Sintesi controllata e fluorescenza di monitoraggio altamente uniforme Poli (

L'obiettivo generale di questo lavoro è studiare il comportamento dinamico e l'interazione di particelle colloidali morbide in dispersioni con diverse densità di particelle nelle vicinanze della transizione vetrosa. I microgel sono oggetti morbidi che possono adattare le proprie dimensioni, forma e mobilità in base all'ambiente circostante. A differenza delle particelle colloidali rigide, esistono ancora molte domande aperte riguardo al comportamento dei microgel morbidi.

Il principale vantaggio della microscopia a fluorescenza in campo chiaro è la possibilità di localizzare singoli microgel con elevata precisione, seguirne direttamente il movimento in C2 e analizzare i livelli di diffusione. Per studiare la dinamica di singoli microgel in sistemi densi, è necessario etichettare fluorescentemente solo un piccolo numero di microgel. La polimerizzazione per precipitazione non agitata consente la sintesi parallela di microgel in condizioni di reazione variabili, facilitando l'adeguamento delle dimensioni tra microgel etichettati e non etichettati.

La diffusione dinamica della luce fornisce i raggi idrodinamici medi dei microgel con un'accuratezza di pochi nanometri. Sciogliere 1,8 grammi di NIPAM e 24 milligrammi di BIS in 245 millilitri di acqua distillata filtrata in un pallone a fondo tondo da 500 millilitri, a tre collo, munito di condensatore di riflusso, un agitatore e un setto di gomma. Inserire un termometro e un ago da 120 millimetri per l'ingresso di azoto attraverso il setto.

Riscaldare la soluzione a 60 gradi Celsius sotto agitazione. Successivamente, deossigenare la soluzione spurgandola con azoto per 40 minuti. Nel frattempo, preparare una soluzione iniziatore contenente 155 milligrammi di persolfato di potassio, o KPS, in cinque millilitri di acqua bidistillata filtrata, e spurgare la soluzione con azoto per rimuovere l'ossigeno.

Successivamente, lavare una siringa con azoto e trasferire l'intera soluzione di KPS da cinque millilitri in una siringa lavata con azoto, dotata di un ago da 120 millimetri. Sollevare l'ago dell'azoto al di sopra del livello della soluzione nel pallone a tre collo, quindi aggiungere rapidamente la soluzione di KPS attraverso il settino di gomma nel reattore. Lasciare procedere la polimerizzazione per un'ora sotto flusso di azoto e con agitazione lenta a 60 gradi Celsius.

Utilizzare un imbuto di Buchner e carta da filtro per filtrare la soluzione di reazione calda, scartando eventuali aggregati di grandi dimensioni. Dopo aver lasciato raffreddare la dispersione, centrifugare e redisperdere la dispersione per tre volte per 40 minuti a 257.000 volte G. Infine, redisperdere il sedimento in una quantità minima vitale di acqua bidistillata prima di liofilizzare la dispersione per lo stoccaggio. Pesare 257,7 milligrammi di NIPAM, 3,5 milligrammi di BIS e 1,5 milligrammi di colorante metacrilossil etil tiocarbamoil rodamina B in un recipiente di vetro e aggiungere 10 millilitri di acqua bidistillata filtrata.

Preparare la stessa soluzione senza il colorante in un recipiente di vetro separato. Sottoporre la soluzione di colorante ad ultrasuoni per 15 minuti per sciogliere il colorante in acqua. Preparare diverse diluizioni della soluzione del monomero con il colorante per ottenere una serie di concentrazioni.

Qui si utilizza un colorante nella gamma di concentrazione da 02 a 0,1 millimoli per litro. Successivamente, sciogliere 8,4 milligrammi di KPS in 10 millilitri di acqua distillata filtrata per ottenere la soluzione iniziatrice. Trasferire 0,5 millilitri della serie di concentrazioni e 05 millilitri della soluzione di KPS in provette con diametro di 10 millimetri per ottenere le soluzioni finali di reazione.

Sigillare i tubi con setti di gomma. Riscaldare in anticipo un bagno d'olio in un recipiente di vetro a doppia parete collegato a un circolatore di riscaldamento a 63 gradi Celsius. Deossigenare le soluzioni di reazione spurgando con azoto attraverso aghi da 120 millimetri per 20 minuti.

Quindi, inserire i tubi in una piattaforma galleggiante e immergere la piattaforma nel bagno d'olio preriscaldato. Impostare la temperatura a 60 gradi Celsius. Per una regolazione precisa della dimensione delle particelle, il controllo della temperatura durante la reazione iniziale deve essere rigoroso, tipicamente più o meno 0,1 gradi Celsius.

Lasciare procedere la reazione per un tempo appropriato. In genere, un'ora è sufficiente. Al termine della reazione, trasferire rapidamente i tubi di reazione in un forno a 60 gradi Celsius.

Aggiungere una goccia della dispersione calda in 10 millilitri di acqua doppia distillata filtrata, preriscaldata al di sopra della temperatura di transizione di fase volumetrica del poli-NIPAM, al fine di misurare i raggi idrodinamici delle particelle nello stato collassato. Lasciare raffreddare il resto delle dispersioni a temperatura ambiente e trasferirle in provette da centrifuga. Dopo la centrifugazione della soluzione, diluire i microgel in due millilitri di acqua doppia distillata filtrata per utilizzarli come particelle traccianti.

Per la determinazione del raggio idrodinamico nello stato collassato mediante scattering dinamico della luce, lavare innanzitutto le cuvette e la vetreria con vapore di acetone. Trasferire circa un millilitro di dispersione di particelle diluita in una cuvetta di misura. Portare il bagno ad indice corrispondente del goniometro per scattering dinamico della luce alla temperatura di 50 gradi Celsius e trasferire il campione allo strumento senza farlo raffreddare.

Inserire la cuvetta del campione e spostare il braccio del rivelatore al piccolo angolo di scattering. Dopo aver verificato il profilo del fascio e l'intervallo di conteggi come descritto nel protocollo testuale, spostare il braccio del goniometro all'angolo di scattering più elevato. Verificare che la velocità di conteggio sia ancora sufficientemente alta per la misurazione.

Se l'intensità è troppo bassa, spostare il braccio verso un angolo di scattering inferiore. Successivamente, verificare visivamente il fascio attraverso il vetro del bagno di toluene all'angolo di scattering più basso. Se si osserva una luminescenza attorno al fascio incidente, avviene uno scattering multiplo.

Acquisire 20 correlogrammi tra l'angolo di scattering minimo e massimo con un tempo di acquisizione minimo di 60 secondi. Aumentare il tempo di acquisizione per angoli di scattering elevati con intensità debole, se necessario. Utilizzare un obiettivo appropriato con l'ingrandimento e l'apertura desiderati per l'eccitazione dei traccianti e la raccolta simultanea della fluorescenza dal campione.

In questo lavoro, si utilizza un obiettivo ad immersione in olio con ingrandimento 100X e apertura numerica 1,3. Posizionare la camera umida su un tavolo pi-SO XYZ che si adatta al microscopio. Per evitare che il campione si secchi, inserire un cover slip pulito al plasma nella camera umida ed aggiungere tramite pipetta 10 microlitri della dispersione di poli-NIPAM alla concentrazione desiderata.

In base agli spettri di eccitazione e di emissione del colorante fluorescente, utilizzare un laser adatto per l'eccitazione e regolare opportunamente la potenza del laser. In questo caso si utilizza un laser a stato solido pompato a diodo da 561 nanometri a una potenza costante di 16 milliwatt. Per ottenere un'illuminazione omogenea del campione, accoppiare il laser a una fibra multimodale, agitare la fibra mediante un vortex per mediare temporaneamente le macchie laser (laser speckles) e proiettare l'estremità della fibra nel piano del campione.

Calibrare la distanza Z a partire dal riflesso posteriore del coprioggetto e mettere a fuoco di alcuni micrometri all'interno del campione spostando leggermente verso l'alto l'obiettivo, quindi fissare la posizione Z utilizzando un compensatore Z. Questo evita eventuali effetti d'interfaccia con il coprioggetto. Regolare i parametri del rivelatore, come il tempo di esposizione, in base all'intensità del segnale fluorescente.

In questo caso, viene utilizzata una telecamera EMCCD con un tempo di esposizione di 0,1 secondi in modalità di moltiplicazione elettronica e un guadagno di 50. Acquisire diversi filmati con il numero appropriato di fotogrammi per ottenere un tempo di latenza adeguato al fine di calcolare lo spostamento quadratico medio dei microgel in diverse regioni del campione. Sono stati sintetizzati otto lotti di microgel marcati.

Per sei lotti, i tassi di decadimento del correlogramma aumentano linearmente con il quadrato del modulo del vettore di scattering, il che indica una distribuzione dimensionale stretta. Un andamento lineare passante per l'origine indica una diffusione puramente traslazionale. Per due lotti, si osserva un comportamento non lineare.

La deviazione è causata da una distribuzione ampia delle dimensioni e da un minimo del fattore di forma delle particelle, che coincide con l'intervallo del vettore di scattering. Per ottenere una stima migliore del coefficiente medio di diffusione delle particelle, escludere questi punti dall'adattamento. Un elevato rapporto segnale-rumore consente il tracciamento dei microgel fluorescenti.

La loro diffusione è limitata dalla matrice di microgel non marcata. Concentrazioni più elevate di matrice di microgel non marcata a destra portano a un pronunciato effetto gabbia, in cui i microgel fluorescenti sono intrappolati in una matrice non marcata di microgel. A basse concentrazioni di matrice di microgel non marcata, i microgel traccianti mostrano una diffusione normale, dedotta dall'aumento lineare dello spostamento quadratico medio in funzione del tempo di ritardo.

Tuttavia, ad alte concentrazioni prossime alla transizione vetrosa colloidale, essi mostrano una diffusione non lineare, rappresentata dall'evoluzione temporale non lineare degli spostamenti quadratici medi. A concentrazioni più elevate della matrice di microgel non marcata, le microgel traccianti vengono intrappolate dai vicini non marcati in gabbie transitorie, come illustrato dalle tracce raggruppate per 12 microgel. Una sintesi su piccola scala in parallelo permette esperimenti rapidi con diversi parametri di reazione.

Questo riduce al minimo anche eventuali variazioni sperimentali indesiderate dovute a differenze di temperatura di reazione. In combinazione con un'accurata caratterizzazione mediante scattering dinamico della luce, è possibile individuare rapidamente le condizioni di reazione adatte per ottenere la dimensione corretta dei microgel. In questo video, mostriamo come una sintesi controllata dei microgel ci permetta di studiare la diffusione di singoli microgel in soluzioni concentrate di microgel mediante microscopia a fluorescenza in campo ampio.

Seguendo questa procedura, sarà possibile comprendere come la struttura dei microgel ne controlla le proprietà. Questo aprirà la strada alla progettazione di nuovi materiali morbidi interattivi.