Name: Un approccio semplice per manipolare ossigeno disciolto per Osservazioni Comportamento animale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-28T16:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 20 s
Description: Impara a manipolare l'ossigeno disciolto in laboratorio per studiare il comportamento di animali acquatici come macroinvertebrati, pesci e anfibi. Questo metodo riproducibile è ideale per la didattica e la ricerca scientifica.

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Gli autori desiderano innanzitutto ringraziare tutti gli studenti del laboratorio del modulo di biologia 121 - Ecologia del Juniata College per il loro aiuto nella generazione dei dati utilizzati in questo studio. Vorremmo anche ringraziare il Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg e Taylor Cox per la loro assistenza nell'acquisizione dei materiali necessari per sviluppare questa metodologia. Inoltre, vorremmo ringraziare il Dr. Norris Muth e il Dr. John Unger per i loro consigli sullo sviluppo metodologico e il Dr. Jill Keeney e il dipartimento di Biologia per il loro sostegno a questo sforzo. Vorremmo anche ringraziare i revisori anonimi che hanno contribuito a dare forma e messa a fuoco di questo manoscritto. Ultimo ma non meno importante, vorrei ringraziare Hudson Grant per il suo aiuto con la collezione iniziale di stonefly da utilizzare nello sviluppo di questa tecnica

Nota: Questo esperimento non ha utilizzato i vertebrati e quindi non richiede l&#39;approvazione da parte dell&#39;Istituto di Juniata College for Animal Care e del Comitato Usa. Tuttavia per gli individui adattano questo metodo per l&#39;utilizzo con i vertebrati, l&#39;approvazione IACUC dovrebbe essere cercato. 1. Campo Raccolta del campione <ol><li> Determinare e valutare potenziali siti di campo per la capacità di raccogliere, memorizzare e plecotteri trasporto rapidamente per ridurre al minimo il tempo in transito con un tempo massimo raccomandato in transito di 1 ora. </li><li> Eseguire il campionamento calcio-net nel sito campo selezionato seguendo le procedure di kick-net standard di volte sufficiente a raccogliere almeno 35 stoneflies 12. </li><li> Raccogliere 50 L di acqua corrente e rocce con un diametro massimo di 2 cm dai flussi. </li><li> Posizionare acquari in frigorifero è impostato sulla temperatura del sito stream. Distribuire rocce raccolti nel sito di flusso in acquari e riempire con 4 litri di acqua corrente per acquario. Mettere 20-30 Plecotteri raccolti per acquario e mettere un pietra spumeggiante collegato a un gorgogliatore acquario in ogni serbatoio e si accendono bubblers aggiungere continuamente aria ambiente per l&#39;acqua. </li><li> Lasciare le plecotteri per regolare al nuovo ambiente negli acquari per un periodo di 48 ore. </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54430/54430fig1.jpg" /> Figura 1. Configurare per la manipolazione di ossigeno disciolto. (A) 1) Raccordo per tubo rame per tubo maschio sbavatura 2) Posizione di tenuta del tappo di esaminare per garantire ben pallone di tenuta. (B) 1) 2 L pallone braccio laterale riempito con 1,9 L di acqua 2) tubo del gas e bubbler aria (blu) per l&#39;utilizzo in gorgogliamento di azoto e camera d&#39;aria spumeggiante, rispettivamente, 3) serbatoio di azoto e valori calibrate 4) 2 L pallone riempita con 0,4 L di acqua con tubo a vuoto sommerso 5) disciolto misuratore di ossigeno. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">cliccate qui per</a>visualizzare una versione più grande di questa figura. 2. set up sperimentale <ol><li> Su un banco, collegare un tubo a vuoto murata standard al braccio laterale di un pallone braccio laterale 2 L come mostrato (1 nella Figura 1B). </li><li> Riempire il pallone con 1,9 L di acqua corrente da contenitori di plastica 3 L in possesso di flusso di acqua raccolta in frigorifero impostato a 12 ° C. </li><li> Porre il pallone e il tubo su un vassoio abbastanza grande da contenere un bagno di ghiaccio attorno al pallone di braccio laterale senza oscurare la vista dell&#39;interno pallone e riempire il vassoio con ghiaccio. </li><li> Praticare due fori di diametro 3 mm in un tappo di gomma per consentire il passaggio di 1) un tubo di rame per trasportare il gas nel contenitore e 2) la sonda di metro DO nel pallone braccio laterale 2 L (1 nella Figura 1B) . </li><li> Effettuare una incisione laterale dal bordo del tappo ad uno dei fori per consentire sedere del filo della sonda DO nel tappo. </li><li> Collegare un accoppiatore con un tubo maschio 3 millimetriardiglione ad un pezzo di tubo di rame del diametro di 2 mm (1 nella Figura 1A). Assicurarsi che il tubo è abbastanza lungo da raggiungere entro 10 cm dal fondo del pallone mentre raggiunge attraverso il tappo. </li><li> Posizionare il tubo con accoppiatore se il secondo foro nel tappo finché la lunghezza dalla parte inferiore del tappo è sufficiente a raggiungere entro 10 cm dal fondo del pallone. </li><li> Collegare un 0,75 m di lunghezza, sottile tubo parete gas polietilene con un diametro di 3 mm al raccordo sul tubo. </li><li> Far scorrere sia la sonda DO e tubo di rame nel pallone e sigillare il pallone con il tappo. </li><li> Vedi per una tenuta sicura tra il tappo e il matraccio, nonché una perfetta aderenza tra il tubo e la sonda all&#39;interno del tappo. </li><li> Riempire un pallone da 1 L con 0,4 L di acqua di rubinetto e posizionare adiacente al vassoio con il bagno di ghiaccio e pallone di vuoto. </li><li> Immergere il tubo di polietilene proveniente dalla beuta a vuoto su nell&#39;acqua del pallone 1 L. Fissare iltubo con nastro adesivo tale che rimanga sommersa attraverso l&#39;esperimento. </li><li> Collegare la linea del gas diametro di 3 mm dalla boccetta di vuoto ad un gorgogliatore camera con aria acquario. Inizia a bolla l&#39;acqua nel pallone da 2 L collegando il gorgogliatore acquario, che introduce aria ambiente e ossigeno all&#39;acqua. </li><li> Monitorare la concentrazione DO e temperatura dell&#39;acqua con il misuratore DO per 5 minuti o fino a quando si stabilisce l&#39;equilibrio della DO all&#39;interno della camera in modo tale che pochi cambiamenti in DO sta avvenendo. </li></ol> 3. testare la stabilità del set up sperimentale <ol><li> Testare ogni setup per DO stabilità prima dell&#39;aggiunta di stoneflies. </li><li> Aggiungere tre o quattro pietre nel pallone 2 L in modo che plecotteri hanno substrato favorevole per flessioni. </li><li> Iniziare una manipolazione di prova di DO staccando il tubo del gas dal gorgogliatore e di collegarlo alla linea del gas di azoto. </li><li> Inizia gorgogliare azoto a 20 piedi cubi per ora (CFH) per circa 40sec a 1 min. </li><li> Una volta che la DO è scesa entro 0,5 mg / L della concentrazione target, ridurre il flusso a 15 CFH e consentire la concentrazione per ridurre al bersaglio. </li><li> Cessate flusso di azoto non appena viene raggiunta la concentrazione target. </li><li> Utilizzare l&#39;acquario bubbler stanza con aria per riportare la concentrazione la concentrazione target se la DO si riduce al di sotto dell&#39;obiettivo. </li><li> Se il DO è instabile durante il controllo di un set-up quindi controllare il volume d&#39;acqua è ancora a 1,9 L e l&#39;acqua non è bollito fuori, la temperatura dell&#39;acqua è stabile e non cambia, e sigilli su tutti i raccordi sembrano essere stretto e sigillato. </li><li> Una volta che tre prove sono state eseguite e lo sperimentatore ha fiducia nella capacità di controllare DO, collegare la linea del gas nel gorgogliatore e bolla all&#39;equilibrio di nuovo. </li><li> Bubble all&#39;equilibrio collegando la linea del gas 3 mm di diametro nel gorgogliatore acquario e iniziare l&#39;aggiunta di aria ambiente in acqua fino alla concentrazione diossigeno nell&#39;acqua non aumenta o cambiate per 3 min. </li><li> Una volta in equilibrio, fermare spumeggiante e unseal del pallone. </li></ol> 4. Stonefly Esperimento Push-up <ol><li> Dividere il numero totale di stoneflies per il numero di osservatori per determinare il numero di prove da eseguire. </li><li> Determinare diversi livelli di DO tra 2 e 10 mg / L per valutare la risposta comportamentale di plecotteri (numero di flessioni). </li><li> Impostare un pallone per ogni prova e aggiungere un numero uguale di plecotteri in quanto vi sono osservatori il recipiente (4 stoneflies all&#39;interno di questo disegno), posizionare la sonda e il tubo di nuovo nel pallone, poi richiudere il pallone con il tappo di gomma. Nota: Un primo DO concentrazione di 10 mg / L è stato scelto come il primo punto di osservazione in quanto era la concentrazione DO del torrente da cui sono stati campionati i stoneflies. </li><li> Una volta che l&#39;acqua è a 10 mg / L facendo gorgogliare di seguito i passaggi 2,10-2,11, registrare la temperatura dell&#39;acqua a partire e lasciare laplecotteri da allegare al substrato di roccia nel pallone. </li><li> Assegnare solo un osservatore a guardare un singolo Stonefly per garantire un conteggio preciso del comportamento push-up, che è il movimento del corpo su e giù esibita dal Stonefly. </li><li> Contare e registrare il numero di flessioni osservate nel corso di un periodo di osservazione di 3 min. </li><li> Manipolare DO al livello successivo sperimentale DO e ripetere periodo di osservazione di 3 minuti per i livelli sperimentali aggiuntivi. Nota: All&#39;interno di questo progetto sperimentale, tre diversi livelli di DO sono stati valutati. </li></ol> 5. Analisi statistica <ol><li> Per eseguire numero medio uso l&#39;analisi statistica dei push-up attraverso le quattro plecotteri in un gruppo per un determinato processo DO. </li><li> Utilizzare la libera R software di calcolo statistico 12 per eseguire una analisi della varianza (ANOVA) sul numero di push-up e le concentrazioni di DO con l&#39;ordine di ogni prova sperimentale (DO livello) e la temperatura come COVariates. Analizzato DO come livelli discreti di un singolo fattore. </li><li> Utilizzare un test di normalità di Anderson-Darling residui per verificare la normalità 13. </li><li> Eseguire una regressione lineare sui dati tracciando il numero medio di push-up contro le concentrazioni di fare. </li></ol>

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</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

passaggi critici Questa procedura fornisce un modo semplice ed efficace per manipolare fare in un ambiente di laboratorio per eseguire studi comportamentali sugli organismi acquatici. Abbiamo trovato lì per essere diversi critici passi / oggetti di essere a conoscenza di quando si esegue questo esperimento che direttamente correlata ai risultati. All&#39;interno di un processo, è fondamentale per mantenere la pressione della camera per evitare variazioni della pressione parziale del gas sopra l&#39;acqua, e la su...

ossigeno disciolto (DO) è un parametro fisico-chiave importante nel mediare una serie di processi biologici ed ecologici all&#39;interno degli ecosistemi acquatici. Le esposizioni verso ipossia acuta e cronica sub-letali di ridurre i tassi di crescita in certi insetti acquatici e riducono la sopravvivenza degli insetti esposti 1. Questo protocollo è stato sviluppato per fornire un metodo controllato per manipolare i livelli facciamo in acqua corrente per osservare gli effetti sul comportamento animale. Dal momento che la sopravvivenza tutti gli organismi acquatici aerobici che dipende dalla concentrazione di ossigeno per vivere e riprodursi, i cambiamenti nella concentrazione di DO sono spesso riflettono in cambiamenti comportamentali da parte di organismi. Altri invertebrati acquatici mobili e pesci sono stati osservati per rispondere a basse concentrazioni di ossigeno (ipossia) attraverso la ricerca di locali con una maggiore DO 2,3. Per gli organismi acquatici mobili meno, adattamenti comportamentali per aumentare l&#39;assunzione di DO può essere l&#39;unica opzione praticabile. L&#39;ordine di macroinvertebrati acquatici di PlecOPTera (Stonefly) è stato notato per eseguire movimenti &quot;push-up&quot; per aumentare il flusso di acqua, e l&#39;assorbimento di ossigeno, attraverso le loro branchie esterne 4 - 6. Tali comportamenti adattativi sono stati osservati negli ambienti naturali e in esperimenti di laboratorio. manipolazione Laboratorio di DO in acqua apre notevoli opportunità per gli studi del comportamento animale, ma esistono lacune significative nella distribuzione metodologica. Per esempio, uno studio ha utilizzato grandi acquari per valutare il tempo di risposta fisiologica di persico trota (Micropterus salmoides) per ambienti di ipossia seguito gassificazione con l&#39;azoto, ma i dettagli scarsa è dato per la metodologia 7. Un altro studio condotto su Zebra pesce (Danio rerio) descritta utilizzando gas di azoto e una pietra porosa per fornire il gas per l&#39;acqua e ridurre il DO dell&#39;acqua 8. Per applicazioni chimica basata, metodi per la degasificazione di solventi utilizzano specializzatoApparecchi 9 - 11 per rimuovere ossigeno da solventi, ma non sarebbe adatto per studi sul comportamento animale. Mentre questi studi impiegano metodi per rimuovere ossigeno da acqua, nessun metodo descrittivo potrebbe essere identificato che permetterebbe valutazione del comportamento animale in risposta ai cambiamenti DO. Questo metodo descritto qui di seguito è un tentativo di descrivere completamente un protocollo per la manipolazione di DO di acqua utilizzando gas azoto. Inoltre, questo metodo è stato sviluppato verso osservando le relazioni tra comportamento Stonefly (flessioni) e DO che è stato impiegato in un laboratorio di biologia a livello di matricola. Uno dei principali vantaggi di questo metodo è che può facilmente essere eseguita all&#39;interno di un laboratorio con vetro e di prodotti accessibili alla maggior parte degli istituti di istruzione secondaria e superiore comune. Il protocollo è anche facilmente adattabile, permettendo alle persone di scalare la procedura per raggiungere gli obiettivi stabiliti per le applicazioni di ricerca e di insegnamento. </p&gt;

<table><tbody><tr><td>Pallone filtrante 2 L</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td></td></tr><tr><td>Tappo in gomma misura 6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z164534</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene 180 Tubo in plastica trasparente</td><td>Thermo Scienfitic</td><td>8001-1216</td><td></td></tr><tr><td>Whisper 60 pompa ad aria</td><td>Tetra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubo flessibile standard della linea dell'aria</td><td>Penn Plax</td><td>ST25</td><td></td></tr><tr><td>0,25 pollici Tubo in rame</td><td>Lowes Home Improvement</td><td>23050</td><td></td></tr><tr><td>Portagomma maschio</td><td>Grainger</td><td>5LWH1</td><td></td></tr><tr><td>Connettore femmina</td><td>Grainger</td><td>20YZ22</td><td></td></tr><tr><td>Misuratore di ossigeno disciolto per impieghi gravosi</td><td>Extech</td><td>407510</td><td></td></tr><tr><td>Azoto gassoso</td><td>Matheson TRIGAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Radnor AF150-580 Regolatore</td><td>Airgas</td><td>RAD64003036</td><td></td></tr></tbody></table>

un approccio semplice per manipolare ossigeno disciolto per osservazioni comportamento animale

A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

La capacità di manipolare ossigeno disciolto (DO) in un ambiente di laboratorio ha un&#39;applicazione significativo per indagare su una serie di domande comportamento ecologico e degli organismi. Il protocollo qui descritto fornisce un metodo semplice, riproducibile e controllato per manipolare DO per studiare risposta comportamentale in organismi acquatici ottenuti da ipossia e condizioni anossiche. Durante l&#39;esecuzione di degassificazione di acqua con azoto è comunemente usato in laboratorio, nessun metodo esplicita per ecologica applicazione (acquatico) esiste nella letteratura, e questo protocollo è il primo a descrivere un protocollo per degassano acqua per osservare risposta organica. Questa tecnica e il protocollo sono stati sviluppati per l&#39;applicazione diretta di macroinvertebrati acquatici; Tuttavia, piccoli pesci, anfibi e altri vertebrati acquatici potrebbero essere facilmente sostituiti. Esso consente una facile manipolazione dei livelli DO vanno da 2 mg / L a 11 mg / L con stabilità fino ad un periodo di osservazione animali-5 min.Al di là di un periodo di 5 minuti di osservazione la temperatura dell&#39;acqua ha cominciato a salire, ed a 10 min DO livelli è diventato troppo instabile per mantenere. Il protocollo è scalabile per l&#39;organismo studio, riproducibile e affidabile, consentendo una rapida implementazione in laboratori didattici introduttivi e applicazioni di ricerca di alto livello. I risultati attesi di questa tecnica dovrebbe riferirsi sciolto modifiche ossigeno alle risposte comportamentali degli organismi.

<html> Sei prove del setup descritto sono stati eseguiti da 24 matricole studenti universitari in un ambiente di laboratorio didattico per quantificare il numero di push-up plecotteri in atto in risposta a differenti concentrazioni DO in acqua. Il numero medio di push-up eseguito all&#39;interno di un livello di DO e all&#39;interno di ogni processo è stato riunito per tracciare push-up contro il livello di DO nella figura 2. Un&#39;ANOVA è stata eseguita inizialmente uti...

Questo articolo descrive un protocollo semplice e riproducibile per manipolare le condizioni di ossigeno disciolto in un ambiente di laboratorio per gli studi di comportamento animale. Questo protocollo può essere utilizzato in entrambe le impostazioni di insegnamento e laboratorio di ricerca per valutare la risposta organismal di macroinvertebrati, pesci, anfibi o alle variazioni di concentrazione di ossigeno disciolto.

Un approccio semplice per manipolare ossigeno disciolto per Osservazioni Comportamento animale

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

L'obiettivo generale di questo metodo è manipolare in modo efficace e graduale le condizioni di ossigeno disciolto (DO) in un ambiente di laboratorio, al fine di osservare le risposte comportamentali di animali acquatici. L'aspetto interessante di questo metodo è che può trovare applicazione in numerosi esperimenti sul comportamento animale.Sia per vertebrati che per invertebrati. Il principale vantaggio di questa tecnica è che può essere utilizzata sia per l'insegnamento in aula che per scopi di ricerca. In un sito campione selezionato, entro un'ora di trasferimento dal laboratorio, utilizzare le procedure standard con rete da calciatura per raccogliere almeno 35 mosche della pietra.Dal corso d'acqua, raccogliere quattro litri di acqua per acquario. Più tre litri aggiuntivi per ogni esperimento. Nonché diverse rocce con un diametro massimo di due centimetri.Di ritorno in laboratorio, distribuire le rocce in acquari posizionati in un frigorifero, impostando la temperatura registrata nel sito del corso d'acqua. Aggiungere quindi quattro litri di acqua del corso d'acqua a ciascun acquario. Successivamente, aggiungere da 20 a 30 plecoperi a ciascun acquario.E posizionare un sasso aera

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Questo paper come utilizzare camere di ipossia a flusso continuo per generare atmosfere con concentrazioni definite di...

La creazione di ambienti definiti gassosi Per studiare gli effetti dell&#39;ipossia sulla<em&gt; C. elegans</em

Qui, presentiamo piccole incubazioni di nuclei per la misura dello scambio di sedimenti-acqua, gas e soluti. Questi forniranno misurazioni affidabili dello scambio sedimento-acqua che valutano il ruolo dei sedimenti nell'influenzare i processi biologici e biogeochimici negli ecosistemi acquatici.

La Borsa bentonici di O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrienti disciolti Utilizzo piccolo nucleo Incubazioni

Introduciamo un nuovo sistema di camera ipossia per uso con organismi acquatici come embrioni di rana e zebrafish. Il nostro sistema è semplice, robusto, conveniente e consente l'induzione e la suscettibilità di ipossia in vivo e fino a 48 ore. Presentiamo 2 metodi riproducibili per monitorare l'efficacia dell'ipossia.

Induzione di ipossia in rana vivente e embryos zebrafish

Come i mitocondri sono solo una piccola percentuale della cellula vegetale, hanno bisogno di essere purificato per una serie di studi. I mitocondri possono essere isolati da una varietà di organi vegetali di omogeneizzazione, seguita da centrifugazione in gradiente di differenziale e densità per ottenere una frazione altamente purificata mitocondriale.

Isolamento e misure respiratoria dei mitocondri da Arabidopsis thaliana

Comprendere le risposte comportamentali di bivalvi sospensione-alimentatori alle variabili ambientali, come l'ossigeno disciolto, può spiegare alcuni processi dell'ecosistema. Abbiamo sviluppato un monitor economico, basato sul laboratorio, strain-gauge (SGM) per misurare le risposte di gape valvola di ostriche, Crassostrea virginica, ipossia diel-ciclismo e pH ciclica.

Un Monitor di Strain Gauge (SGM) per misurazioni continue di Gape valvola nei molluschi bivalvi in risposta all'ipossia laboratorio indotto Diel-ciclismo e pH

Qui presentiamo un protocollo per la purificazione della proteina anaerobica, la concentrazione di proteina anaerobica e successiva caratterizzazione cinetica utilizzando un sistema di elettrodi di ossigeno. Il metodo è illustrato utilizzando l'enzima Giuroma90, un enzima diossigenasi che è più stabile e attivo quando purificato e conservati in un ambiente anaerobico.

Purificazione della proteina anaerobica e analisi cinetica tramite elettrodo di ossigeno per lo studio di inibizione e attività di Dioxygenase di Giuroma90

Qui viene presentato un metodo/struttura economica e trasportabile per misurare la produttività primaria dei tappeti microbici in condizioni di temperatura e luce ambientali effettive in situ . La configurazione sperimentale si basa su materiali ampiamente disponibili e può essere utilizzata in varie condizioni, offrendo al contempo i vantaggi dei modelli di laboratorio.

Un metodo a basso costo per misurare la produttività primaria in situ delle comunità periphyton delle acque leniche

La respirometria coulometrica è ideale per misurare il tasso metabolico di piccoli organismi. Quando è stato adattato per Drosophila melanogaster nel presente studio, il consumo di O2 misurato era all'interno dell'intervallo riportato per D. melanogaster selvatico da studi precedenti. Il consumo di O2 per mosca da parte dei mutanti CASK , che sono più piccoli e meno attivi, è stato significativamente inferiore rispetto al wildtype.

Misurazione del consumo di O2 in Drosophila melanogaster mediante microrespirometria coulometrica

Questo protocollo presenta un metodo per la fabbricazione di un chip microfluidico a doppio strato e l'analisi della crescita microbica in presenza di rapide oscillazioni di ossigeno. Le prestazioni del dispositivo sono state convalidate attraverso il rilevamento dell'ossigeno nei canali dei fluidi e nella coltivazione microbica.

Creazione di rapide oscillazioni dell'ossigeno nell'analisi della crescita microbica di singole cellule utilizzando un dispositivo microfluidico a doppio strato

Un intero test marcatura già cella con Burkholderia sartisoli RP037-Mche è stato sviluppato per rilevare frazioni di un contaminante organico (cioè, fluorene) disponibile per la degradazione batterica dopo trasporto attivo da miceli ponte pori pieni d'aria in un sistema modello insaturo acqua.

A Whole marcatura già cellulare approccio per valutare i trasporti e la biodisponibilità di contaminanti organici in acqua insaturi Sistemi

Impara a manipolare l'ossigeno disciolto in laboratorio per studiare il comportamento di animali acquatici come macroinvertebrati, pesci e anfibi. Questo metodo riproducibile è ideale per la didattica e la ricerca scientifica.

Un approccio semplice per manipolare ossigeno disciolto per Osservazioni Comportamento animale

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