le cellule più piccole, raggiungendo una fase di sviluppo definito il passaggio midblastula (MBT) o la fase 24-26 agosto. La MBT è caratterizzata dalla comparsa di trascrizione zigotico, la migrazione delle cellule, divisioni cellulari asincrone, l&#39;acquisizione delle fasi gap, e la creazione di formati di stato stazionario nucleari piuttosto che l&#39;espansione nucleare continua come nell&#39;embrione pre-MBT. Dalla fase 4 per gastrulation (stadi 10.5 - 12), il volume dei singoli nuclei diminuisce di più di 10 volte 11. Qui, l&#39;obiettivo è quello di individuare i meccanismi responsabili di queste riduzioni delle dimensioni nucleare durante la progressione evolutiva. L&#39;approccio è quello di assemblare prima nuclei a X. laevis estratto uovo e isolare i nuclei dall&#39;uovo citoplasma / estratto. Questi nuclei sono poi risospese nel citoplasma da embrioni fase avanzata gastrula. Dopo un periodo di incubazione, i nuclei di estratto di uova diventano più piccoli in estratto fase avanzata embrionale. Abbiamo ragionato che questo woulD un test utile per identificare i componenti citoplasmatici presenti negli embrioni fase avanzata che contribuiscono al ridimensionamento dimensione nucleare di sviluppo. Usando questo test, insieme con la convalida in vivo, abbiamo dimostrato che la proteina chinasi C (PKC) contribuisce alla riduzione di sviluppo in termini di dimensioni nucleari a X. laevis 23.

<table><tbody><tr><td>Alexa Fluor 568 Sonda molecolare IgG anti-topo asino</td><td></td><td>A10037</td><td></td></tr><tr><td>ATP sale disodico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2383</td><td></td></tr><tr><td>benzocaina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E1501</td><td></td></tr><tr><td>siero bovino albumina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A3059</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3306</td><td></td></tr><tr><td>centrifuga</td><td>Beckman</td><td>J2-21M</td><td></td></tr><tr><td>Rotore per centrifuga</td><td>Beckman</td><td>JS 13.1</td><td></td></tr><tr><td>chimostatina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C7268</td><td></td></tr><tr><td>creatina fosfato disodico</td><td>Calbiochem</td><td>2380</td><td></td></tr><tr><td>cicloesimide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C6255</td><td></td></tr><tr><td>citocalasina D</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C8273</td><td></td></tr><tr><td>usa e getta salviette (kimwipes)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z188956</td><td></td></tr><tr><td>L-cisteina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>W326306</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>Formaldeide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F8775</td><td></td></tr><tr><td>Capsula di cristallizzazione in vetro (150 x 75 mm)</td><td>VWR</td><td>89090-662</td><td></td></tr><tr><td>Glicerolo</td><td>Macron</td><td>5094-16</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst - bisBenzimide H 33342 tricloridrato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>HCG - Gonadotropina corionica umana&nbsp;</td><td>Prospec</td><td>hor-250-c</td><td></td></tr><tr><td>L15 Media</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L4386</td><td></td></tr><tr><td>leupeptin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L2884</td><td></td></tr><tr><td>Lysolecithin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L1381</td><td></td></tr><tr><td>mAb414</td><td>Abcam</td><td>ab24609</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>EMD</td><td>MX0045-2</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4 </td><td>Sigma Aldrich</td><td>M9397</td><td></td></tr><tr><td>Maltosio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M5885</td><td></td></tr><tr><td>NP40</td><td>BDH</td><td>56009</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeide</td><td>Microscopia elettronica Scienze</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina + Streptomicina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Pp0781</td><td></td></tr><tr><td>pepstatina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5318</td><td></td></tr><tr><td>TUBI</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6757</td><td></td></tr><tr><td>Film plastico di paraffina (parafilm)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P7793</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9541</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Mallinckrodt</td><td>70100</td><td></td></tr><tr><td>KOH</td><td>Baker</td><td>5 3140</td><td></td></tr><tr><td>PMSG - Siero di cavalla incinta Gonadotropina</td><td>Prospec</td><td>Hor-272-A</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S3014</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Fisher</td><td>BP328</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>EMD</td><td>SX0720-1</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>EMD</td><td>SX0590</td><td></td></tr><tr><td>Pestello</td><td>Thomas Scientific</td><td>3411D56</td><td></td></tr><tr><td>Tubi di vetro a fondo tondo, 15 ml</td><td>Corex</td><td>8441</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo secondario (Alexa Fluor 568 asino anti-topo IgG)</td><td>ThermoFisher</td><td>A10037</td><td></td></tr><tr><td>saccarosio</td><td>Calbiochem</td><td>8550</td><td></td></tr><tr><td>termociclatore</td><td>Bio-Rad</td><td>T100</td><td></td></tr><tr><td>Ultracentrifuga</td><td>Beckman</td><td>L8-80M</td><td></td></tr><tr><td>Rotore per ultracentrifuga</td><td>Beckman</td><td>SW 50.1</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield (mezzo di montaggio anti-sbiadimento)</td><td>Vector</td><td>H-1000</td><td></td></tr></tbody></table>

un test cellulare gratuitamente utilizzando<em&gt; laevis xenopus</em&gt; embryo estrae per studiare i meccanismi del regolamento size nucleare

A Cell-Free Assay Using Xenopus laevis Embryo Extracts to Study Mechanisms of Nuclear Size Regulation

Una questione fondamentale nella biologia delle cellule è come dimensioni delle celle e organelli sono regolati. È stato riconosciuto che la dimensione del nucleo generalmente diminuisce con la dimensione della cella, in particolare durante l&#39;embriogenesi quando si verificano drammatiche riduzioni sia cella e dimensioni nucleari. Meccanismi di regolazione dimensione nucleare sono in gran parte sconosciuti e possono essere rilevanti per il cancro in cui le dimensioni nucleare alterato è un parametro diagnostico e prognostico chiave. In vivo approcci per identificare i regolatori di dimensioni nucleari sono complicate dalla natura essenziale e complessa della funzione nucleare. L&#39;approccio in vitro descritto qui per studiare il controllo dimensione nucleare sfrutta le normali riduzioni di dimensioni nucleare che si verificano durante lo sviluppo laevis Xenopus. Innanzitutto, nuclei sono assemblati in X. laevis estratto uovo. Poi, questi nuclei sono isolati e risospese nel citoplasma da embrioni in fase avanzata. Dopo un 30 - periodo di incubazione di 90 minuti, la superficie nuclearediminuisce di 20 - 60%, fornendo un test utile per identificare i componenti citoplasmatici presenti negli embrioni fase avanzata che contribuiscono al ridimensionamento dimensione nucleare di sviluppo. Un importante vantaggio di questo approccio è la relativa facilità con cui gli estratti uova e embrioni possono essere manipolati biochimicamente, consentendo l&#39;identificazione di nuove proteine ​​e attività che regolano dimensione nucleare. Come con qualsiasi approccio in vitro, convalida dei risultati in un sistema in vivo è importante, e microiniezione di X. embrioni laevis è particolarmente adatto per questi studi.

Assemblea dei nuclei a Egg estratto I primi passi di questo protocollo sono da preparare X. laevis estratto di uovo (protocollo 1) e nuclei degli spermatozoi demembranated (protocollo 2). Questi reagenti vengono poi utilizzati per assemblare nuclei de novo (protocollo 3). La Figura 1 mostra alcuni dati rappresentativi. Aggiunta di calcio spinge dell&#39;estratto dell&#39;uovo...

I meccanismi di ridimensionamento cellulare e intracellulare rimangono sfuggenti. L'uso di estratti di embrioni di Xenopus è diventato sempre più comune per chiarire i meccanismi di regolazione delle dimensioni degli organelli. Questo metodo descrive la preparazione dell'estratto embrionale e un nuovo saggio di scala nucleare attraverso il quale è possibile identificare i meccanismi di regolazione delle dimensioni nucleari.

Un test cellulare gratuitamente utilizzando<em&gt; Laevis Xenopus</em&gt; Embryo Estrae per studiare i meccanismi del regolamento Size nucleare

A fundamental question in cell biology is how cell and organelle sizes are regulated. It has long been recognized that the size of the nucleus generally ...

L'obiettivo generale di questa procedura è utilizzare estratti di uova ed embrioni di Xenopus per produrre un saggio in cui nuclei più grandi riducono di dimensione nuclei più piccoli. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali sulla biologia cellulare del nucleo, ad esempio quali sono i meccanismi che regolano le dimensioni nucleari? Il principale vantaggio di questa tecnica è che la composizione e le attività dell'estratto acellulare di Xenopus possono essere facilmente modificate per valutare i fattori che influenzano le dimensioni nucleari.Dopo aver preparato estratti di uova di Xenopus, spermatozoi desmembranati e nuclei assemblati secondo il protocollo descritto, raccogliere uova appena deposte tenendo le rane sopra una capsula di Petri in vetro riutilizzabile. Stimolare la deposizione delle uova applicando una leggera pressione sulla parte bassa della schiena vicino alla cloaca. Inclinare la capsula a circa 45 gradi per permettere alle uova di accumularsi lungo il bordo del recipiente.Quindi, rimuovere il tampone in eccesso e aggiungere una quantità sufficiente di MMR a un terzo di X per coprire appena le uova. Utilizzando un pestello ben aderente, macerare e omogeneizzare un quarto di un testicolo in una provetta da 1,5 millilitri con 500 microlitri di soluzione salina di Barth modificata ad alto contenuto salino, o MBS. Successivamente, aggiungere il testicolo macerato alle uova e lasciare avvenire la fecondazione a temperatura ambiente per 15 minuti.Dopo l'incubazione, ricoprire le uova con un terzo di X MMR. Quindi, da cinque a dieci minuti dopo, verificare la fecondazione controllando la contrazione del polo animale pigmentato scuro e la rotazione degli embrioni con i poli animali rivolti verso l'alto. Utilizzando una pipetta di plastica a largo foro, rimuovere con attenzione le uova morte, lisate o non fecondate e non divise, poiché indurranno rapidamente la morte negli embrioni adiacenti.Da uno a 2,5 ore dopo la fecondazione, rimuovere la membrana gelatinosa degli embrioni utilizzando una soluzione di cisteina al due-tre percento disciolta in MMR un-terzo X, aggiustata a pH 7,9. Prima della rimozione della membrana gelatinosa, gli embrioni occupano un volume relativamente ampio. Eseguire due cambi di tampone, ciascuno della durata di tre-quattro minuti.Quindi, lavare accuratamente gli embrioni con sei-dieci cambi brevi di MMR a un terzo di concentrazione per rimuovere ogni traccia di cisteina. Dopo la rimozione della membrana gelatinosa, gli embrioni si compattano strettamente e occupano un volume relativamente ridotto. Successivamente, utilizzando una pipetta di vetro a largo diametro, trasferire embrioni sani e fecondati in una piastra di Petri contenente MMR fresco a un terzo di concentrazione.A temperatura ambiente, lasciarli sviluppare fino allo stadio desiderato. Continuare a rimuovere gli embrioni morti o lisiati, riconoscibili dall'assenza della prima divisione o dall'aspetto bianco e gonfio. Quando gli embrioni hanno raggiunto lo stadio 11,5-12, trasferirli in MMR fresco diluito a un terzo e integrato con cicloesessimide 0,5 millimolare e incubare gli embrioni a temperatura ambiente per un'ora per arrestarli in fase intermedia tardiva.Con una pipetta in vetro o plastica a largo diametro, trasferire almeno 15 embrioni arrestati in interfase in una provetta microcentrifuga. Aggiungere un millilitro di buffer per la lisi delle uova, o ELB, integrato con un microlitro di soluzione stock di LPC agli embrioni. Capovolgere delicatamente la provetta per lavare gli embrioni.Quindi lasciare sedimentare gli embrioni sul fondo del tubo. Prima di rimuovere il buffer, ripetere il lavaggio altre due volte. Risospendere gli embrioni in 500 microlitri di ELB, aggiungendo 0,5 microlitri di soluzione madre di LPC, 5 microlitri di cicloesimide 19,7 millimolare e 5 microlitri di citocalasina D 35,5 millimolare per inibire la polimerizzazione dell'actina.Centrifugare i campioni in una centrifuga da banco a 200 ×g per un minuto, quindi rimuovere il buffer in eccesso e utilizzare una pestella per frantumare completamente gli embrioni. Posizionare i campioni frantumati in un rotore a cestelli oscillanti e centrifugare a 10.000 ×g e 16 °C per 10 minuti. Con una punta di pipetta da 200 microlitri, perforare lo strato lipidico dal lato superiore e, utilizzando una punta di pipetta pulita, trasferire lo strato citoplasmatico di colore ambrato intermedio in un tubo di dimensioni adeguate.Integrare l'estratto embrionale con i seguenti reagenti. Quindi, capovolgere delicatamente il tubo per mescolare. Successivamente, dopo aver visualizzato i nuclei embrionali endogeni nell'estratto preparando uno striscio secondo il protocollo descritto nel testo, rimuovere i nuclei dall'estratto aggiungendo innanzitutto un volume uguale di ELB contenente i reagenti elencati qui.Rovesciare delicatamente il tubo per mescolare. Centrifugare il campione in un rotore a cestelli oscillanti a 17.000 × g a 16 °C per 15 minuti. Successivamente, raccogliere il soprannatante, avendo cura di evitare qualsiasi residuo lipidico in superficie, lasciando intatto il pellet di nuclei sul fondo.Preparare una poltiglia come descritto nel protocollo testuale per assicurarsi che la maggior parte dei nuclei sia stata rimossa. Successivamente, utilizzare l'estratto fresco oppure aliquotare il campione e conservarlo a meno 80 gradi Celsius. Isolare i nuclei assemblati nell'estratto uovo diluendo da 25 a 150 microlitri di nuclei pre-assemblati in un millilitro di ELB in un tubo da 1,5 millilitri.Centrifugare a 1600 ×g e 4 °C per tre minuti. Quindi rimuovere il tampone, avendo cura di non disturbare il pellet. Aggiungere al pellet un volume di estratto di embrione pari al volume originale dell'estratto di uovo, e battere delicatamente il tubo per disintegrare il pellet e risospendere i nuclei.Incubare a temperatura ambiente per 90 minuti, agitando delicatamente il tubo per mescolare ogni 15-30 minuti. Al termine dell'incubazione, agitare il tubo per risospendere i nuclei subito prima di aggiungere 500 microlitri di ELB con il 15% di glicerolo e il 2,6% di paraformaldeide. Capovolgere immediatamente il tubo e posizionarlo su un agitatore rotante a temperatura ambiente per 15 minuti.Preparare le provette per la centrifugazione posizionando inserti di plastica a fondo rotondo all'interno di provette di vetro da 15 millilitri con fondo rotondo. Aggiungere 5 millilitri di tampone per il cuscino nucleare, quindi inserire delicatamente una coprioggetto circolare da 12 millimetri nella provetta, assicurandosi che si adagi piatta sulla superficie dell'inserto di plastica. Utilizzando una punta per pipetta a grande apertura, stratificare delicatamente la soluzione di nuclei fissati sopra il cuscino nucleare.Centrifugare in un rotore a cestello oscillante a 1.000 × g e 16 °C per 15 minuti. Successivamente, utilizzare un aspiratore per rimuovere tutto il tampone e tenere l'inserto di plastica in alto rispetto al tubo. Quindi, con una pinzetta fine, rimuovere il vetrino, avendo cura di notare il lato del vetrino su cui sono stati centrifugati i nuclei.Fissare il vetrino in metanolo freddo per cinque minuti a temperatura ambiente. Trasferire il vetrino, con il lato dei nuclei rivolto verso l'alto, su un foglio di pellicola di paraffina plastica che riveste una grande piastra di Petri in plastica. Quindi posizionare salviette monouso umide lungo i bordi della piastra per prevenire la disidratazione.Riidratare i nuclei sul coverslip con 500 microlitri di PBS NP40 per cinque-dieci secondi e aspirare. Quindi, stratificare attentamente 75 microlitri di PBS con BSA al 3% sul coverslip e lasciare bloccare a temperatura ambiente per un'ora o a quattro gradi Celsius durante la notte. Rimuovere il buffer di bloccaggio e incubare con l'anticorpo primario diluito in PBS con BSA al 3%.Quindi lavare i campioni con cinque cambi immediati di PBS NP40. Ripetere questi passaggi di incubazione e lavaggio con gli anticorpi secondari. Incubare con 10 microgrammi per millilitro di Hoechst diluito in PBS 3% BSA per cinque minuti a temperatura ambiente.Quindi lavare cinque volte con PBS NP40 ed eliminare tutto il tampone in eccesso. Infine, montare il coverslip su un vetrino con cinque microlitri di mezzo di montaggio anti-sfaldamento. Usare smalto per unghie trasparente per sigillare il coverslip e acquisire immediatamente le immagini mediante microscopio a epifluorescenza oppure conservare a 40 gradi Celsius per successive acquisizioni.Questa figura mostra l'assemblaggio dei nuclei nell'estratto di uovo. Da 30 a 45 minuti dopo l'inizio della reazione, i nuclei spermatici sottili a forma di S dovrebbero cominciare ad ispessirsi formando masse di cromatina simili a lumache. Dopo che è avvenuto l'assemblaggio nucleare, la forma nucleare dovrebbe diventare più arrotondata e il volume nucleare dovrebbe aumentare con l'espansione dell'involucro nucleare e l'importazione delle proteine nucleari.Come mostrato qui, uno schiacciamento colorato con Hoechst di un piccolo aliquota dell'estratto di embrione mostra molti nuclei colorati, indicando che la preparazione dell'estratto è stata efficace. Dopo la rimozione dei nuclei mediante centrifugazione, rispetto al primo schiacciamento, dovrebbero rimanere pochissimi nuclei nell'estratto, come rivelato in questo pannello, assicurando che i nuclei endogeni non interferiscano con le analisi successive. Se i nuclei sono ancora presenti, è necessario un secondo ciclo di centrifugazione.In questo saggio di riduzione nucleare, i nuclei dell'estratto uovo sospesi in un estratto di embrione in stadio avanzato diventano con successo più piccoli nel tempo. Tuttavia, i nuclei incubati con estratto di embrione inattivato termicamente non lo fanno. Ripetere l'esperimento più volte è importante per affrontare la variabilità intrinseca del saggio.Una volta acquisita padronanza, l'intero protocollo può essere eseguito in due giorni, con il saggio di riduzione nucleare che richiede circa quattro ore. Durante l'esecuzione di questa procedura, è fondamentale ricordarsi di verificare periodicamente la qualità delle uova e degli embrioni ed essere molto accurati nel evitare il pellet e gli strati lipidici durante il prelievo dell'estratto citoplasmatico dopo la centrifugazione. I risultati ottenuti seguendo questa procedura dovrebbero essere convalidati.Ad esempio, la microiniezione di embrioni o la trasfezione di colture cellulari. Inoltre, questo metodo potrebbe essere utilizzato per studiare la regolazione della dimensione di altri organelli. Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo della biologia cellulare nucleare per esplorare i meccanismi regolatori della dimensione nucleare e il ruolo funzionale della dimensione nucleare nello sviluppo e nella carcinogenesi.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come assemblare e isolare nuclei da estratto di uovo di Xenopus, generare embrioni di Xenopus ed estratto di embrione, eseguire il saggio di riduzione della dimensione nucleare e visualizzare i risultati.

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Xenopus embrionale epiteli sono un sistema modello ideale per studiare i comportamenti delle cellule, come lo sviluppo di polarità e cambiare forma durante la morfogenesi epiteliale. Istologia tradizionale di campioni fisso è sempre più integrato da live-cell imaging confocale. Qui mostriamo metodi per isolare i tessuti rana e visualizzare dal vivo le cellule epiteliali e le loro citoscheletro con live-cell microscopia confocale.

Live-cell imaging e analisi quantitativa della embrionali in cellule epiteliali Xenopus laevis</em

Un protocollo per la preparazione di robusti, piccoli estratti HeLa nucleari viene descritto. Questo protocollo è importante per i saggi che richiedono l'uso di piccole popolazioni di cellule, come cellule trattate con farmaci o RNAi. Il metodo dovrebbe essere applicabile ad un'ampia varietà di analisi di espressione genica e altri tipi cellulari, incluse cellule del paziente.

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Il manoscritto qui fornisce un semplice insieme di metodi per analizzare la secrezione e la diffusione di fluorescenza ligandi marcati nel Xenopus. Ciò fornisce un contesto per valutare la capacità di altre proteine ​​di modificare la distribuzione ligando e permettendo esperimenti che possono dare comprensione dei meccanismi che regolano gradienti morphogen.

Utilizzando Analisi confocale di<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Per Indagare modulatori di Wnt e Shh morphogen gradienti

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