Name: La manipolazione genetica del patogeno per le piante Ustilago maydis Per studiare Fungal Biology and Plant Microbo Interazioni (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 42 s
Description: Impara la strategia di sostituzione genica per manipolare Ustilago maydis e generare mutanti di delezione. Questo metodo consente di collegare fenotipi specifici alle modifiche genetiche con precisione.

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Un ringraziamento particolare al Dr. Benedikt Steuten per la lettura critica del manoscritto. L&#39;opera originale sulle chitinasi è stato effettuato dal Dr. Thorsten Langner. Il laboratorio di VG è supportato dal Cluster di Eccellenza in Plant Sciences (CEPLAS, DFG EXC 1028) e BioSC, il laboratorio di KS è supportato da BioSC. KB è supportato da BioSC. Le attività scientifiche del bioeconomia Science Center (BioSC) sono stati sostenuti finanziariamente dal Ministero per l&#39;Innovazione, la Scienza e la ricerca nell&#39;ambito del NRW Strategieprojekt BioSC (n ° 313 / 323-400-00213). LF è sostenuto da una borsa di studio di dottorato del 1525 iGRADplant DFG International Group formazione alla ricerca.

1. Generazione di eliminazione costrutti <ol><li> Generare un plasmide contenente la delezione costrutto (Figura 1) comprendendo una rispettiva 1 kb fianco upstream (UF) e sul fianco valle (DF) ciascuno e la cassetta di resistenza appropriata fiancheggiata da siti di restrizione taglio smussato. NOTA: Qualsiasi strategia clonazione può essere utilizzato (per la clonazione vedi riferimento 22) si consiglia di Golden Gate clonazione per tali plasmidi 9. </li><li> Excise la cancellazione costruire dal plasmide con un taglierino smussato per ottenere 1 mg DNA della cancellazione costruire 9. Purificare la cancellazione costrutto per eliminare enzima e buffer 22 ad esempio utilizzando reagenti commerciali e seguire le istruzioni del produttore. NOTA: La spina dorsale vettore può rimanere nella miscela trasformazione. </li></ol> 2. Preparazione di protoplasti NOTA: Mantenere condizioni di sterilità in ogni momento della postaXperiment. La parete cellulare è una forte barriera protettiva che limita l&#39;accesso delle molecole alla membrana plasmatica. Per consentire l&#39;assorbimento del DNA contenente la delezione costrutto, la parete cellulare deve essere rimosso dalla parete cellulare enzimi di degradazione in una reazione protoplasting. Passaggi critici in preparazione protoplasti sono 1) la stabilizzazione osmotica del mezzo e 2) evitando sollecitazioni meccaniche sui protoplasti. <ol><li> Mark 2 ml tubi con un fondo rotondo di congelare i protoplasti e raffreddare a -20 ° C. Avviare una pre-cultura in 3 ml Yeps-luce da un piatto fresco del ceppo con il background genetico desiderato. Incubare su una ruota girevole per 24 ore a 28 ° C. NOTA: Il ceppo può essere il ceppo solopathogenic SG200 10, ceppi di tipo selvatico, ceppi tester, come AB33 23, o qualsiasi sfondo mutante per la generazione di doppi mutanti. Assicurarsi che il ceppo è privo della resistenza desiderata. </li><li> Diluire la cultura in 50 ml Yeps-luce in un flas sconcertatok ed incubare su un agitatore orbitale a 28 ° C con 200 rpm. NOTA: Il tempo di raddoppio è di circa 2 ore per i ceppi di tipo selvatico. Lasciare almeno tre duplicazioni. </li><li> Crescere fino fase esponenziale. Assicurarsi che la densità ottica, misurata ad una lunghezza d&#39;onda di 600 nm (OD 600), è di circa 0,8 (0,6 a 1,0 viene accettabile). Un OD 600 di 1,0 corrisponde a circa 1 a 2 x 10 7 U. Maydis cellule per ml. </li><li> Controllare le cellule per la contaminazione al microscopio. Utilizzare 40x. Agglomerare le cellule della completa cultura 50 ml per 5 min, 1.500 xg ed eliminare il surnatante. Risospendere il pellet in 25 ml di citrato di sodio, soluzione di sorbitolo (SCS), centrifuga 5 min, 1.500 XG, e scartare il surnatante. NOTA: contaminazioni batteriche possono essere identificati come i piccoli e spesso in movimento le cellule. Contaminazioni fungine possono essere identificati sulla base di una diversa forma di cella o dimensioni rispetto alle cellule a forma di sigaro di U. maydis. </li><li> durante centrifugation preparare soluzione protoplasting (12,5 mg / ml Trichoderma lisi enzimi, in SCS; preparare 3 ml al pellet cellulare; filtro sterilizzare attraverso un filtro 22 micron; soluzione deve essere fresco per l&#39;attività enzimatica ottimale). SCS è uno stabilizzatore osmotico per impedire la rottura di protoplasti dopo la rimozione della parete cellulare. </li><li> Risospendere il pellet in 2 ml protoplasting soluzione. Incubare per 5 a 20 min a RT e controllare al microscopio fino 30 al 40% delle cellule sono tonda o simili pinheads (Figura 2). NOTA: eseguire tutti i passi sul ghiaccio da ora in poi e gestire protoplasti con cura! </li><li> Lavare 3x 10 ml freddo (4 ° C) SCS, centrifugare a 1000 xg per 5 min. </li><li> Risospendere il pellet in 10 ml di sorbitolo freddo, soluzione TrisHCl, CaCl 2 (STC), far girare a 1000 xg per 5 minuti, scartare il surnatante. Risospendere il pellet in 1 ml freddo STC, fare aliquote di 100 microlitri nei tubi raffreddati. Congelare le aliquote a -80 ° C fino all&#39;utilizzo.</li></ol> 3. Trasformazione di U. maydis NOTA: La trasformazione di U. Maydis protoplasti basa sul polietilene glicole (PEG) metodo di trasformazione mediata, che è tecnicamente semplice e contrasto elettroporazione o trasformazione biolistic non richiede attrezzature specializzate. <ol><li> Preparare i piatti di selezione a due strati (2 piastre per reazione di trasformazione). Lo strato inferiore contiene l&#39;antibiotico in concentrazione raddoppiata. Pipettare 12 ml di RegLight contenenti 400 ug / ml igromicina (o 300 ug / ml nourseothricin o 4 mg / ml carbossina o 1 mg / ml G418) in una piastra di Petri. Evitare le bolle. NOTA: piatti di strato inferiore può essere memorizzato un paio di giorni a 4 ° C, ma preparare lo strato superiore di fresco durante la trasformazione (vedi sotto). </li><li> protoplasti Scongelare su ghiaccio (1 tubo / trasformazione). Aggiungere 1 ml di eparina (15 mg / ml). Aggiungere 1 mg DNA (costrutto linearizzato) o 10 ml H 2 </sub&gt; O (controllo dell&#39;acqua). Incubare per 10 min in ghiaccio. </li><li> Durante questo tempo, per lo strato superiore si sviluppa 12 ml liquefatti RegLight (ebollizione e raffreddare a 60 ° C) sulla piastra inferiore RegLight. NOTA: Questo strato non contiene antibiotici. </li><li> Aggiungere 500 microlitri STC / PEG (polietilenglicole) al tubo di trasformazione (3. 2) e miscelare accuratamente per inversione. Incubare 15 min in ghiaccio. </li><li> Distribuire ciascuna reazione di trasformazione su due delle piastre RegLight due strati. Stendere con attenzione e lentamente con una pipetta di vetro. Incubare le piastre in posizione verticale a 28 ° C per 5 a 7 giorni fino a quando trasformanti crescere come colonie. Ottenere circa 100-200 colonie per piastra. NOTA: I numeri più bassi potrebbero essere causati da protoplasti &quot;cattivi&quot; che o contengono parete cellulare troppo e quindi non può prendere DNA o non può rigenerare. I primi possono essere testati da trasformazione con un plasmide autoreplicante, quest&#39;ultimo testando la rigenerazione su piastre senza antibiotici. </li> &lt;li&gt; Preparare piastre Yeps-Light contenenti l&#39;antibiotico appropriato a 200 ug / igromicina ml (o 150 mg / ml nourseothricin o 2 mg / carbossina ml o 500 mg / ml G418; queste concentrazioni uguali mezzo di quello utilizzato per piastre inferiori). Re-purificare almeno 24 colonie trasformanti putativi su queste tavole. colonie singole devono essere ottenuti. Allo stesso tempo consecutive il ceppo originale su supporti non selettivo. NOTA: Le piastre possono essere conservati a 4 ° C per 1-2 settimane. </li></ol> 4. Verifica di una corretta eliminazione Eventi NOTA: Le mutazioni sono verificati in un procedimento in tre fasi (Figura 1). Innanzitutto, i candidati che contengono la copia di tipo selvatico del gene sono esclusi mediante PCR. In secondo luogo, l&#39;integrazione della cassetta di resistenza nel locus è verificata mediante PCR. In terzo luogo, l&#39;integrazione della cassetta di resistenza unica nel locus desiderato viene verificata mediante analisi Southern blot. Un&#39;attenta verifica ceppo è essential, in modo che fenotipi mutanti correlano veramente con l&#39;eliminazione. <ol><li> Prima di diagnostica PCR 20 <ol><li> Disegno primers accoppiamento nel gene da cancellare quel risultato in un prodotto di 250-600 bp (Figura 1). Tali prodotti di piccole dimensioni sono facili per amplificare in una colonia PCR, e abbastanza a lungo per il rilevamento in elettroforesi su gel standard. </li><li> Per ciascun candidato e il ceppo originale come controllo positivo, risospendere un po &#39;(quantità di uno spillo) di materiale cellulare di una singola colonia con uno stuzzicadenti in 20 microlitri 0,02 M NaOH. Incubare a temperatura ambiente per 30 min. NOTA: Utilizzare le colonie freschi. Se le piastre sono più vecchi di 1 settimana ri-striscia per ottenere una colonia fresca. </li><li> Usare 1 ml di sospensione cellulare per la PCR immediatamente. Eseguire una reazione PCR standard e analizzare frammenti risultanti. NOTA: Questi campioni non possono essere memorizzati. NOTA: i test Questo PCR per la presenza del gene di tipo selvatico e in tal modo consente una rapida identificazione di cand negativoidates in cui il gene di interesse non è stato sostituito. I cloni che producono bande in questa reazione di PCR verranno scartati. Un tale clone negativo dovrebbe comunque essere trasportato lungo come controllo negativo aggiuntivo. I candidati senza un prodotto di PCR devono essere analizzati ulteriormente. Per geni senza effetti negativi circa la metà dei candidati deve contenere il gene di tipo selvatico, mentre l&#39;altra metà non dovrebbe tradursi in una band. Ciò corrisponde ad un tasso di ricombinazione omologa del 50%. </li></ol></li><li> Secondo diagnostico PCR <ol><li> Preparazione di DNA genomico. NOTA: DNA genomico (gDNA) può essere preparato usando due diversi protocolli. Il primo riguarda i reagenti tossici come il fenolo e cloroformio e, di conseguenza, deve essere maneggiato solo da ricercatori esperti (descritti in 4.2.1.1 a 4.2.1.5), mentre il secondo può anche essere gestita da studenti meno esperti (descritti in 4.2.1.6 a 4,2. 1.11). Entrambi i protocolli funzionano in modo affidabile. Passo 4.2.1.1 è identico per entrambi ProtoCols. <ol><li> Seminare 5 ml Yeps-Light con ciascun candidato e incubare su una ruota girevole per 24 ore a 28 ° C. Goccia 2 ml di coltura su una piastra CM. Mantenere la cultura sterile. NOTA: In seguito è un protocollo standard (ATTENZIONE: gradini tossiche). </li><li> Mettere 1 misurino (~ 200 ml) di perle di vetro HCl-lavati a 2 ml tubi. Aggiungere 2 ml di U. cultura maydis. Spin 12.000 xg per 5 min. Gettare il surnatante (pellet può essere congelato in questa fase). Aggiungere 500 microlitri fenolo / cloroformio / Isoamylalcohol (25: 24: 1) al pellet. ATTENZIONE! Il fenolo è TOSSICO! </li><li> Aggiungere 500 microlitri Usti-lisi-buffer 1. Agitare per 6 a 10 minuti su un Vibrax a 1.000 giri al minuto. Verificare che il pellet è completamente risospeso, ma evitare estesa agitazione per impedire taglio del gDNA. Spin a 12.000 xg per 15 min. Trasferire 400 ml di fase acquosa nel nuovo tubo di reazione (non toccare il interfase). </li><li> Aggiungere 1 ml di 100% (v / v) etanolo. Invertire i 3x tubo di mescolare, osservare la cforte di DNA che appare a breve. Spin a 12.000 xg per 5 min. Rimuovere il surnatante e lavare con 200 ml 70% EtOH. Non risospendere il pellet in questa fase. </li><li> Rimuovere il surnatante completamente (non lasciare che il pellet asciugare completamente). Aggiungere 50 microlitri TE / RNase. Sciogliere gDNA agitando a 400 rpm a 50 ° C per 10 min. Analizzare 2 ml di gDNA su un gel di agarosio 0,8% 20. NOTA: I passaggi riportati di seguito comprendono un protocollo non tossico alternativa. </li></ol></li><li> preparazione alternativa di DNA genomico <ol><li> Mettere 1 misurino (~ 200 ml) di HCl lavato perle di vetro a 2 ml tubi. Aggiungere 2 ml di U. cultura maydis e far girare a 12.000 xg per 5 min. Gettare il surnatante (pellet possono essere congelati in questa fase). </li><li> Aggiungere 500 microlitri Usti Lysis buffer di 2 al pellet. Agitare per 5 a 15 minuti su un Vibrax a 1.000 rpm. Verificare che il pellet è completamente risospeso. </li><li> Incubare le provette a 65 ° C per 15 a 20 min. utilizzando approincubatori appropriate progettati per ospitare da 2 ml tubi è fondamentale. Poi, metterlo in ghiaccio per 5 min. </li><li> Aggiungere 100 ml 8 M acetato di potassio, vortice o invertire 8 a 10 volte. Spin 12.000 xg per 15 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Trasferimento 500 ml di surnatante in una nuova provetta da 1,5 ml e aggiungere 400 ml di isopropanolo. Vortex o invertito da 8 a 10 volte. Spin 12.000 xg per 15 min. Rimuovere il surnatante e lavare con 500 microlitri 70% EtOH. Spin 12.000 xg per 5 min. </li><li> Impregna fuori dal surnatante completamente! Alla fine, aggiungere una breve rotazione (10 sec) per rimuovere il liquido residuo. Lasciate asciugare pellet di DNA per 3-5 min. Aggiungere 50 microlitri TE / RNAase e incubare a 50 ° C per 10 a 15 min a 400 rpm. </li></ol></li><li> PCR <ol><li> Disegno due coppie di primer con uno di essi vincolante al di fuori i fianchi e la corrispondente vincolante ai cassetta di resistenza (UF-f, RC-r; RC-f, DF-r, Figura 1) 9. </li><li> Usare 1 ml di una diluizione 1:10 del gDNA di ogni candidate come modello in 2 reazioni PCR verifica del corretto inserimento monte ea valle 9. </li><li> Utilizzare le reazioni standard di PCR per ciascun candidato e analizzare conseguente frammenti 22. NOTA: Queste PCR test per l&#39;inserimento della cassetta di resistenza nella corretta locus genomico. Se i prodotti sono ottenuti per entrambe le parti, il candidato è probabile un corretto inserimento. Tuttavia, anche i candidati in cui potrebbe essere confermata solo da un lato (a monte oa valle) dovrebbero essere effettuati insieme per ulteriori analisi nel caso che le reazioni PCR semplicemente non riuscita per un fianco. </li></ol></li></ol></li><li> Verifica del corretto inserimento Genomic da Southern Blot analisi 22 <ol><li> Digest 15 ml di gDNA (4.2.1) dei candidati mutanti e la corrispondente ceppo di tipo selvatico / progenitore con un enzima appropriato che taglia fuori del locus / costruire e in aggiunta, tagli o nel gene o nella cassetta resistenza che porta a chiaramente distmodelli inguishable (Figura 1) 8. NOTA: Nessuna delle bande attese dovrebbe essere più grande di 10 kb, in modo che siano chiaramente distinguibili dal DNA non digerito. </li><li> Utilizzare il monte ed il fianco valle come sonde. Per etichettarli per esempio utilizzare il kit di etichettatura PCR DIG o qualsiasi metodo standard simile. Mescolare le sonde marcate in un rapporto 1: 1 molecolare ed eseguire la Southern blot. Mantenere almeno due trasformanti corretti indipendenti. NOTA: Il modello di tipo selvatico deve essere chiaramente rilevabile nel ceppo originale e cloni corretto dovrebbe contenere soltanto le bande attese. bande aggiuntive presenti solo nei candidati indicano altre inserzioni del costrutto in un luogo sbagliato. Tali cloni devono essere eliminate. Il candidato negativo identificato nel primo diagnostico PCR dovrebbe contenere le bande di tipo selvatico e le bande (imprevedibili in termini di dimensioni) della eliminazione costrutto torto integrato. </li></ol></li><li> Azioni glicerolo NOTA: le scorte Glicerolo servono a mantenere i cloni per anni in collezioni di deformazione. Almeno due trasformanti indipendenti dovrebbero essere conservati per ogni mutante. Questo permette fenotipi confrontando che dovrebbero essere identiche. <ol><li> Grow 5 ml culture dei ceppi mutanti confermati in Yeps-Light su una ruota girevole per 24 ore a 28 ° C Mescolare 500 ml di ogni cultura con 500 microlitri NSY-glicerolo-media. Capovolgere il tubo fino a quando la cultura e medie sono ben miscelati. Glicerolo nel mezzo previene la formazione di cristalli di ghiaccio. </li><li> Congelare a -80 ° C. Re-depositano su una parte della cultura congelata per verificare se lo stock è funzionale. </li></ol></li></ol> 5. microscopici Fenotipi <ol><li> Grow 5 ml culture di tipo selvatico e mutanti in Yeps-Light su una ruota girevole per 12 ore a 28 ° C. </li><li> Il giorno seguente, diluire la coltura ad una OD 600 di circa 0,1 e crescere finché un OD 600 tra 0,5 e 0,7. Un OD 600 di 1,0 correspcondi per circa 1 a 2 x 10 7 U. Maydis cellule per ml. </li><li> Ispezionare la morfologia delle cellule al microscopio. NOTA: Healthy cellule sembrano forma di sigaro (figura 4, WT). vacuoli pronunciati o formazione filamento indicano che le cellule sono stressati. NOTA: A seconda del fenotipo mutante previsto, l&#39;analisi può essere adattato, per esempio, se vengono utilizzati ceppi reporter di dosaggio appropriato può essere effettuato in questa fase. Se viene analisi statistica modificata dovrebbe essere condotta morfologia cellulare, ad esempio, per determinare la lunghezza media delle cellule. </li></ol> 6. Infezione Assay NOTA: Il saggio infezione piantina è stata visualizzata in precedenza in questa rivista 11. Esso può essere effettuata utilizzando un aploidi, solopathogenic sfondo ceppo come SG200 10 o mescolando i partner di accoppiamento compatibili che sia portare la mutazione. <ol><li> Crescere almeno 40 piantine di mais perceppo per 7 giorni alla luce del ciclo di 16 ore, 200 μE, 28 ° C / 22 ° C (giorno / notte). Essi dovrebbero essere nella fase 3-foglie e 10-15 cm di altezza al giorno di infezione. </li><li> Due giorni prima dell&#39;infezione, iniziare una pre-coltura dei ceppi in 5 ml Yeps-Light su una ruota girevole per 24 ore a 28 ° C. Crescere una cultura principale in 50 ml Yeps-Light fino a OD 600 = 1,0 (divisione cellulare rate = 2 ore, consentono almeno 3 divisioni, si può fare O / N). </li><li> Spin giù le cellule della cultura 50 ml a 1.500 xg per 5 minuti e scartare il surnatante. Lavare 3x con H 2 O. sterili Risospendere le cellule in H 2 O sterile ad una OD 600 di 3,0. Se necessario, mescolare i partner di accoppiamento. </li><li> Iniettare 250 - 500 ml di sospensioni di cellule staminali nel giorno del 7 vecchie piante di mais con una piccola siringa. Utilizzare H 2 O sterile come controllo. Mantenere piantine infette per altri 7-14 giorni nelle stesse condizioni di luce e temperatura. Punteggio il fenotipo di ogni pianta unecondo sano, clorosi, la formazione di antociani, piccoli tumori, tumori di grandi dimensioni, piante morte 10. NOTA: Scoring può essere fatto fin da 7 giorni e ripetuto a 14 giorni per seguire l&#39;infezione nel corso del tempo. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo protocollo descrive come generare mutanti di delezione per studi di genetica inversa a U. maydis. Il punto di partenza è un costrutto delezione che contiene sequenze fiancheggianti del gene di interessi contenente sequenze di circa 1 kb a monte dell&#39;inizio e valle del codone di stop, nonché una cassetta di resistenza appropriata come è stato precedentemente ottimizzato 7,9 . I costrutti devono essere generate singolarmente per ogni gene e controllate con cura per errori di sequenza prima d...

Ustilago maydis è un fungo modello di fitopatogeni che è stato ampiamente studiato per decenni 1,2. Esiste in due morfologie, una fase non patogeno di lievito-simili e una filamentosa, forma infettiva 3. Scoperte rivoluzionarie universali come i meccanismi di ricombinazione e riparazione del DNA omologhe sono state fatte in fase di crescita del lievito-simile di questo fungo 4. Inoltre, l&#39;interruttore morfologica al filamento e di virulenza fattori infettivi importanti per l&#39;infezione sono ben caratterizzati 5,6. La conoscenza molecolare crescente sulla biologia e la virulenza di questo fungo fuliggine si basa su una strategia di sostituzione genica semplice 7-9 supportato da un ottimo annotazione del genoma 10 e la facilità di genetica inversa utilizzando, ad esempio, la raccolta plasmide ben organizzata presso il nostro Istituto (http : //www.mikrobiologie.hhu.de/ustilago-community.html). Standardizzati, saggi di infezione rapidi nel mais seedlings consentono studi dettagliati di patogenicità fattori 11. Il genoma di U. maydis contiene circa 6.900 geni 10. Per studiare la loro funzione, possono essere eliminati singolarmente o in combinazione a causa di un sistema di ricombinazione omologa efficiente. Regioni fiancheggianti di circa 1 kb contenenti estremità perfettamente omologhe sono ideali per i tassi di ricombinazione omologa superiore al 50%, ma già 250 bp con estremità non omologhe consentono un certo grado di corretta integrazione del costrutto 9. Attualmente, cinque diverse cassette di resistenza, HYGR, cbxR, NATR, G418R, e phleoR mediare resistenza contro Hygromycin, carbossina, nourseothricin, G418 e phleomycin, sono impiegati per selezionare per trasformanti 7,9. Inoltre, la resistenza igromicina è stata sviluppata in una cassetta riciclabile (FRT-HYGR) che può essere rimosso mediante l&#39;espressione transiente di un eterologa ricombinasi FLP 12. Questo permette la rimozione della cassetta di resistenza e quindi in teoria illimitato modificazioni genetiche. Phleomycin è mutageno 13, in modo che con le nuove cassette, in particolare riciclabile cassette HYGR, l&#39;uso di phleoR sta diminuendo. Mutanti quadruple possono così essere generati utilizzando gli altri quattro cassette, ma per mutanti quintuple, il sistema FRT-HYGR è consigliato 14. Questa strategia generale gene delezione è stato trasferito con successo ad altri funghi Smut come Sporisorium reilianum 15, U. hordei 16, o U. esculenta 17 e offre quindi la possibilità di ulteriori applicazioni in organismi geneticamente ancora intrattabili con un sistema di ricombinazione omologa efficiente. Inoltre, gli organismi privi ricombinazione omologa possono essere modificati per migliorare l&#39;ingegneria genetica come esemplificato dalla delezione di geni coinvolti nella non-omologa-itd-entrare in Neurospora crassa 18,19. Qui si descrive la strategia di eliminazione del gene pubblicato per U. Maydis 7,9 in dettaglio sperimentale con un focus sulla verifica rapida e accurata dei candidati. A titolo di esempio, usiamo le chitinasi fungine e rappresentare la generazione dei singoli mutanti, nonché l&#39;eliminazione più ceppi 20,21. Chitinasi sono esempi interessanti, perché agiscono sulla chitina nella parete cellulare rigida. è richiesto il rimodellamento della parete cellulare di cambiamenti morfologici durante la divisione cellulare, passare alla crescita filamentosa, e formazione di spore. Quindi, in mutanti di delezione può aspettare fenotipi in tutto il ciclo di vita.

<table><tbody><tr><td>Acido aminobenzoico (acido libero)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A-9878</td><td></td></tr><tr><td>Bacto agar</td><td>BD</td><td>214010</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Bacto peptone</td><td>BD</td><td>211677</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Bacto estratto di lievito</td><td>BD</td><td>212750</td><td>utilizza in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>CaCl2*2H2O</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>10234</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Ca-Pantothenat (Hemi-Ca. sale)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-2250</td><td></td></tr><tr><td>Carboxin&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>45371</td><td></td></tr><tr><td>Casamino acidi&nbsp;</td><td>BD</td><td>223050</td><td></td></tr><tr><td>Colinchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C-1879</td><td></td></tr><tr><td>Acido citrico</td><td>ChemSolute</td><td>24.321.000</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>CuSO4*5H2O Fluka</td><td></td><td>61240</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>D(+)Saccarosio&nbsp;</td><td>Roth</td><td>4621.1</td><td>utilizza in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>DNA degr. acido libero&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D-3159</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>FeCl3*6H2O</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>10288</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Geneticin (G418) sale disolfato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A1720</td><td></td></tr><tr><td>Trichoderma lysing enzimi</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L1412</td><td></td></tr><tr><td>D (+) Glucosio</td><td>Caelo</td><td>2580</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Glicerina&nbsp;</td><td>Fisher Chemical</td><td>G065015</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>H3BO3</td><td>AppliChem</td><td>A2940</td><td>Sostanza pericolosa. Si prega di controllare le istruzioni di sicurezza del produttore.</td></tr><tr><td>Eparina sale sodico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3393-50KU</td><td></td></tr><tr><td>Igromicina B-soluzione</td><td>Roth</td><td>1287.2</td><td>Sostanza pericolosa.</td></tr><tr><td>KCl</td><td>VWR</td><td>26764298</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>AppliChem</td><td>A3620</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>MgSO4 senza acqua</td><td>Merck</td><td>7487-88-9</td><td>L'assenza di acqua è fondamentale. In alternativa, utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>MnCl2*4H2O</td><td>AppliChem</td><td>A2087</td>, <td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>myo-Inositol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>I-5125</td><td></td></tr><tr><td>Na2-EDTA*2H2O</td><td>AppliChem</td><td>A2937</td>, <td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Na2MoO4*2H2O</td><td>Roth</td><td>0274.2</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Na2SO4</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>12174</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Chemical</td><td>S316060</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>ChemSolute</td><td>13.751.000</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>NH4NO3</td><td>Roth</td><td>K299.1</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Acido nicotinico (acido libero)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>N-4126</td><td></td></tr><tr><td>Nourseotricina diidrogeno solfato&nbsp; &nbsp;</td><td>Werner BioAgents</td><td>5.001.000</td><td></td></tr><tr><td>Brodo nutriente&nbsp;</td><td>Fenolo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>:Cloroformio:Alcool isoamilico (25:24:1) pH 6.7</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3803</td><td>Sostanza pericolosa. Si prega di controllare le istruzioni di sicurezza del produttore.</td></tr><tr><td>polietilenglicole (PEG)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-3640</td><td></td></tr><tr><td>Acetato di potassio</td><td>AppliChem</td><td>121479</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Piridossina (monocloridrico)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-9755</td><td></td></tr><tr><td>Riboflavina&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R4500</td><td></td></tr><tr><td>RNaseA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R5503</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Roth</td><td>Cn30.3</td><td>in alternativa utilizzare</td></tr><tr><td>la piccola siringa del</td> fornitore locale <td>BD</td><td>300300</td><td>in alternativa utilizzare il filtro sterile del fornitore locale</td></tr><tr><td>, 22 &; m</td><td>VWR</td><td>28145-477</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Sorbitolo Roth</td><td></td><td>6213.1</td> in <td>alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Tiamin-cloridrato</td><td>Serva</td><td>36020.02</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Tri-Na-Citrato</td><td>Fisher Chemical</td><td>S332060</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Tris- (idrossimetil) aminometano</td><td>VWR</td><td>103156X</td><td>utilizzare in alternativa il fornitore locale</td></tr><tr><td>Tris cloridrato Roth</td><td></td><td>9090.4</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Serva&nbsp;</td><td>37240</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>ZnCl2</td><td>Fluka</td><td>96470</td><td>in alternativa utilizzare il fornitore locale</td></tr><tr><td>Composizione delle soluzioni/preparazione del materiale</td><td></td><td></td><td>Composizione delle soluzioni</td></tr><tr><td>Carboxin</td><td></td><td></td><td>Stock: 5 mg/ml in metanolo, concentrazione finale: 2 &; micro; g/ml</td></tr><tr><td>di piastre</td><td></td><td></td> CM <td>0,25 % (p/v) di casamminoacidi, 0,1 % (p/v) di estratto di lievito, 1,0 % (v/v) di soluzione vitaminica di Holliday, 6,25 % (v/v); Soluzione di sale di Holliday, 0,05 % (p/v) DNA degr. acido libero, 0,15 % (p/v) NH4NO3, 2,0 % (p/v) Bacto Agar; regolare a pH 7,0 utilizzando 5 M NaOH; dopo la sterilizzazione in autoclave aggiungere l'1</td></tr>% di glucosio<tr><td>Geneticina (G418)</td><td></td><td></td><td>Stock: 50 mg/ml in H2O, concentrazione finale: 500 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>di perle di vetro lavate con HCl (0,35-0,45 mm)</td><td></td><td></td><td>Coprire le perle di vetro con HCl concentrato (25 %, 7,8 M) e incubare per 60 minuti. Agitare più volte. Decantare l'HCl (conservare il liquido decantato) e lavare le perle di vetro con 3 M di HCl (conservare il liquido decantato). Lavare più volte le perle di vetro con H2O distillato fino a quando il pH non è 7 (il liquido non deve più essere giallo-verde). Aliquotare le perle di vetro ed essiccarle a 180 °C. L'HCl decantato deve essere neutralizzato prima dello smaltimento.</td></tr><tr><td>Stock di eparina</td><td></td><td></td><td>: 15 mg/ml</td></tr><tr><td>di soluzione</td><td></td><td></td> di sale di Holliday <td>16.0 &permil; (w/v) KH2PO4, 4.0 &permil; (w/v) Na2SO4, 8.0 &permil; (w/v) KCl, 1,32 &permil; (w/v) CaCl2*2H2O, 8.0 &permil; (v/v) oligoelementi, 2,0 &permil; (w/v) MgSO4; filtrato sterile</td></tr><tr><td>Soluzione vitaminica Holliday&nbsp;</td><td></td><td></td><td>0,1&permil; (w/v) Tiamina, 0,05&permil; (w/v) Riboflavina, 0,05&permil; (w/v) Piridossina, 0,2&permil; (w/v) Ca-Pantothenat, (0,05&permil; (w/v) Acido amminobenzoico, 0,2&permil; (w/v) Acido nicotinico, 0,2&permil; (w/v) Colinclorido, 1,0 per cento; (w/v) mio-inositolo; può essere conservato a -20 gradi C</td></tr><tr><td>Igromicina</td><td></td><td></td><td>Stock: 50 mg/ml in PBS, concentrazione finale: 200 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>di Nourseotricicina</td><td></td><td></td><td>Stock: 200 mg/ml in H2O, concentrazione finale: 150 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>NSY-glicerolo-medio</td><td></td><td></td><td>0,8 % (p/v) Brodo nutriente, 0,1 % (p/v) Estratto di lievito, 0,5 % (p/v) Saccarosio,&nbsp; 80,0 % (v/v) 87% Glicerina (f.c. 69,6%)&nbsp;</td></tr><tr><td>RegLight</td><td></td><td></td><td>1,0% (p/v) Estratto di lievito&nbsp; 0,4 % (p/v) Bacto Peptone, 0,4 % (p/v) Saccarosio, 18,22 % (p/v) Sorbitolo, 1,5 % (p/v) Agar</td></tr><tr><td>SCS, pH 5,8</td><td></td><td></td><td>Soluzione 1: 20 mM tri-Na-citrato, 1 M Sorbitolo; colutazione 2: 20 mM Acido citrico, 1 M Sorbitolo, aggiungere la soluzione 2 nella soluzione 1 fino a raggiungere il pH 5,8; autoclave</td></tr><tr><td>STC, pH 8</td><td></td><td></td><td>1 M Sorbitolo, 10 mM Tris-HCl pH 7,5, 100 mM CaCl2; filtro sterile</td></tr><tr><td>STC/PEG</td><td></td><td></td><td>40 % (v/v) PEG in tampone STC&nbsp;</td></tr><tr><td>tampone TE, pH 8</td><td></td><td></td><td>1,31 mM Tris-Base, 8,69 mM Tris-HCl, 10 mM Na2-EDTA*2H2O</td></tr><tr><td>TE/RNasi</td><td></td><td></td><td>10 &; g/ml di RNaseA in tampone TE</td></tr><tr><td>Oligoelementi</td><td></td><td></td><td>0,06&permil; (w/v) H3BO3, 0,14&permil; (w/v) MnCl*4H2O, 0,4 &permil; (w/v) ZnCl2, 0,4 &permil; (w/v) Na2MoO4*H2O:2, 0.1 &permil; (w/v) FeCl3*6H2O, 0,04&permil; (w/v) CuSO4*5H2O</td></tr><tr><td>Trichoderma lysing enzymes solution</td><td></td><td></td><td>12,5 mg/ml SCS; filtro sterile; preparare poco prima dell'uso</td></tr><tr><td>Tris-HCl pH 7,5</td><td></td><td></td><td>806 mM Tris-HCl, 194 mM Tris-Base; controllare il pH ed eventualmente regolare con HCl; autoclave</td></tr><tr><td>Usti-lysis tampone 1, pH 8</td><td></td><td></td><td>10 mM di Tris-HCl (pH 8,0), 10 mM di NaCl, 1% (p/v) di SDS, 2% (v/v) di TritonX-100, 1 mM di EDTA. Non misurare il pH con il pHmetro.</td></tr><tr><td>Miscela tampone Usti-lysis 2</td><td></td><td></td><td>Usti lysis buffer 1 con 1x TE in rapporto 1:1</td></tr><tr><td>YEPS-Light medium</td><td></td><td></td><td>1,0% (p/v) Estratto di lievito, 0,4% (p/v) Bacto Peptone, 0,4% (p/v) Saccarosio, per piastre: 1,5% (p/v) Bacto Agar</td></tr></tbody></table>

la manipolazione genetica del patogeno per le piante<em&gt; ustilago maydis</em&gt; per studiare fungal biology and plant microbo interazioni

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

Gene delezione gioca un ruolo importante nell&#39;analisi della funzione del gene. Uno dei metodi più efficaci per interrompere geni in modo mirato è la sostituzione dell&#39;intero gene con un marcatore selezionabile tramite ricombinazione omologa. Durante la ricombinazione omologa, lo scambio di DNA avviene tra sequenze con alta affinità. Pertanto, le sequenze genomiche lineari fiancheggianti un gene bersaglio possono essere utilizzati per indirizzare specificamente un marcatore selezionabile al sito di integrazione desiderato. estremità smussata della delezione costrutto attivano sistemi di riparazione del DNA della cellula e, quindi, promuovere l&#39;integrazione del costrutto sia tramite ricombinazione omologa o non omologa-end-adesione. Negli organismi con efficiente ricombinazione omologa, il tasso di successo delezione del gene può raggiungere più del 50% rendendo questa strategia un sistema gene distruzione di valore. Il fungo fuliggine Ustilago maydis è un modello microorganismo eucariote che mostra come ricombinante omologo efficienteionico. Fuori suoi circa 6.900 geni, molti sono stati funzionalmente caratterizzati con l&#39;aiuto di mutanti di delezione, e ripetuta di pezzi gene tentativi punti in funzione essenziale del gene. caratterizzazione successiva della funzione del gene per codifica con marcatori fluorescenti o mutazioni di domini previsti si basa anche sullo scambio di DNA mediante ricombinazione omologa. Qui, vi presentiamo il U. maydis strategia di generazione ceppo in dettaglio utilizzando l&#39;esempio più semplice, la delezione del gene.

I costrutti di delezione per tutti i quattro geni chitinolytic codificati nel U. maydis genoma sono stati generati dal Golden Gate clonazione utilizzando la cassetta HYGR per l&#39;eliminazione della CTS1, il NATR per l&#39;eliminazione della CTS2, cassetta G418R per l&#39;eliminazione della cts3 e il cbxR per l&#39;eliminazione di cts4 20. Una panoramica generale della strategia di sostituzione g...

Descriviamo una strategia di sostituzione genica robusta per manipolare geneticamente il fungo fuliggine Ustilago maydis. Questo protocollo spiega come generare mutanti di delezione di indagare fenotipi infezione. Può essere esteso per modificare geni in qualsiasi modo desiderato, per esempio, aggiungendo una sequenza codificante un tag proteina fluorescente.

La manipolazione genetica del patogeno per le piante<em&gt; Ustilago maydis</em&gt; Per studiare Fungal Biology and Plant Microbo Interazioni

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the ...

L'obiettivo generale di questo protocollo è quello di modificare geneticamente il fungo fuliggine, ustilago maydis. Questo metodo di generazione di ceppi consente la caratterizzazione funzionale dei geni in vari modi. Ad esempio, possiamo eliminare i geni, possiamo scambiare il promotus o possiamo generare costrutti di fusione.Il vantaggio principale di questo metodo è che possiamo verificare con precisione la modifica, in modo che qualsiasi fenotipo possa essere direttamente collegato al cambiamento nel gene di interesse. La dimostrazione visiva di questo metodo è essenziale, perché sapere quando interrompere la reazione di protoplasting è fondamentale per una trasformazione di successo. In preparazione, raffreddare i tubi a fondo tondo da due millilitri a meno 20 gradi Celsius.Successivamente, inoculare una precoltura da tre millilitri in YEPS-Light utilizzando una piastra fresca. Incubarlo per 24 ore su una ruota rotante a 28 gradi Celsius. Il giorno successivo, aggiungere 25 microlitri di precoltura a 50 millilitri di YEPS-Light in un pallone deflettore.Quindi, far crescere la coltura su un agitatore orbitale fino a raggiungere la fase esponenziale. Una densità ottica di 1,0 corrisponde a una o due volte 10 alla settima cella in ustilago maydis. Controllare la densità ottica a 600 nanometri.Un valore compreso tra 0,6 e 1,0 è accettabile. Quindi, controllare che le celle non siano contaminate con un ingrandimento di 40x. Le contaminazioni batteriche possono essere identificate come cellule piccole e spesso in movimento.Le contaminazioni fungine possono essere identificate in base alla loro forma o dimensione. Scartare sempre le colture contaminate e lavorare solo da quelle pulite. Dopo aver pellettato le celle per cinque minuti a 1.500 G, scartare il supernante.Quindi, risospendere il pellet in 25 millilitri di SCS. Ripetere la centrifugazione. E nel frattempo, prepara tre millilitri di soluzione protoplastiforme per pellet cellulare.Far passare questa soluzione attraverso un filtro da 22 micron. A questo punto scartare il surnatante e risospendere il pellet in due millilitri di soluzione di protoplastificante. Quindi lasciare riposare le celle a temperatura ambiente fino a quando il 30-40% di esse è rotondo o a forma di capocchia di spillo.La reazione può richiedere da cinque a 20 minuti. Inizia a osservarlo al microscopio dopo cinque minuti. Per ottenere la massima efficienza di trasformazione, la reazione protoplastica deve essere interrotta al momento giusto.E poi, i protoplasti devono essere maneggiati con molta attenzione come se fossero bolle di sapone. Procedere con il protocollo, mantenendo sempre i protoplasti sul ghiaccio. Il passaggio successivo consiste nel lavarli con 10 millilitri di SCS freddo, quindi raccoglierli con una centrifuga di cinque minuti a 1.000 G.Ripetere questa fase di lavaggio per un totale di tre volte.Dopo i lavaggi, risospendere il pellet in 10 millilitri di STC freddo. Quindi raccogliere nuovamente le cellule con un'altra centrifuga di cinque minuti a 1.000 G, seguita dalla risospensione in 1 millilitro di STC freddo. Ora prepara aliquote da 100 microlitri nei tubi freddi e conserva queste aliquote a meno 80 gradi Celsius.Per trasformare i protoplasti di ustilago maydis, preparare due selezioni per trasformazione. Per prima cosa, sciogliere l'agar RegLight e raffreddarlo a 60 gradi Celsius. Quindi, a parte dell'agar fuso, aggiungere l'antibiotico selettivo al doppio della concentrazione di lavoro e aggiungere 12 millilitri a ciascuna piastra per formare lo strato inferiore.Il campione deve essere miscelato con cura. Evita di fare bolle. Mantieni il RegLight rimanente senza antibiotici a 60 gradi Celsius.Quindi, scongelare un tubo di protoplasti sul ghiaccio per ogni trasformazione. Una volta scongelato, aggiungere un microlitro di soluzione di eparina e un microgrammo di DNA costrutto linearizzato. Quindi tenerli in ghiaccio per 10 minuti.Durante l'attesa, spalmare 12 millilitri di RegLight senza antibiotici sul RegLight con antibiotici. Successivamente, aggiungere 500 microlitri di STC/PEG a ciascuna provetta di trasformazione e mescolarli accuratamente con le inversioni. Quindi continuare l'incubazione con ghiaccio per altri 15 minuti.Ora distribuisci ogni reazione di trasformazione su due piastre RegLight selettive separate. Assicurati che tutto il liquido sia penetrato nelle piastre prima di procedere. Quindi, incubare le piastre in posizione verticale a 28 gradi Celsius per cinque-sette giorni per ottenere da 100 a 200 colonie.Se crescono solo poche colonie, i protoplasti potrebbero contenere troppa parete cellulare, e questo può essere testato trasformandoli con un plasma per la fabbricazione di cellule o potrebbero non essere in grado di rigenerarsi e questo può essere testato piantandoli su piastre senza antibiotici. Successivamente, selezionare 24 trasformanti per il test. Ripurificarli su YEPS-Light selettiva per ottenere singole colonie.Su ogni piastra, strisciare anche un po' del ceppo originale per assicurarsi che gli antibiotici selezionino contro i non trasformanti. È fondamentale verificare le mutazioni utilizzando un processo in tre fasi che prevede due PCR e un'analisi Southern Blot. Questi sono dettagliati nel protocollo di testo.Questa sezione spiega come preparare il DNA genomico necessario per queste analisi. Per prima cosa, inoculare cinque millilitri di YEPS-Light con il trasformante candidato e incubarlo su una ruota rotante per 24 ore a 28 gradi Celsius. Il giorno successivo, versare due microlitri di coltura su un piatto CM.Mantieni la coltura sterile. Quindi preparare una provetta da due millilitri con circa 200 microlitri di perle di vetro lavate con acido cloridrico e due millilitri di coltura delle 24 ore. Dopo aver centrifugato il tubo a 12.000 g per cinque minuti, aspirare ed eliminare il surnatante.Al pellet, che può essere congelato per lo stoccaggio, aggiungere 500 microlitri di tampone ustilisi due. Quindi agitare il tubo a 1.000 giri/min su un Vibrax per cinque-15 minuti. Assicurarsi che le cellule siano completamente risospese, quindi incubare la provetta a 65 gradi Celsius per 15-20 minuti.Quindi, metti il tubo sul ghiaccio per cinque minuti. Una volta raffreddato, aggiungere 100 microlitri di acetato di potassio a 8 molari e applicare un breve vortice, o dieci inversioni. Quindi, centrifugare il tubo a 12.000 G per 15 minuti a temperatura ambiente.Quindi, aliquotare 500 microlitri di surnatante in un tubo da 1,5 millilitri e aggiungere 400 microlitri di isopropanolo all'aliquota. Dopo la miscelazione, centrifugare la provetta per cinque minuti a 12.000 G.Scartare il surnatante e lavare il DNA pellettato con 500 microlitri di etanolo al 70%. Ora applica una centrifuga di cinque minuti e rimuovi completamente il surnatante.Dopo un altro breve giro, lasciare asciugare il pellet di DNA all'aria per alcuni minuti, quindi aggiungere 50 microlitri di RNasi NTE. Dopo aver aggiunto la RNasi, incubare agitando, quindi procedere all'utilizzo del DNA per le analisi. Mutanti singoli e doppi delle chintinasi cts3 delta e mutanti multipli con un massimo di altri tre geni della chitinasi sono stati generati in sequenza con gli stessi costrutti in due diversi background genetici.I trasformanti sono stati confermati mediante PCR e poi mediante analisi Southern Blot. Per il gene cts3, il tasso di ricombinazione omologa è stato del 70% nel ceppo SG200, suggerendo che cts3 ha una funzione non essenziale. Alcune delle mutazioni portano a evidenti difetti di crescita.Ad esempio, il doppio mutante cts1/2 aveva un difetto di separazione cellulare pronunciato. La colorazione dei setti ha mostrato che la citocinesi sarebbe stata completa, ma le cellule sarebbero rimaste collegate. Per testare il contributo delle chitinasi alla virulenza, sono stati effettuati saggi di infezione delle piantine utilizzando i mutanti del ceppo SG200.Mentre la mutazione di un gene controllato, khd4, ha ridotto la virulenza, la delezione di tutte le chitinasi non ha influenzato l'infezione delle piantine di mais. Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come modificare geneticamente i funghi fuligginosi come l'ustilago maydis. Una volta padroneggiate, le varietà possono essere facilmente generate in circa quattro settimane.Quando si utilizza questa procedura, è molto importante pianificare i dettagli della verifica della deformazione utilizzando futuri programmi di clonazione. Fallo prima di iniziare a lavorare con le colture fungine. Con lievi modifiche a questa procedura, altri funghi fuligginosi come lo sporsorium reilianum o l'ustilago esculenta o anche funghi filamentosi, come la piriformospora indica, possono essere modificati geneticamente.Non dimenticate che il lavoro con gli organismi geneticamente modificati deve essere svolto secondo le normative del vostro paese.

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Qui riportiamo un metodo per l'utilizzo di tipo I e tipo...

La manipolazione genetica in<em&gt; Δku80</em&gt; Ceppi per analisi genomica funzionale di<em&gt; Toxoplasma gondii</em

Viene descritto l'uso di un metodo di iniezione dell'ago per inoculare il mais e le piante teosinte con l'agente patogeno biotrofico Ustilago maydis.  Il metodo di inoculazione dell'iniezione dell'ago facilita la somministrazione controllata dell'agente patogeno fungino tra le foglie della pianta in cui l'agente patogeno entra nella pianta attraverso la formazione di appresoria. Questo metodo è altamente efficiente, consentendo inoculazioni riproducibili con U. maydis.

Un metodo rapido ed efficiente per valutare la patogenicità dei maydis di Ustilago sulle linee di mais e teosinte

Il sistema di cocultivazione idroponico descritto supporta piante intatte con schermi a maglie metalliche e cocultivala con batteri. I tessuti vegetali, i batteri e le molecole secrete possono quindi essere raccolte separatamente per analisi a valle, consentendo contemporaneamente le risposte molecolari di entrambi gli host vegetali e dei microbi o dei microbiomi interattivi.

Un sistema di co-coltivazione idroponica per l&#39;analisi simultanea e sistematica delle interazioni molecolari e della segnalazione delle piante / microbe

Smut funghi causano molte malattie devastanti agricoli. Sono dispersi come teliospores dormienti che germinano in risposta a stimoli ambientali. Descriviamo due metodi per studiare i cambiamenti molecolari durante la germinazione: aumento di respirazione per rilevare l'attivazione metabolica di misurazione e valutazione cambiando eventi molecolari isolando teliospores alle fasi morfologiche distinte.

Indagando Teliospore germinazione utilizzando analisi Microrespiration e Microdissection

Qui, presentiamo un protocollo per testare la virulenza della pianta con la pianta patogeno Magnaporthe grisea. Questa relazione contribuirà alla proiezione su grande scala di patotipi di funghi isolati e servire come un ottimo punto di partenza per la comprensione dei meccanismi resistenti delle piante durante l'allevamento molecolare.

La prova di infezione di pianta: Spray e ferita-mediata di inoculazione con la pianta patogeno Magnaporthe Grisea

Questo lavoro descrive la clonazione di un ceppo di Trojan horse Ustilago maydis per la consegna in loco delle proteine secrete mais in tre diversi tipi di tessuti mais.

Utilizzando Ustilago maydis come un Trojan Horse per In Situ consegna di mais proteine

Qui presentiamo un protocollo per analizzare Aspergillus flavus crescita e produzione di aflatossina in chicchi di mais che esprime una proteina di antimicotica.  Usando un ceppo che esprimono GFP a. flavus abbiamo controllato l'infezione e la diffusione del fungo nei kernel maturo in tempo reale. Il test è rapido, affidabile e riproducibile.

Inibizione di crescita di Aspergillus flavus e produzione di aflatossina nel mais transgenici che esprimono la α-amilasi inibitore da Dolichos lablab L.

Il sistema di editing del genoma CRISPR-Cas9 è un editor del genoma facile da usare che è stato utilizzato in specie modello e non modello. Qui presentiamo una versione a base proteica di questo sistema che è stata usata per introdurre un codon di arresto prematuro in un gene di accoppiamento di un fungo ascomycete filamentoso non modello.

CrispR-Cas9-Mediato Genome Editing nel Filamentous Ascomycete Huntiella omanensis

A causa dell'opacità del suolo, le interazioni tra i suoi microbi costituenti non possono essere facilmente visualizzate con risoluzione cellulare. Qui vengono presentati due strumenti microfluidici, che offrono nuove opportunità per studiare le interazioni fungo-microbiche. I dispositivi sono versatili e semplici da usare, consentendo un elevato controllo spaziotemporale e immagini ad alta risoluzione a livello cellulare.

Strumenti microfluidici per sondare le interazioni fungine-microbiche a livello cellulare

Presentiamo un protocollo semplice, efficace e riproducibile per la trasformazione mediata da Agrobacterium di Phytophthora palmivora, applicabile anche a P. capsici.

Un metodo semplificato per la trasformazione mediata da agrobatteri di Phytophthora palmivora

Impara la strategia di sostituzione genica per manipolare Ustilago maydis e generare mutanti di delezione. Questo metodo consente di collegare fenotipi specifici alle modifiche genetiche con precisione.

La manipolazione genetica del patogeno per le piante

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