Name: Iniezione intrarenale di In un modello di ratto di pielonefriti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-18T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Impara un modello chirurgico di pielonefrite nel ratto con iniezione intrarenale di Escherichia coli. Questo metodo diretto riduce la variabilità del reflusso renale e permette di studiare patogenesi, infiammazione e fibrosi renale.

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Gli autori desiderano ringraziare il supporto di NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), del Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703) e del Clinical and Translation Science Collaborative di Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439).

Tutti gli studi sugli animali sono stati eseguiti secondo protocolli approvati istituzionali per la cura e l&#39;uso degli animali (IACUC) presso la Case Western Reserve University. La durata della procedura chirurgica descritta di seguito è di circa 45-60 min. La procedura MRI stessa è di circa 15 minuti per ogni punto temporale. 1. Anestesia <ol><li> Anestetizzare il ratto nella camera isoflurana impostata al 2% di isoflurano mescolata all&#39;ossigeno per facilitare la manipolazione e la ritenzione degli animali prima di somministrare anestesia iniettabile intraperitoneale. </li><li> Dopo 3-5 minuti di esposizione all&#39;isoflurano, verificare che l&#39;animale sia anestetizzato e non presenta alcuna risposta al pizzico del piede. </li><li> Ulteriore ratto sedativo con iniezione intraperitoneale di miscela di xilazina e ketamina: 75 mg / kg di ketamina / 10 mg / kg di xilazina. Durante l&#39;esecuzione di iniezioni intraperitoneali, tirare indietro l&#39;ago per assicurare che parti dell&#39;intestino o altri organi vitali non siano stati forati. </li><li> ioSomministrare 2 mg / kg di bupivacaina sottocutanea al sito di incisione per fornire sollievo al dolore topico. </li></ol> 2. Preparazione dell&#39;area chirurgica <ol><li> Sterilizzare gli strumenti chirurgici e le forniture prima di essere utilizzati per l&#39;intervento chirurgico e posare sul panno chirurgico per la sterilità. La maggior parte degli strumenti e delle forniture possono essere autoclavate e riutilizzate. </li><li> Utilizzare guanti sterili per tutte le procedure chirurgiche. </li><li> Utilizzare un rasoio elettrico per rasare la pelliccia dal lato destro dell&#39;animale. Rasare l&#39;animale dalla parte inferiore della gabbia alla cima della gamba posteriore fornendo una grande zona senza capelli per l&#39;incisione. </li><li> Posizionare l&#39;animale su un rilievo chirurgico sterile per isolare l&#39;area disinfettata dalle aree circostanti. </li><li> Scrub la pelle con un disinfettante come povidone iodio o betadina. Avviare lo scrubbaggio al centro del sito chirurgico e spostarsi all&#39;esterno in modo circolare. Ripetere almeno tre volte con una nuova strofinata di povidone iodio o betadina. </li&gt; <li> Scrub il sito chirurgico con tamponi alcolici al 70% fino a quando la pelle non è chiara, in quanto iodio può essere tossico se assorbito. </li></ol> 3. Procedura chirurgica <ol><li> Mantenere questa procedura in condizioni asettiche. </li><li> Posizionare l&#39;animale anestetizzato su un letto caldo riscaldante in posizione di decubito laterale sinistra con il lato destro rivolto verso l&#39;alto. NOTA: Si deve prestare attenzione a mantenere la temperatura corporea del corpo animale a 35-37 ° C per prevenire l&#39;ipotermia. Questo letto di riscaldamento deve anche essere sterilizzato come necessario per mantenere le condizioni asettiche. </li><li> Sentitevi per la gabbia toracica e fate una piccola incisione retroperitoneale dorsale di 2-3 cm, usando una lama sterile di 10 scalpelli che inizia dalla parte inferiore della gabbia. </li><li> Mettere la garza sterile longitudinalmente lungo entrambi i lati dell&#39;incisione. </li><li> Eliminare il tessuto sottocutaneo, il grasso e i muscoli per visualizzare e accedere alla cavità addominale. Utilizzare le forbici Mayo a lame curve per consentire una penetrazione più profondaRazione in ferita e tagliare i tessuti spessi. </li><li> Una volta che il fegato è chiaramente visibile e accessibile, utilizzare pinze sbilanciate per ritirare il fegato verso l&#39;alto. </li><li> Utilizzando un&#39;altra coppia di pinze sbarrate dall&#39;altra mano, esporre il rene destro in modo che si trovi appena fuori dalla cavità addominale. </li><li> Usa il dito del puntatore e il pollice della mano sinistra per tenere il rene in posizione. Con la mano destra, lentamente e in modo costante iniettare 0,1 ml di soluzione Uci89 E. coli (concentrazione tra 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) da una siringa sterile nel bacino renale (che appare come una bolla bianca) 15 . NOTA: Preparare il titolo batterico come descritto nel riferimento 15 . </li><li> Mettere una striscia di hemostat assorbibile sopra l&#39;ago per impedire l&#39;uscita di inoculo nel peritoneo. Tirare lentamente l&#39;ago dalla vaschetta renale. NOTA: Si dovrebbe prestare attenzione a non perforare o infettare i tessuti circostanti causando infezioni fuori bersaglioOns e / o complicazioni. </li><li> Usare una siringa più grande per risciacquare accuratamente il rene con una normale soluzione salina prima di riportarla nella cavità addominale. </li></ol> 4. Suture Nota: La sutura che sarà sepolta nei tessuti deve essere 4-0 non sagomatura intrecciata assorbibile. Possono essere utilizzate delle suture assorbibili o di monofilamento per le superfici del corpo. <ol><li> Posizionare le suture in modo uniforme e più vicino al bordo del tessuto possibile per prevenire l&#39;ostruzione del flusso sanguigno; In genere non è più di 0,3 cm dal bordo è necessario. </li><li> Afferrare la pelle e aggiungerla leggermente usando una coppia di pinze a dentatura fine e ruotare il portautensile in una posizione pronata in preparazione per il piercing della pelle. </li><li> Guidare l&#39;ago attraverso lo spessore completo della pelle, sovrastando il polso per ruotare l&#39;ago e passarlo attraverso la pelle. </li><li> Ripetere questo processo per il bordo della pelle più vicino all&#39;operatore che esegue la procedura. </li><li> serrareLe suture abbastanza per opporsi ai bordi del tessuto. Qualsiasi più stretta ostacola l&#39;approvvigionamento di sangue, la lenta guarigione delle ferite e può provocare la dehiscenza. </li><li> Togliere la sutura usando nodi quadrati, come se fosse un semplice punto interrotto, tranne che solo il filo corto è tagliato, lasciando circa una coda di 3-4 mm. </li><li> Dopo che il primo punto è stato legato, preparatevi a posizionare un secondo punto di circa 3 mm dalla prima e continuare la sutura in esecuzione. </li><li> Una volta raggiunta la fine dell&#39;incisione, non tirare completamente l&#39;ultimo punto. Invece, utilizzare il loop che viene tenuto con il porta-ago come filo corto per tirare l&#39;estremità distale della chiusura a sutura. </li><li> Usando i legami dello strumento, legare la sutura usando i nodi quadrati. Ciò provoca 3 fili che si adattano dal nodo finale all&#39;estremità distale. </li></ol> 5. Recupero degli animali <ol><li> Iniettare 2,1 mg / kg di Yohimbine intra-peritoneale dopo l&#39;intervento chirurgico per invertire l&#39;anestesia. UNSi prevede che i nomi si riprenderanno completamente dalla procedura chirurgica dopo 3-5 ore. </li><li> Mantenere l&#39;animale su un tappetino di riscaldamento (per evitare l&#39;ipotermia) e biancheria morbida assorbente dopo l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Fornire la reidratazione con i fluidi orali o parenterali finché non può tornare alla normale alimentazione (entro 24 ore). Iniettare circa 0,6 ml di soluzione salina normale peritonealmente immediatamente dopo l&#39;intervento chirurgico per limitare gli effetti di disidratazione. </li><li> Fornire analgesia come descritto nel protocollo Animal Care and Use, approvato dalla IACUC. Iniettare 5 mg / kg di carprofen sottocutanea per la gestione del dolore. </li><li> Monitor incisioni regolarmente per gonfiore, esudazione, dolore o dehiscenza. </li></ol> 6. Convalida tramite la risonanza magnetica <ol><li> Eseguire esperimenti MRI in vivo su scanner MRI di piccole dimensioni in campo. </li><li> Indurre l&#39;anestesia con il 3% di isoflurano nell&#39;ossigeno e posizionare l&#39;animale con il rene destro nell&#39;isocentro nello scanner MRI e appropriatoBere una radiofrequenza. Fornire animali con un&#39;anestesia isoflurana 1-2% in modo continuo per tutta la procedura di imaging tramite un nosecone. NOTA: Per le immagini MRI in vivo mostrate in Figura 1 è stata utilizzata una bobina di volume di dimensioni corporee (diametro interno = 72 mm). </li><li> Utilizzare un sistema di controllo e controllo degli animali per mantenere il tasso di respirazione di ciascun animale (40-60 respiri / min) e la temperatura corporea (35 ± 1 ° C). </li><li> Utilizzare un&#39;acquisizione MRI multi-fice multi-echo spin echo per ottenere immagini ad alta risoluzione, T2, ponderate assiali sia dei reni infetti che del controllo. I parametri di acquisizione MRI tipici sono il tempo di ripetizione = 5.000 msec, echo time = 40 msec, spessore della fetta = 2.0 mm, risoluzione spaziale in piano = 200 μm, 3 media di segnale e un tempo di acquisizione di 8 min. </li></ol>

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Gli autori non hanno altre divulgazioni.

La pielonefrite acuta ascendente nei roditori (ad es. Topi e ratti) può essere prodotta mediante cateterizzazione transuretrale. 16 , 17 , 18 Questo metodo di infezione transuretrale è vantaggioso in quanto non invasivo e imita la fisiopatologia umana dell&#39;infezione ascendente. 17 , 18 , 19 , 2...

I modelli di roditori sono stati usati per studiare numerose manifestazioni di malattia umana, tra cui le pielonefriti e le infezioni delle vie urinarie (UTI). Le UTI sono un problema di salute globale e possono influenzare i bambini, gli uomini e le donne di tutte le età. 1 , 2 , 3 La manifestazione iniziale di UTI comprende la cistite, e se l&#39;infezione sale lungo l&#39;uretere, può verificarsi un&#39;infezione renale (pyelonephritis). Allo stesso tempo, la prevalenza del diabete sta avvicinando 400 milioni di persone in tutto il mondo. 4 , 5 È importante notare che l&#39;incidenza di UTI può essere fino a 4 volte superiore nei pazienti obesi o in diabete mellito di tipo 2, con conseguente aumento del rischio di infezione urinaria ricorrente (rUTI), sepsi, fibrosi renale da pielonefritica e disfunzione della vescica. 6 , 7 , 8 RoditoreI modelli sono importanti nello studio degli UTI, in quanto le terapie antibiotiche attuali producono una risposta preventiva e sostenibile solo in un sottoinsieme di pazienti UTI. Per migliorare la cura clinica dell&#39;UTI, i passaggi chiave sono quello di comprendere il meccanismo del rUTI e dei suoi processi patofisiologici da infezioni acute all&#39;infiammazione alla fibrosi, così come l&#39;impatto del diabete mellito di tipo 2. L&#39;obiettivo di migliorare i modelli animali è quello di sviluppare tecniche che consentano una valutazione più accurata della progressione della malattia e degli interventi terapeutici. Sono stati impiegati diversi approcci diversi per indurre la pielonefrite nei ratti e / o nei topi per studiare la fisiopatologia dei danni renali, l&#39;effetto del trattamento antibiotico e altri aspetti del corso naturale delle UTI. Un approccio comune per stabilire l&#39;UTI retrogrado è la cateterizzazione transuretrale. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;/ Sup&gt; Questo metodo introduce batteri attraverso l&#39;uretra nella vescica urinaria degli animali anestetizzati. Mentre questa tecnica simula attentamente la pielonefrite umana, l&#39;incidenza effettiva e la grandezza dell&#39;infezione da pielonefrite possono essere molto variabili a causa di più fattori, tra cui una mancanza di reflusso uretrico spontaneo o di annullamento urinario durante o subito dopo inoculazione. 11 Di conseguenza, la variabilità sperimentale nell&#39;indurre un&#39;infezione pielonefrite ascendente può limitare l&#39;utilità di questo modello per studiare le infezioni renali, nonché le strategie terapeutiche. Questo rapporto descrive un modello di ratto chirurgico pielonefrite in cui E. coli viene iniettato direttamente nel rene del ratto. Nonostante questo modello di ratto sia invasivo, la quantità di E. coli consegnata al rene può essere efficacemente controllata che consente una forte infezione renale e infiammazione. 14 In questa procedura descriviamo ancheCome queste infezioni renali indotte possono essere monitorate in modo longitudinale con la risonanza magnetica in vivo (MRI).

<table><tbody><tr><td>Assorbente</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Garza di cotone sterile Fisher</td><td></td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Guanti chirurgici in lattice</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Forbici Mayo curve</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Punte smussate dritte</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Manico per bisturi&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Lame per bisturi sterili</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>Siringa Luer-Lok da 1 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>Per iniezioni batteriche</td></tr><tr><td>Siringa Luer-Lok da 20 ml&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>Per lavaggio salino</td></tr><tr><td>Emostatico</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 in. Ago&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 pollice Ago&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da insulina U-100</td><td>Exel International&nbsp;</td><td>25846</td><td>Per iniezioni di farmaci</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Henry Schein Salute animale</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xilazina</td><td>Henry Schein Salute animale</td><td>33197</td><td>Iniettare IP</td></tr><tr><td>ketamina</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp;</td><td>07-881-9413</td><td>Iniettare</td></tr><tr><td>IP Yohimbina (Atipamezolo)</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp;</td><td>07-867-7097</td><td>Iniettare IP dopo l'intervento chirurgico</td></tr><tr><td>Bupivacaina (Marcaina)</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp;</td><td>07-890-4584</td><td>Iniettare SQ nel sito di incisione&nbsp;</td></tr><tr><td>4-0 Sutura intestinale cromica</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Sutura Vicryl intrecciata</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>Siringa SubQ da 1 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>E. coli&nbsp; UTI89 o CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Emostatico assorbibile Surgicel</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Risonanza magnetica Biospec 9.4T</td><td>Bruker&nbsp;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

iniezione intrarenale di<emescherichia coli> in un modello di ratto di pielonefriti</emescherichia>

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

La pielonefrite è un'infezione batterica del rene ed è più comunemente causata da Escherichia coli. Le infezioni ricorrenti possono causare una significativa infiammazione renale e fibrosi con conseguente declino della funzione renale. Prima di poter istituire una migliore gestione clinica e prevenzione della pielonefrite, è necessario stabilire un modello animale affidabile per studiare i meccanismi di progressione, recidiva ed efficacia terapeutica. Il modello di infezione transuretrale imita da vicino la pielonefrite umana, ma mostra una notevole variazione a causa della sua dipendenza dal reflusso uretrale per trasportare i batteri al rene. In questo documento, viene fornito un protocollo chirurgico dettagliato per l'esecuzione di iniezioni batteriche nella pelvi renale di ratto, confermato dalla risonanza magnetica (MRI) non invasiva. Utilizzando questo protocollo, gli animali ricevono un'esposizione diretta a una concentrazione desiderata di batteri E. coli e possono riprendersi completamente dalla procedura chirurgica con un'adeguata cura post-operatoria. Ciò facilita le successive valutazioni MRI longitudinali dei modelli animali sperimentali per il confronto con i controlli salini (sham). Utilizzando questo approccio di somministrazione diretta, la gravità dell'infezione è controllabile e applicabile per studi meccanicistici di progressione e per lo sviluppo di nuove strategie di trattamento.

Le tecniche di imaging medico offrono l'opportunità di valutare non invasivamente l'UTI e l'efficacia terapeutica. Pertanto, la RM è stata utilizzata per convalidare l'induzione di infezione acuta dopo l'iniezione di 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli e per visualizzare le alterazioni del rene prima e dopo l'intervento chirurgico. La figura 1a-b mostra una regione progressiva di infezione renale (frecce gialle). Le immagini MRI ottenute per ogni animale nei gio...

Questo manoscritto descrive un modello chirurgico di pielonefrite su ratto utilizzando l'infezione intra-renale diretta da Escherichia coli nella pelvi renale. La procedura sperimentale può essere utilizzata per studiare la patogenesi della pielonefrite, nonché l'infiammazione e la fibrosi associate.

Iniezione intrarenale di<emescherichia coli> In un modello di ratto di pielonefriti</emescherichia>

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

L'obiettivo generale di questo modello chirurgico di peylonephritis nel ratto è fornire un metodo che non richieda il reflusso renale, che viene utilizzato in altri modelli. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave in campo medico, come ad esempio come somministrare al meglio la terapia antibiotica, come possiamo monitorare gli effetti delle infezioni ricorrenti o delle infezioni residue dopo la terapia che possono portare a recidive. Il vantaggio principale di questa tecnica è che questo modello applica direttamente i batteri al rene in una quantità ragionevolmente affidabile senza la necessità di reflusso renale, che può aggiungere una certa variabilità in termini di infezione.Prima di iniziare questa procedura, preparare il bolo di iniezione batterica contenente tra un milione e 10 milioni di cellule. Dopo aver anestetizzato il ratto e preparato la sua pelle per l'intervento chirurgico, applicare un unguento per gli occhi del veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza. Posizionare il ratto su una piattaforma chirurgica riscaldata in posizione di decubito sinistro con il fianco destro rivolto verso l'alto.Strofinare la pelle con un disinfettante. Ripetere tre volte e poi strofinare il sito chirurgico con alcool al 70% fino a quando la pelle non è chiara. Per iniziare l'intervento chirurgico, utilizzando un bisturi numero 10, praticare una piccola incisione retroperitoneale dorsale destra di due o tre centimetri che inizia nella parte inferiore della gabbia toracica.Continua sezionando il tessuto sottocutaneo, il grasso e i muscoli per visualizzare e accedere alla cavità addominale. Una volta che il fegato è chiaramente visibile e accessibile, usa una pinza smussata per ritrarlo verso l'alto. Quindi, usando un secondo paio di pinze smussate, esporre il rene destro in modo che si trovi appena fuori dalla cavità addominale.Ora, posizionare il rene per l'iniezione nella mano non dominante. Usando la mano dominante, puntare con precisione l'ago per iniezione sulla pelvi renale. Quindi, iniettare lentamente e costantemente 0,1 millilitri di soluzione batterica o salina.Qui viene iniettata soluzione salina. Il bolo apparirà come una bolla bianca nel tessuto. Prima di ritrarre l'ago, posizionare una striscia di emostatico riassorbibile sul sito di iniezione per evitare il deflusso dell'inoculo nel peritoneo.Quindi, estrarre lentamente l'ago. Ora, usando una siringa grande, sciacquare accuratamente il rene con soluzione fisiologica. Quindi, riportare il rene nella cavità addominale.Per la chiusura del sito chirurgico, utilizzare suture riassorbibili o monofilamento nel tessuto corporeo e suture intrecciate 4-0 non assorbibili sulle superfici corporee. Per posizionare i punti di sutura, iniziare dal punto più lontano dall'operatore, utilizzando una pinza a denti fini per afferrare la pelle ed evitarla leggermente. Quindi, ruotare il supporto dell'ago in posizione pronata e supinare il polso per ruotare l'ago e guidarlo attraverso l'intero spessore della pelle.Stringere la sutura quanto basta per esporre i bordi del tessuto. Qualsiasi tensione ostruirà l'afflusso di sangue e quindi rallenterà la guarigione della ferita e potrebbe provocare deiscenza. Quindi, lega la sutura usando un nodo quadrato, come se fosse un semplice punto interrotto, tranne per il fatto che viene tagliato solo il filo corto, lasciando una coda di tre o quattro millimetri.Ora, posizionando ogni punto successivo a circa tre millimetri dal precedente, continuate la sutura in esecuzione. Una volta raggiunta la fine dell'incisione, non tirare completamente l'ultimo punto. Invece, usa l'anello tenuto dal supporto dell'ago come filo corto e lega l'estremità distale della chiusura della sutura.Ora, usando le fascette per strumenti, lega la sutura usando nodi quadrati. Il risultato saranno tre fili che sporgono da un nodo completato. Dopo aver somministrato analgesici e un'iniezione peritoneale da 0,6 millilitri di soluzione fisiologica normale, osservare l'animale mentre si riprende dall'anestesia su un termoforo con lettiera morbida assorbente.Durante le prime 24 ore di recupero, reidratare l'animale con liquidi orali o parenterali fino a quando non può tornare alla normale alimentazione. Successivamente, monitorare regolarmente l'incisione per gonfiore, essudato o deiscenza e fornire analgesici per il dolore, se necessario. Un'infezione acuta da peylonefrite è stata indotta mediante iniezione di un milione e 10 milioni di cellule UT189 di E.coli nel modello di roditore.La risonanza magnetica del rene ha mostrato un aumento progressivo della regione di infezione da uno a quattro giorni dopo l'iniezione. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in 30 minuti se eseguita correttamente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordarsi di controllare gli animali dopo l'intervento chirurgico per osservare i segni di infezione da E.Coli al di fuori del rene, specialmente nei punti di incisione, per assicurarsi che gli animali non diventino eccessivamente settici.Dopo questa procedura, è possibile eseguire altri metodi, come la risonanza magnetica, per rispondere a ulteriori domande come: l'infezione è vitale, quanto velocemente sta crescendo l'infezione e questa terapia è efficace?

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Fonte: Conover, M. S. et al., Stabilimento e caratterizzazione di UTI e CAUTI in un modello murino. J. Vis. Esp. (2015)Questo video dimostra la rilevazione di comunità batteriche intracellulari (IBC) nel tessuto vescicale-muro infettato da Escherichia coli che esprime β-galactosidasi. Dopo fissazione tissutale, permeabilizzazione e colorazione con X-gal, gli IBC appaiono come punti blu sotto un microscopio dissezionale, confermando l'invasione batterica durante un'infezione delle vie urinarie.

Visualizzazione delle comunità batteriche intracellulari in una vescica di topo infetta

Fonte: Gupta, K., et al. Iniezione intrarenale di Escherichia coli in un modello ratto di pielonefrite.  J. Vis. Esp. (2017).Questo video mostra l'iniezione intrarenale di E. coli nel bacino renale di un ratto anestetizzato per indurre un'infezione renale localizzata, modellando la pielonefrite acuta. Mette in evidenza le principali fasi chirurgiche e le tecniche asettiche necessarie per stabilire un modello di infezione riproducibile in vivo per l'analisi a valle.

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In questo video, descriviamo la tecnica per la somministrazione intravescicale di batteri uropatogeni per generare un modello di infezione del tratto urinario nei topi. Questo modello può essere utilizzato per comprendere la diffusione dell'infezione batterica uropatogena all'interno del sistema urinario e i meccanismi che determinano la suscettibilità alle infezioni delle vie urinarie.

Generazione di un modello di infezione del tratto urinario: una tecnica per somministrare batteri uropatogeni nel topo per sviluppare un modello di infezione del tratto urinario

Questo video dimostra l'instaurazione di un'infezione uropatogena da Escherichia coli in una vescica di topo femmina attraverso l'instillazione di catetere transuretrale. I batteri iniettati stabiliscono con successo un'infezione del tratto urinario all'interno della vescica, fornendo una preziosa piattaforma per lo studio delle malattie associate all'assistenza sanitaria correlate al tratto urinario.

Cateterismo transuretrale e inoculazione batterica per generare un modello di infezione del tratto urinario nei topi maschi

Istituzione di un modello di infezione del tratto urinario nei topi femmina

Qui, una procedura è descritta per la creazione di infezione sistemica nel ratto neonatale con colture di Escherichia coli K1. Questa procedura non invasiva consente colonizzazione del tratto gastrointestinale, traslocazione del patogeno alla circolazione sistemica, e l'invasione del sistema nervoso centrale al plesso coroide.

Non invasiva Modello di neuropatogeno Escherichia coli L'infezione neonatale nel ratto

Il modello stabilito di cateterizzazione transuretrale dei topi permette lo studio delle patologie della vescica, compreso l'infezione delle vie urinarie, ma può essere eseguito solo nelle femmine. Un nuovo modello di maschio instillazione transuretrale, qui presentato, consentirà la ricerca in un'area segnata da forti differenze cliniche ed epidemiologiche tra i sessi.

Infezione di apparato urinario in un modello animale piccolo: cateterizzazione transuretrale di topi maschi e femmine

Viene dimostrato un modello murino di inoculazione transuretrale uropatogena di E. coli (UPEC) per stabilire serbatoi latenti della vescica intracellulare e la successiva esposizione della vescica a G. vaginalis per indurre UPEC UTI ricorrente. Sono inoltre dimostrati l'enumerazione dei batteri, la citologia delle urine e la fissazione e l'elaborazione della vescica in situ per la microscopia elettronica a scansione.

Infezione ricorrente del tratto urinario da Escherichia coli innescata dall'esposizione alla vescica di Gardnerella vaginalis nei topi

Impara un modello chirurgico di pielonefrite nel ratto con iniezione intrarenale di Escherichia coli. Questo metodo diretto riduce la variabilità del reflusso renale e permette di studiare patogenesi, infiammazione e fibrosi renale.

Iniezione intrarenale di In un modello di ratto di pielonefriti

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