Name: Valutazione della efficacia e la tossicità degli RNA targeting HIV-1 Produzione per luso in gene terapia farmacologica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 3 s
Description: Scopri come valutare l'efficacia e la tossicità di RNA mirati alla produzione di HIV-1 per la terapia genica. Questo metodo consente lo screening simultaneo di shRNA, siRNA, ribozimi e decoy RNA con tempi rapidi.

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Il lavoro qui presentato è stato sostenuto dal Canadian Institutes of Health Research (CIHR) (concede DCB-120266, PPP-133.377 e 348.967 HBF-a AG).

1. Cellule e trasfezioni <ol><li> Culture cellule HEK 293T in terreno di Eagle modificato di Dulbecco (DMEM) supplementato con 10% siero fetale bovino (FBS) e 1% di penicillina / streptomicina. Preparare una sospensione 2 x 10 5 cellule / ml nel terreno di coltura cellulare. Aggiungere 500, 100 e 1.000 ml di sospensione cellulare in ciascun pozzetto di 24 pozzetti, 96 e 12 pozzetti, per la produzione virale, la vitalità delle cellule e saggi di attivazione immunitaria, rispettivamente (Figura 2A). </li><li> Mescolare delicatamente i piatti e li incubare O / N a 37 ° C con 5% di CO 2. Crescere le cellule a 50-70% di confluenza. </li><li> Secondo un piano di trasfezione, preparare diluizioni di RNA di prova e dei loro controlli in provette da 1,5 ml (micro esempio, la figura 2B). <ol><li> Per il saggio di produzione virale, preparare un 10 ng / ml di diluizione di HIV-1 plasmide di espressione e aggiungere 10 microlitri in ciascun tubo. Successivo preparare 5 micron diluizioni di RNA di prova e un RN controllo negativoA. Aggiungere 2,5 o 10 ml di ogni RNA di prova e la diluizione di controllo negativo ai corrispondenti tubi per 25 o 100 concentrazioni finali nm. </li><li> Per il test di vitalità cellulare, preparare 5 pM diluizioni di RNA di prova e 10 mg / ml di diluizione dell&#39;RNA controllo positivo, a basso peso molecolare Poly I: C. Aggiungere 2 ml di RNA test o diluizioni di controllo RNA positivi ai corrispondenti tubi per 100 nm o concentrazioni finali ml 200 mg /, rispettivamente. </li><li> Per il saggio attivazione del sistema immunitario, aggiungere 20 ml di RNA test o diluizioni di RNA di controllo positivo previste al punto 1.3.2. ai corrispondenti tubi di 100 nm o 200 mg / ml concentrazione finale rispettivamente. Nota: Per il test di RNA plasmidi di espressione, preparare 10 ng / diluizioni microlitri al posto dei 5 micron diluizioni di RNA di prova, dando importi finali di 25 e 100 ng per passo 1.3.1. e 100 ng per passi 1.3.2. e 1.3.3. </li></ol></li><li> Aggiungere 50, 25 o 75 ml di DMEM ad ogni provetta trasfezione per prod viraleuzione, la vitalità delle cellule e saggi di attivazione del sistema immunitario, rispettivamente. Per i saggi di produzione virale, portare le cellule e tubi trasfezione preparati per un 3 (BSL3) laboratorio di livello di bio-sicurezza prima del passaggio successivo. </li><li> Aggiungere 2 ml di trasfezione reattivo sequenzialmente i tubi di trasfezione e incubare 15 a 20 minuti per consentire di formare complessi. Vedere la tabella dei materiali per la specifica del reagente di trasfezione da utilizzare. </li><li> Aggiungere la miscela di trasfezione da ciascuna goccia a goccia alle posizioni corrispondenti nelle piastre di coltura cellulare tubicino. Agitare delicatamente e incubare le piastre per 48 ore a 37 ° C con 5% di CO 2. </li><li> Misura HIV-1 di produzione (sezione 2), la vitalità cellulare (sezione 3) e l&#39;attivazione immunitaria (sezione 4) nelle piastre di coltura cellulare (Figura 2C). </li></ol> 2. Assay La produzione virale <ol><li> Rimuovere le piastre di coltura cellulare di 24 pozzetti da incubatore e mescolare delicatamente le piastre all&#39;interno della coltura cellulare BSL3cappuccio. Trasferire 150 pl di surnatante da ogni pozzetto ad un corrispondente bene in una piastra inferiore 96 pozzetti piatta, che sarà utilizzato per quantificare HIV-1 di produzione. Nota: saggi titolazione virale comuni includono misurando l&#39;espressione della proteina del capside di HIV-1 (p24) by enzyme-linked test immunoenzimatico (ELISA) 20, quantificando RNA virale mediante trascrizione inversa reazione a catena della polimerasi (RT-PCR) 21 e misurando l&#39;attività di HIV-1 RT enzima. I passaggi da 2.2 a 2.5 spiegare i metodi per quantificare l&#39;HIV-1 RT attività 13,15,16. </li><li> Trasferimento 5 ml di surnatante in pozzetti in una piastra a 96 pozzetti, contenente 25 ml di una perturbazione virale cocktail 15 (Tabella 1). Incubare la miscela per 5 minuti a temperatura ambiente e trasferire la piastra ad una workstation radioattività. Nota: Step 2.2. è necessaria solo se una workstation radioattività non è disponibile in laboratorio BSL3. Se le piastre non devono essere rimossi dallaboratorio BSL3, procedere al punto 2.3. e aggiungere 50 ml di radioattivi / virale perturbazione cocktail (Tabella 1) al posto dei 25 ml di cocktail radioattivi. </li><li> Preparare una radioattivo cocktail 15 (Tabella 1), e aggiungere 25 ml a ciascun pozzetto di surnatante virale e cocktail interruzioni. Incubare le piastre a 37 ° C per 2 ore. </li><li> Spot 5 ml di miscela di reazione su piazze corrispondenti in una fibra di vetro Di Etile Amino etilico (DEAE) carta filtermat e consentire le macchie asciugare per 10 minuti. Spot la miscela di reazione su ogni altro quadrato in modo che non esistono due campioni Boarder direttamente l&#39;un l&#39;altro. Ciò consente di evitare cross-over tra i campioni per determinare i conteggi per minuto (cpm) al punto 2.6. </li><li> Lavare le carte 5X per 5 minuti con 2x salina citrato di sodio (SSC) tampone (Tabella 1), seguito da due 1 min lavaggi con etanolo al 95%. Lasciare le carte a secco e sigillarli in sacchetti di campionamento. </li><li> Clip portacampionari containing la carta filtermat in una cassetta ed inserire la cassetta in un contatore a scintillazione micropiastra. Impostare il contatore di leggere CPM per 32 P, con la data di riferimento previsto per la partita di [32 P] dTTP utilizzato nell&#39;esperimento. Selezionare quali campioni da letto utilizzando la mappa piatto e avviare il contatore. </li><li> Per qualsiasi metodo titolazione virale, dividere i valori ottenuti per ciascun RNA test il controllo negativo adiacente e moltiplicare tale valore per 100 per ottenere la percentuale di inibizione di HIV-1 di produzione per ciascun replicato degli RNA prova. Un esempio dei risultati confrontando i diversi RNA di prova, a diverse concentrazioni è fornita in figura 3. </li></ol> 3. vitalità cellulare Assay <ol><li> Rimuovere le piastre a 96 pozzetti dall&#39;incubatore e aggiungere 20 ml di 5 mg / ml MTT (3- [4,5-dimetil-2-tiazolil] -2,5-difenil-2H-tetrazolio bromide) diluito in tampone fosfato di Dulbecco ( DPBS) in ciascun pozzetto. Incubare le piastre Fo 3 ore a 37 ° C. </li><li> Aggiungere 150 ml di isopropanolo acidificato con detergente (1% NP-40, 4 mM HCl in isopropanolo) a ciascun pozzetto ed incubare le piastre per 2 ore a RT. </li><li> Determinare l&#39;assorbanza a 570 nm in uno spettrofotometro per micropiastre. </li><li> Calcolare il metabolismo MTT relativo per ciascun controllo e test di RNA positivo dividendo il valore ottenuto per ciascun campione per il controllo trasfezione adiacente. Un esempio dei risultati confrontando i diversi RNA di prova e un controllo positivo è fornito in Figura 4. </li></ol> 4. Immune attivazione del test <ol><li> Rimuovere le piastre da 12 pozzetti da incubatore e aspirare il terreno di coltura. Lavare delicatamente le cellule due volte con DPBS e aggiungere 70 ml di tampone di lisi freddo 22 (tra cui proteasi e fosfatasi inibitori, Tabella 1) in ciascun pozzetto. Incubare le piastre per 10 minuti in ghiaccio. </li><li> Trasferimento lisati cellulari per tubi micro e veloce congelarli immergendo iltubi in azoto liquido. Consentire ai campioni di scongelare e ripetere per altri 2 cicli di gelo e disgelo, per un totale di 3. </li><li> Centrifugare i lisati per 15 minuti a 4 ° C, 15.700 xg, per far sedimentare i detriti cellulari. Trasferire il surnatante in nuovi tubi micro e determinare la concentrazione di proteine ​​con il metodo 23,24 Coomassie blu (Bradford). </li><li> Risoluzione 75 mg di proteine ​​di ogni campione in un gel di poliacrilammide denaturante al 10% e trasferimento su membrana di nitrocellulosa come precedentemente descritto 25,26. </li><li> Dopo elettroforesi e trasferimento ad una membrana, rivelare bande proteiche incubando la membrana Ponceau S (Tabella 1) per 1 min seguita da lavaggio con acqua bidistillata. Utilizzare le bande e scaletta proteine ​​come guida per tagliare la membrana 80 e 55 kDa. Nota: Nel passo 4.4 campioni possono essere eseguiti su 16 x 18 cm 2 gel scorrimento a 34 kDa, in modo che sia facile da tagliare la membrana nelle posizioni specificate e non tagliare ilbande di interesse. In alternativa, alcuni gel possono essere eseguiti con gli stessi campioni per evitare di tagliare la membrana. </li><li> Lavare la colorazione Ponceau S con soluzione salina Tris tamponata contenente 0,05% di Tween 20 (TBST, Tabella 1). Aggiungere TBST con latte non grasso 5% per coprire completamente le membrane. Incubare le membrane a temperatura ambiente con agitazione per 1 ora. </li><li> Incubare le membrane O / N in TBST con 3% di albumina sierica bovina (BSA) e anticorpi diluito a 1 su 1.000 contro ADAR1 (110 e 150 kDa), fosfo-PKR (62 kDa), e fosfo-IRF3 (47 kDa), per i primi, basso e intermedio pezzi della membrana, rispettivamente. </li><li> Lavare le membrane 5X per 5 minuti con TBST e incubare in TBST con latte 5% senza grassi e di capra anti-coniglio anticorpi secondari perossidasi (diluito a 1 su 5.000) per 1 ora. </li><li> Lavare il membrane 5x per 5 minuti con TBST e applicare la soluzione elettrochemiluminescenza (ECL) per visualizzare le bande in film, secondo le istruzioni del produttore. </li><li> Dopo visualizzare le bande proteiche su film, lavare i pezzi intermedia ea valle della membrana per 10 minuti con una soluzione di anticorpi stripping. Incubare le membrane O / N in TBST con 3% di BSA e anticorpi contro PKR totale (a 1 a 500) e IRF3 (a 1 su 1.000), per la metà e pezzi di fondo, rispettivamente. Ripetere i punti 4.8. e 4.9. utilizzando marcato con perossidasi di capra anti-topo al posto del anticorpo secondario anti-coniglio per la membrana PKR (centro). </li><li> Lavare il pezzo inferiore della membrana 5x per 5 minuti con TBST e incubare la membrana in TBST con 3% BSA per 1 ora con un anticorpo contro actina (diluito 1 a 5000). Ripetere i punti 4.8. e 4.9. utilizzando marcato con perossidasi di capra anti-topo al posto del anticorpo secondario anti-coniglio. Un esempio dei risultati che confrontano diversi RNA di prova e un controllo positivo viene fornito nella Figura 5. Vedere la tabella di materiali per i anticorpi specifici da utilizzare. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

L&#39;HIV-1 test di produzione, definita è stata effettuata utilizzando cellule HEK293T (Figura 2) ed è simile a dosaggi utilizzati per lo screening HIV-1 RNA per ribozyme efficace 13, shRNA 10,29, siRNA 30, e U1i RNA siti 11,31 bersaglio. Utilizzando diversi metodi per quantificare l&#39;HIV-1 di produzione, la maggior parte degli studi hanno misurato la produzione virale 48 ore dopo la co-trasfezione di HIV-1 RNA plasmide con candidati. Dopo la produzione di...

Una limitazione di corrente trattamenti HIV-1 è che devono essere somministrati cronicamente per prevenire la progressione della malattia. Trapianto di HIV-1 resistenti linfociti T, o cellule staminali ematopoietiche, ha il potenziale per fornire un controllo a lungo termine della replicazione dell&#39;HIV-1 in assenza di terapia farmacologica 1,2 e può anche essere un approccio efficace per raggiungere un HIV-1 cura 3. Un modo per rendere le cellule resistenti alla replicazione dell&#39;HIV-1 è quello di inserire uno o più geni che codificano per anti-HIV-1 RNA o peptidi nelle cellule di un individuo infetto durante un trapianto autologo 4. Diversi candidati-HIV-1 anti-geni sono stati progettati con alcuni studi clinici che entrano in combinazioni di due o tre 5 6, per prevenire lo sviluppo di HIV-1 resistenza a qualsiasi singolo gene. Anti-HIV-1 RNA sono tra i primi candidati per la terapia genica combinazione a causa del loro basso potenziale per suscitare risposte immunitarie e perchésono trascritti da sequenze geniche molto brevi. Alcuni-HIV-1 anti-RNA sono stati progettati per colpire l&#39;ingresso e l&#39;integrazione virale. Tuttavia, la maggior parte degli RNA anti-HIV-1 Target passaggi post-integrazione nel ciclo di vita virale (Figura 1). Inibitori post-integrazione includono RNA decoy, mira le HIV-1 Tat proteine ​​regolatrici o Rev 1, e RNA antisenso a base, il targeting siti diversi in HIV-1 RNA, come ribozimi 7, 8 e shRNAs U1i RNA 9. I metodi che sono stati utilizzati per confrontare l&#39;efficacia di anti HIV-1-RNA includono il monitoraggio replicazione virale in cellule trasdotte con i geni codificanti per RNA candidati e misurando la produzione virale in cellule trasfettate con plasmidi esprimenti RNA candidati e uno di HIV-1 plasmide di espressione 10 -13. Abbiamo usato in precedenza un test di produzione di HIV-1 per lo screening HIV-1 RNA per il nuovo ribozima siti bersaglio 13-15. Questi metodi sono stati dal raffinato per ottimizzare il formato di un RNAmolecola interferenze espresso dal DNA plasmide come shRNA o consegnato come siRNA sintetico 16. Il test misura la produzione di virus maturi dalle cellule 293T umane embrionali renali (HEK), e può essere utilizzato per confrontare gli effetti degli inibitori che colpiscono fasi post-integrazione nel ciclo di replicazione dell&#39;HIV-1 (Figura 1). Per gli inibitori che colpiscono fasi di pre-integrazione, sono necessari test alternativi come una prova di infettività delle cellule TZM-bl 17 per valutare l&#39;efficacia antivirale. I principali problemi di sicurezza per la fornitura di anti-HIV-1 RNA nella clinica includono potenziali effetti fuori bersaglio sulla RNA umani o proteine, e l&#39;attivazione dei sensori del sistema immunitario innato. Per valutare la tossicità di anti-HIV-1 siRNA, abbiamo utilizzato un test di vitalità cellulare in diverse linee cellulari 16. Abbiamo anche misurato attivazione dei doppi sensori immuni RNA incagliati, RNA proteina chinasi attivata R (PKR) e Toll like receptor 3 (TLR3), nonché expressione dell&#39;interferone stimolato gene, p150 ADAR1. Questi saggi possono essere usati per confermare che l&#39;efficacia anti-HIV-1 RNA non è dovuto ad effetti indiretti sulla vitalità cellulare o attivazione del sensore immunitaria. Sono anche utili per escludere RNA candidati potenziali tossicità di ulteriore sviluppo. Nelle seguenti protocolli, le procedure per identificare nuovi RNA terapeutici e ottimizzare il formato di quelli esistenti sono descritti. I metodi sono utili per gli inibitori della post-integrazione a base di screening di RNA di HIV-1 replicazione e potrebbero essere adattati per lo screening altri inibitori post-integrazione, come ad esempio piccole molecole di targeting Rev esportazione mediata di RNA virale 18 o CRISPR / sistemi Cas progettato per indirizzare integrato HIV-1 DNA 19.

<table><tbody><tr><td>DMEM HyClone</td><td>GE Healthcare</td><td>SH30243.01</td><td></td></tr><tr><td>FBS HyClone</td><td>GE Healthcare</td><td>SH30396.03</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina/Streptomicina Gibco</td><td>Thermo Fisher</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Piastre per colture cellulari, 96 pozzetti, 24 pozzetti, 6 pozzetti.</td><td>Corning</td><td>353075, 353047, 353043</td><td></td></tr><tr><td>Micro provette Axygen</td><td>Corning</td><td>311-08-051</td><td></td></tr><tr><td>Poly I:C</td><td>InvivoGen</td><td>3182-29-6</td><td></td></tr><tr><td>DharmaFECT-1</td><td>Dharmacon</td><td>T-2001-01</td><td>reagente di trasfezione per RNA sintetici</td></tr><tr><td>TransIT-LT1</td><td>Mirus</td><td>MIR 2300</td><td>reagente di trasfezione per plasmidi di espressione di RNA</td></tr><tr><td>Nonidet P40 (NP-40)</td><td>USB</td><td>19628</td><td></td></tr><tr><td>[32P]dTTP</td><td>Perkin Elmer</td><td>BLU505H</td><td></td></tr><tr><td>modello di RNA poli(A)&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10108626001</td><td></td></tr><tr><td>oligo(dT)12-18 Primer DNA</td><td>Thermo Fisher</td><td>18418-012</td><td></td></tr><tr><td>DEAE carta filtrante&nbsp;</td><td>Perkin Elmer</td><td>1450-522</td><td></td></tr><tr><td>Contatore a scintillazione per micropiastre</td><td>Perkin Elmer</td><td>1450-024</td><td></td></tr><tr><td>MTT</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M-2128</td><td></td></tr><tr><td>DPBS HyClone</td><td>GE Healthcare</td><td>SH30028.02</td><td></td></tr><tr><td>Spettrofotometro per micropiastre</td><td>Bio-rad</td><td>1706930</td><td></td></tr><tr><td>Compresse tampone per lisi</td><td>Roche</td><td>4693159001, 4906837001</td><td>Inibitori della proteasi e della fosfatasi</td></tr><tr><td>Microcentrifuga</td><td>Eppendorf</td><td>5415R</td><td></td></tr><tr><td>Reagente Bradford</td><td>Bio-rad</td><td>500-0006</td><td></td></tr><tr><td>Camera di corsa in gel</td><td>Hoefer</td><td>SE600</td><td></td></tr><tr><td>Cella di trasferimento semi-secca</td><td>Bio-rad</td><td>1703940</td><td></td></tr><tr><td>Scala proteica EZ-Run</td><td>Thermo Fisher</td><td>BP3603-500</td><td></td></tr><tr><td>Membrana in nitrocellulosa</td><td>Bio-rad</td><td>162-0094</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647-1006</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione di stripping degli anticorpi</td><td>Millipore</td><td>2504</td><td></td></tr><tr><td>ECL - Pierce</td><td>Thermo Fisher&nbsp;</td><td></td><td></td>PI32106</tr><tr><td>anticorpo</td><td></td><td></td> ADAR1 <td>del Dr. B.L. Bass</td></tr><tr><td>anticorpo fosfo-T446-PKR</td><td>Abcam</td><td>ab32036</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo fosfo-S396-IRF3</td><td>Anticorpo</td><td></td> Cell Signaling 4947 <td></td></tr><tr><td>PKR</td><td>del Dr. A. Hovanessian</td>Anticorpo IRF3 Anticorpo Cell Signaling 11904 Anticorpo actina <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Millipore</td><td>MAB1501</td><td></td></tr><tr><td>capra marcata con perossidasi anti-coniglio</td><td>KPL</td><td>474-1506</td><td></td></tr><tr><td>capra marcata con perossidasi anti-topo</td><td>KPL</td><td>474-1806</td><td></td></tr><tr><td>Ponceau S&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>6226-79-5</td><td></td></tr></tbody></table>

valutazione della efficacia e la tossicità degli rna targeting hiv-1 produzione per l&#39;uso in gene terapia farmacologica

Evaluation of the Efficacy And Toxicity of RNAs Targeting HIV-1 Production for Use in Gene or Drug Therapy

Le terapie a piccoli RNA mirate alle fasi di post-integrazione nel ciclo di replicazione dell'HIV-1 sono tra i migliori candidati per la terapia genica e hanno il potenziale per essere utilizzate come terapie farmacologiche per l'infezione da HIV-1. Gli inibitori post-integrazione includono ribozimi, RNA a forcina corta (sh), piccoli RNA interferenti (si), RNA di interferenza U1 (U1i) e aptameri di RNA. Molti di questi sono stati identificati utilizzando saggi di co-trasfezione transitoria con un plasmide di espressione di HIV-1 e alcuni sono avanzati agli studi clinici. Oltre alle misure di efficacia, i piccoli RNA sono stati valutati per il loro potenziale di influenzare l'espressione degli RNA umani, alterare la crescita e/o la differenziazione cellulare e suscitare risposte immunitarie innate. Nei protocolli qui descritti, viene descritta una serie di saggi di trasfezione transitoria progettati per valutare l'efficacia e la tossicità delle molecole di RNA che mirano alle fasi post-integrazione nel ciclo di replicazione dell'HIV-1. Abbiamo utilizzato questi saggi per identificare nuovi ribozimi e ottimizzare il formato di shRNA e siRNA che hanno come bersaglio l'RNA dell'HIV-1. I metodi forniscono una serie rapida di saggi utili per lo screening di nuovi RNA anti-HIV-1 e potrebbero essere adattati per lo screening di altri inibitori post-integrazione della replicazione dell'HIV-1.

Uno schema generale delle procedure è mostrata in figura 2 con un piano trasfezione esempio per tre RNA di prova e un RNA di controllo fornito in Figura 2B. Per i saggi di produzione e vitalità cellulare virali, la lettura per ciascun costrutto test è normalizzata a un controllo negativo. Replicati vengono trasfettati in serie, in modo che ogni RNA test viene normalizzato al suo controllo negativo adiacente. Questo viene fatto per evitare dati imprecisi ...

Vengono descritti i metodi per valutare l'efficacia e la tossicità delle molecole di RNA che mirano alle fasi post-integrazione del ciclo di replicazione dell'HIV-1. Questi metodi sono utili per lo screening di nuove molecole e l'ottimizzazione del formato di quelle esistenti.

Valutazione della efficacia e la tossicità degli RNA targeting HIV-1 Produzione per l&#39;uso in gene terapia farmacologica

Small RNA therapies targeting post-integration steps in the HIV-1 replication cycle are among the top candidates for gene therapy and have the potential ...

L'obiettivo generale di questa procedura è confrontare l'efficacia e la tossicità di nuove RNA mirate alla produzione dell'HIV-1. Questo metodo può contribuire a identificare nuove molecole di RNA per terapie geniche o farmacologiche contro l'HIV-1, come RNA a forcina corta o RNA interferenti piccoli, ribozimi e RNA trappola. Il vantaggio principale di questa tecnica è che diversi nuovi design di RNA possono essere analizzati contemporaneamente con tempi di risposta rapidi.Sebbene questo metodo sia stato progettato per valutare nuovi farmaci a base di RNA o terapie geniche contro l'HIV, può essere applicato anche ad altri sistemi, come molecole di piccole dimensioni o applicazioni CRISPR. Abbiamo avuto per la prima volta l'idea di questo metodo quando stavamo impostando esperimenti per analizzare un elevato numero di ribozimi per i loro effetti anti-HIV. Per iniziare, preparare una sospensione di cellule renali embrionali umane 293T a due volte 10 alla quinta cellule per millilitro in DMEM con 10%FPS e 1%penicillina-streptomicina.Aggiungere 500, 100 e 1.000 microlitri di sospensione cellulare rispettivamente nei pozzetti delle piastre a 24, 96 e 12 pozzetti per i saggi di produzione virale, vitalità cellulare e attivazione immunitaria. Agitare delicatamente le piastre e incubarle durante la notte a 37 gradi Celsius con il 5% di anidride carbonica fino a raggiungere una confluenza del 50% al 70%. Per il saggio di produzione virale, preparare una diluizione di 10 nanogrammi per microlitro di un plasmide di espressione dell'HIV-1 e aggiungere 10 microlitri in ogni provetta del saggio.Successivamente, preparare delle diluizioni di RNA di prova e di un RNA di controllo negativo a cinque micromolari. Aggiungere quindi 2,5 microlitri o 10 microlitri di ciascuna diluizione di RNA di prova e di controllo negativo nei tubi corrispondenti per ottenere concentrazioni finali rispettivamente di 25 nanomolari o 100 nanomolari. Per il saggio di vitalità cellulare, preparare delle diluizioni di RNA di prova a cinque micromolari e una diluizione di RNA di controllo positivo, poli(I:C) a basso peso molecolare, a 10 milligrammi per millilitro. Aggiungere 2 microlitri delle diluizioni di RNA di prova o di RNA di controllo positivo nei tubi corrispondenti per ottenere concentrazioni finali rispettivamente di 100 nanomolari o 200 microgrammi per millilitro.Per il saggio di attivazione immunitaria, aggiungere 20 microlitri di soluzioni di RNA di prova o di RNA di controllo positivo, preparate come indicato per il saggio di vitalità cellulare, nei tubi corrispondenti per ottenere concentrazioni finali rispettivamente di 100 nanomolar o 200 microgrammi per millilitro. Successivamente, aggiungere 50, 25 o 75 microlitri di DMEM a ciascun tubo di trasfezione destinato rispettivamente alla produzione virale, al saggio di vitalità cellulare e al saggio di attivazione immunitaria. Per i saggi di produzione virale, portare le cellule e i tubi di trasfezione preparati in un laboratorio di biosicurezza di livello tre, o BSL-3, prima del passaggio successivo.Aggiungere due microlitri del reagente di trasfezione in modo sequenziale ai tubi di trasfezione e incubare da 15 a 20 minuti per consentire la formazione dei complessi. Aggiungere tutta la miscela di trasfezione da ciascun microtubo, goccia a goccia, nelle rispettive posizioni delle piastre per colture cellulari. Agitare delicatamente e incubare le piastre per 48 ore a 37 gradi Celsius e 5% di anidride carbonica.Per eseguire il saggio di produzione virale, dopo aver rimosso le piastre per colture cellulari a 24 pozzetti dall'incubatore, trasferirle nella cappa di sicurezza cellulare di livello BSL-3. Agitare delicatamente le piastre e quindi trasferire 150 microlitri di sopranatante da ciascun pozzetto a un pozzetto corrispondente in una piastra a 96 pozzetti con fondo piatto da utilizzare per quantificare la produzione di HIV-1. Trasferire cinque microlitri di sopranatante nei pozzetti corrispondenti di una piastra a 96 pozzetti contenente 25 microlitri di un cocktail di rottura virale.Dopo aver incubato la miscela per cinque minuti a temperatura ambiente, trasferire la piastra in una stazione per lavorare con sostanze radioattive. Successivamente, preparare un cocktail radioattivo e aggiungere 25 microlitri in ciascun pozzetto di supernatante virale e cocktail di rottura. Incubare le piastre a 37 gradi Celsius per due ore.Applicare cinque microlitri della miscela di reazione sui quadrati corrispondenti in una carta filtrante in fibra di vetro/DEAE e lasciare asciugare le gocce per 10 minuti. Lavare le carte con tampone 2x SSC per cinque volte, ciascuna per cinque minuti, seguito da due lavaggi di un minuto con etanolo al 95%. Lasciare asciugare le carte prima di sigillarle in buste per campioni.Riporre i campioni contenuti in sacchetti in una capsula con carta filtrante, inserire la capsula in un contatore a scintillazione per micropiastre e avviare il contatore. Per qualsiasi metodo di quantificazione virale, dividere i valori ottenuti per ciascun RNA di prova per il controllo negativo adiacente e moltiplicare questo valore per 100 per ottenere la percentuale di inibizione della produzione di HIV-1 per ciascun replicato degli RNA di prova.Per eseguire un saggio di vitalità cellulare, dopo aver rimosso le piastre a 96 pozzetti dall'incubatore, aggiungere 20 microlitri di MTT a cinque milligrammi per millilitro e DPBS in ogni pozzetto. Quindi incubare le piastre per tre ore a 37 gradi Celsius. Aggiungere 150 microlitri di isopropanolo acidificato con detergente in ogni pozzetto e incubare le piastre a temperatura ambiente per due ore.Quindi utilizzare uno spettrofotometro per micropiastre per determinare l'assorbanza a 570 nanometri. Calcolare il metabolismo relativo del MTT per ogni controllo positivo e per ciascun RNA in prova dividendo il valore ottenuto per ogni campione per il corrispondente controllo di trasfezione adiacente. Per il saggio di attivazione immunitaria, dopo aver rimosso le piastre a 12 pozzetti dall'incubatore, aspirare il mezzo di coltura e utilizzare DPBS per lavare delicatamente le cellule due volte.Quindi aggiungere 70 microlitri di tampone di lisi freddo contenente inibitori della proteasi e della fosfotasi in ogni pozzetto e incubare le piastre sul ghiaccio per 10 minuti. Trasferire i lisati cellulari in microtubi e congelarli rapidamente immergendo i tubi in azoto liquido. Dopo aver lasciato scongelare i campioni, ripetere il ciclo di congelamento-scongelamento altre due volte, per un totale di tre cicli di congelamento-scongelamento.Successivamente, centrifugare i lisati a 15.700 ×g e a 4 gradi Celsius per 15 minuti per ottenere un pellet di detriti cellulari. Poi, dopo l'elettroforesi e il trasferimento su una membrana, rivelare le bande proteiche incubando la membrana in Ponceau S per un minuto. Quindi lavarla con acqua bidistillata.Utilizzare le bande e la scala proteica come guida per tagliare la membrana a 80 e 55 kilodalton. Ora, utilizzare TBS con 0,05% TWEEN 20 o TBST per rimuovere la colorazione con Ponceau S. Aggiungere TBST con il 5% di latte scremato per coprire completamente le membrane e incubarle a temperatura ambiente con agitazione per un'ora.Trasferire le membrane in TBST contenente BSA al 3% e gli anticorpi diluiti 1:1.000 per ADAR, PKR fosforilato e IRF3 fosforilato, rispettivamente per la parte superiore, centrale e inferiore della membrana. Incubare a 4 gradi Celsius con agitazione per tutta la notte. La mattina seguente, lavare le membrane cinque volte con TBST, per cinque minuti ciascuna, prima di trasferirle in TBST contenente latte scremato al 5% e anticorpi secondari anti-coniglio marcati con perossidasi, diluiti 1:5.000, per un'ora.Dopo aver visualizzato le bande proteiche sui film, utilizzare una soluzione di stripping per lavare la parte centrale e quella inferiore della membrana per 10 minuti, prima di incubare la parte centrale della membrana con anticorpi anti-PKR e quella inferiore con anticorpi anti-IRF3. Come controllo positivo, sottoporre la membrana inferiore a sonda con anticorpi anti-Actina seguendo il protocollo descritto nel testo. Qui viene mostrato uno schema generale dei saggi con un esempio di piano di trasfezione per tre RNA di prova e un RNA di controllo.Per saggi di produzione virale e di vitalità cellulare, il risultato per ogni costrutto testato viene normalizzato rispetto a un controllo negativo. Utilizzando il saggio di produzione di HIV-1 in cellule trasfettate con un plasmide che esprime lo strain di HIV-1 NL4-3, è stato calcolato il percentuale di attività della trascrittasi inversa in cellule co-trasfettate con uno degli siRNA mostrati qui, rispetto a cellule trasfettate con un siRNA nonsenso lungo substrato del Dicer, al fine di identificare la lunghezza ottimale delle molecole di interferenza dell'RNA che bersagliano un sito conservato nell'RNA di HIV-1. Utilizzando gli siRNA più efficaci identificati, è stato determinato il percentuale di metabolizzazione del MTT nelle cellule trasfettate.Lungo l'RNA a doppio filamento, il poli(I:C) ha ridotto la vitalità cellulare solo alla dose più elevata. Non è stata osservata alcuna riduzione significativa della vitalità cellulare per gli siRNA diretti contro il sito 1498 dell'RNA di HIV-1, indipendentemente dalla loro lunghezza. Come dimostrato qui mediante blot di Western, lo stesso insieme di RNA è stato valutato nel saggio di attivazione immunitaria.In condizioni in cui il poli(I:C) attivava l'espressione di ADAR1-p150 e induceva la fosforilazione di PKR e IRF3, non è stato osservato alcun effetto significativo su nessun marcatore di inattivazione per nessuno degli RNA testati. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in sette giorni, se effettuata correttamente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante utilizzare preparazioni di alta qualità sia di RNA che di DNA per la trasfezione.Inoltre, per includere i corretti controlli negativi e positivi. Seguendo questa procedura, altri metodi come l'infezione da HIV di cellule transdotte possono essere utilizzati per valutare l'efficacia a lungo termine e la tossicità di potenziali candidati anti-HIV. Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ci ha permesso di identificare un sito bersaglio accessibile e conservato nell'RNA di HIV e di ottimizzare i formati di ribozimi, shRNA e siRNA diretti contro di esso.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come eseguire rapidamente lo screening di nuovi candidati di RNA mirati alla produzione dell'HIV per valutarne l'efficacia mediante il saggio di produzione virale e la potenziale tossicità mediante i saggi di attivazione immunitaria e di vitalità cellulare. Non dimenticare che lavorare con l'HIV e nucleotidi radioetichettati può essere estremamente pericoloso. Precauzioni come l'utilizzo di laboratori certificati per la biosicurezza e la radioattività devono essere sempre adottate durante l'esecuzione di questa procedura.

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Questo studio ha utilizzato strategie in-silico per identificare l'etravirina enumerata come un promettente agente terapeutico per l'HIV. I nostri risultati sulle interazioni molecolari e le dinamiche supportano la progettazione razionale di nuovi NNRTI come possibili alternative al trattamento dell'HIV.

Relazione quantitativa struttura-attività, previsione dell'attività e dinamica molecolare degli inibitori della trascrittasi inversa non nucleotidica

Scopri come valutare l'efficacia e la tossicità di RNA mirati alla produzione di HIV-1 per la terapia genica. Questo metodo consente lo screening simultaneo di shRNA, siRNA, ribozimi e decoy RNA con tempi rapidi.

Valutazione della efficacia e la tossicità degli RNA targeting HIV-1 Produzione per l'uso in gene terapia farmacologica

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