Name: In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Impara a misurare l'eccitabilità assonale del nervo ulnare in vivo nel ratto per studiare le proprietà biofisiche dei nervi periferici. Questo metodo consente di rilevare cambiamenti patologici prima della neurodegenerazione.

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Il progetto è stato sostenuto da Lundbeck Foundation, la Fondazione di Novo Nordisk, il Danish Medical Research Council, il Ludvig e Sara Elsass Foundation, Fondazione per la ricerca in neurologia e Jytte e Kaj Dahlboms Foundation. R. a è supportato da una precoce carriera induttrici Fellowship del National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)

Tutte le procedure sperimentali descritte qui rispettato con la cura degli animali e il comitato etico di UNSW Sydney e sono state eseguite in conformità con il National Health and Medical Research Consiglio (NHMRC) dei regolamenti di Australia per la sperimentazione animale.
1. sperimentale istituito
Nota: 12 settimane di età, femminile ratti lungo Evans sono stati utilizzati in questa procedura.
<ol><li>Anestetizzare il ratto in una camera di induzione con 4% isoflurane e 1 L per ogni portata min O2 . Confermare l'anestesia sufficiente di test per il riflesso di raddrizzamento e garantire la sua assenza prima di rimuovere l'animale dalla camera di induzione. Si noti che i vari agenti anestetici avere effetti differenziali sul nervo eccitabilità10.</li>
	<li>In modo sicuro mettere il muso dell'animale nell'allegato del cono di naso e consegnare una dose di mantenimento di 2,5% isoflurane e 1 L al min O2 portata.</li>
	<li>Confermare un'anestesia adeguata controllando per ritiro pedale e riflessi corneali di pizzicare le dita dei piedi dell'animale e sfiorando il suo occhio. Nota: Applicazione dell'unguento veterinario sugli occhi, per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia, è consigliato ma non essenziale come la procedura richiede in genere 30 min per ogni animale.</li>
	<li>Mantenere la temperatura corporea del ratto a 37 ° C con l'uso di un tappetino di riscaldamento di feedback controllato e una sonda termometro rettale. Impostare la stuoia di riscaldamento e sensore di temperatura integrato corpo a 40 ° C per evitare eventuali danni alla pelle che si verifica con temperature più elevate. Nota: Si consiglia di monitorare e registrare misure fisiologiche (frequenza cardiaca, saturazione dell'ossigeno, la temperatura corporea e frequenza respiratoria) ogni 10s con l'uso di un sistema di monitoraggio fisiologico degli animali. Procedure di registrazione ottimale dovrebbero includere locale misurazione della temperatura degli arti come la temperatura periferica può essere più fredda di quello del nucleo temperatura11 (Figura 1).</li>
	<li>Indossare guanti di antisettici e utilizzare sempre strumenti che sono stati puliti con etanolo al 70%, per mantenere un ambiente privo di agenti patogeni durante tutta la procedura.</li>
</ol>2. elettrofisiologici Set Up
<ol><li>Per questa procedura, usare elettrodi ad ago di bassa impedenza platino dell'elettroencefalogramma (EEG).</li>
	<li>Preparare gli elettrodi dell'ago di registrazione inserendo l'elettrodo ad ago di registrazione (Figura 1; indicato in viola) attraverso il muscolo ipotenar e l'elettrodo di riferimento attraverso la funzione dorsale della cifra 4 (Figura 1; indicato in arancione) per registrare i potenziali di azione composti del muscolo (CMAPs).</li>
	<li>Posizionare l'elettrodo di terra attraverso la pelle sulla funzione superiore dell'avambraccio tra stimolazione e registrazione elettrodi (Figura 1; indicato in verde). Fare attenzione quando si inseriscono gli elettrodi per evitare il tessuto muscolare.</li>
	<li>Preparare lo stimolante elettrodi ad ago percutaneo inserendo il catodo (Figura 1; etichettati in blu) del tunnel di circa 4 millimetri distale per il cubitale al gomito. Inserire l'anodo (Figura 1; etichettati in rosso) circa 1 cm prossimalmente attraverso la pelle della regione ascellari.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Figura 1: un diagramma schematico dei posizionamenti dell'elettrodo dell'ago nell'arto anteriore ratto. Il catodo (blu) viene inserito circa 4 mm distale del tunnel cubitale al gomito e l'anodo (rosso) viene inserito circa 1 cm prossimalmente attraverso la pelle della regione ascellari. L'elettrodo ad ago di terra (verde) viene inserito attraverso la pelle sulla funzione superiore dell'avambraccio tra stimolando ed elettrodi di registrazione. La registrazione (viola) e gli elettrodi ad ago di riferimento (arancione) vengono inseriti attraverso il muscolo ipotenar e attraverso la funzione dorsale della cifra 4th . La sonda di temperatura (grigio) è posto sulla funzione superiore del muscolo thenar. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
3. axonal eccitabilità procedure
<ol><li>Eseguire il nervo motore roditore protocollo TRONDNF utilizzando un semi-automatico, programma per computer controllato eccitabilità assonale (Vedi la tabella materiali) collegata a uno stimolatore di corrente costante e di un amplificatore. Rimuovere il rumore elettrico in eccesso di 50 Hz utilizzando un eliminatore di rumore 50/60 Hz.<ol>
<li>Registrare il CMAP dal muscolo ipotenar contemporaneamente visualizzare la morfologia CMAP e applicando un 1 impulso di onda quadra di ms al nervo ulnare con l'elettrodo ad ago del catodo.<ol>
<li>Per ottenere registrazioni ottimale, regolare con cura l'angolo e/o la posizione del catodo fino a una curva di risposta ottimale bifase con ampiezza costante è raggiunto (Figura 2A.). Una volta stabilita la posizione ottimale, stabilizzare il catodo con una pinza porta elettrodo riposizionabile. Nota: Il software utilizzato automaticamente trasporta gli stimoli test, descritti di seguito e aumenta o diminuisce la corrente necessaria per raggiungere la soglia.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Registrare una curva stimolo-risposta aumentando gradualmente l'intensità dello stimolo di 1 ms impulso da 1 mA fino a quando una risposta massima è raggiunta. Nota: La linea viola e verde in figura 2B e 2C rappresenta rispettivamente l'aumento incrementale dell'intensità dello stimolo e il sistema automatizzato. L'ampiezza di destinazione per la soglia di rilevamento viene impostata automaticamente al 40% della massima ampiezza corrispondente alla zona del versante più ripida della curva di risposta agli stimoli. Il cambiamento di 'soglia' (cioè stimolo necessario suscitare 40% CMAP) indotto da vari stimoli di prova è la variabile di ottenuti in tutto il resto del protocollo.</li>
		<li>Registrare i parametri di eccitabilità assonale multipli, compreso electrotonus soglia (TE), corrente-soglia (io / V) rapporto e recupero ciclo (RC) come descritto nella Guida di riferimento12. Nota: Il programma del computer controllato eccitabilità assonale valuta la soglia (TE) con un 100 ms sottosoglia depolarizzante e hyperpolarizing correnti che è fissata a ± 20% e ± 40% del limite di controllo corrente. Il cambiamento nella soglia dopo sia depolarizzazione e hyperpolarizing correnti viene automaticamente registrato a 14 punti di tempo durante i 100 ms corrente di polarizzazione e 12 punti dopo la corrente di polarizzazione. Electrotonus soglia indirettamente valuta le conduttanze internodale ed è un indicatore del potenziale di membrana. I / V relazione è valutata con correnti di sottosoglia condizionata 200 ms che si alternano in intensità da + 50% a -100% del limite di controllo in incrementi del 10%. I / V relazione è diversa per TE in quanto le correnti sono più lunghe della durata, l'intensità di polarizzazione è progressivamente alterato da + 50% a -100% e il cambiamento di soglia è valutata a ogni intensità 1 ms dopo la corrente di polarizzazione ha cessato. I / rapporto V fornisce la comprensione nelle proprietà rettifica del assone1. La RC è valutata con un paradigma di impulsi appaiati, dove viene applicato uno stimolo condizionata sopramassimale iniziale seguito da una serie di stimoli prova intervalli specifici da 2,5 ms a 200 ms. questo parametro test una serie ben definita di eventi che si verificano nella nodale regione dell'assone dopo stimolazione sopramassimale. Tali eventi includono, l'inattivazione delle scanalature tensione-gated di Na+ che rende più difficile suscitare una risposta successiva ed è quantificata dalla refrattarietà e il periodo refrattario relativo 1. Questa è seguita da una ricarica l'internodo e un periodo di maggiore eccitabilità mediata dai canali del potassio veloce, quantificati da superexcitability. Infine, lentamente d'attivazione canali del potassio mediano un tardo periodo di ridotta eccitabilità, quantificata come subexcitability.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Figura 2: dati non elaborati da un test di eccitabilità assonale. Pannello A dimostra abiphasic curva di risposta CMAP dopo aumento incrementale di stimolazione del nervo ulnare. Pannelli B e C rappresentano l'intensità dello stimolo (mA) e l'ampiezza di CMAP (mV), rispettivamente. Il componente verde di B e C vengono illustrate la diminuzione incrementale automatizzata in intensità dello stimolo e la diminuzione a forma sigmoidea associata in CMAP necessarie per soglia di rilevamento.
4. procedure di elettrofisiologia di post
<ol><li>Trasferire il ratto in una gabbia separata fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale. Non lasciare un animale incustodito e in compagnia di altri animali fino a quando non ha pienamente recuperato dall'anestesia. Una volta che il ratto ha recuperato pienamente dall'anestesia, trasferirlo indietro nella sua gabbia originale.</li>
	<li>Al termine dello studio, eutanasia il ratto senza dolore per l'animale, per esempio letale iniezione intraperitoneale di un barbiturico (ad es. lethabarb).</li>
</ol>

<ol><li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside%3A+a+translational+neuroscience+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+neurobiol%22%5BJournal%5D)">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li>
<li>Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+neurol%22%5BJournal%5D)">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li>
<li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li>
<li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li>
<li>Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1%28G93A%29+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li>
<li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+motor+axons+of+SOD1%28G127X%29+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li>
<li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li>
<li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li>
<li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li>
<li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy%3A+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+%28Neurodiab%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li>
<li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb%3A+a+technique+to+improve+translational+utility%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li>
<li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li>
<li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li>
<li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Na%2B%2FK%2B+pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

La procedura descritta di seguito viene illustrato un semplice e affidabile, tecnica mini-invasiva che permette la valutazione delle proprietà biofisiche e potenziale di membrana dell'assone in un breve periodo di tempo. Rispetto ad altre tecniche più invasive, che richiedono l'esposizione del nervo, l'attuale metodo di eccitabilità assonale test induce danno di tessuto minimo consentendo in tal modo in vivo valutazione che preserva le condizioni fisiologiche della nervo di interesse e consente misurazioni ripet...

L'uso di tecniche elettrofisiologiche è uno strumento essenziale per lo Studio in vivo della funzione di nervo periferico nei disturbi neurologici. Metodi di conduzione del nervo convenzionali utilizzano stimoli supramaximal per registrare la latenza e l'ampiezza del potenziale di azione del motore. Queste tecniche forniscono pertanto informazioni utili sul numero di fibre di conduzione e la velocità di conduzione delle fibre più veloce. Un prezioso strumento complementare è quello di eccitabilità assonale test. Questa tecnica utilizza stimolazioni elettrofisiologiche a sofisticati modelli per valutare indirettamente le proprietà biofisiche dei nervi periferici, come ad esempio l'attività di canali ionici, energia-dipendente pompe, processi di scambio ionico e potenziale di membrana 1.
Test di eccitabilità assonale è comunemente utilizzata in ambito clinico per studiare processi patofisiologici e gli effetti degli interventi terapeutici in vari disturbi neurologici. D'importanza, misure di eccitabilità assonale sono sensibili agli interventi terapeutici che influiscono sulla funzione di nervo periferica quali l'immunoglobulina endovenosa (IVIg) terapia2, trattamento di chemioterapia3 e calcineurina inibitore (CNI) 4. anche se questi studi hanno fornito le comprensioni importanti, studi clinici spesso precludono inchiesta dei primi tratti di malattia e di nuove opzioni terapeutiche5. Pertanto, l'uso di questi metodi in modelli animali di malattie neurologiche recentemente ha guadagnato trazione6,7,8,9. Infatti, questi metodi forniscono un'opportunità per comprendere i cambiamenti di eccitabilità del nervo specifico associati a questi disturbi, avanzando ricerca traslazionale.
La procedura qui descritta è un metodo semplice e affidabile per record eccitabilità assonale misure sui nervi ulnari del ratto intatto.

<table><tbody><tr><td>Programma QTracS</td><td>Digitimer Ltd.</td><td></td><td>Programma di eccitabilità assonale</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, isolatore analogico per stimoli, stimolatore 850005 SDR Scientific 2200V/50Hz</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amplificatore CA ad alte prestazioni Modello LP511</td><td>Amplificatore Grass Technologies</td><td></td><td>Humbug</td></tr><tr><td>50/60Hz Eliminatore di rumore</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Eliminatore di rumore</td></tr><tr><td>Ago sottocutaneo monopolare in platino a bassa impedenza </td><td>Elettrodi Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Elettrodi di registrazione, lunghezza 10 mm, calibro 30</td></tr><tr><td>Elettroencefalografia al platino a bassa impedenza Elettrodi ad ago</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Elettrodi stimolanti, lunghezza 10 mm, calibro 30</td></tr><tr><td>Dispositivo I/O multifunzione Modello USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Dispositivo di input/output multifunzione</td></tr><tr><td>Piastra di base in ferro IP</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Utilizzato per tenere in posizione l'elettrodo dell'ago stimolante</td></tr><tr><td>X-block rotante X-4</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Utilizzato per tenere in posizione l'elettrodo dell'ago stimolante</td></tr><tr><td>Supporto magnetico GJ-8</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Utilizzato per tenere in posizione l'elettrodo dell'ago stimolante</td></tr><tr><td>Micromanipolatore M-3333</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Utilizzato per tenere in posizione l'elettrodo ad ago stimolante</td></tr></tbody></table>

in vivo misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Elettrofisiologia consente la valutazione obiettiva della funzione di nervo periferico in vivo. La conduzione del nervo tradizionali misure come ampiezza e latenza rilevare perdita cronica dell'assone e demielinizzazione, rispettivamente. Tecniche di eccitabilità assonale "dalla soglia di rilevamento" espandere su queste misure fornendo informazioni riguardanti l'attività di canali ionici, pompe e scambiatori che si riferiscono alla funzione acuta e possono precedere gli eventi degenerativi. Come tale, l'uso di eccitabilità assonale in modelli animali di malattie neurologiche può fornire una misura utile in vivo per valutare nuovi interventi terapeutici. Qui descriviamo un setup sperimentale per misure multiple di tecniche motore eccitabilità assonale nel nervo ulnare del ratto.
Gli animali sono anestetizzati con isoflurano e accuratamente monitorati per garantire la costante e adeguata profondità dell'anestesia. Temperatura corporea, frequenza respiratoria, frequenza cardiaca e saturazione di ossigeno nel sangue sono continuamente monitorate. Studi eccitabilità assonale vengono eseguiti mediante stimolazione percutanea del nervo ulnare e registrazione da muscoli hypothenar della zampa zampa anteriore. Con posizionamento corretto degli elettrodi, viene registrato un potenziale di azione muscolare composto chiaro che aumenta in ampiezza con l'aumento dell'intensità dello stimolo. Un programma automatizzato è quindi utilizzato per fornire una serie di impulsi elettrici che generano 5 misure di eccitabilità specifico nella seguente sequenza: comportamento di stimolo risposta, costante di tempo di resistenza durata, electrotonus soglia, soglia di corrente rapporto e il ciclo di recupero.
I dati presentati qui indicano che queste misure sono ripetibili e mostrano somiglianza tra sinistra e destra ulnare nervi quando valutate nello stesso giorno. Una limitazione di queste tecniche in questa impostazione è l'effetto della dose e tempo sotto anestesia. Attento monitoraggio e registrazione di queste variabili dovrebbero essere intrapresi per considerazione al momento dell'analisi.

Misure elettrofisiologiche del nervo ulnare del ratto sono stati ottenuti con il presente protocollo. Nella figura 3 viene illustrato un rappresentante registrazione dal nervo ulnare sinistro di un ratto di Evans lungo femminile week-old 12. Potenziale di azione muscolare composto correlato al numero di fibre che vengono attivati contemporaneamente di condurre. La risposta di punta sopramassimale (mV) (Figura 3A) dimostra la risp...

Tecniche di eccitabilità assonale forniscono un potente strumento per esaminare la patofisiologia e cambiamenti biofisici che precedono gli eventi degenerativi irreversibili. Questo manoscritto viene illustrato l'utilizzo di queste tecniche sul nervo ulnare di ratti anestetizzati.

In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

L'obiettivo generale di questa tecnica è determinare un intervallo di proprietà di eccitabilità del nervo ulnare in ratti vivi. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande fondamentali nel campo delle neuroscienze, come ad esempio: possiamo misurare i cambiamenti patologici della funzione nervosa prima di eventi neurodegenerativi irreversibili? Il principale vantaggio di questa tecnica è che consente la valutazione indiretta della funzione del nervo periferico in vivo, permettendo misurazioni ripetute per la caratterizzazione dell'evoluzione della malattia.Prima di iniziare la procedura, verificare il livello appropriato di sedazione mediante il riflesso di ritrazione plantare e il riflesso corneale in un ratto femmina Long-Evans di 12 settimane. Posizionare il ratto su un tappetino riscaldante a controllo retroattivo e inserire una sonda del termometro rettale per mantenere la temperatura corporea a 37 gradi Celsius. Per registrare il potenziale d'azione muscolare composto, inserire l'elettrodo di riferimento attraverso l'aspetto dorsale del quarto dito e l'elettrodo di registrazione attraverso il muscolo ipotenare.Posizionare l'elettrodo di terra attraverso la cute sulla superficie superiore dell'avambraccio, tra gli elettrodi di stimolazione e di registrazione. Inserire quindi la cannula percutanea di stimolazione (catodo) approssimativamente quattro millimetri distale al tunnel cubitale al gomito e inserire l'anodo approssimativamente un centimetro prossimale attraverso la cute della regione ascellare. Successivamente, utilizzare un programma computerizzato semi-automatico per la valutazione dell'eccitabilità assonale, collegato a un stimolatore a corrente costante e a un amplificatore, per applicare un impulso quadro di un millisecondo al nervo ulnare mediante l'elettrodo a cannula catodica e per registrare il potenziale d'azione muscolare composto dal muscolo ipotenare.Regolare con attenzione l'angolo e/o la posizione del catodo fino a ottenere una curva di risposta bifasica ottimale con un'ampiezza costante, quindi stabilizzare il catodo utilizzando un supporto per elettrodo riposizionabile. Per il tracciamento della soglia, è fondamentale che vi sia una risposta proporzionale allo stimolo. Una risposta positiva è indicata da una forma sigmoidale nella curva risposta-stimolo.Per registrare una curva risposta-stimolo, aumentare gradualmente l'intensità dello stimolo di un impulso di un millisecondo fino a ottenere una risposta massima. Registrare diversi parametri di eccitabilità assonale, inclusi l'elettrotono di soglia, la relazione corrente-soglia e il ciclo di recupero. Successivamente, trasferire il ratto in una gabbia individuale con monitoraggio fino al completo riposo in posizione distesa.Le correnti rettificanti entranti e uscenti possono essere valutate mediante correnti depolarizzanti e iperpolarizzanti nel parametro corrente-tensione. I dati relativi alle conduttanze internodali e al potenziale di membrana possono essere ottenuti mediante correnti depolarizzanti subliminali prolungate e correnti iperpolarizzanti rappresentate dalla forma d'onda dell'elettrotono soglia. In questo esperimento rappresentativo, un test sequenziale dell'eccitabilità assonica sugli arti anteriori sinistro e destro, eseguito entro 35 minuti dalla perdita del riflesso di ritrazione plantare, non ha rivelato differenze significative tra i nervi ulnari sinistro e destro per quanto riguarda i parametri standard di conduzione nervosa, l'ampiezza e la latenza del potenziale d'azione muscolare composto, né sono state osservate differenze nelle variabili di eccitabilità nervosa, inclusa la super eccitabilità e l'iperpolarizzazione dell'elettrotono soglia tra 90 e 100 millisecondi.Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere completata in 20-30 minuti se eseguita correttamente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante prestare attenzione a posizionare gli elettrodi nelle loro posizioni appropriate per garantire una curva di risposta allo stimolo accurata e un tracciamento del valore soglia efficace. Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo delle neuroscienze per esplorare le proprietà biofisiche dei nervi periferici sia in ambito clinico che nei modelli animali.Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come eseguire un protocollo di eccitabilità nervosa e ottenere una serie di indici biofisici nel nervo ulnare.

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Neuroscienze

Questo abstract descrive un nuovo metodo per valutare lo sviluppo di neurotossicità nei pazienti in trattamento chemioterapico. Mentre i metodi tradizionali di valutazione sono limitati nella loro capacità di rilevare i cambiamenti precoci in funzione del nervo, le tecniche di eccitabilità dei nervi fornire l'identificazione precoce dei pazienti a rischio di neurotossicità grave e comprensione fisiopatologia.

Nerve valutazione dell&#39;eccitabilità neurotossicità indotta dalla chemioterapia

Questo video mostra la procedura per registrare il potenziale d'azione muscolare composto (CMAP) nei ratti applicando stimoli elettrici al nervo ulnare, regolando gli elettrodi per un segnale ottimale e aumentando la stimolazione per valutare la funzionalità del nervo. Questo metodo consente lo studio in vivo delle funzioni dei nervi periferici nei disturbi neurologici.

Misurazione in vivo del potenziale d'azione muscolare composto in un ratto

Questo video mostra una registrazione a fibra singola della conduzione nervosa della fibra C nei ratti. Un ratto anestetizzato viene inciso per esporre il nervo sciatico, che fornisce l'apporto sensoriale e motorio agli arti inferiori. Le singole fibre C vengono quindi esposte. La stimolazione elettrica viene fornita utilizzando elettrodi di stimolo impiantati nel piede e una risposta viene registrata da una singola fibra nervosa.

Registrazione in vivo a fibra singola delle fibre C del nervo sciatico nei ratti

Le misurazioni del nervo proprietà di conduzione in vivo esemplificano un potente strumento per caratterizzare i vari modelli animali di malattie neuromuscolari. Qui, presentiamo un protocollo semplice e affidabile con cui può essere eseguita l'analisi elettrofisiologica sul nervo sciatico di topi anestetizzati.

In Misure Vivo elettrofisiologici sui nervi mouse sciatico

Questo lavoro presenta la metodologia di applicazione di ultrasuoni ad alto intensità-focalizzati per bloccare i potenziali di azione dei nervi neuropatici diabetici.

Blocco di uno strumento ad ultrasuoni per la conduzione del nervo in modelli di ratto diabetico

La misura della conduzione del nervo è un utile strumento per valutare i modelli murini di neurodegenerazione ma è frequentemente applicata solo per stimolare il nervo sciatico nelle zampe posteriori. Qui, descriviamo una tecnica per misurare muscolare composto (CMAP) del potenziale di azione in vivo nei mouse forelimb muscoli innervati dal plesso brachiale.

In Vivo Elettrofisiologici misurazione del potenziale di azione muscolare composto da arti anteriori in modelli murini di degenerazione del motoneurone

La registrazione a fibra singola è una tecnica elettrofisiologica efficace applicabile al sistema nervoso centrale e periferico. Insieme alla preparazione della DRG intatta con il nervo sciatico attaccato, viene esaminato il meccanismo di guasto della conduzione. Entrambi i protocolli migliorano la comprensione del rapporto del sistema nervoso periferico con il dolore.

Uso della registrazione in fibra singola in vivo e della radice dorsale intatta Ganglion con il nervo Sciatico attaccato per esaminare il meccanismo del fallimento della conduzione

Presentato è un protocollo per produrre diversi tipi di lesioni nervose mediane (MN) e la riparazione nel ratto. Inoltre, il protocollo mostra come valutare il recupero funzionale del nervo utilizzando diversi test comportamentali non invasivi e misurazioni fisiologiche.

Metodi funzionali e fisiologici per valutare la rigenerazione mediana del nervo nel ratto

La valutazione clinica della spasticità basata sul riflesso di Hoffmann (H-reflex) e utilizzando la stimolazione elettrica dei nervi periferici è un metodo consolidato. Qui, forniamo un protocollo per una stimolazione nervosa terminale e diretta per la quantificazione del riflesso H nella zampa anteriore del topo.

Misurazioni del riflesso H terminale nei topi

Questo articolo descrive in dettaglio come eseguire la miografia ad impedenza elettrica in vivo (utilizzando array di elettrodi di superficie e ad ago) ed ex vivo (utilizzando una cella dielettrica) sul muscolo gastrocnemio dei roditori. Dimostrerà la tecnica sia nei topi che nei ratti e dettaglierà le modifiche disponibili (cioè animali obesi, cuccioli).

Esecuzione della miografia ad impedenza elettrica in vivo ed ex vivo nei roditori

Questo protocollo descrive la preparazione del tessuto nervoso sciatico intero di ratto per la stimolazione elettrofisiologica ex vivo e la registrazione in un bagno salino perfuso a due compartimenti regolato dall'ambiente.

Preparazione del nervo sciatico di ratto per la neurofisiologia Ex Vivo

Impara a misurare l'eccitabilità assonale del nervo ulnare in vivo nel ratto per studiare le proprietà biofisiche dei nervi periferici. Questo metodo consente di rilevare cambiamenti patologici prima della neurodegenerazione.

In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

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