Name: impennata Ixodes scapularis, Il Tick Black-legged: Alimentazione stadi immaturi sui topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Impara un protocollo di alimentazione per zecche immature su Ixodes scapularis che aumenta la sopravvivenza e riduce lo stress sui topi. Questo metodo semplifica l'allevamento delle colonie e facilita la raccolta efficiente.

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Gli autori riconoscono l'aiuto del personale di Medicina Animale da Laboratorio, Università del Nevada, Reno. MM ha ricevuto finanziamenti da Nevada INBRE.

Il protocollo (Number-00682) descritto qui di seguito è stato approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso (IACUC) presso l&#39;Università del Nevada Reno e segue le linee guida della University of Nevada, animale comitato etico della ricerca di Reno. In breve, i topi sono stati anestetizzati con isoflurano e un&#39;ogiva è stato utilizzato per mantenere livelli isoflurano continui per 20 min. Un unguento veterinario è stato usato per l&#39;essiccamento della occhi sotto anestesia. Toe pinch stata utilizzata per determinare il livello di anestesia e la frequenza respiratoria è stata misurata durante tutta la procedura. I topi sono stati tenuti in gabbie individuali e monitorati finché fu recuperato. I topi sono stati utilizzati una sola volta per l&#39;alimentazione zecche e sono stati sottoposti ad eutanasia recupero post tick. L&#39;eutanasia è stata realizzata dal Laboratorio di personale di staff animale medicina. CO 2 e dislocazione cervicale sono stati utilizzati per l&#39;eutanasia degli animali. NOTA: Lavorare su zecche richiede l&#39;uso di completa eq di protezione individualeAZIONE DEI DISPOSITIVI. Per il conteggio delle zecche immature, indossare cappotti di laboratorio bianco, guanti nitrilici lunghi per coprire l&#39;apertura del manicotto del cappotto di laboratorio con bande di gomma e scarpe chiuse. Per infestare i topi con le zecche, utilizzare una rete di capelli, tuta da lavoro usa e gonna, guanti a maniche lunghe sulle maniche e coprisedili. Utilizzate tute bianche o colorate per rilevare le zecche instabili. Controllare periodicamente i guanti e le maniche per le zecche. 1. Preparazione della sala per l&#39;alloggiamento degli animali <ol><li> Designare una stanza separata per ospitare i topi infestati da zecche. Posizionare una tappetino appiccicoso o un nastro di moquette su entrambi i lati dentro e fuori la porta per evitare fughe accidentali. </li></ol> 2. Conteggio delle zecche per l&#39;infestazione del mouse <ol><li> Inserire nastro a doppia faccia intorno ai bordi superiori di un contenitore di plastica da 7 &quot;x 5&quot; x 14 &quot;e riempire con acqua a circa 2 cm. </li><li> Inserire un&#39;altra piccola scatola o un piatto di Petri al centro del contenitore e riempi con acqua a 1 cm creando un &amp;# 34; fossero &quot;intorno a questo contenitore </li><li> Conservare il fiale contenente le larve o le ninfe all&#39;interno del piatto di Petri. </li><li> Utilizzare un pennello di vernice fine per rimuovere le larve o le ninfe dalla fiala e contare sotto il microscopio. Conta 50 larve o 25 nimfe in flaconi di scintillazione separati. Coprire immediatamente i flaconcini con lo strato di maglia nylon o organdy e chiudere con fasce di gomma. </li></ol> 3. Infestare i topi con le immature zecche <ol><li> Utilizzare una panca da lavoro bianco o leggera e bastone a nastro biadesivo lungo il perimetro dell&#39;area di lavoro. </li><li> Anestetizzare il mouse con isoflurano. Controllare il livello di anestesia con il pizzico della punta. Una volta anestetizzato, trasferire il mouse su un tappetino riscaldato rivestito di tovaglioli di carta e fissarlo a un cono di naso per la fornitura continua di isoflurano. </li><li> Applicare unguento a base di gelatina petrolifera per evitare la secchezza. Si noti il ​​pattern di respirazione del mouse per regolare i livelli di isoflurano (80 - 230 respiri per min è normale., Ridurre il livello di isoflurano in brIl tasso di eathing è inferiore a 80 breath per min per evitare l&#39;uccisione dell&#39;animale). </li><li> Prendete un fiale di 50 larve o 25 nimfe e posizionate le zecche sotto la pelliccia sulla testa tra le orecchie con un pennello ( figura 1 ). Tenere il mouse sotto l&#39;anestesia per 20 minuti dopo il posizionamento per dare tempo sufficiente per le zecche da attaccare. </li><li> Spostare il mouse su una gabbia usa e getta monouso tipo scatola in plastica con coperchi e biancheria bianca. Fornire giocattoli, acqua e cibo ad libitum come per la cura del mouse normale. </li><li> Conservare la gabbia del mouse all&#39;interno di una gabbia più grande di ratto o gerbil, rivestita di nastro adesivo su due lati intorno ai bordi superiori. Riempire la gabbia esterna con 3 cm di acqua ( Figura 2 ). </li></ol> 4. Raccolta di zecche dai topi <ol><li> I ticchetti immaturi si separano tra i giorni 3 e 6 dell&#39;alimentazione. Controllare ogni giorno dopo giorno le gabbie e il fossato d&#39;acqua per le zecche ingannate. </li><li> Raccogli le zecche distaccate dalla gabbia tra i giorni 4 e 6. Utilizzate un doloreT pennello o pinze morbide per raccogliere le zecche ingrassate e conservare in flaconi di scintillazione puliti con panno in maglia nylon fissati con bande di gomma. </li><li> Anestetizzare e controllare il mouse il giorno 7 per qualsiasi rimanente zecche allegate. </li><li> Controllare la biancheria da letto, l&#39;alimento e la bottiglia d&#39;acqua per le zecche ingannate il giorno 7. Eutanizzare i topi seguendo la procedura descritta in precedenza. Autoclave le gabbie usa e getta, la biancheria, la bottiglia d&#39;acqua e il cibo per evitare qualsiasi scompigliamento delle zecche senza peli. </li></ol> 5. Immagazzinamento delle zecche di Fed <ol><li> Mantenere le zecche ingrossate all&#39;umidità del 90%, 20 ° C, e una luce 12:12: il ciclo scuro in un incubatore di umidità e temperatura controllato fino a quando si verifica un molting. Ciò può richiedere circa 12 a 18 settimane. </li><li> Mentre l&#39;elevata umidità favorisce la sopravvivenza del bersaglio, rende anche i ticks suscettibili di sovrapposizione fungina. Controllare le zecche alimentate sotto il microscopio almeno una volta alla settimana per lo stampo. Se rilevato, lavare i sopravvissuti in etanolo al 70% per 5Min., Sciacquare in acqua, trasferire su un filtro da asciugare e trasferirlo in flaconi nuovi e puliti. </li></ol>

<ol><li>Gleim, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+associated+with+tick+bites+and+pathogen+prevalence+in+ticks+parasitizing+humans+in+Georgia%2C+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26amp%3B+Vectors%22%5BJournal%5D)">Factors associated with tick bites and pathogen prevalence in ticks parasitizing humans in Georgia, USA.</a> Parasites &amp; Vectors. 9 (125), Available from:
 <a target="_blank" href="http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6">http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6</a> 1-13 (2016).</li>
<li>Krober, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Parasitol%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Kuhnert, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+of+Hard+Ticks+In+Vitro%3A+New+Perspectives+for+Rearing+and+for+the+Identification+of+Systemic+Acaricides%5BTitle%5D)+AND+%22ALTEX%22%5BJournal%5D)">Feeding of Hard Ticks In Vitro: New Perspectives for Rearing and for the Identification of Systemic Acaricides.</a> ALTEX. 13 (2), 76-87 (1996).</li>
<li>Voigt, W. P., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8233589">In vitro feeding of instars of the ixodid tick Amblyomma variegaturn on skin membranes and its application to the transmission of Theileria mutans and Cowdria ruminantium.</a> Parasitol. 107, 257-263 (1993).</li>
<li>Gregson, J. D. Ticks. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGregson%2C+JD+%22Insect+Colonization+and+Mass+Production%22">Insect Colonization and Mass Production</a>. Smith, C. N. , Academic Press. New York. 49-72 (1966).</li>
<li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. 2, Oxford University Press. New York. (1993).</li>
<li>Bouchard, K. R., Wikel, S. K. Care, maintenance, and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBouchard%2C+KR+%22Biology+of+Disease+Vectors%22">Biology of Disease Vectors</a>. Marquaedt, W. C. , Elsevier. New York. 705-711 (2005).</li>
<li>Schumaker, T. S., Barros, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Ornithodoros+%28Alectorobius%29+talaje.+%28Acari%3AArgasidae%29+in+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Ornithodoros (Alectorobius) talaje. (Acari:Argasidae) in laboratory.</a> J Med Entomol. 32, 249-254 (1995).</li>
<li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi+%28Acari%3AIxodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Laboratory life cycle of Ixodes woodi (Acari:Ixodidae).</a> J. Med. Entomol. 35, 177-179 (1998).</li>
<li>James, A. M., Oliver, J. H. Jr Feeding and host preference of immature Ixodes dammini,I.scapularis,and I.pacificus.(Acari:Ixodidae). <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Feeding+and+host+preference+of+immature+Ixodes+dammini%2CI.scapularis%2Cand+I.pacificus.(Acari%3AIxodidae)">J. Med. Entomol</a>. 27, 324-330 (1990).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Passi critici all&#39;interno del protocollo È importante avere diversi livelli di misure di sicurezza durante l&#39;allevamento delle zecche per evitare fuga accidentale. L&#39;uso di nastro adesivo e fossato d&#39;acqua sono fondamentali per garantire la sicurezza. È importante mantenere il mouse anestetizzato su un tappetino per mantenere costante la temperatura corporea. Abbiamo anche scoperto che la rasatura del mouse non fornisce alcun vantaggio in più per l&#39;attaccatura del tick. Un s...

Le zecche sono obbligati ectoparassiti ematofagi dei vertebrati e sono distribuiti in tutto il mondo. Negli Stati Uniti, almeno 11 specie di zecche sono vettori di agenti patogeni di importanza per la salute pubblica 1. Ixodes scapularis è responsabile per la trasmissione di diversi agenti patogeni come gli agenti causali della malattia di Lyme (Borrelia burgdorferi) febbre ricorrente (B. miyamotoi), anaplasmosi granulocitica umana (Anaplasma phagocytophilum), e babesiosi (Babesia spp.). Nonostante l&#39;importanza di I. scapularis come vettori di malattie, la raccolta di questi aracnidi in abbondanza in natura per gli studi in laboratorio non è sempre fattibile. Pertanto, la produzione di zecche allevate in laboratorio sano è essenziale per gli studi di biologia tick, tick e-patogeno interazioni. Il ciclo di vita di tutte le zecche dure (famiglia Ixodidae), tra cui I. scapularis, è costituito da l&#39;uovo e tre activE stadi: larva, ninfa e adulti. Ogni fase attiva viene alimentata da un host vertebrato. Le complesse interazioni che si verificano tra zecche e loro ospiti durante diversi giorni di attacco e di alimentazione sono quasi impossibili da replicare usando mangimi artificiali e sono improbabili che forniscono un numero sufficiente di zecche alimentate per l&#39;allevamento di massa 2 , 3 , 4 . Pertanto, i topi e conigli vivi vengono utilizzati più frequentemente come host per l&#39;allevamento di immaturi (larve e ninfe), e fasi mature (adulti) di zecche, rispettivamente. Il requisito di ospedali multipli per l&#39;alimentazione del sangue durante ogni fase di sviluppo complica l&#39;allattamento dei ticchetti e è tempo e costi intensivi 5 , 6 , 7 . La maggior parte dei protocolli per l&#39;allevamento del ticchettio richiede la conservazione dei topi in una gabbia a pavimento griglia metallica sospesa 7 , 8 o in un cilindro caGe di tali dimensioni che l&#39;animale non può muoversi liberamente e lo sposo stesso 6 , 9 , 10 . Queste gabbie cilindriche vengono successivamente trasferite in una gabbia di scarpiere con una griglia metallica. Quindi vengono raccolti le zecche ad anello incastrate e smontate. Tuttavia, questo metodo consente di esporre le zecche alimentate ad acqua contaminata da urine e feci che possono aumentare la crescita delle funghi e la mortalità dei segni. Inoltre, aumenta la possibilità di fuggire dal bacino dell&#39;acqua, oltre che causare stress ai topi. Per aggirare questi problemi, qui dimostriamo che la tambura di larvale è alimentata su topi all&#39;interno di gabbie monouso di tipo plastic shoebox. Questo metodo consente il normale comportamento dei topi, aumenta il recupero ingorgo del ticchettio e diminuisce la mortalità dei segni a causa della contaminazione.

<table><tbody><tr><td>Unguento veterinario Puralube</td><td>Amazon</td><td></td><td>Disponibile in qualsiasi negozio di animali o negozio online</td></tr><tr><td>Gabbia per mouse usa e getta</td><td>&nbsp; Innovive, San Diego, CA&nbsp;</td><td>MV 2</td><td>Set di fondo e coperchio</td></tr><tr><td>Bianco Alpha dri lettiera&nbsp;</td><td>Forniture di laboratorio, Fort Worth, TX</td><td> ALPHA-DRI & commercio;</td><td></td></tr></tbody></table>

impennata<em&gt; ixodes scapularis,</em&gt; il tick black-legged: alimentazione stadi immaturi sui topi

Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

Ixodes scapularis , il vettore della malattia di Lyme, è uno dei più importanti vettori delle malattie negli Stati Uniti orientali e mediorientali. Questa specie è un trifoglio host che richiede un pasto di sangue da un ospite vertebrato per ogni fase di sviluppo e le femmine adulte richiedono un pasto di sangue per la riproduzione. Le zecche di larve si attaccano al loro ospite per 3 - 5 giorni per l&#39;alimentazione e scendono l&#39;ospite quando sono completamente ingolfati. Questa dipendenza da diversi host differenti e il lungo periodo di attacco per l&#39;ingranaggio complicano l&#39;allestimento del ticchettio nell&#39;ambiente di laboratorio. Tuttavia, per comprendere la biologia dei tick e le interazioni tra tick-pathogen, la produzione di zecche sane e testate da laboratorio è essenziale. Qui dimostriamo un semplice e conveniente protocollo per l&#39;immatura del tick in mouse sui topi. Abbiamo modificato i protocolli esistenti per diminuire lo stress sui topi e aumentare il successo e la sopravvivenza di alimentazione dei ticchetti usando gabbie monouso senza fondi a maglie per evitare il contatto di ticks wiAcqua contaminata con urine e feci di topi.

Abbiamo modificato i protocolli 6 , 10 per l&#39;allevamento dei tick , per migliorare l&#39;efficienza di alimentazione e ridurre lo stress sull&#39;host del mouse. I risultati dimostrano che le gabbie di mouse standard in stile shoebox sono adatte per l&#39;allevamento dei ticchetti. La biancheria bianca forniva un buon contrasto per una facile raccolta di zecche alimentate. La maggior parte delle zecche si sono arra...

La produzione di zecche allevate in laboratorio sano è essenziale per gli studi di biologia tick, tick e-patogeno interazioni. Qui mostriamo un semplice protocollo per l&#39;alimentazione tick immaturo che è costo-efficace e meno stressante per i topi.

impennata<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; Il Tick Black-legged: Alimentazione stadi immaturi sui topi

Ixodes scapularis, the vector of Lyme disease, is one of the most important disease vectors in the eastern and Midwestern United States. This species is a ...

L'obiettivo generale di questo protocollo di alimentazione delle zecche è quello di migliorare gli standard esistenti aumentando la sopravvivenza delle zecche alimentate con sangue, riducendo al contempo lo stress sull'ospite roditore. Oltre a semplificare l'allevamento di colonie di zecche, questo metodo consente un prelievo più agevole di un numero elevato di zecche alimentate in un singolo giorno di raccolta, aspetto essenziale per rispondere a domande biologiche fondamentali nei settori della macrobiologia. Il principale vantaggio di questa tecnica consiste nel fatto che le zecche non sono esposte all'acqua contenente le escrezioni del topo, riducendo così la mortalità delle zecche. Inoltre, i ricci possono essere raccolti in un singolo giorno, riducendo così lo stress per il topo. Per contenere le provette dei ricci durante il conteggio, preparare un contenitore che ne impedisca la fuoriuscita. Applicare nastro adesivo doppio su tutti i bordi superiori di un contenitore di plastica.Quindi, riempire il contenitore con circa due centimetri di acqua. Successivamente, posizionare un altro contenitore o vaschetta piccola al centro del recipiente e riempirla con circa un centimetro di acqua, in modo che affondi e rimanga in posizione. Conservare le provette contenenti larve o ninfe di zecche all'interno di questo contenitore o vaschetta.Per contare le zecche in caso di infestazione, utilizzare un microscopio e un pennello fine per rimuovere le larve o le ninfe dal flacone. Trasferire 50 larve o 25 ninfe in un flacone per scintillazione. Non appena il flacone è completamente riempito, coprirlo con una rete di nylon o un tessuto di organza e fissare il coperchio con elastici stretti.Destinare una stanza separata per ospitare i topi infestati da zecche. Per prevenire la fuoriuscita accidentale delle zecche, posizionare un tappetino adesivo o del nastro adesivo a doppia faccia all'esterno della stanza e un altro tappetino all'interno della porta. Preparare innanzitutto un'area per la manipolazione delle zecche vicino ai topi.Utilizzare un banco di lavoro bianco o di colore chiaro. Creare un bordo di nastro adesivo doppio su tutta la periferia dell'area di lavoro sul banco. A questo punto, anestetizzare un topo con isoflurano.Quando pronto, trasferire il topo su un tappetino riscaldante coperto con salviette di carta e collegare un cono nasale per somministrare isoflurano in modo continuo. Verificare il livello di anestesia mediante una leggera pressione sulle dita dei piedi. Regolare l'anestetico in base al pattern respiratorio.Da 80 a 230 respiri al minuto è normale. Ridurre l'isoflurano se la frequenza respiratoria è più lenta. Applicare inoltre un unguento oftalmico a base di vaselina sugli occhi.Ora, prendere un flaconcino contenente 50 larve o 25 ninfe e, utilizzando un pennello, trasferire i seguenti acari sul topo. Posizionare gli acari sotto il pelo sulla testa, tra le orecchie. Dopo aver posizionato l'ultimo acaro, mantenere il topo anestetizzato per 20 minuti, in modo che gli acari possano attaccarsi prima che il topo tenti di rimuoverli.Dopo 20 minuti, restituire il topo in una nuova gabbia con lettiera bianca per migliorare la visibilità delle zecche. Inserire alcuni giocattoli e fornire accesso libero a cibo e acqua. Utilizzare scatole monouso con coperchi ben aderenti.Successivamente, posizionare la gabbia domestica all'interno di una gabbia più grande per ratti o gerbilli, dotata di nastro adesivo doppia faccia lungo il bordo interno superiore delle pareti. Poi, riempire lo spazio tra le gabbie con circa tre centimetri di acqua. Le zecche immature si staccheranno dopo tre-sei giorni di alimentazione.A partire dal terzo giorno e nei giorni successivi, ispezionare quotidianamente le gabbie e l'acqua circostante alla ricerca di zecche ingorgate. Raccogliere le zecche staccatesi utilizzando un pennello o pinze morbide, e trasferirle in provette per scintillazione pulite, chiuse con tessuto di nylon fissato mediante elastici. Al settimo giorno, anestetizzare il topo come in precedenza e verificare la presenza di eventuali zecche ancora attaccate.Inoltre, ispezionare accuratamente la lettiera, il contenitore del cibo e l'acqua. Successivamente, eutanasizzare il topo e sterilizzare in autoclave le gabbie monouso, la lettiera, la bottiglia dell'acqua e il contenitore del cibo per eliminare eventuali zecche rimanenti. Allevare le zecche ingorgate in un incubatore controllato.Dopo 12-18 settimane, le zecche dovrebbero mutare. Almeno una volta alla settimana, controllare le zecche al microscopio per verificare la presenza di muffa. Se si rileva della muffa, lavare le zecche sopravvissute con etanolo al 70% per cinque minuti.Quindi, risciacquare i sopravvissuti in acqua e trasferirli su una carta da filtro per farli asciugare. Una volta puliti e asciutti, trasferire le zecche in nuovi contenitori puliti e proseguire il loro ciclo vitale. La maggior parte delle zecche ha scalato le pareti dei contenitori dopo il pasto e si è rivelata facile da raccogliere.I segni raramente sono fuggiti dalle gabbie dei topi. La lettiera bianca offriva un buon contrasto per individuare i segni sazi. Durante le raccolte, la maggior parte dei segni si è staccata entro il quarto giorno.Alcuni hanno atteso fino al quinto giorno per staccarsi, e entro il settimo giorno nessun topo portava più zecche. Circa i due terzi delle zecche sono riusciti ad attaccarsi e a nutrirsi fino a raggiungere l'ingorgamento. Tutti i topi sono rimasti in buona salute e non hanno mostrato segni di disagio.Una volta padroneggiato, questo metodo può fornire centinaia di zecche piene di sangue in un singolo giorno di raccolta. Durante l'esecuzione di questa procedura, è importante ricordare di indossare dispositivi di protezione individuale completi per prevenire l'attaccamento accidentale delle zecche.

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Immunologia e Infezioni

La raccolta di emolinfa zecca infetta, ghiandole salivari, e la saliva è importante studiare come zecche patogeni causare la malattia. In questo protocollo si dimostra come raccogliere emolinfa ghiandole salivari e di...

Saliva, le ghiandole salivari, e Collection emolinfa dalle zecche Ixodes scapularis

La malattia di Lyme è la più comunemente riportati vector-borne malattia in Nord America. L'agente eziologico, Borrelia burgdorferi è un batterio spirocheta trasmessa da zecche ixodid. Trasmissione e rilevamento di un'infezione in modelli animali è ottimizzata dall'utilizzo di alimentazione tick, che descriveremo qui.

Alimentazione di zecche su animali per trasmissione e Xenodiagnosis a Lyme Disease Research

In questo studio, un sistema di alimentazione per le fasi ninfe e larval di zecca dura è stato sviluppato utilizzando una capsula attaccata al topo di laboratorio. La capsula di alimentazione è realizzata con materiali flessibili e rimane saldamente attaccata al mouse per almeno una settimana e consente un comodo monitoraggio dell'alimentazione delle zecche.

Un modello basato su capsule per l'infestazione di fasi di zecche dure immature su topi di laboratorio

Il presente protocollo descrive un metodo per iniettare embrioni di zecca. L'iniezione di embrioni è la tecnica preferita per la manipolazione genetica per generare linee transgeniche.

Tecnica di iniezione di embrioni per l'editing genetico nella zecca dalle zampe nere, Ixodes scapularis

Presentato qui è un metodo per alimentare le zecche in vitro tramite un sistema di membrana artificiale per consentire l'ingorgo parziale o totale di una varietà di fasi di vita delle zecche.

Alimentazione a membrana artificiale di zecche per Ixodes scapularis

Questo articolo presenta la metodologia per esporre l'uomo alla larva di Ixodes scapularis per la ricerca clinica. La tecnica è relativamente semplice, tollerabile dai volontari della ricerca e può essere modificata in base alle esigenze sperimentali. Tale ricerca che coinvolge soggetti umani deve essere condotta secondo protocolli di studio clinico approvati dalle autorità regolatorie competenti.

Un modello per l'esposizione sperimentale dell'uomo alle zecche larvali di Ixodes scapularis

Questo metodo delinea lo sviluppo di un sistema di alimentazione del sangue con zecche in vitro che incorpora una camera stampata in 3D e una membrana in silicone fabbricata in laboratorio. Il sistema consente l'alimentazione artificiale delle zecche, consentendo un facile campionamento in varie fasi di alimentazione e utilizzando bassi volumi di sangue, fornendo uno strumento prezioso per studiare le zecche ixodidi.

Sangue di zecca che si alimenta attraverso una membrana artificiale su una camera stampata in 3D nella ricerca sulle zecche Ixodid

Malattia di Lyme studi di ricerca spesso richiedono la generazione di zecche infette dal patogeno Borrelia burgdorferi, un processo che richiede in genere diverse settimane. Qui si dimostrano una microiniezione procedura basata infezione zecca che può essere compiuto entro poche ore. Abbiamo anche dimostrare un metodo di immunofluorescenza per la localizzazione in situ di B. burgdorferi in zecche.

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Allevamento e iniezione di<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Le larve per valutare virulenza batterica

Reazioni allergiche, caratterizzate da attivazione dei mastociti e dei basofili, sono guidati dal cross-linking delle IgE e il rilascio di mediatori proinfiammatori. Una valutazione quantitativa delle risposte allergiche può essere ottenuto utilizzando Evans colorante blu per monitorare i cambiamenti nella permeabilità vascolare dopo la sfida allergene.

Misurare Anafilassi locali nei topi

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