Name: Un metodo standardizzato per la misurazione della superficie interna polmonare tramite la polmonite e limpianto di protesi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Scopri un metodo standardizzato per misurare la superficie interna polmonare nei modelli murini dopo pneumonectomia e impianto di protesi. Questa tecnica migliora l'affidabilità e la riproducibilità delle valutazioni morfologiche e fisiologiche del polmone.

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Gli autori vorrebbero riconoscere all&#39;Istituto Nazionale di Scienze Biologiche di Pechino per l&#39;assistenza. Questo lavoro è stato sostenuto da Beijing Municipal Natural Science Foundation (numero Z17110200040000).

Tutte le procedure utilizzate in questo protocollo sono state eseguite in conformità alle raccomandazioni contenute nelle Linee Guida per la cura e l&#39;uso degli animali da laboratorio dell&#39;Istituto Nazionale di Scienze Biologiche di Pechino. I topi maschi CD-1 di 8 settimane sono stati alloggiati in una struttura specifica senza patogeni (SPF) fino all&#39;esecuzione degli esperimenti. Le chirurgie sono state eseguite utilizzando topi completamente anestetizzati ( cioè , senza risposte a pizzicotto). Dopo l&#39;intervento chirurgico, i topi sono stati tenuti in una stanza calda e umida con cibo sufficiente e acqua dolce. I topi sono stati sacrificati usando un sovradosaggio di anestetico erogato mediante iniezione intraperitoneale. 1. Mouse PNX Chirurgia <ol><li> Completa l&#39;anestesia dei topi con fenobarbital di sodio (120 mg / kg di peso corporeo) e buprenorfina (0,1 mg / kg di peso corporeo) tramite l&#39;iniezione intraperitoneale (IP). Effettuare la chirurgia quando i topi non reagiscono più a pizzicamento del piede. </li><li> Togliere i capelli sul torace sinistro dei topi con la sostanza chimicaTrattamento infettivo (~ 3 x 3 cm 2 area). </li><li> Fissare ogni mouse su una piattaforma di intubazione con il lato ventrale rivolto verso l&#39;operatore ( Figura 1A ). </li><li> Estrarre la linguetta del mouse e illuminare le corde vocali con un piccolo laringoscopio animale contenente una tacca per guidare i cateteri 18 ( Figura 1A ). </li><li> Distinguete le corde vocali osservando i movimenti delle corde vocali durante la respirazione. Inserire delicatamente una cannula intubazione endovenosa da 20 G nella trachea ad un angolo anteriore 19 . </li><li> Posizionare i topi in una posizione reclinabile laterale destra e collegare la cannula ad un ventilatore meccanico ( ad esempio, a pressione controllata, vedere la tabella dei materiali ). Controllare l&#39;inserimento della cannula nella trachea osservando i movimenti respiratori del petto del mouse ( Figura 1B ). </li><li> Impostare la pressione inspiratoria oF il ventilatore a 12 cm H 2 O e impostare la frequenza respiratoria a 120 breath per min ( Figura 1B ). </li><li> Decontaminare la pelle nell&#39;area chirurgica con betadina e il 70% di etanolo. </li><li> Effettuare un&#39;incisione toracotomica posterolaterale da 2 - 3 cm nello spazio al 5 ° spazio intercostale, tagliato attraverso la pelle e i muscoli con forbici a molla Noyes (tagliente: 14 mm; diametro punta: 0,275 mm) ( Figura 2B , C ). Gli strumenti chirurgici utilizzati per la procedura toracotomia vengono sterilizzati prima dell&#39;uso. </li><li> Effettuare un&#39;incisione di 1,5 cm al 5 ° spazio intercostale per esporre il polmone sinistro ( Figura 2D , E ). Durante l&#39;operazione, utilizzare un cauterizzatore ad alta temperatura per bloccare l&#39;emorragia. </li><li> Sollevare un terzo del lobo polmonare sinistro dal torace con punte punte sbilanciate ( Figura 2F ), quindi utilizzare un tampone di cotone per estrarre l&#39;intera sinistraPolmone ( Figura 2G ). </li><li> Identificare l&#39;arteria polmonare ei bronchi del lobo polmonare sinistro ( Figura 2G ). </li><li> Legare leggermente i bronchi ei vasi all&#39;hilum con una sutura chirurgica di seta e tagliare il lobo polmonare sinistro a 3 - 4 mm dalla legatura ( Figura 2H , I ). NOTA: Fare attenzione a non tagliare i nodi di sutura sull&#39;hilum sinistro, che possono causare pneumotorace ( ossia aria o gas nella cavità del torace) . </li><li> Chiudere la parete toracica con 1 sutura e quindi cucire lo strato muscolare e lo strato della pelle in sequenza, utilizzando 5 - 6 suture interrotte. Lasciare uno spazio tra 3 e 4 mm tra ciascuna sutura ( figura 2M , 2N ). NOTA: Tenere l&#39;ago chirurgico di sutura lontano dal cuore; La puntura cardiaca involontaria provoca la morte immediata. </li><li> Disinfettare l&#39;area chirurgica con povidone-iodio. </li><li> afteR l&#39;operazione chirurgica, posizionare il mouse su un tampone termico a 38 ° C e collegare il mouse al ventilatore fino a quando non inizieranno i movimenti respiratori spontanei ( Figura 2O ). </li></ol> 2. Implantologia della protesi <ol><li> Eseguire i passaggi 1.1-1.13 della procedura PNX (cioè fino al punto in cui il lobo polmonare sinistro del mouse viene rimosso). </li><li> Fissare il centro della protesi in silicone (cliente realizzato, 12 mm di lunghezza, 3 mm di spessore, 7 mm di larghezza, 0,2 g, forma ellisse) utilizzando pinze a punta ( Figura 2J ). Sterilizzare la protesi al silicone prima dell&#39;inserimento. </li><li> Tenere la nervatura con le pinze con una mano per esporre la cavità toracica e poi inserire la protesi nella cavità toracica vuota sinistra con un&#39;altra mano. NOTA: L&#39;angolo di inserzione è di circa 45 gradi tra il piano frontale della protesi e la superficie toracica ( Figura 2K ,L). Essere molto gentile quando si inserisce la protesi. La forza eccessiva provoca una rottura pleurica. </li><li> Regolare l&#39;orientamento della protesi con pinze sbilanciate per assicurare che la protesi occupa la cavità toracica vuota sinistra. </li><li> Eseguire i passaggi 1.14 - 1.16 della procedura PNX del mouse. </li></ol> 3. Misurazione dell&#39;ILV <ol><li> Preparare un dispositivo personalizzato (&quot;tubo di inflazione&quot;) costituito da uno stantuffo rimosso da una pipetta serologica usa e getta (10 mL), un tubo flessibile lungo 40 cm con adattatore a ago, valvola di controllo della portata e un ago da 18 G. Dopo l&#39;assemblaggio, fissare la pipetta su una scheda con nastro ( Figura 3A ). La distanza tra la parte superiore della pipetta e la panca sperimentale deve essere di almeno 30 cm. </li><li> Preparare la soluzione di fissazione del 4% di paraformaldeide (PFA), sciogliendo 20 g di PFA in 500 ml di soluzione salina fosforata tamponata pre-riscaldata (PBS) in un bagno d&#39;acqua di 55 ° C, scuotendo manualmenteCe ogni 10 minuti fino a quando la soluzione è chiara. Dopo raffreddamento a temperatura ambiente, filtrare la soluzione con un filtro da 0,45 μm. ATTENZIONE: Usare un adeguato dispositivo di protezione individuale (PPE) quando si maneggia PFA. </li><li> Mouse sacrificato con un&#39;iniezione di sovradosaggio di anestetico (0,8% fenobarbital sodico, 1000 U / ml di eparina). </li><li> Fissare ogni mouse su una piastra di dissezione in polistirene e spruzzarla con alcool al 70%. </li><li> Aprire con cautela il petto del mouse e tagliare lo sterno con forbici per esporre completamente i lobi del polmone. </li><li> Rimuovere il tessuto eccessivo con forbici per esporre la trachea. Assicuratevi di separare la trachea dall&#39;esofago. </li><li> Tagliare l&#39;aorta addominale e inserire un ago da 25 gauge nel ventricolo destro del cuore; Collegare l&#39;ago ad una siringa da 20 ml prima di questo inserimento. Spingere lentamente 1x PBS nel cuore per rimuovere le cellule del sangue fino a quando i polmoni diventano bianchi. Tipicamente, 5 - 10 mL di PBS è necessario per eliminare i vasi sanguigni polmonari. </li><li> Compilare il thE tubo di infusione personalizzato con 4% di PFA fresco e rimuovere tutte le bolle dal tubo di inflazione. </li><li> Inserire l&#39;ago da 18 gauge del tubo di infusione nella trachea e agganciare la trachea con le clip del recipiente per evitare perdite di liquido. </li><li> Gonfiare i polmoni con il 4% di PFA ad una pressione costante di 25 cm / H 2 O 2 , 20 . Incubare i polmoni a temperatura ambiente per 2 ore per ottenere polmoni completamente espansi. Questo passo &quot;pre-fix&quot; è fondamentale per la conservazione della morfologia polmonare. <ol><li> Monitorando il tubo di inflazione, registrare il valore del volume iniziale del 4% PFA e registrare il volume finale. Il volume polmonare interno equivale al volume iniziale del PFA del 4% meno il volume PFA finale del 4%. </li></ol></li><li> Legare la trachea e usando le forbici, disseccare delicatamente i polmoni (mantenendo intatti i polmoni) dai tessuti connettivi circostanti. Essere molto gentile per evitare di danneggiare i polmoni. </li><li> incuVersare i polmoni in un tubo conico da 50 ml riempito con 4% di PFA per 12 h a 4 ° C con una leggera agitazione su un agitatore (50 rpm). Procedere alla lavorazione del tessuto e alla colorazione (vedere la sezione 4). </li></ol> 4. Incorporazione del tessuto, sezionamento e colorazione di ematossilina &amp; eosina (H &amp; E) <ol><li> Dopo la fissazione, utilizzare le forbici forensi di Noyes per tagliare il cuore e i tessuti connettivi eccessivi dai polmoni. Separare delicatamente i singoli lobi del polmone tagliando il bronco che collega i lobi del polmone alla trachea. </li><li> Lavare ampiamente i lobi del polmone 3 - 4 volte in 50 ml di 1x PBS (30 minuti / lavaggio) su un agitatore orbitale (50 rpm). </li><li> Dopo il lavaggio finale, crioprire i lobi del polmone immergendoli in una soluzione al 30% di saccarosio (in 1x PBS) a 4 ° C fino a quando il tessuto si affonda sul fondo dei tubi conici da 50 ml (circa 12 h). </li><li> Prima di incollare e criocondire i tessuti, rimuovere i campioni del lobo polmone dai tubi con le pinze, mantenere l&#39;accesI lobi per l&#39;analisi istologica, immergere la residua soluzione di saccarosio dalla superficie dei campioni del lobo accessorio e quindi immergere completamente il campione in un piatto di Petri contenente il composto ottimale di taglio (OCT) per circa 30 minuti. </li><li> Bloccare i campioni di lobi accessorio incorporati in OCT in azoto liquido usando criomaglie. Posizionare la superficie più grande del lobo parallela alla parte inferiore dello stampo. </li><li> Preparare un totale di tre sezioni di 10 μm di spessore per ciascun campione durante la crizione per l&#39;analisi istologica. Scartare il primo 1 mm di tessuto, raccogliere una sezione di 10 μm di spessore, scartare 0,5 mm di tessuto, raccogliere un&#39;altra sezione, scartare 0,5 mm di tessuto e raccogliere la terza sezione (finale). </li><li> Aria asciugare le sezioni per 1 ora prima di eseguire la colorazione H &amp; E. </li><li> Effettuare la colorazione H &amp; E <ol><li> Lavare le sezioni in 3 - 4 cambi di acqua di rubinetto e poi macchia le sezioni in fresco ematoxilina per 2 min; Sciacquare la sezione sotto l&#39;acqua corrente del rubinetto; Immergere la sezione due volte in una soluzione 1% HCl-70% di etanolo per rimuovere l&#39;ematoxilina in eccesso. </li><li> Macchiare la sezione in eosin fresco per 3 min; Deidratare le sezioni con due successive lavaggi a 30 s in etanolo al 95% e due lavaggi a 30 s con etanolo al 100%; Chiudere le sezioni in xilene per 30 s, ripetere la fase di compensazione una volta in xilene fresco; Montare le diapositive con il supporto di montaggio usando le copertine di vetro. </li></ol></li></ol> 5. Quantificazione di MLI <ol><li> Acquisire immagini digitali delle sezioni Lobe accessorio macchiate H &amp; E (ingrandimento 20X) utilizzando un microscopio a campo luminoso. </li><li> Per quantificare il MLI, selezionare un totale di 15 viste non sovrapposte (1.000 μm x 1.000 μm) in modo casuale dalle aree adattate (senza arterie e vene, vie respiratorie principali e condotti alveolari) di 3 sezioni. </li><li> Inserire una griglia con 10 linee verticali distribuite uniformemente e 10 linee orizzontali distribuite equamente distribuite di lenGth (1.000 μm) sulle aree di vista prescelte usando uno strumento di righello; Ogni linea è così distanziata da 100 μm di distanza ( Figura 4B ). </li><li> Definire il valore di una intercetta come la lunghezza lineare tra due epiteli alveolari adiacenti. Misurare i valori di tutte le intercettazioni lungo ciascuna linea di lunghezza di 1000 μm. </li><li> Per ciascuna griglia, quantificare i valori di tutte le intercetta tra le 10 lunghezze orizzontali di lunghezza 1.000 μm e le 10 lunghezze verticali di 1.000 μm. NOTA: MLI è il valore medio delle lunghezze di intercettazione da un totale di 15 griglie analizzate tra le tre sezioni predisposte per ciascuno dei lobi accessori. </li></ol> 6. Calcolo dell&#39;ISA <ol><li> Calcola l&#39;ISA utilizzando l&#39; equazione 1 (vedi Introduzione ). Fare riferimento alla sezione 3 per la misura di ILV e fare riferimento alla sezione 5 per la quantificazione di MLI. </li></ol>

<ol><li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MAPK-Mediated+YAP+Activation+Controls+Mechanical-Tension-Induced+Pulmonary+Alveolar+Regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">MAPK-Mediated YAP Activation Controls Mechanical-Tension-Induced Pulmonary Alveolar Regeneration.</a> Cell Rep. 16 (7), 1810-1819 (2016).</li>
<li>Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+surface+area+and+other+measurements+in+emphysema%5BTitle%5D)+AND+%22Thorax%22%5BJournal%5D)">Internal surface area and other measurements in emphysema.</a> Thorax. 22 (6), 483-496 (1967).</li>
<li>Knudsen, L., Weibel, E. R., Gundersen, H. J. G., Weinstein, F. V., Ochs, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+air+space+size+characteristics+by+intercept+%28chord%29+measurement%3A+an+accurate+and+efficient+stereological+approach%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of air space size characteristics by intercept (chord) measurement: an accurate and efficient stereological approach.</a> J Appl Physiol. 108 (2), 412-421 (2010).</li>
<li>Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWeibel%2C+ER+%22Morphometry+of+the+Human+Lung%22">Morphometry of the Human Lung</a>. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1963).</li>
<li>Duguid, J. B., Young, A., Cauna, D., Lambert, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+internal+surface+area+of+the+lung+in+emphysema%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pathol+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">The internal surface area of the lung in emphysema.</a> J Pathol Bacteriol. 88, 405-421 (1964).</li>
<li>Branchfield, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+neuroendocrine+cells+function+as+airway+sensors+to+control+lung+immune+response%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Pulmonary neuroendocrine cells function as airway sensors to control lung immune response.</a> Science. 351 (6274), 707-710 (2016).</li>
<li>Ding, B. -S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial-derived+angiocrine+signals+induce+and+sustain+regenerative+lung+alveolarization%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Endothelial-derived angiocrine signals induce and sustain regenerative lung alveolarization.</a> Cell. 147 (3), 539-553 (2011).</li>
<li>Dunnill, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+methods+in+the+study+of+pulmonary+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Thorax%22%5BJournal%5D)">Quantitative methods in the study of pulmonary pathology.</a> Thorax. 17 (4), 320-328 (1962).</li>
<li>Weibel, E. R., Gomez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Architecture+of+the+human+lung.+Use+of+quantitative+methods+establishes+fundamental+relations+between+size+and+number+of+lung+structures%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Architecture of the human lung. Use of quantitative methods establishes fundamental relations between size and number of lung structures.</a> Science. 137 (3530), 577-585 (1962).</li>
<li>Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+internal+surface+area+of+nonemphysematous+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Rev+Respir+Dis%22%5BJournal%5D)">The internal surface area of nonemphysematous lungs.</a> Am Rev Respir Dis. 95 (5), 765-773 (1967).</li>
<li>Butler, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+adult+lung+growth+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Evidence for adult lung growth in humans.</a> N Engl J Med. 367 (16), 244-247 (2012).</li>
<li>Hsia, C. C. W., Herazo, L. F., Fryder-Doffey, F., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compensatory+lung+growth+occurs+in+adult+dogs+after+right+pneumonectomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Compensatory lung growth occurs in adult dogs after right pneumonectomy.</a> J Clin Invest. 94 (1), 405-412 (1994).</li>
<li>Thurlbeck, S. W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pneumonectomy+in+Rats+at+Various+Ages%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Rev+Respir+Dis%22%5BJournal%5D)">Pneumonectomy in Rats at Various Ages.</a> Am Rev Respir Dis. 120 (5), 1125-1136 (1979).</li>
<li>Cagle, P. T., Langston, C., Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effect+of+Age+on+Postpneumonectomy+Growth+in+Rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Pulmonol%22%5BJournal%5D)">The Effect of Age on Postpneumonectomy Growth in Rabbits.</a> Pediatr Pulmonol. 5 (2), 92-95 (1988).</li>
<li>Langston, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alveolar+multiplication+in+the+contralateral+lung+after+unilateral+pneumonectomy+in+the+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Rev+Respir+Dis%22%5BJournal%5D)">Alveolar multiplication in the contralateral lung after unilateral pneumonectomy in the rabbit.</a> Am Rev Respir Dis. 115 (1), 7-13 (1977).</li>
<li>Cohn, R. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/ar.1090750206/abstract">Factors Affecting The Postnatal Growth of The Lung.</a> Anatomical Record. 75 (2), 195-205 (1939).</li>
<li>Hsia, C. C., Wu, E. Y., Wagner, E., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preventing+mediastinal+shift+after+pneumonectomy+impairs+regenerative+alveolar+tissue+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Preventing mediastinal shift after pneumonectomy impairs regenerative alveolar tissue growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 281 (5), L1279-L1287 (2001).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A simple method of mouse lung intubation.</a> J Vis Exp. (73), e50318(2013).</li>
<li>Liu, S., Cimprich, J., Varisco, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+pneumonectomy+model+of+compensatory+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Mouse pneumonectomy model of compensatory lung growth.</a> J Vis Exp. (94), (2014).</li>
<li>Silva, M. F. R., Zin, W. A., Saldiva, P. H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Airspace+configuration+at+different+transpulmonary+pressures+in+normal+and+paraquat-induced+lung+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Airspace configuration at different transpulmonary pressures in normal and paraquat-induced lung injury in rats.</a> Am J Respir Crit Care Med. 158 (4), 1230-1234 (1998).</li>
<li>Yilmaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+quantification+of+heterogeneous+lung+growth+following+extensive+lung+resection+by+high-resolution+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Noninvasive quantification of heterogeneous lung growth following extensive lung resection by high-resolution computed tomography.</a> J Appl Physiol. 107 (5), 1569-1578 (2009).</li>
<li>Voswinckel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation+of+post-pneumonectomy+lung+growth+in+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Characterisation of post-pneumonectomy lung growth in adult mice.</a> Eur Respir J. 24 (4), 524-532 (2004).</li>
<li>Ravikumar, P., et al. <a target="_blank" href="http://jap.physiology.org/content/jap/97/4/1567.full.pdf">Regional Lung Growth and Repair Regional lung growth following pneumonectomy assessed by computed tomography.</a> J Appl Physiol. 97, 1567-1574 (2004).</li>
<li>Gibney, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+murine+post-pneumonectomy+lung+regeneration+by+18FDG+PET+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+Res%22%5BJournal%5D)">Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging.</a> EJNMMI Res. 2 (1), (2012).</li>
<li>Muñoz-Barrutia, A., Ceresa, M., Artaechevarria, X., Montuenga, L. M., Ortiz-De-Solorzano, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+lung+damage+in+an+elastase-induced+mouse+model+of+emphysema%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biomed+Imaging%22%5BJournal%5D)">Quantification of lung damage in an elastase-induced mouse model of emphysema.</a> Int J Biomed Imaging. 2012, (2012).</li>
</ol>

Gli autori non hanno niente da rivelare.

In questo protocollo forniamo descrizioni dettagliate sulla misura dei parametri polmonari dopo il polmone a sinistra del polmone PNX e l&#39;impianto di protesi. L&#39;ISA è ora considerata una metrica chiave per la valutazione della funzione respiratoria in molte malattie polmonari e nella rigenerazione alveolare indotta da lesioni. Tuttavia, sebbene la comunità di ricerca polmonare sia d&#39;accordo sull&#39;utilità dell&#39;ISA come metrica utile, fino ad oggi non è stata presa in considerazione la standardizzazione...

La funzione fondamentale del polmone è lo scambio di ossigeno e di anidride carbonica tra i vasi sanguigni e l&#39;atmosfera. Le malattie polmonari come la displasia broncopolmonare (BPD), la malattia polmonare cronica ostruttiva (COPD) e le infezioni respiratorie acute provocano una riduzione dell&#39;ISA 2 . I ricercatori che studiano la malattia polmonare hanno sviluppato diversi metodi quantitativi per valutare i cambiamenti morfologici nei polmoni, tra cui MLI, ILV, numero di scambiatori di gas, ISA e conformità ai tessuti polmonari 2 , 3 . Studi pionieristici di Weibel et al. 4 e Duguid et al. 5 hanno stabilito che l&#39;ISA può essere utilizzata come misura diretta della capacità di scambio del gas polmonare nei polmoni umani e può essere utilizzata come criterio per determinare la gravità dell&#39;emfisema. Alcuni studi pubblicati negli ultimi cinque anni hanno utilizzato parametri morfologici polmonari ( ad esempio, </eM&gt; ISA e MLI) per valutare i cambiamenti morfologici e funzionali nei polmoni dei topi durante lo sviluppo 6 e durante il recupero da lesioni PNX 1 , 7 . L&#39;ISA viene calcolato utilizzando l&#39; equazione 1 8 , 9 : <img alt="Equazione" src="/files/ftp_upload/56114/56114eq1.jpg" /> , Dove ILV è il volume polmonare interno e MLI è un parametro intermedio che rappresenta la dimensione aerospaziale periferica polmonare 10 . La PNX, la rimozione chirurgica di uno o più lobi del polmone, è stata ampiamente riportata per indurre la rigenerazione alveolare in molte specie, tra cui gli esseri umani 11 , i topi 1 , i cani 12 , i ratti 13 e i conigli 14 e 15 . Un studY dei polmoni dei topi a quattordici giorni dopo il PNX ha mostrato che sia l&#39;espansione di alveoli preesistenti e la de novo formazione di alveoli contribuiscono al restauro di ISA, ILV e il numero di alveoli nei restanti tessuti polmonari 1 . Noi e altri abbiamo dimostrato che l&#39;inserimento di materiali come la spugna, la cera o una protesi a forma personalizzata nella cavità toracica vuota dopo PNX ( cioè l&#39; impianto di protesi) compromette la rigenerazione alveolare. È ora stabilito che la forza meccanica funziona come uno dei fattori più importanti per iniziare la rigenerazione alveolare 1 , 16 , 17 . Tali studi hanno evidenziato l&#39;efficacia dell&#39;uso dei valori ISA da polmoni trattati con PNX e protesi da protesi come criterio per valutare quantitativamente la rigenerazione alveolare. Il bias dell&#39;osservatore è noto per influenzare in modo significativo la misura misurataPer i parametri morfologici polmonari ( es . MIL e ILV). I protocolli standardizzati possono essere utilizzati per ovviare a questa polarizzazione per determinare sia ILV che MLI, i due parametri utilizzati per il calcolo dell&#39;ISA. Qui forniamo protocolli altamente dettagliati e standardizzati per misurare questi parametri polmonari. Importante, la capacità di quantificare con precisione le promesse ISA migliora l&#39;affidabilità e la riproducibilità degli studi sulla funzionalità polmonare nei modelli di rigenerazione alveolare indotta da lesioni e dovrebbe facilitare le scoperte meccaniche in molteplici patologie polmonari.

<table><tbody><tr><td>Kit cauterio a basso costo</td><td>Strumenti per le scienze fini</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Forbici Noyes</td><td>Strumenti per le scienze</td> fini <td>15012-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinze per modelli standard</td><td>Strumenti per le scienze</td> fini <td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Portaaghi</td> Strumenti per le <td>scienze fini</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Clip per vasi</td><td>Strumenti per le scienze fini</td><td>18374-44</td><td></td></tr><tr><td>I. V. Cannula-20 gauge</td><td>Jinhuan Medical Product Co., LTD.</td><td>29P0601</td><td></td></tr><tr><td>Sutura chirurgica</td><td>Jinhuan Medical Product Co., LTD.</td><td>F602</td><td></td></tr><tr><td>Piattaforma per intubazione per topi</td><td>Penn-Century, Inc</td><td>Modello MIP</td><td></td></tr><tr><td>Laringoscopio per piccoli animali</td><td>Penn-Century, Inc</td><td>Modello LS-2-M</td><td></td></tr><tr><td>TOPO Ventilatore per piccoli animali</td><td>Kent Scientific</td><td>RSP1006-05L</td><td></td></tr><tr><td>Cuscinetto termico</td><td>Attrezzatura Stuart</td><td>SBH130D</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sale sodico</td><td>Sigma</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Eparina sale sodico</td><td>Sigma</td><td>H3393</td><td></td></tr><tr><td>Ematossilina Soluzione</td><td>Sigma</td><td>GHS132</td><td></td></tr><tr><td>Eosina Y soluzione, alcolica</td><td>Sigma</td><td>HT110116</td><td></td></tr><tr><td>10 mL Pipetta</td><td>Thermo Scientific</td><td>170356</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeide</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>OCT</td><td>Composto Tissue-Tek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>macchina per criosezione</td><td>Leica</td><td>CM1950</td><td></td></tr><tr><td>Stampi base monouso</td><td>Fisher HealthCare</td><td>22-363-553</td><td></td></tr><tr><td>ago calibro 18</td><td>Becton Dickinson</td><td>305199</td><td></td></tr><tr><td>Iodio povidone</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td></td></tr><tr><td>70% etanolo</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP82011</td><td></td></tr><tr><td>Set di infusione per singolo utilizzare</td><td>Weigao</td><td>SFDA 2012 3661704</td><td></td></tr><tr><td>soluzione salina tamponata con fosfato</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Tapes</td><td>3M Scotch</td><td>8915</td><td></td></tr><tr><td>Cotton pad</td><td>Vinda</td><td>Dr.P</td><td></td></tr><tr><td>Protesi in silicone</td><td></td> Microscopio a campo chiaro su misura <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Strumento righello Olympus</td><td>VS120</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Adobe Valentina</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

un metodo standardizzato per la misurazione della superficie interna polmonare tramite la polmonite e l&#39;impianto di protesi

A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation

La morfologia polmonare, la fisiologia e le funzioni respiratorie cambiano sia in condizioni fisiologiche che patologiche. La superficie polmonare interna (ISA), che rappresenta la capacità di scambio gassoso del polmone, è un criterio critico per valutare la funzione respiratoria. Tuttavia, la distorsione dell'osservatore può influenzare in modo significativo i valori misurati per i parametri morfologici polmonari. Il protocollo che descriviamo qui minimizza le variazioni durante le misurazioni di due parametri morfologici utilizzati per il calcolo ISA: il volume polmonare interno (ILV) e l'intercetta lineare media (MLI). Utilizzando l'ISA come parametro morfometrico e funzionale per determinare l'esito della rigenerazione alveolare sia in modelli murini di pneumonectomia (PNX) che di impianto di protesi, abbiamo scoperto che l'aumento dell'ISA dopo il trattamento con PNX era significativamente bloccato dall'impianto di una protesi nella cavità toracica1. La capacità di quantificare con precisione l'ISA non solo dovrebbe migliorare l'affidabilità e la riproducibilità degli studi sulla funzione polmonare in modelli di rigenerazione alveolare indotta da lesioni, ma anche promuovere scoperte meccanicistiche di più malattie polmonari.

<html> Abbiamo eseguito qui un esperimento con un gruppo trattato con PNX e un gruppo di protesi (impianto protesico). Questi raggruppamenti sono gli stessi dei raggruppamenti utilizzati in uno studio precedentemente pubblicato dal nostro gruppo di ricerca 14 . Le mostre PNX e le protesi di protesi sono mostrate in Figura 2 . 8 settimane vecchi topi maschi CD-1 vengono utili...

La superficie interna polmonare (ISA) è un criterio critico per valutare la morfologia polmonare e la fisiologia delle malattie polmonari e della rigenerazione alveolare indotta da lesioni. Qui descriviamo un metodo standardizzato che può ridurre al minimo la polarizzazione di misura per ISA sia nei modelli di polmonite polmonare sia nei modelli di protesi.

Un metodo standardizzato per la misurazione della superficie interna polmonare tramite la polmonite e l&#39;impianto di protesi

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), ...

L'obiettivo generale di questa procedura è misurare con precisione la superficie interna del polmone di un topo dopo pneumonectomia e impianto di protesi. Questo metodo consente di analizzare le funzioni morfologiche e fisiologiche del polmone nella rigenerazione polmonare adulta indotta da forze meccaniche. Il principale vantaggio di questa tecnica è la quantificazione accurata della superficie interna del polmone, che promette di aumentare l'affidabilità e la riproducibilità dello stato della funzione polmonare.Preparare il topo per l'intervento chirurgico su una piattaforma di intubazione con il lato ventrale accessibile. Quindi estrarre la lingua e ispezionare le corde vocali con un laringoscopio per piccoli animali compatibile con guide catetere. Successivamente, inserire delicatamente un catetere endovenoso di calibro 20 nella trachea con un angolo interno.Successivamente, posizionare il topo in posizione laterale destra e collegare la cannula a un ventilatore meccanico. Osservare il torace per valutare l'inserimento della cannula nella trachea. Impostare la pressione inspiratoria a 12 centimetri di acqua e regolare la frequenza respiratoria a 120 atti al minuto.Ora, pulire l

a-standardized-method-for-measuring-internal-lung-surface-area-via

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Ricerca

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia dello sviluppo

Il glicocalice endoteliale / endoteliale strato superficiale è perfettamente studiata usando la microscopia intravitale. Microscopia intravitale è tecnicamente difficile in un organo in movimento come il polmone. Si dimostra come brightfield simultanea e microscopia a fluorescenza possono essere utilizzate per stimare endoteliale spessore dello strato di superficie in un movimento...

Nella misura in vivo della superficie polmonare strato endoteliale mouse

L'obiettivo di questo protocollo è fornire metodi automatizzati per quantificare le patologie polmonari croniche in un modello murino di BPCO. Il protocollo include l'esposizione dei topi al fumo di sigaretta (CS), la misurazione della funzione polmonare, il gonfiaggio dei polmoni e l'utilizzo di metodi morfometrici per misurare l'enfisema e il rimodellamento delle piccole vie aeree nei topi.

Misurazione automatica di enfisema polmonare e piccole vie aeree ritocca in sigaretta Mice-fumo esposti

La pneumonectomia di topo è un modello comunemente impiegato di crescita polmonare compensatoria. Questa procedura può essere utilizzata in combinazione con il tracciamento del lignaggio o con modelli murini transgenici per chiarire i meccanismi sottostanti.

Topo Pneumonectomia Modello di crescita compensatoria Lung

Qui presentiamo un protocollo per misurare in modo semplice e affidabile la curva pressione-volume polmonare nei topi, dimostrando che è sufficientemente sensibile per rilevare cambiamenti parenchimali fenotipici in due patologie polmonari comuni, la fibrosi polmonare e l'enfisema. Questa metrica fornisce un mezzo per quantificare i cambiamenti strutturali del polmone con lo sviluppo della patologia.

Misura della curva di pressione-volume in mouse polmoni

L'obiettivo di questo lavoro è quello di descrivere i metodi semplici che sarà di grande aiuto nella messa a punto e l'analisi dei polmoni del mouse con cancro ai polmoni o altre patologie. Vi presentiamo 3 protocolli modo semplice e affidabile per effettuare instillazioni polmone, la fissazione, e misurazioni del volume polmonare.

Instillazione e fissaggio Metodi utili in mouse Lung Cancer Research

Descriviamo un metodo per migliorare in modo significativo orthotopic engraftment delle cellule di cancro del polmone nei polmoni murini di pre-condizionamento delle vie aeree con la ferita. Questo approccio può essere applicato anche per studiare le interazioni stroma all'interno del microambiente polmonare, la disseminazione metastatica, la co-morbidità, cancro del polmone, e per generare in modo più efficiente paziente derivato xenotrapianti.

Pre-condizionamento delle vie aeree dei topi con bleomicina aumenta l'efficienza di Orthotopic del polmone cancro Engraftment delle cellule

Qui presentiamo un protocollo per l'impianto chirurgico di una finestra ottica permanentemente a dimora per il torace murino, che consente l'imaging intravitale ad alta risoluzione del polmone. La permanenza della finestra la rende adatta allo studio dei processi cellulari dinamici nel polmone, in particolare quelli che si stanno lentamente evolvendo, come la progressione metastatica delle cellule tumorali disseminate.

Una finestra permanente per indagare sulle metastasi del cancro al polmone

Questo protocollo mostra come il posizionamento ottimale di un topo e l'inserimento transorale di un otoscopio basato su telecamera consentano la visualizzazione della glottide, l'intubazione rapida con un trauma tissutale minimo e l'erogazione costante di liquidi ai polmoni.

Metodologia migliorata per l'erogazione di liquidi al polmone di topo: intubazione con un otoscopio consumer

Qui, presentiamo un protocollo per utilizzare la tomografia micro-computerizzata (micro-CT) per quantificare le regioni ventilate in un modello di fibrosi polmonare indotta da bleomicina unilaterale tramite instillazione intratracheale sul lato lesionale.

Analisi unilaterale del volume polmonare mediante micro-CT per una valutazione avanzata della fibrosi polmonare in modelli preclinici

Una delle principali sfide nello sviluppo di nuove terapie per il cancro del polmone include la modellazione del microambiente tumorale man mano che la malattia regionale progredisce verso la malattia metastatica. Qui, descriviamo un metodo semplice per stabilire un modello singenico ortotopico del cancro del polmone che consente il monitoraggio in vivo della malattia nel tempo.

Un metodo minimamente invasivo per la generazione di un modello murino ortotopico singenico di carcinoma polmonare

Scopri un metodo standardizzato per misurare la superficie interna polmonare nei modelli murini dopo pneumonectomia e impianto di protesi. Questa tecnica migliora l'affidabilità e la riproducibilità delle valutazioni morfologiche e fisiologiche del polmone.

Un metodo standardizzato per la misurazione della superficie interna polmonare tramite la polmonite e l'impianto di protesi

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