Name: Costruire modelli ad elementi finiti per Indagare Zebrafish Jaw Biomeccanica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 11 s
Description: Scopri l'analisi agli elementi finiti per modellare la biomeccanica della mascella di zebrafish. Questo metodo computazionale simula l'ambiente meccanico e aiuta a studiare lo sviluppo scheletrico e il comportamento cellulare in vivo.

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LHB è stato finanziato dal programma di dottorato cellulare Wellcome Trust dinamico; KAR è stata finanziata dal MRC progetto di sovvenzione MR / L002566 / 1 (assegnato a EJR e CLH) e CLH è stato finanziato da Aruk concessione 19479. Vorremmo anche ringraziare l&#39;impianto Wolfson Bioimmagini per un consiglio di imaging.

Tutti i passaggi all&#39;interno del protocollo seguono l&#39;Università di cura degli animali di Bristol e le linee guida di assistenza sociale e quelli del Regno Unito Home Office. 1. Visualizzazione muscoloscheletrico Anatomia NOTA: per visualizzare la forma degli elementi scheletrici, per quantificare muscolare e per identificare l&#39;esatto posizionamento delle inserzioni muscolari, immunostain (punto 1.1) pesci all&#39;età appropriata per miosina scheletrica (che rivela muscolare) e collagene di tipo II (per visualizzare cartilagine). In alternativa, visualizzare l&#39;anatomia muscolo-scheletrico utilizzando linee transgeniche reporter fluorescente, come il collagene A1 giornalista COL2A1: mCherry 13,14 di visualizzare la cartilagine e il lento miosina catena pesante giornalista smyhc: GFP 15 per visualizzare la posizione delle inserzioni muscolari (sezione 1.2). linee alternative che segnano cartilagine e muscolo potrebbe funzionare altrettanto bene. <ol><li> fluorescente Immunostavorazio <ol><li> Fix larva superiore 4% paraformaldeide (PFA) in soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) per 1 ora. Lavare in PBS con 0,1% Tween 20 (PBT) e disidratare in metanolo al 50% (MeOH) in PBT e 100% MeOH per 5 min, rispettivamente. Attenzione: PFA è tossico e deve essere maneggiato secondo il foglio di materiale di sicurezza. NOTA: Larva può essere immagazzinato in 100% MeOH fino all&#39;utilizzo. </li><li> Reidratare larva nel 50% MeOH in PBT per 5 min. Lavare in PBT per 5 min. </li><li> Permeabilize larva a 0,25% tripsina in PBT in ghiaccio per 5-6 min. Lavare a 4x PBT per 5 minuti ciascuna. </li><li> Bloccare per 2-3 ore a 5% di siero in PBT. </li><li> Incubare larva nella diluizione raccomandata di coniglio anti-collagene di tipo 2 e mouse anticorpi anti-miosina in 5% di siero in PBT per 1 ora a temperatura ambiente o per una notte a 4 ° C. NOTA: L&#39;intervallo di diluizione raccomandata è normalmente sulla scheda tecnica degli anticorpi. Scegli anticorpi che vengono sollevate contro le specie diverse tra loro e che sono anche diffenoleggiare al tessuto. </li><li> Lavare 6x larva per 15 minuti in PBT. </li><li> Bloccare per 1-2 ore a 5% di siero in PBT. </li><li> Incubare in anticorpi secondari nel buio. Utilizzare fluorescente anti-topo (550) e anti-coniglio (488) anticorpi secondari ad una diluizione appropriata in 5% di siero e PBT per l&#39;anticorpo specifico. </li><li> Lavare 6X per 10 minuti ciascuno in PBT e immagine su un microscopio confocale 10 volte il più presto possibile. </li></ol></li><li> Imaging muscoloscheletrico Geometria <ol><li> Montare le larve ventrale su un vetrino in condizioni di scarsa agarosio tiepida 0,3-0,5% punto di fusione (LMP) in soluzione di Danieau 16. NOTA: i pesci transgenici dovrà essere sedato a 0,02% MS222 (Tricaine metanosolfonato, pH 7) prima del montaggio e durante l&#39;imaging. </li><li> Prendete una immagine Pila confocale della regione di interesse utilizzando il 10X lente dell&#39;obiettivo e lo zoom digitale di circa 2,5 volte. Preparare le immagini del canale verde e rosso con il 488 nm e 561 nm Laser rispettivamente. Immagine ad una risoluzione pixel 512 x 512 con un intervallo tra z piani di 1,3 micron e 3 medie linea. Lo stack risultante sarà composta da circa 100 fette z. </li><li> Esportare i dati come una serie tiff. Proiezioni massime degli elementi muscolari e cartilagine da una larva zebrafish 5dpf sono mostrati in Figura 1. </li></ol></li></ol> 2. Creazione di una superficie 3D <ol style="margin-left: 40px;"><li> Scegliere un set di dati rappresentante per ogni punto di tempo a 3, 4 e 5 dpf (scegliere dopo la visualizzazione di campioni multipli). </li><li> Aprire pila tiff 3-dimensionale e selezionare tutti i canali di software di analisi. Fare clic destro sul canale cartilagine e selezionare il filtro immagine e levigante: gaussiana (Figura 2B). </li><li> In vista del progetto tasto destro del mouse sull&#39;immagine filtrata e selezionare &#39;segmentazione&#39; e poi &#39;editare nuova etichetta&#39;. Creare una nuova etichetta per ogni materiale, vale a dire, cartilagine e jmisto. Selezionare la regione cartilagine dell&#39;immagine (Figura 2C, il segnale bianco, contorno viola) utilizzando lo strumento bacchetta magica. Utilizzare lo strumento pennello per rimuovere il rumore dagli schemi. NOTA: Se si utilizza strumento bacchetta magica, clicca su &#39;Tutte le sezioni. </li><li> Selezionare la regione congiunta con lo strumento pennello e assegnare a un componente comune (Figura 2C, blu contorno) </li><li> Smooth più sezioni contemporaneamente selezionando la segmentazione nel menu in alto e le etichette lisce. Fare clic destro sull&#39;immagine e selezionate generare superfici per produrre un rendering 3D di superficie del componente (Figura 2D). </li><li> Fare clic sulla superficie e salvare i dati come file hmascii per l&#39;importazione in software meshing. </li></ol> 3. Calcolo delle forze muscolari per essere utilizzati nel modello FE <ol style="margin-left: 40px;"><li> Contare il numero di fibre muscolari da immagini confocale di smyhc: GFP zebrafish transgenico (Figura 1A, punta di freccia, 1C) e misurare il diametroeter delle fibre per calcolare la loro area di sezione trasversale (πr 2). </li><li> Identificare adatto forza per unità di area muscolare dalla letteratura. La forza muscolare massima generata per unità di superficie per i muscoli scheletrici zebrafish larvali (40 nN / micron 2) sono stati utilizzati 17. </li><li> Calcolare le forze per ogni gruppo muscolare anatomica moltiplicando il numero di fibre e la loro area dalla forza per unità di superficie. Vedere la Tabella 1. </li></ol> 4. Generazione di una Mesh <ol style="margin-left: 40px;"><li> Importare il modello 3D generato nella sezione 2 (sopra) in un pacchetto software in grado di generare una mesh di elementi finiti. </li><li> Genera A2D maglie della cartilagine e superfici articolari tramite funzione termoretraibile nel menu 2D. Scegli una dimensione di elemento appropriato. Nota: utilizzare una dimensione elemento tra 1,5-2,5. Se necessario, generare una serie di superficie 2D in modo diverso dimensioni maglie di effettuare l&#39;ottimizzazione mesh 3D (sezione 4.4). </li><li> Effettuare controlli di qualità maglia trovati sotto &#39;2D&gt; Strumenti&gt; Controlla gli elementi&#39; pannello per verificare la presenza di elementi duplicati, inserzioni e degli attraversamenti di mesh. Fissare angoli diedri utilizzando la scheda di utilità nella struttura ad albero modello. </li><li> Generare una mesh 3D da maglie di superficie 2D di diverse dimensioni dell&#39;elemento utilizzando il pannello secondario 3D&gt; Tetramesh. NOTA: Confrontare i risultati di diverse dimensioni di maglia e selezionare il modello FE con la dimensione di maglia più bassa che converge dopo ulteriori simulazioni e non comprometta la definizione caratteristica. L&#39;esempio in figura 3 contiene 1,5 milioni di elementi tetraedrici per le cartilagini mascella inferiore e aveva una dimensione di elemento 2D di 2,0. </li><li> Trasformare la rete in modo mascella modello è in scala, come per ogni stack confocale utilizzando la geometria&gt; Distanza pannello secondario. NOTA: Assicurarsi che la cartilagine e componenti comuni sono collegati nel modello esportando un modello di fusione o utilizzando legami. </li></ol> 5. Finite Element ModEL costruzione <ol><li> Utilizzando il software commerciale ad elementi finiti (FE), creare un modello FE. Usando il muscolo 3D e cartilagine etichettati pile confocale generati nella sezione 1 come guida, assegnare nodi che corrispondono ai punti di attacco muscolare. Creare un vettore tra due nodi che rappresentano l&#39;origine e l&#39;inserimento di ciascun muscolo (Figura 3). </li><li> Creare un collezionista carico di tipo &#39;storia&#39; di applicare un &#39;carico C&#39; per ogni muscolo. Specificare la grandezza in newton (calcolati in fase 3.3) e assegnare il vettore associato. La figura 3 mostra i punti di fissaggio per il mandibulae adduttore (AM), goniometro hyoideus (PH) e intermandibularis (IM). NOTA: Per questi muscoli della mascella, massima forza contrattile è distribuita tra l&#39;origine e l&#39;inserimento in modo che solo il 50% di ciascun carico viene applicato in ogni sito. </li><li> Assegnare opportune proprietà elastiche del materiale isotropo come determinato dalla letteratura. modulo di Young per la cartilaginee il Interzone in questo modello sono stati 1,1 MPa e 0,25 MPa, rispettivamente, e il rapporto di Poisson è stato 0,25 per entrambi 18,19. </li><li> Creare un collezionista carico di tipo &#39;di confine&#39; di applicare i vincoli iniziali sul modello. Vai alla scheda Analisi&gt; Vincoli e nel pannello secondario creare, raccogliere i nodi sul modello che si desidera limitare. Selezionare i gradi di libertà (DOF) che il movimento limite del modello per la migliore approssimazione della sua gamma di movimento naturale. NOTA: Il modello in figura 3 è vincolato in tutti gli assi di moto (DOF: 1, 2, 3 rappresentano x, y, z, rispettivamente) alla ceratohyal per ancorarlo nello spazio in un punto intermedio nel modello e nel assi yez nel punto in cui la palatoquadrate collega al resto del cranio zebrafish (Figura 3, Tabella 1). Il modello deve essere vincolato in tutti e tre DOF in almeno un nodo. </li><li> Creare un &#39;carico passo&#39;, per ogni tipo di movimento che si desidera simulate (cioè, apertura, chiusura), sotto il menu di analisi e selezionare tutti i carichi rilevanti (realizzati nella sezione 5.2) e dei vincoli (made in Sezione 5.4) per simulare questo movimento. Seleziona &#39;Static&#39; dal menu a tendina quando viene visualizzato. </li><li> modello di esportazione comprese le maglie, i carichi, i vincoli e le proprietà del materiale in un formato di file appropriato, in questo formato caso &quot;.inp&quot;. </li><li> Modello di carico in software di analisi FE. Creare ed eseguire un lavoro per il modello utilizzando il modulo di lavoro. </li><li> Analizzare l&#39;uscita per lo stress, affaticamento, spostamento, ecc trovato nei risultati scheda e il menu di visualizzazione (figura 4 e 5). </li></ol> 6. Validazione di Jaw Deformazione / Displacement Distanze <ol><li> Selezionare 3-6 Tg (Col2a1aBAC: mCherry) zebrafish transgenico. </li><li> Leggermente anestetizzare le larve con 0,02% MS222 fino a che non cessano di rispondere al tatto, ma i loro cuori sono ancora battendo. </li><li> Montarele larve lateralmente (mentre anestetizzato) su vetrini in tiepida 1% LMP agarosio (composto in soluzione di Danieau). </li><li> Rimuovere l&#39;agarosio dalla intorno alla testa e la mandibola con una pinza. </li><li> Lavare soluzione fresca di Danieau (senza MS222) sopra la testa della larva di rimuovere l&#39;anestesia con una pipetta Pasteur fino normali movimenti della bocca riprendere. </li><li> Utilizzare il software di acquisizione di film a prendere campo chiaro video ad alta velocità dei movimenti della bocca. Prendere i film di circa un minuto nella durata al massimo frame rate, o sufficiente per registrare più cicli di apertura della mascella. </li><li> Scegli fotogrammi che mostrano la mascella aperta al suo spostamento massimo. Misurare la distanza tra la punta anteriore della cartilagine di Meckel e la mascella superiore (punta della piastra ethmoid) in micron. </li><li> Calcolare la cilindrata media da più larve di pesci. </li><li> Estrarre i dati di spostamento dal modello. Utilizzare lo spostamento medio calcolato in 6.8 per verificare il comportamento dello spostamento del modello ( <strong&gt; Figura 4). Se il modello si discosta da aspettarsi, analisi di sensitività gestito alterando in sequenza le proprietà del materiale e dei carichi muscolari. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare. Alcuni dati delle figure 3-5 è stato ristampato da J.Biomech, 48 (12), Brunt et al., Elemento di modellazione Finite prevede cambiamenti di forma congiunta e il comportamento delle cellule a causa della perdita di tensione muscolare in fase di sviluppo della mascella, 3112-22. 2015, con il permesso di Elsevier 15.

Modelli ad elementi finiti sono stati utilizzati per collegare le aree di elementi scheletrici che sono sotto sforzo con quelli in fase di formazione ossea 10, così come per mappare le aree sotto sforzo durante encondrale e morfogenesi giunto 8,12,21. Altri studi sono stati anche in grado di applicare modelli di crescita teorici per replicare le modifiche durante lo sviluppo congiunto 11,12. Qui vi mostriamo il protocollo per la costruzione di modelli FE per un sistema relativamente semplice, la mascella zebrafish 20. A differenza dei metodi alternativi di raccolta immagini RAW per i modelli FE, come la TAC 22, l&#39;imaging confocale di linee transgeniche o zebrafish immunostained consente più tessuti da studiare. Si può, quindi, di fornire informazioni dirette sui punti di attacco muscolare in relazione alla cartilagine. Tra i modelli vertebrati zebrafish sono particolarmente suscettibili di manipolazione genetica e farmacologica. La generazione di modelli FE per zebrafishcartilagine craniofacciale ora apre la possibilità di un ulteriore studio della interazione tra biomeccanica e genetica nella morfogenesi congiunta. Ci sono un certo numero di fasi critiche del processo di creazione di un modello FE; il primo sta generando una accurata rappresentazione tridimensionale del sistema. Ciò richiede l&#39;imaging a una risoluzione abbastanza alta per definire chiaramente i confini. Si noti che anche con imaging ad alta risoluzione per fare una buona superficie di uno può avere per appianare alcune regioni. Un altro passo importante è la definizione del corretto posizionamento del carico e vincoli corretti. Un modello sufficientemente vincolato mancherà di risolvere e scorretto posizionamento dei carichi provoca movimenti anomali. Alcuni elaborazione dei dati grezzi (Figura 2) è necessario come superficie generata dai dati grezzi sarebbe difficile maglia (Figura 2B). Abbiamo filtrato i dati utilizzando un filtro gaussiano (Figura 2C </sTrong&gt;) e abbiamo effettuato alcune levigatura manuale delle curve per la produzione di una serie di linee pulite che può essere convertito in una superficie 3D. Troppo lisciatura può produrre una superficie &quot;fuso&quot; che ha perso molte delle sue caratteristiche. La scelta della dimensione di elemento corretto è un processo iterativo come la scelta troppo piccola una dimensione elemento crea troppo grande una maglia che è computazionalmente intensive. Tuttavia, la scelta troppo grandi dimensioni elemento produrrà una maglia che non riesce ricapitolare la corretta forma della struttura. La maglia corretta aveva la dimensione più piccolo elemento che ha catturato la corretta forma della mascella e convergenti su una soluzione corretta, verificata utilizzando lo spostamento della mascella. Può anche essere necessario modificare le proprietà del materiale o calcoli del carico di emulare meglio lo spostamento corretto come diverse età e specie avranno sostanzialmente diverse proprietà. È importante ricordare che ci sono sempre limitazioni un modello ipotetico essumptions fatto per i modelli FE. Quando solo modellare uno o un piccolo numero di campioni è fondamentale per garantire che un campione rappresentativo viene scelto come ci saranno probabilmente piccole variazioni tra gli individui. Poiché solo alcuni degli elementi a ganascia e muscoli sono stati inclusi, il modello è una versione semplificata del sistema muscolo-scheletrico craniofacciale zebrafish. Pertanto, i vincoli dovevano essere posizionato per spiegare dove gli elementi a ganascia modellati sarebbero collegarsi con il resto del cranio e il modello fu artificialmente vincolate al centro per fissarlo in &#39;spazio&#39;. Questo vincolo artificiale non ha impatto sull&#39;interpretazione disegnato dai modelli come il ceratohyal in sé non è stato analizzato. L&#39;inclusione di più della struttura cranio-facciale, in particolare altri apertura della mascella muscoli come i sternohyals e la sua cartilagine allegato 23, potuto aggiungere al modello, ma le limitazioni includono la capacità di modelli più grandi per l&#39;esecuzione del software degli elementi finiti. s = &quot;jove_content&quot;&gt; Un&#39;altra limitazione è che non abbiamo modellato inserimento legamento, anche se ciò potrebbe essere ottenuto mediante l&#39;inserimento di molle 8. Un&#39;altra ipotesi fatte in questo caso era che il modello sarebbe comportato linearmente. Le grandezze dei ceppi sui modelli erano paragonabili a quelle di modelli pubblicati e applicati alle cellule 10,24 in vitro, con ceppi di essere al di sotto di 3500 e sopra -5.000 μɛ parte di vincolo e di attacco muscolare punti. Pertanto, i ceppi alle regioni rilevanti del modello sono state considerate all&#39;interno di un range accettabile per un modello lineare. La cartilagine non si comporta esclusivamente come materia lineare ed è stata precedentemente modellato come un materiale poroelastic, che ha permesso l&#39;analisi del comportamento del fluido nel modello 25. Diffusione i punti di attacco muscolare tra un gruppo di nodi locali avrebbe distribuito le forze di picco e rappresentano più accuratamente l&#39;inserzione muscolo per alcuni muscoli. ent &quot;&gt; L&#39;utilizzo di FE consente una valutazione delle tensioni e sollecitazioni che agiscono su una struttura. Come tecnica è spesso utilizzato in molte discipline bioscienze tra cui ortopedia, paleontologia e, più recentemente, la biologia dello sviluppo. Qui si descrive come costruire FE per il pesce zebra mascella inferiore. in futuro questi modelli potrebbe essere esteso a guardare il corpo della mandibola, compreso il palato. tecniche simili potrebbero essere utilizzate per modellare biomeccanica della colonna vertebrale nei pesci, che fino ad oggi sono in gran parte stati studiati con mezzi cinematici.

Finite Element (FE) modellazione è una tecnica di ingegneria che può computazionalmente calcolare e mappare la grandezza e la posizione di ceppi che agiscono su una struttura di 1. Il modello consiste della struttura 3D, rappresentato da una maglia di &quot;Elementi finiti&quot;, e il risultato finale dell&#39;analisi è governata da una serie di fattori, tra cui la struttura e il numero di elementi della rete, l&#39;entità e la posizione del meccanico carichi e le proprietà del materiale. Le proprietà del materiale descrivono alcuni aspetti del comportamento di un materiale in una determinata tipologia di carico; modulo di Young (E) descrive l&#39;elasticità del materiale mentre il rapporto di Poisson descrive la diminuzione proporzionale alla larghezza di un materiale di sua lunghezza quando un campione viene allungato. FE modellazione può essere usato per calcolare una serie di variabili incluso lo spostamento, lo stress, la pressione e la tensione che agisce sul modello tenendo conto dei dati di ingresso unici sulla struttura &#39;; S forma, la posizione e la grandezza dei carichi e le proprietà dei materiali specifici. FE modellazione è ampiamente utilizzato in ingegneria 2 e sempre per ortopedici 3 e paleontologici applicazioni 4. Nello sviluppo forze biomeccaniche sono noti per agire come stimolo in molte cellule di attivare risposte cellulari 5-8 ed è utile per prevedere entrambe le posizioni relative e grandezze di stimoli meccanici all&#39;interno sviluppare sistemi di organi, tuttavia, attualmente FE modellazione è stato poco usato per lo sviluppo di zebrafish. Sia la cartilagine e ossa hanno dimostrato di essere i materiali meccanosensibili. Ad esempio, la compressione in vitro è stato trovato per attivare percorsi condrogeniche, mentre la tensione ha dimostrato di essere necessario per la formazione ossea 9. FE analisi (FEA) è stata sfruttata per modellare ceppi agendo su campioni biologici, compresi quelli che agiscono sugli elementi scheletrici durante l&#39;osso FOrmazioni 10. Altre applicazioni di sviluppo includono il suo uso per prevedere la forma di un giunto dopo che è stato esposto a forze biomeccaniche teorici 11,12 e per mostrare il modello di ceppi presenti durante pulcino ginocchio morfogenesi giunto 8. Questo protocollo ha lo scopo di condividere l&#39;esperienza di generare superfici 3-dimensionale, maglie e modelli ad elementi finiti dalle immagini confocali al fine di comprendere i meccanismi di tessuti in via di sviluppo. Mostriamo anche modi di validazione dei modelli FE se l&#39;acquisizione di informazioni reale spostamento giunto in vivo. Mentre usiamo mascella zebrafish come esemplare le stesse tecniche possono essere utilizzati su qualsiasi piccola sistema biologico per il quale le informazioni 3D sulla struttura del locomotore può essere ottenuta tramite microscopia confocale o multiphoton.

<table><tbody><tr><td>Coll2</td><td>Abcam</td><td>ab34712</td><td>Anticorpo al collagene di tipo II - colora tutta la cartilagine</td></tr><tr><td>A4.1025 / MF20</td><td>Studi sullo sviluppo banca dell'ibridoma</td><td>A4.1025</td><td>Anticorpo alla misoina scheletrica - segna tutto il muscolo scheletrico&nbsp;</td></tr><tr><td>Agarosio a basso punto di fusione</td><td>Sigma</td><td>A9414-5G</td><td>Per il montaggio di zebrafish</td></tr><tr><td>MS222 (Etile 3-amminobenzoato metanosulfonato)</td> <td>Sigma</td><td>E10521-10G</td><td>Per fare l'anestetico</td></tr><tr><td>Tripsina</td><td>Fisher</td><td>T/3760/48</td><td>permeabilizzazione del campione</td></tr><tr><td>Dylight 488 Mouse IgG</td><td>Thermofisher</td><td>35502</td><td>Anticorpo secondario</td></tr><tr><td>Dylight 550 Rabbit IgG</td><td>Thermofisher&nbsp;</td><td>84541</td><td>Anticorpo secondario</td></tr><tr><td>SP8/SP5 o SPE confocale</td><td>Leica</td><td></td><td>Per l'imaging&nbsp;</td></tr><tr><td>Software di acquisizione LAS Leica</td><td>Software</td>di imaging <td>Leica</td><td></td></tr><tr><td>Aviso (versione 7.0.0)</td>Software di <td>analisi di immagini 3D</td> <td>FEI Visualization Science Group</td><td></td> (Sezione 2)</tr><tr><td>Hypermesh parte del pacchetto Hyperworks (versione 10)Software di generazione di</td> modelli FE <td>Altair Engineering</td><td></td><td>(Sezione 4-5)</td></tr><tr><td>Abaqus (versione 6.14)</td><td>Software di analisi SIMULIA</td><td></td><td>FE (Sezione 5.7-5.8)</td></tr></tbody></table>

costruire modelli ad elementi finiti per indagare zebrafish jaw biomeccanica

Building Finite Element Models to Investigate Zebrafish Jaw Biomechanics

La morfogenesi scheletrica avviene attraverso comportamenti cellulari strettamente regolati durante lo sviluppo; molti tipi di cellule alterano il loro comportamento in risposta a sollecitazioni meccaniche. Le articolazioni scheletriche sono sottoposte a carichi meccanici dinamici. L'analisi agli elementi finiti (FEA) è un metodo computazionale, spesso utilizzato in ingegneria, in grado di prevedere come un materiale o una struttura risponderà a un input meccanico. Dividendo un intero sistema (in questo caso lo scheletro della mascella del pesce zebra) in una rete di "elementi finiti" più piccoli, la FEA può essere utilizzata per calcolare la risposta meccanica della struttura ai carichi esterni. I risultati possono essere visualizzati in molti modi, anche come una "mappa di calore" che mostra la posizione delle deformazioni principali massime e minime (una deformazione principale positiva indica la tensione mentre una negativa indica la compressione). Il massimo e il minimo si riferiscono alla deformazione più grande e più piccola). Questi possono essere utilizzati per identificare quali regioni della mascella e quindi quali cellule possono essere sottoposte a carichi tensionali o compressivi particolarmente elevati durante il movimento della mascella e possono quindi essere utilizzati per identificare le relazioni tra la deformazione meccanica e il comportamento cellulare. Questo protocollo descrive i passaggi per generare modelli agli elementi finiti da dati di immagini confocali sul sistema muscolo-scheletrico, utilizzando la mascella inferiore del pesce zebra come esempio pratico. Il protocollo guida il lettore attraverso una serie di passaggi: 1) colorazione dei componenti muscoloscheletrici, 2) imaging dei componenti muscoloscheletrici, 3) costruzione di una superficie tridimensionale (3D), 4) generazione di una mesh di elementi finiti, 5) risoluzione della FEA e infine 6) convalida dei risultati rispetto agli spostamenti reali osservati nei movimenti della mascella del pesce.

Immunocolorazione per il muscolo (Figura 1A) e della cartilagine (Figura 1B) o imaging reporter transgenici (Figura 1C) consente alla struttura 3D della mandibola da visualizzare, insieme alla muscolatura associata. Con immagini ad alta risoluzione è stato possibile costruire un modello che cattura sia la forma tridimensionale della mandibola (Figura 2) e la posizione e la disposizione dei carichi (figura 3). Utilizzando in spostamenti vivo visto attraverso la cattura di video ad alta velocità (Figura 4) abbiamo verificato che la gamma di movimento nel modello era all&#39;interno di una gamma realistica. I modelli FE volta corsa può essere utilizzato per visualizzare una serie di dati, come ad esempio lo stress (Figura 5A), minima e massima deformazione principale (Figura 5B - K). Questi risultati sono tre-dim<html> ensional in modo che il modello può essere ingrandita a vedere i modelli sottili di dettaglio (Figura 5E, 5I) ruotato per ottenere i pareri (Figura 5F, 5G, 5J, 5K) e in digitale sezionati (Figura 5E &#39;, 5E&#39; &#39;, 5I&#39;, 5I &#39;&#39;) per mostrare come i modelli di stress, tensione o variazione di pressione in tutto il modello. È anche possibile estrarre dati quantitativi dal modello (non mostrato). Verificando il modello e utilizzando le più accurate proprietà del materiale, carichi e mesh forma il modello FE può essere utilizzato per esplorare la migliore stima dell &#39;ambiente meccanico viene sperimentato da cellule durante quella finestra di sviluppo. I risultati del modello sono direttamente confrontabili ai cambiamenti nel comportamento cellulare e l&#39;espressione genica 20. <html> re 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54811 / 54811fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1:. Immagini rappresentative degli elementi muscolo-scheletrici del pesce zebra mascella inferiore a 5 dpf pile confocale rappresentativi della mandibola di larve 5dpf tutto mostrato con anteriore in alto (A) immunocolorazione per A4.1025 che colora tutta la miosina scheletrica (B) immunocolorazione per il collagene di tipo II che segna tutta la cartilagine (C) Pila da una larva dal vivo che esprime i giornalisti transgenici COL2A1: mCherry marcatura cartilagine (rosso) e smyhc: GFP lento muscolare (verde). IA: intermandibularis anteriore, PH: goniometro hyoideus, AM: adduttore mandibulae, HI: hyoideus inferiore, HI: hyoideus superiore, CH: sternohyoideus, MC: la cartilagine di Meckel, PQ: Palatoquadrate, CH:. Ceratohyal <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> &quot;Fo: together.within-page keep-=&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig2.jpg" /> Figura 2: generazione di una superficie 3D da dati confocali immagini che mostrano la transizione dai dati confocali in una superficie 3D per la zebrafish mascella inferiore con elevato ingrandimento della regione di giunzione.. (A) i dati confocale prime; (B) Dataset dopo l&#39;applicazione di un filtro gaussiano; (C) contorno filtrata; Di superficie (D) 3D. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig3.jpg" /> Figura 3: maglie rappresentativi mostrano vincoli e vettori di forza maglie rappresentativi per una larva 5 dpf per (A) di chiusura della bocca e.(B) apertura della bocca. Punti bianchi indicano luoghi in cui il modello è vincolata ed in cui le dimensioni (ad esempio, x ed y oppure x, y, z). Linee bianche indicano posizioni muscolari, con il vettore della forza muscolare indicato con frecce bianche. Rosso mostra la cartilagine e giallo il Interzone. Questa cifra è stata modificata dal materiale supplementare precedentemente pubblicato in Brunt et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig3large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig4.jpg" /> Figura 4:. Test di sensibilità FE-modello che simula lo spostamento della mascella in zebrafish 5dpf per diversi cartilagine e interzone moduli di Young. Mascella spostamento (aperto a chiuso in micron) è segnato sulla mascella; registrati utilizzando il tasto di colore. Ogni modello (A - L) presenta una diversa combinazione di cartilagine (c = 1,1, 3,1 o 6,1 MPa) o interzone (i = 0,25, 0,5, 0,75, o 1 proprietà MPa). Orizzontale freccia nera mette in evidenza il valore dello spostamento della mascella sulla punta della cartilagine del Meckel (rappresentato dalla freccia nera verticale). M e N alambicchi dal video di 5 DPF minimo che mostra le larve, vale a dire, la mascella chiusa (M) e il massimo, vale a dire, mascella completamente aperto (N) con i due sovrapposti (O) - linea bianca sul O rappresenta lo spostamento (43 micron). In questo caso relativa proprietà della cartilagine di 1.1 con un Interzone di 0,25 (A) migliore corrispondenza gli spostamenti visti in pesci vivi (O). I pannelli AL di questa figura sono stati precedentemente pubblicati in Brunt et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare un vers più grandi</a>ione di questa figura. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig5.jpg" /> Figura 5: i dati rappresentativi dei modelli FE simulazione FE-modello di tutti i muscoli applicate in 5 dpf larva (A - C).. (A) di Von Mises (EMaxmin) (B) ceppo minimo principale (E min. P, μɛ) (C) ceppo massima principale (E Max. P., μɛ). simulazione FE-modello di ceppi massimi e minimi principali durante l&#39;apertura della mascella. (D - K): ceppo massima principale (. E Max P., μɛ) a (D) vista mascella ventrale e (E) ventrale vista comune (E) indica la posizione delle sezioni prossimale-distale attraverso la cartilagine del Meckel congiunta e il Interzone in (e &#39;) e (e&#39; &#39;), rispettivamente. (F): lateralemascella vista. (G): vista laterale congiunta. (H - K): ceppo minimo principale (. E Min P, μɛ) a (H) vista ventrale mascella e (I) ventrale vista comune. (I) indica la posizione delle sezioni prossimale-distale attraverso congiunta cartilagine di Meckel e Interzone a (I &#39;) e (I&#39; &#39;), rispettivamente (J): vista laterale della mascella. (K): vista laterale congiunta. Questo dato è stato pubblicato in precedenza in Brunt et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig5large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Numero di fibre muscolari </td><td> Area di fibra muscolare (micron 2) </td><td> zona gruppo muscolare (micron2) </td><td> Forza (N) </td></tr><tr><td> 5 dpf intermandibularis anteriore </td><td> 5 </td><td> 23.8 </td><td> 119 </td><td> 4.76e-6 </td></tr><tr><td> 5 dpf goniometro hyoideus </td><td> 6 </td><td> 23.8 </td><td> 142.8 </td><td> 5.71e-6 </td></tr><tr><td> 5 dpf adduttore mandibulae </td><td> 9 </td><td> 23.8 </td><td> 214.2 </td><td> 8.57e-6 </td></tr></tbody></table> Tabella 1: Muscle quantificazione. Calcolato forze muscolari medi del Intermandibularis anteriore, adduttore Mandibulae e goniometro Hyoideus a 5 dpf utilizzando 40 nN / micron 2 (valore per unità di superficie preso da riferimento 17). (Iorga et al., 2011) (n = 3).

L'analisi agli elementi finiti è uno strumento utilizzato frequentemente per studiare le prestazioni meccaniche delle strutture sotto carico. Qui applichiamo il suo uso alla modellazione della biomeccanica della mascella del pesce zebra.

Costruire modelli ad elementi finiti per Indagare Zebrafish Jaw Biomeccanica

Skeletal morphogenesis occurs through tightly regulated cell behaviors during development; many cell types alter their behavior in response to mechanical ...

L'obiettivo generale di questa tecnica di modellazione è simulare l'ambiente meccanico cui sono sottoposte le mascelle in via di sviluppo del pesce zebra. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo del sistema muscolo-scheletrico, ad esempio: come cambiano nel tempo i modelli di carico meccanico? E in che modo questi carichi stimolano il comportamento cellulare?Il principale vantaggio di questa tecnica è che consente di analizzare i modelli di espressione genica e le modifiche al comportamento cellulare nel contesto dell'ambiente meccanico. Questo metodo può fornire informazioni sullo sviluppo scheletrico e può essere applicato anche a qualsiasi altra struttura biologica soggetta a carico meccanico, come gli elementi scheletrici nei vertebrati superiori o il sistema cardiovascolare.Generalmente, le persone nuove rispetto a questo metodo potrebbero incontrare difficoltà, poiché la terminologia e il software presuppongono una formazione in ingegneria. Per visualizzare la forma degli elementi scheletrici, quantificare il muscolo e identificare con precisione la posizione dei punti di inserzione muscolari, eseguire una immunomarcatura del pesce all'età appropriata per la miosina scheletrica e il collagene di tipo II. Per prima cosa, fissare una larva di pesce in paraformaldeide al 4% in soluzione PBS per un'ora.Quindi, rimuovere il fissativo con due lavaggi in PBT. Successivamente, disidratare la larva in metanolo al 50% e PBT per cinque minuti, seguiti da metanolo al 100% per cinque minuti. Le larve possono quindi essere conservate in metanolo al 100% fino al momento dell'utilizzo.All'occorrenza, reidratare la larva in metanolo al 50% e PBT per cinque minuti. Successivamente, lavarla in PBT per cinque minuti. A questo punto, permeabilizzare la larva con tripsina allo 0,25% in PBT su ghiaccio per cinque-sei minuti.Quindi, lavarlo in PBT per cinque minuti e ripetere il lavaggio in PBT altre tre volte. Prima di applicare gli anticorpi, bloccare la larva per due o tre ore in siero al 5% e PBT. Successivamente, incubare la larva nella diluizione raccomandata degli anticorpi coniglio anti-collagene di tipo II e topo anti-miosina, in siero al 5% e PBT.Eseguire questa incubazione per un'ora a temperatura ambiente o per tutta la notte a quattro gradi Celsius. Dopo l'applicazione degli anticorpi primari, lavare la larva in PBT per un totale di sei volte, 15 minuti per ogni lavaggio. Dopo i lavaggi in PBT, applicare un blocco con siero al 5% in PBT per una o due ore.Ora applicare gli anticorpi secondari, tenendo d'ora in poi il campione al buio il più possibile. Utilizzare anticorpi secondari marcati con fluorocromo anti-topo e anti-coniglio in siero al 5% e PBT. Dopo l'applicazione degli anticorpi secondari, lavare la larva in PBT sei volte per 10 minuti ogni lavaggio.Ogni larva colorata come descritto o che esprime marcatori fluorescenti può ora essere analizzata mediante microscopio confocale come segue. Acquisire uno stack di immagini confocali della regione di interesse utilizzando un obiettivo da 10x con un ingrandimento digitale di circa 2,5x. Eccitare il canale verde e quello rosso mediante un laser a 488 nanometri e un laser a 561 nanometri.Quindi, acquisire immagini di 512 pixel quadrati utilizzando un intervallo tra i piani z di 1,3 micron con una media di tre linee. Circa 100 sezioni z riempiranno lo stack. Esportare i dati come uno stack di immagini TIFF.Aprire lo stack di immagini TIFF e visualizzare tutti i canali nel software appropriato. Fare clic con il tasto destro sul canale della cartilagine, selezionare "Orthoslice" e creare. Quindi, fare clic con il tasto destro sul canale della cartilagine e selezionare Elaborazione dell'immagine, Smussamento e riduzione del rumore, scegliere il filtro immagine e attivare lo smussamento gaussiano.Nella vista del progetto, fare clic con il tasto destro sull'immagine filtrata e selezionare la segmentazione dell'immagine, quindi modifica nuova etichetta. Creare una nuova etichetta per ogni materiale, ad esempio cartilagine e articolazione. Successivamente, selezionare la regione della cartilagine nell'immagine utilizzando lo strumento bacchetta magica con l'opzione tutte le sezioni attivata, e usare lo strumento pennello per rimuovere il rumore dai contorni.Successivamente, selezionare la regione articolare con lo strumento pennello e assegnarla al componente articolare, ripetendo l'azione lungo tutta l'articolazione. Per appianare più sezioni contemporaneamente, selezionare Segmentazione dal menu in alto e scegliere Appiana etichette. Quindi, per generare una renderizzazione tridimensionale della superficie del componente, fare clic con il tasto destro sull'immagine e selezionare Genera superficie.Ora, fare clic sulla superficie renderizzata e salvare i dati come file HMASCII per il software di mesh. La generazione della mesh 3D è un passaggio fondamentale per creare un buon modello. È necessario trovare un compromesso tra una mesh che rappresenti accuratamente la forma reale della struttura da modellare e l'inclusione di troppi dettagli che potrebbero introdurre elementi problematici, come quelli con angoli troppo piccoli o troppo grandi.Per generare la mesh, importare il modello 3D in un software adeguato. Per generare una mesh bidimensionale delle superfici cartilaginee e articolari, utilizzare lo strumento shrinkwrap nel menu 2D. Scegliere una dimensione dell'elemento compresa tra 1,5 e 2,5.È possibile creare una serie di mesh superficiali di dimensioni diverse per eseguire l'ottimizzazione della mesh 3D. Per garantire la continuità della mesh tra le superfici articolari e cartilaginee, tutti gli elementi sul bordo devono condividere nodi comuni. Per ottenere questo risultato, rimuovere la superficie interna dell'articolazione, lasciando un tubo cavo.Utilizzare il tasto funzione F2 per accedere alla scorciatoia del menu Elimina elementi. Selezionare gli elementi da eliminare. Regolare i nodi del contorno in modo che corrispondano alla superficie della cartilagine.Utilizzare una combinazione dei tasti funzione F2, F3 e F6 per eliminare, spostare i nodi e creare nuovi elementi, rispettivamente. Infine, duplicare la superficie della cartilagine all'interno dell'articolazione utilizzando il menu per organizzare i componenti del raccoglitore. Utilizzare il tasto funzione F2 per eliminare tutti gli elementi non appartenenti all'articolazione.In seguito, eseguire controlli di qualità accedendo al pannello Controlla elementi. Verificare la presenza di elementi duplicati, inserimenti e penetrazioni nella mesh. Se rilevati, modificarli utilizzando la scheda Strumenti.Verificare gli angoli diedri utilizzando la scheda di utilità presente nell'opzione dell'albero del modello. Per generare una mesh 3D dalle mesh superficiali 2D di dimensioni elementari diverse, utilizzare lo strumento Tetramesh. Confrontare diverse dimensioni della mesh e selezionare il modello agli elementi finiti con la dimensione della mesh più piccola che converge dopo ulteriori simulazioni, senza compromettere la definizione delle caratteristiche.Successivamente, utilizzando lo strumento Distanza, trasformare la mesh in modo che il modello della mascella sia in scala. Assicurarsi che le componenti cartilaginee e articolari siano collegate nel modello esportando un modello unito oppure utilizzando vincoli di tipo tie. Successivamente, applicare carichi, vincoli e proprietà dei materiali al modello ad elementi finiti (FE) per simulare la funzione della mascella.Utilizzando le serie di immagini confocali etichettate come guida, definire i muscoli. Assegnare innanzitutto dei nodi che corrispondono ai punti di inserzione muscolare. Successivamente, creare dei vettori tra i nodi che rappresentano l'origine e l'inserzione di ciascun muscolo.Dopo aver definito tutti i muscoli, creare un loadcollector di tipo history e applicare un Cload a ciascun muscolo. Specificare l'entità in newton e assegnare il vettore associato. Quindi, assegnare proprietà del materiale elastiche isotrope appropriate, come determinato dalla letteratura.Successivamente, creare un loadcollector di tipo boundary e applicare alcuni vincoli iniziali al modello. Selezionare i nodi da vincolare e scegliere un fattore di gradi di libertà simile al range naturale di movimento del muscolo definito da tali nodi. A questo punto, creare un passo di carico per ciascun tipo di movimento da simulare.Sotto il menu di analisi, selezionare tutti i carichi e i vincoli rilevanti per simulare il movimento specificato. Quindi, selezionare statico dal menu a discesa. Quando pronto, esportare il modello in un formato di file appropriato, inclusi la mesh, i carichi, i vincoli e le proprietà del materiale.In questo caso, viene scelto il formato INP. Successivamente, caricare il modello nel software di analisi agli elementi finiti. Creare quindi un'analisi per il modello ed eseguirla, analizzando i risultati in termini di tensione, deformazione, spostamento e così via.Selezionare da tre a sei larve di pesce zebra transgenico e anestetizzarle leggermente con MS-222 allo 0,02% fino a quando non rispondono più al tocco, ma i loro cuori continuano a battere. Successivamente, montare le larve lateralmente su coprioggetti in agarosio al 1% a basso punto di fusione in soluzione di Danieau, a temperatura tiepida. Quindi, rimuovere con attenzione l'agarosio intorno alla testa e alla mascella con pinzette.Quindi, utilizzando una pipetta di Pasteur, versare una soluzione fresca di Danieau sulla testa della larva per rimuovere l'anestetico. Procedere fino al ripristino dei normali movimenti della bocca. A questo punto, utilizzare un software di acquisizione video per registrare video ad alta velocità in fluorescenza dei movimenti della bocca.Registra il filmato alla frequenza di acquisizione più elevata per tutto il tempo necessario a registrare più cicli di apertura della mascella. Successivamente, analizza lo spostamento massimo della mascella. Scegli i fotogrammi in cui la mascella è aperta al massimo e misura la distanza tra l'estremità anteriore della cartilagine di Meckel e la mascella superiore.Il punto della mascella superiore corrisponde alla punta della lamina etmoidale. L'immunomarcatura per muscoli e cartilagine, oppure l'acquisizione di immagini di reporter transgenici, permette di visualizzare la struttura tridimensionale della mascella, insieme alla muscolatura associata. Acquisendo immagini ad alta risoluzione, è stato possibile costruire un modello che riproduce la forma tridimensionale della mascella.Il modello incorpora carichi il cui posizionamento e intensità sono stati ricavati dalle immagini confocali di muscolo e cartilagine. A partire da questo modello, sono state testate diverse proprietà dei materiali. Sfruttando gli spostamenti in vivo osservati mediante acquisizione video ad alta velocità, è stato selezionato un modello che meglio riproduce quell'intervallo di movimento.Utilizzando i dati più accurati relativi alle proprietà dei materiali, ai carichi e alla forma della mesh, il modello agli elementi finiti è stato impiegato per esplorare la stima migliore dell'ambiente meccanico sperimentato durante questo intervallo di tempo. Ad esempio, sono state misurate le intensità dello sforzo. Il modello può essere ingrandito per osservare i dettagli fini del modello e quindi esaminato in sezioni digitali per analizzare il dettaglio in tutte le dimensioni.Dopo aver visto questo video, si avrà una buona comprensione di come utilizzare l'immagine confocale per costruire un modello tridimensionale fisiologicamente accurato di una struttura biologica soggetta a un carico meccanico. Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante ricordare che si tratta di un modello lineare ed elastico, e la cartilagine non si comporta interamente come un materiale lineare. Altre proprietà del materiale, come la permeabilità, possono essere incorporate, ma potrebbero richiedere ulteriori modifiche alla mesh.

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Analizzando craniofacciale morfogenesi in Zebrafish Uso 4D Microscopia confocale

L'embrione zebrafish è un ottimo modello per la ricerca biologia dello sviluppo. Durante l'embriogenesi, zebrafish sviluppare con una massa tuorlo, che presenta sfide tridimensionali per l'osservazione e l'analisi del campione. Questo protocollo descrive come creare bidimensionali montaggio preparazioni semplici di tutto il monte in situ (WISH) colorati esemplari embrioni di zebrafish.

Preparazione di montaggio schermo per l&#39;osservazione e l&#39;analisi di zebrafish campioni macchiato da Whole Monte<em&gt; In situ</em&gt; Ibridazione

Il pesce zebra è un eccellente sistema modello per studi genetici e di sviluppo. L'impianto di perline è una preziosa tecnica di manipolazione dei tessuti che può essere utilizzata per interrogare i meccanismi di sviluppo introducendo alterazioni negli ambienti cellulari locali. Questo protocollo descrive come eseguire l'impianto di microsfere nell'embrione di zebrafish.

Microperla impianto nel zebrafish

L'obiettivo del presente protocollo è di alterare la penetranza dei fenotipi mutanti scheletrici letale in zebrafish allevamento selettivo. Mutanti letali non possono essere coltivate all'età adulta e si sono allevati, pertanto questo protocollo descrive un metodo per il monitoraggio e selezione penetranza attraverso più generazioni di progenie test.

Lo spostamento di penetranza mutante scheletrica letale di Zebrafish progenie test

Qui, descriviamo 3 modelli di lesione di zebrafish adulto e loro uso combinato con il trattamento di droga immunosopressiva. Siamo fornire indicazioni su formazione immagine di rigenerare i tessuti e il rilevamento di mineralizzazione dell'osso in esso.

Modelli di lesione di Zebrafish adulto per studiare gli effetti del Prednisolone nella rigenerazione di tessuto osseo

Questo protocollo descrive la raccolta e la visualizzazione delle squame elasmoidi del pesce zebra durante la rigenerazione in vivo . Inoltre, viene presentata la coltura ex vivo di queste scaglie fino a 7 giorni dopo la raccolta.

Rigenerazione delle squame di zebrafish in toto e cultura delle squame ex vivo

Questo protocollo offre un metodo per studiare la dinamica cellulare utilizzando una semplice tecnica di coltura in vitro . Offre ai ricercatori e agli educatori del pesce zebra l'opportunità di studiare i processi cellulari, come quelli legati all'omeostasi ossea e alla biologia cellulare di base, visualizzando nuclei fluorescenti e cellule apoptotiche all'interno delle squame.

Tecnica di coltura in vitro per lo studio della dinamica cellulare nelle squame di zebrafish

Il protocollo qui descritto presenta una procedura semplice e facile da seguire per la colorazione e la dissezione delle cartilagini craniofacciali in una larva di pesce zebra di 5 giorni. Può essere utilizzato per studiare l'anatomia, la forma e le dimensioni di queste strutture in varie condizioni di sviluppo.

Dissezione dei tessuti craniofacciali di pesce zebra dopo colorazione con blu di Alcian

Questo lavoro descrive un protocollo per quantificare la forma della cartilagine craniofacciale utilizzando software liberi (tpsDigs2, MorphoJ e PAST) per misurare i cambiamenti nella struttura facciale nelle larve di pesce zebra.

Analisi morfometriche della forma: il software di analisi per la quantificazione della forma craniofacciale nel pesce zebra

Scopri l'analisi agli elementi finiti per modellare la biomeccanica della mascella di zebrafish. Questo metodo computazionale simula l'ambiente meccanico e aiuta a studiare lo sviluppo scheletrico e il comportamento cellulare in vivo.

Costruire modelli ad elementi finiti per Indagare Zebrafish Jaw Biomeccanica

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