Name: Generazione e manutenzione a lungo termine di nervi liberi Hydra (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Impara a generare e mantenere a lungo termine Hydra vulgaris senza nervi mediante doppio trattamento con colchicina e alimentazione forzata manuale. Questo metodo semplificato facilita lo studio del ruolo dei neuroni nei processi biologici.

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Gli autori ringraziano il dottor Dick Campbell (UC Irvine) per discutere del protocollo originale per la generazione e il mantenimento di animali privi di nervi, la sig.ra Rui Wang per aiutare ad adattare la siringa e la tecnica dell&#39;ago, e la signora Danielle Hagstrom e il dottor Rob Steele (UC Irvine) per i commenti sul manoscritto. Questo lavoro è stato supportato da RCSA e NSF concedere CMMI-1463572.

1. Doppia Colchicina Trattamento <ol><li> Fai una soluzione colchicina del 0.4% (peso / volume) in Hydra medium 3 , 4 , 17 . Attenzione: La colchicina è acutamente tossica, fatale se ingerita, può causare difetti genetici e può causare danni agli occhi. Maneggiare la polvere in un cappuccio e portare l&#39;attrezzatura protettiva personale (PPE) completa. </li><li> Incubato Hydra vulgaris (il ceppo AEP è stato usato qui) che sono stati affamati per 24 ore in colchicina 0,4% in un rapporto di 5 Idra per ml di soluzione colchicina in un piatto di Petri per 8 ore a temperatura ambiente al buio. Nota: 5 L&#39; idra / ml colchicina è una linea guida per determinare la quantità di soluzione da utilizzare per evitare sovraffollature del piatto con Hydra . Utilizzare lo stesso volume di soluzione per le successive pulizie e le modifiche della soluzione. </li><li> Rimuovere la soluzione colchicina e sostituireCon il mezzo pulito Hydra senza colchicina. Lavare l&#39; Hydra 5 volte per trasferimento seriale con una pipetta di Pasteur di vetro in un mezzo di Hydra pulito prima di trasferirlo a 50 μg / mL rifampicina in mezzo Hydra . Tenere l&#39; idra in un incubatore a 18 ° C. Nota: Una quantità sufficiente di rifampicina da 1000X (50 mg / mL) in dimetilsolfossido (DMSO) per 1-2 settimane di trattamento può essere conservata a 4 ° C. L&#39;importo esatto può essere determinato dal volume totale di soluzione utilizzata ogni giorno. Ad esempio, se ci sono 2 piatti, ognuno dei quali contiene 10 ml di soluzione che deve essere cambiato due volte al giorno, un totale di 40 ml di soluzione sarà utilizzato in un giorno, corrispondente a 40 μL di scorte di 1000X al giorno o di 560 μL Durante un periodo di due settimane. Lo stock è quindi diluito 1: 1000 in mezzo Hydra dopo l&#39;uso. Attenzione: DMSO è un liquido combustibile e penetra facilmente la pelle, permettendo ad altri prodotti chimici disciolti nel corpo. ManoIl solvente in una cappa di fumo e indossare il PPE completo. Da notare, DMSO si blocca a 4 ° C </li><li> Cambiare il medesimo Hydra contenente rifampicina due volte al giorno finché l&#39; idra non espelle le cellule nel mezzo, generalmente dopo un trattamento post-settimana. A questo punto, il mezzo può essere cambiato una volta al giorno. Durante i giorni successivi al trattamento, l&#39; Hydra perderà completamente i tentacoli. Evitate di avere l&#39; Hydra in contatto tra loro, in quanto potrebbero fondersi e provocare Idra di forma stranamente formata ( Figura 2 A ). <ol><li> Per prevenire il contatto, evitare di roteare il piatto in un movimento circolare. Invece agitare delicatamente il piatto in direzioni verticali e orizzontali finché l&#39; idra non si distribuisce a parte. Ispezionare il piatto dopo aver posizionato l&#39; Hydra nell&#39;incubatrice a 18 ° C e regolare se necessario. Nota: nei giorni in cui il supporto viene modificato due volte, cambiare il supportoUna volta al mattino e ancora nel pomeriggio / sera. </li></ol></li><li> Una volta che i tentacoli iniziano a formarsi, iniziare a forzare l&#39;alimentazione e burping l&#39; Hydra 3 a 4 volte a settimana (vedere Sezioni 2 e 3). Circa 8-9 giorni dopo il trattamento con colchicina, l&#39; Hydra comincerà a crescere i tentacoli. Nota: La ricrescita del tentennino varia tra gli individui. Alcuni possono richiedere più di 8 - 9 giorni prima di mostrare segni di crescita tentacolare. Quelli che non ricrescono i loro tentacoli e gli animali o animali troppo piccoli da alimentare ( Figura 2 B ), devono essere rimossi. Questi Hydra probabilmente non sopravvivere al secondo trattamento. L&#39; idra può anche germogliare. Tuttavia, alcuni dei germogli possono ancora avere cellule interstiziali e poter mangiare da sola. <ol><li> Rimuovere tutti i germogli che possono mangiare senza assistenza e staccarsi dall&#39;animale genitore. Individuare questi animali aggiungendo Artemia dal vivo alMangiando piatto e osservando se gli animali catturano e mangiano l&#39; Artemia da soli. 1 o 2 Hydra può anche mangiare in proprio. Questi dovrebbero essere scartati. Nota: l&#39; Idra priva di nervi ha una caratteristica morfologia simile a palloncini, e tentacoli più corti e più sottili rispetto alla normale (a causa della perdita di nematociti) e possono quindi essere facilmente distinti da animali normali ( Figura 1 A, 1B ). </li></ol></li><li> Tre settimane dopo il primo trattamento della colchicina, ripetere il trattamento della colchicina (passaggi 1.1 - 1.5). È necessario un secondo trattamento colchicina per eliminare le restanti cellule interstiziali e le cellule nervose 3 . </li></ol> 2. Forza-alimentazione <ol><li> Aggiungere cisti di Artemia ad un contenitore di vetro stretto e alto che si aggrappa in basso. Riempire il contenitore con acqua di Artemia (6.72 M NaCl). Evita di uscireCon 1 g di cisti per 1 L di acqua per una resa più elevata. <ol><li> Coprire la parte superiore del contenitore con il parafilm e inserire una pipetta serologica da 10 ml attraverso il parafilm nel contenitore. Fornire l&#39;aerazione collegando il tubo ad una pompa dell&#39;aria dell&#39;acquario e montando il tubo attorno alla pipetta. Assicurarsi che la punta della pipetta raggiunga il fondo del contenitore e che non ci siano cisti al fondo. L&#39; Artemia sbarcherà dopo 48 h. Nota: Ci sono molti modi diversi per aprire Artemia che può funzionare altrettanto bene. </li></ol></li><li> Togliere l&#39; Artemia dall&#39;acqua di Artemia in una rete Artemia (disponibile presso le società di approvvigionamento di acquari) e lavare per circa 20 s in acqua di DI, prima di piazzarli in un piatto con il mezzo di Hydra . La salinità dell&#39;acqua di Artemia è troppo elevata per Hydra , quindi la Artemia deve essere lavata prima di essere utilizzata. </li><li> Sotto un microscopio di dissezione,Eutanizzano l&#39; Artemia leggendolo spremendolo con un paio di pinze fine. Evitare di spremere abbastanza duro per espellere il budello, poiché questo si attacca alle pinze e rende difficile l&#39;alimentazione. Leggermente schiacciando l&#39; Artemia prima di alimentarla all&#39;Hydra aiuterà con il processo di digestione 14 . Posizionare l&#39; Artemia appena ucciso vicino all&#39;Hydra nel piatto per facilitare l&#39;alimentazione veloce. Nota: Tutti i passaggi successivi vengono eseguiti con un microscopio di dissezione. </li><li> Utilizzare una coppia di pinze per tenere l&#39; idra dal peduncolo. Continuare a tenere il peduncolo durante il processo di alimentazione dell&#39;Hydra . Utilizzando una seconda coppia di pinze, pizzicare la colonna del corpo per fare il contratto Hydra . </li><li> Tenendo insieme le punte della seconda coppia di pinze, toccate al centro del hypostome (la struttura a cupola all&#39;estremità orale dell&#39;animale). Questo a volte apre la bocca. ioLa bocca non si apre premendo, punzonare la bocca inserendo la pinza nel centro del hypostome e quindi rilasciare leggermente la pressione sulle punte della pinza. Questo dovrebbe allungare l&#39;apertura della bocca fatta dalla puntura. Nota: l&#39; idra può sgonfiarsi e collassare quando la bocca è aperta ( Figura 2 C ). Se ciò accade, l&#39; Artemia può essere ancora inserita nell&#39;Hydra . Se è troppo difficile farlo, passare alla prossima Hydra e tornare all&#39;Hydra originale più tardi e riprovare. L&#39; idra tendono a non sgonfiare tanto durante le successive aperture della bocca. </li><li> Raccogli rapidamente Artemia con le pinze e inserirle nella cavità gastrica dell&#39;Hydra . Inserisci il maggior numero possibile di Artemia fino a quando la cavità gastrica è piena e più Artemia non può essere inserita senza danneggiare l&#39; Hydra , l&#39;incidenteAlleati che tira fuori qualsiasi Artemia , o impedisce la chiusura della bocca. In media, questa è 5 - 6 Artemia , tuttavia fino a 12 sono stati alimentati agli animali più grandi. <ol><li> Se la bocca inizia a chiudere, allungare nuovamente con le pinze come sopra descritto; Tuttavia, si dovrebbe prendere precauzione come qualunque Artemia già dentro l&#39;animale possa cominciare a uscire quando la bocca è riaperta. </li><li> Se l&#39; Hydra è troppo piccola per un&#39;intera Artemia , tagliare l&#39; Artemia usando un bisturi e alimentare i pezzi più piccoli Hydra . Se l&#39; Artemia non rimane all&#39;interno dell&#39;Hydra , potrebbe essere necessario premere la pinza contro l&#39; Artemia per mantenerlo all&#39;interno dell&#39;Hydra fino alla sua chiusura della bocca. </li></ol></li><li> Trasferire l&#39; idra alimentata con una pipetta di Pasteur di vetro, attentamente per evitare burping accidentale, ad un piatto con rifampicina fresca 50 μg / mL in mezzo Hydra . Se un&#39;Artemia è stata espulsa fRom l&#39; idra durante il trasferimento, reinserirlo mentre nel nuovo piatto. Nota: una pipetta di vetro viene utilizzata per il trasferimento dell&#39;Hydra , in quanto si è riscontrato che Hydra non è più a vetro rispetto alla plastica. La lunghezza della pipetta non importa, ma utilizzando pipette da 5 pollici può essere un po &#39;più facile. </li></ol> 3. Burping <ol><li> Far scorrere l&#39; Hydra per rimuovere il materiale non immerso in qualsiasi momento tra 8 e 20 ore dopo l&#39;alimentazione. </li><li> Sabbia il punto di un ago ipodermico da 30G con P320 o carta simile a graniglia fino a quando la punta è piatta. Nota: Un ago ipodermico 27G funzionerebbe anche, ma la punta più piccola del manometro superiore è preferibile. </li><li> Attaccare l&#39;ago ad una siringa di plastica monouso da 1 ml e riempire la siringa con fresca rifampicina 50 μg / mL in mezzo Hydra . Nota: il burping di una singola idra richiede circa 0,05 ml a 0,1 ml di soluzione. A 1 ml di syriNge è preferibile poiché è più difficile controllare la forza e il volume della soluzione uscente con una siringa di volume maggiore. </li><li> Sotto un microscopio di dissezione, tenere il peduncolo dell&#39;Hydra con pinze fine punto e toccare al centro del hypostome con l&#39;ago. Se la bocca non si apre, inserire le pinze nel hypostome e aprire la bocca come descritto sopra per l&#39;alimentazione. Nota: Tutti i passaggi successivi vengono eseguiti con un microscopio di dissezione. </li><li> Utilizzare la siringa per sciacquare, molto dolcemente, per evitare di soffiare l&#39;intero animale, la cavità gastrica con la soluzione di rifampicina da 50 μg / mL fino a quando tutti i detriti sono stati espulsi. L&#39;ago non deve necessariamente essere inserito nell&#39;Hydra se la dimensione dell&#39;Hydra non lo consente. L&#39;ago può essere tenuto vicino all&#39;apertura della bocca e punta direttamente verso la bocca. </li><li> Utilizzando una pipetta di Pasteur di vetro, trasferire Hydra burped a un piatto con 50 freschi81; g / mL rifampicina in mezzo Hydra . </li></ol> 4. Controllo della qualità attraverso l&#39; immunohistochemistry NOTA: Il seguente protocollo è adattato dai protocolli di Shenk, M. A, et al. 18 , e Böttger, A 19 . Tutti i passaggi vengono eseguiti a temperatura ambiente (RT), salvo diversa indicazione. Un nutatore può essere utilizzato per le fasi di incubazione e può migliorare la qualità di colorazione. Tuttavia, se l&#39; Hydra si aggrappa l&#39;uno con l&#39;altro, tutti i passaggi possono anche essere eseguiti senza. <ol><li> Preparare la soluzione di blocco: 10% siero fetale bovino (FBS) e 1% DMSO in 1x salina fosfato-tamponata (PBS). Conservare questa soluzione a 4 ° C fino all&#39;uso (punti 4.6 e 4.11). La soluzione può essere conservata per 1 - 2 giorni. Nota: Tutte le soluzioni utilizzate in questo protocollo devono essere raccolte correttamente come rifiuti pericolosi. </li><li> Rilassare Hydra in 200 μl di uretano al 2% in Hydra mPer 1 min in 1,7 mL di microcentrifuga. Utilizzare 5 idrati per tubo per ciascuna delle 4 condizioni: senza nervo, non trattato, non trattato con nessun anticorpo primario e non trattato con nessun anticorpo secondario. Nota: non superare 1 min. Il tempo qui è critico poiché gli animali saranno in cattive condizioni dopo aver trascorso troppo tempo in uretano. </li><li> Rimuovere l&#39;uretano e fissare l&#39; idra in 200 μl di 4% di paraformaldeide (PFA) in media di Hydra per 15 minuti. </li><li> Lavare i campioni 3 volte con 1x PBS per 10 minuti ciascuno. Nota: tutte le liscive con PBS e PBSTx vengono fatte con 500 μL di soluzione. </li><li> Permeabilizzare con 500 μl di 0,5% di Triton X-100 in PBS per 15 minuti. </li><li> Rimuovere lo 0,5% di Triton X-100 e aggiungere 500 μL della soluzione di blocco. Bloccare i campioni per almeno 1 h. </li><li> Diluire l&#39;anticorpi anti-tirosina-tubulina 1: 200 nella soluzione di blocco. Nota: questa concentrazione era deTerminato sperimentalmente. Se il segnale nei controlli è risultato troppo debole, potrebbe essere necessario aumentare la concentrazione. Se vi è un legame non specifico, la concentrazione può essere necessaria per essere ridotta. La preincubazione dell&#39;anticorpo può anche contribuire a ridurre il legame non specifico. </li><li> Rimuovere la soluzione di blocco dai campioni e aggiungere 200 μL dell&#39;anticorpo primario ai controlli non trattati e ai controlli non trattati senza nessun secondario. Per i controlli non trattati senza primaria, solamente aggiungere 200 μL di soluzione di blocco senza l&#39;anticorpo. </li><li> Incubare i campioni durante la notte (&gt; 12 h) a 4 ° C. Nota: In alternativa, incubare 5 - 6 h a RT. </li><li> Rimuovere l&#39;anticorpo primario e lavare ampiamente i campioni con lo 0,3% di Triton X-100 in 1x PBS (PBSTx). Nota: Salvare l&#39;anticorpo primario e conservare a 4 ° C, poiché può essere riutilizzato almeno 2 - 3 volte. </li><li> Anti-mouse anti-mouse hP secondario anti-topo diluitoOdy 1: 500 in soluzione di blocco. Aggiungere 200 μL ai controlli non trattati Hydra senza nervi e controlli non trattati senza primaria. Per i controlli non trattati senza secondario, aggiungere solo 200 μL di soluzione di blocco senza l&#39;anticorpo. Nota: In alternativa, è possibile utilizzare un anticorpo secondario fluorescente, per i quali non sono necessari i punti 4.13 - 4.17. L&#39;utilizzo di un secondario fluorescente consente di risparmiare tempo e generalmente è sufficiente, ma la secondaria hP fornisce una maggiore sensibilità. La concentrazione di secondaria è stata determinata sperimentalmente. Se i segnali nei controlli si trovano troppo deboli, potrebbe essere necessario aumentare la concentrazione. Se vi è un legame non specifico, la concentrazione può essere necessaria per essere ridotta. </li><li> Incubare i campioni durante la notte a 4 ° C. </li><li> Rimuovere l&#39;anticorpo secondario e lavare ampiamente i campioni con PBSTx. </li><li> Preparare 1x PBT: l&#39;albumina di siero bovina 0,2% (peso / volume) e 0,05% Tween20 in 1x PBS. Incubare la sAmpli in 1x PBT per 30 min. </li><li> Rimuovere il 1x PBT e incubare i campioni in 1: 1.000 NHS-fluoresceina e 1: 10.000 H 2 O 2 in 1x PBT per 15 minuti al buio. Da questo passo, tenere i campioni nel buio il più possibile, in quanto il segnale fluorescente diminuirà in quanto sono esposti alla luce. Nota: Fluoresceina NHS è stata preparata seguendo un protocollo FISH dettagliato da King, RS e Newmark, PA 20 </li><li> Lavare i campioni 3 volte con PBSTx rapidamente, quindi 2 volte per 30 min. </li><li> Lasciare i campioni in PBSTx per una notte a 4 ° C per continuare a lavare. </li><li> Fare qualche lavaggio più con 1x PBSTx. Per visualizzare i nuclei cellulari, eseguire le seguenti fasi facoltative per il conteggio del DNA utilizzando 4 &#39;, 6-diamindino-2-fenilindolo, dihydrochloride (DAPI). In caso contrario, i campioni possono essere imaged ora. </li><li> Diluire la massa di DAPI da 5 mg / ml a una concentrazione di lavoro di 1: 500 in PBSTx e aggiungere 200 μL ad ogni tubo. incuBalla i campioni per 30 min. Attenzione: DAPI è un cancerogeno noto. Indossare il PPE completo. </li><li> Rimuovere il DAPI e lavare i campioni 2 - 3 volte con PBSTx prima di imaging con microscopia a fluorescenza. </li></ol>

<ol><li>Bode, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interstitial+cell+lineage+of+Hydra%3A+a+stem+cell+system+that+arose+early+in+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">The interstitial cell lineage of Hydra: a stem cell system that arose early in evolution.</a> J. Cell. Sci. 109, 1155-1164 (1996).</li>
<li>Hager, G., David, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+of+differentiated+nerve+cells+in+hydra+is+determined+by+precursor+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Pattern of differentiated nerve cells in hydra is determined by precursor migration.</a> Development. 124, 569-576 (1997).</li>
<li>Campbell, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elimination+of+Hydra+interstitial+and+nerve+cells+by+means+of+colchicine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Elimination of Hydra interstitial and nerve cells by means of colchicine.</a> J. Cell. Sci. 21, 1-13 (1976).</li>
<li>Marcum, B. A., Campbell, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Hydra+lacking+nerve+and+interstitial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Development of Hydra lacking nerve and interstitial cells.</a> J. Cell. Sci. 29, 17-33 (1978).</li>
<li>Burns, R. G. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/001448277390517X">3H-colchicine binding: Failure to detect any binding to soluble proteins from various lower organisms.</a> Exp. Cell. Res. 81, 285-292 (1973).</li>
<li>Lee, H. -T., Campbell, R. D. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/1541055?seq=1#page_scan_tab_contents">Development and Behavior of an Intergeneric Chimera of Hydra (Pelmatohydra oligactis Interstitial Cells Hydra attenuata Epithelial Cells).</a> Biol. Bull. 157 (2), 288-296 (1979).</li>
<li>Novak, P. Preparing Hydra viridis with Nerve Cells and No Interstitial Cells, or with Neither of These Cell Types. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNovak%2C+P+%22Hydra%3A+Research+Methods%22">Hydra: Research Methods</a>. , Plenum Press. New York. 295-297 (1983).</li>
<li>Wanek, N., Marcum, B. A., Lee, H. -T., Chow, M., Campbell, R. D. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/230091645_Effect_of_hydrostatic_pressure_on_morphogenesis_in_nerve-free_hydra">Effect of hydrostatic pressure on morphogenesis in nerve-free Hydra.</a> J. Exp. Zool. 211, 275-280 (1980).</li>
<li>Minobe, S., Koizumi, O., Sugiyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+cell+differentiation+in+nerve-free+tissue+of+epithelial+Hydra+from+precursor+cells+introduced+by+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Nerve cell differentiation in nerve-free tissue of epithelial Hydra from precursor cells introduced by grafting.</a> Dev. Biol. 172 (1), 170-181 (1995).</li>
<li>Miljkovic-Licina, M., Chera, S., Ghila, L., Galliot, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+regeneration+in+wild-type+hydra+requires+de+novo+neurogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Head regeneration in wild-type hydra requires de novo neurogenesis.</a> Development. 134 (6), 1191-1201 (2007).</li>
<li>Wenger, Y., Buzgariu, W., Galliot, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+neurogenesis+in+Hydra+leads+to+compensatory+regulation+of+neurogenic+and+neurotransmission+genes+in+epithelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Phil.+Trans.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Loss of neurogenesis in Hydra leads to compensatory regulation of neurogenic and neurotransmission genes in epithelial cells.</a> Phil. Trans. R. Soc. B. 371 (20150040), (2015).</li>
<li>Campbell, R. D., Josephson, R. K., Schwab, W. E., Rushforth, N. B. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/958390">Excitability of nerve-free Hydra.</a> Nature. 262, 388-390 (1976).</li>
<li>Takaku, Y., Hwang, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innexin+gap+junctions+in+nerve+cells+coordinate+spontaneous+contractile+behavior+in+Hydra+polyps%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Innexin gap junctions in nerve cells coordinate spontaneous contractile behavior in Hydra polyps.</a> Sci. Rep. 4 (3573), (2014).</li>
<li>Marcum, B. A. Culturing Epithelial Hydra. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMarcum%2C+BA+%22Hydra%3A+Research+Methods%22">Hydra: Research Methods</a>. , Plenum Press. New York. 287-290 (1983).</li>
<li>David, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+method+for+maceration+of+Hydra+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Wilhelm+Roux+Arch.+Entwickl.+Mech.+Org%22%5BJournal%5D)">A quantitative method for maceration of Hydra tissue.</a> Wilhelm Roux Arch. Entwickl. Mech. Org. 171, 259-268 (1973).</li>
<li>Gröger, H., Schmid, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larval+development+in+Cnidaria%3A+A+connection+to+Bilateria%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Larval development in Cnidaria: A connection to Bilateria.</a> Genesis. 29 (3), 110-114 (2001).</li>
<li>Lenhoff, H. M. Water, Culture Solutions, and Buffers. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLenhoff%2C+HM+%22Hydra%3A+Research+Methods%22">Hydra: Research Methods</a>. , Plenum Press. New York. 29-34 (1983).</li>
<li>Shenk, M. A., Bode, H. R., Steele, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+Cnox-2%2C+a+HOM%2FHOX+homeobox+gene+in+hydra%2C+is+correlated+with+axial+pattern+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Expression of Cnox-2, a HOM/HOX homeobox gene in hydra, is correlated with axial pattern formation.</a> Development. 117, 657-667 (1993).</li>
<li>Böttger, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Horizontal+Gene+Transfer+Contributed+to+the+Evolution+of+Extracellular+Surface+Structures%3A+The+Freshwater+Polyp+Hydra+Is+Covered+by+a+Complex+Fibrous+Cuticle+Containing+Glycosaminoglycans+and+Proteins+of+the+PPOD+and+SWT+%28Sweet+Tooth%29+Families%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Horizontal Gene Transfer Contributed to the Evolution of Extracellular Surface Structures: The Freshwater Polyp Hydra Is Covered by a Complex Fibrous Cuticle Containing Glycosaminoglycans and Proteins of the PPOD and SWT (Sweet Tooth) Families.</a> PLoS One. 7 (12), (2012).</li>
<li>King, R. S., Newmark, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+hybridization+protocol+for+enhanced+detection+of+gene+expression+in+the+planarian+Schmidtea+mediterranea%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">In situ hybridization protocol for enhanced detection of gene expression in the planarian Schmidtea mediterranea.</a> BMC Dev. Biol. 13 (8), (2013).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Le cellule interstiziali Idra possono essere eliminate tramite un doppio trattamento con colchicina 3 , 4 . Nei giorni successivi al primo trattamento, è fondamentale impedire il contatto tra l&#39; idra individuale per evitare la fusione di pezzi Hydra in idra deformata. Inoltre, gli animali che possono mangiare non assistiti dopo il primo trattamento devono essere rimossi in quanto il secondo trattamento della colch...

Il sistema nervoso di Hydra è costituito da una rete nervosa, con i neuroni associati a entrambi gli strati di tessuto epiteliale 1 . La rete nervosa è più densa nel hypostome e nel peduncolo e meno densa nella colonna del corpo 2 . Le cellule nervose provengono da cellule staminali interstiziali, che sono cellule staminali multipotenti che danno origine a cellule secretarie, nematociti, cellule germinali e neuroni 1 . È possibile eliminare le cellule interstiziali di Hydra vulgaris attraverso il trattamento con colchicina 3 , 4 , una tossina derivata da piante che uccide cellule divisorie. Anche se la colchicina è stata trovata per inibire la polimerizzazione del microtubulo in altri organismi, uno studio precedente ha dimostrato che i microtubuli sono presenti in Hydra per tutto il trattamento, suggerendo che la colchicina non agisce in Hydra 3 . Un altro stUdy suggerisce che la colchicina non lega efficacemente la tubulina in alcuni organismi, tra cui Tetrahymena pyriformis, Zea mays, Chlamydomonas e Schizosaccharomyces pombe, che possono spiegare questa differenza 5 . Il trattamento della colchicina induce la fagocitosi delle cellule interstiziali dalle cellule epiteliali endodermiche 3 e consente quindi la creazione di animali che mancano di cellule nervose, di cellule ghiandolari e nematociti. Non è chiaro perché le cellule interstiziali siano particolarmente sensibili al trattamento della colchicina. Dato che entrambe le cellule interstitiali post-mitotiche e le cellule delle cellule staminali interstiziali sono danneggiate e fagocitose, Campbell ha concluso che la colchicina non influiva direttamente l&#39;attività mitotica 3 . In particolare, il trattamento colchicina funziona bene in Hydra vulgaris, ma è stato dimostrato di non funzionare anche in altre specie, come Hydra oligactis 6 . </Em&gt; Un trattamento modificato con colchicina e idrossiacido può essere utilizzato per produrre Idra viridis 7 privo di nervi. Idra priva di nervi (anche a volte definita come &quot; Hydra epiteliale&quot; 8 ) sono quindi uno strumento utile per studiare i ruoli di questi tipi di cellule specializzate dalla linea di cellule interstitiali nell&#39;omeostasi tissutale e nella rigenerazione. L&#39;idra può essere l&#39;unico esempio noto di un animale capace di vivere senza un sistema nervoso. Idra priva di nervi servono come un modello particolarmente utile per dissectare il ruolo della rete nervosa nella regolazione della rigenerazione idraulica , dell&#39;omeostasi e del comportamento. Ad esempio, l&#39;introduzione di cellule interstiziali in Idra priva di nervi tramite innesto ha permesso di caratterizzare la differenziazione delle cellule nervose come regione altamente specifica 9 . Inoltre, perché l&#39; Idra priva di nervi può rigenerarsiConsentire l&#39;indagine di percorsi alternativi di rigenerazione indipendenti dal sistema nervoso. Un esempio di questo tipo è la neurogenesi apicale e la formazione delle teste, che è stato dimostrato dipendente dalla funzione cnox-2 nel sistema nervoso di tipo idrico tipico , ma sembra essere dispensabile in Idra priva di nervi, suggerendo che ci possa essere un processo alternativo di rigenerazione della testa 10 . Hydra senza nervi sono stati utilizzati anche per studiare l&#39;espressione delle cellule epiteliali e la regolazione dei geni neurogenici e neurotrasmettitori dopo la perdita della neurogenesi 11 . L&#39; Idra priva di nervi non presenta esplosioni spontanee di contrazione 12 , indicando che queste esplosioni sono regolate dal sistema nervoso. L&#39; Idra priva di nervi, invece, si contrae in risposta al pizzicamento della colonna corporea, suggerendo che la contrazione in risposta agli stimoli meccanici è mediata dall&#39;accoppiamentoGh junction in cellule epiteliali, mentre il comportamento contrattile spontaneo è mediato da accoppiamento attraverso giunzioni gap nelle cellule nervose 13 . Idra priva di nervi non apre le bocche quando viene presentata con cibo o ridotto glutatione 3 , suggerendo che neuroni sensoriali sono necessari per rilevare la presenza di cibo e segnalare la bocca da aprire. Inoltre, la rete nervosa sembra svolgere un ruolo nel rilevare la pressione osmotica, poiché gli animali privi di nervi non sono in grado di regolare autonomamente la loro pressione idrostatica interna attraverso l&#39;apertura della bocca, causando il loro aspetto simile al pallone 3 , 4 ( figura 1B ). La regolazione della pressione idrostatica in Hydra priva di nervi con una frequente deflazione manuale ha portato ad una perdita di qualche morfologia anormale nella colonna del hypostome e del corpo. Tuttavia, la deflazione cronica ha causato interferenze con la crescita, elOngation, germinazione e organizzazione dei tessuti 8 . Sebbene l&#39; idra priva di nervi non sia in grado di nutrirsi e di esplorare da soli, è possibile mantenerli a tempo indefinito in laboratorio mediante l&#39;alimentazione manuale a mano e burping ogni animale. Le pubblicazioni precedenti hanno descritto metodi di forza-alimentazione e burping Hydra senza nervi, tuttavia questi protocolli hanno coinvolto l&#39;uso di punte di micropipette che devono essere manualmente tirato con attenzione alla dimensione appropriata, nonché l&#39;uso di un boccaglio collegato alla pipetta da tubo 14 . Qui viene descritto un metodo più semplice, più sicuro e più efficiente nel tempo per l&#39;alimentazione e il burping. Inoltre, studi precedenti hanno coinvolto il controllo dell&#39;assenza di cellule nervose attraverso la dissociazione degli animali fissi in singole cellule e l&#39;esame della morfologia cellulare 3 , 4 , 15 . HL&#39;immunohistochemistry con un anticorpo monoclonale contro il terminale carbossilato tirosinato di alfa-tubulina è stato usato come metodo complementare alla macerazione per verificare l&#39;esaurimento dei neuroni nell&#39;ipostomo 13 , 16 . Studi precedenti hanno dimostrato che i neuroni nel peduncolo possono anche essere visualizzati utilizzando questo anticorpo 13 , tuttavia questi neuroni e quelli della colonna corporea sono più difficili da definire. Mentre l&#39;immunohistochemistry è sufficiente a confermare l&#39;assenza di cellule nervose nel hypostome e non richiede competenze sulla morfologia di tipo cellulare, non può essere utilizzato per verificare l&#39;assenza delle cellule staminali interstitiali e degli altri derivati ​​di queste cellule. Gli studi sulla dissociazione e sulla morfologia cellulare sono più rigorosi e possono dare un resoconto quantitativo dei numeri di ciascun tipo di cellula che rimangono dopo ogni fase del trattamento.

<table><tbody><tr><td>Colchicina</td><td>Acros Organics</td><td>227120010</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 1 mL</td><td>BD</td><td>301025</td><td></td></tr><tr><td>Gamberetti in salamoia Uova Gamberetti</td><td>in salamoia Diretto</td><td>N/A</td><td>Può essere acquistato localmente</td></tr><tr><td>Piatto per incubatoio di gamberetti in salamoia</td><td>Diretto</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>60 mm x 15 mm Petri Dish</td><td>Celltreat</td><td>229663</td><td></td></tr><tr><td>30 G x 3/4" Ago ipodermico</td><td>Covidien</td><td>1188830340</td><td>Si può utilizzare anche un ago da 27G</td></tr><tr><td>2 pinzette a punta fine</td><td>Dumont</td><td>0109-5-PO</td><td></td></tr><tr><td>Rifampicina</td><td>EMD Millipore</td><td>557303</td><td></td></tr><tr><td>Capra anti-topo lgG, Pab (HRP Conjugate)</td><td>Enzo</td><td>ADI-SAB-100-J</td><td></td></tr><tr><td>Albumina sierica bovina (BSA)</td><td>Fisher</td><td>BP9703-100</td><td></td></tr><tr><td>Bisturi</td><td>Fisher</td><td>08-920A</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino (FBS)</td><td>Gibco</td><td>10437028</td><td></td></tr><tr><td>DAPI (4',6-Diamidino-2-Fenilindolo, Dicloridrato)</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>PBS Compresse</td><td>MP Bio</td><td>2810305</td><td></td></tr><tr><td>monoclonale Anti-tubulina, Tirosina</td><td>Sigma</td><td>T9028</td><td></td></tr><tr><td>Dimetil solfossido (DMSO)</td><td>Sigma</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Perossido di idrogeno</td><td>Sigma</td><td>216763</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeide (PFA)</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Triton X - 100</td><td>Sigma</td><td>T9284</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma</td><td>P1379</td><td></td></tr><tr><td>Uretano</td><td>Sigma</td><td>U2500</td><td></td></tr><tr><td>Pompa ad aria</td><td>Tetra</td><td>77846-00</td><td></td></tr><tr><td>Pipetta in vetro Pasteur</td><td>VWR</td><td>53283-916</td><td>La lunghezza della pipetta non ha importanza Tubo da</td></tr><tr><td>15 ml</td><td>VWR</td><td>89039-670</td><td></td></tr><tr><td>P320 Carta vetrata</td><td>3M</td><td>IBGABBV00397</td><td>Può essere acquistato presso il negozio di bricolage locale</td></tr></tbody></table>

generazione e manutenzione a lungo termine di nervi liberi<em&gt; hydra</em

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

La linea di cellule interstiziali di Hydra comprende cellule staminali multipotenti ei loro derivati: cellule ghiandolari, nematociti, cellule germinali e cellule nervose. Le cellule interstiziali possono essere eliminate mediante due trattamenti consecutivi con colchicina, una tossina derivata da piante che uccide le cellule divisorie, eliminando così il potenziale di rinnovamento delle cellule differenziate derivate dalle cellule staminali interstiziali. Ciò consente alla generazione di Hydra che mancano di cellule nervose. Un polipo privo di nervi non può aprire la bocca per alimentare, controllare o regolare la pressione osmotica. Tali animali, tuttavia, possono sopravvivere e essere coltivati ​​indefinitamente in laboratorio se regolarmente alimentati e burped. La mancanza di cellule nervose consente di studiare il ruolo del sistema nervoso nel regolare il comportamento e la rigenerazione degli animali. I protocolli precedentemente pubblicati per la manutenzione Idra libera da idrocarburi comprendono tecniche obsolete quali la pipettazione a bocca con micropipetta tirata a manoIps per alimentare e pulire l&#39; Hydra . Qui viene introdotto un miglioramento del protocollo per la manutenzione di Idra priva di nervi. Le pinze fine-punte vengono utilizzate per forzare la bocca e inserire Artemia appena uccisa. Dopo l&#39;alimentazione della forza, la cavità del corpo dell&#39;animale viene lavata con un mezzo fresco usando una siringa e un ago ipodermico per rimuovere il materiale non digerito, qui indicato come &quot;burping&quot;. Questo nuovo metodo di erogazione di forza e burping Hydra senza nervi attraverso l&#39;uso di pinze e siringhe elimina la necessità di pipettazione a bocca con punte a micropipetta tirate a mano. Questo rende il processo più sicuro e significativamente più tempo efficiente. Per garantire che le cellule nervose nel iostomo siano state eliminate, viene condotta l&#39;immunohistochemistry usando l&#39;anti-tirosina-tubulina.

Subito dopo il trattamento iniziale di 8 ore di colchicina, tutti i Hydra sopravvivono. Alcune di queste Hydra avranno solo stoppini tentacoli ( Figura 3 A ), mentre altri avranno completamente perso i tentacoli ( Figura 3 B ). Nei prossimi 1 o 2 giorni, i tentacoli continueranno a ridursi fino a quando tutti i Hydra hanno perso i tentacoli. Circa una settimana dopo il...

Attraverso un doppio trattamento con colchicina, può essere generata una tossina derivata da piante che uccide cellule divisorie, senza idrografia Hydra vulgaris . Questi Hydra non possono nutrire o esaminare da soli. Questo documento descrive un metodo migliorato per la manutenzione a lungo termine di Idra vulgaris privo di nervi in ​​laboratorio.

Generazione e manutenzione a lungo termine di nervi liberi<em&gt; Hydra</em

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The ...

L'obiettivo generale di questa procedura è generare e mantenere in modo efficiente idre prive di nervi mediante alimentazione forzata manuale e rigurgito. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo delle idre riguardo al ruolo del sistema nervoso in vari comportamenti e processi biologici. Il vantaggio principale di questa tecnica è che è più semplice, sicura ed efficiente in termini di tempo rispetto ai protocolli precedentemente pubblicati per l'alimentazione e il rigurgito.L'uso di pinzette per manipolare l'idra al microscopio può risultare difficile e frustrante all'inizio, ma diventa rapidamente più semplice con la pratica. Iniziare aggiungendo cisti di Artemia a un contenitore di vetro alto e stretto, che si restringe alla base. Riempire il contenitore con acqua per Artemia, avendo cura di non superare un grammo di cisti per ogni litro di acqua, per ottenere una resa di schiusa più elevata.Coprire la parte superiore del contenitore con della pellicola parafilm e inserire una pipetta sierologica da 10 millilitri attraverso il parafilm, all'interno del contenitore, facendo attenzione che la punta della pipetta raggiunga il fondo del contenitore. Collegare un pezzo di tubo a una pompa per aria da acquario, quindi posizionare il tubo attorno alla pipetta per fornire aria al contenitore.Una volta schiusi gli Artemia, utilizzare una rete per Artemia per filtrare i gamberetti dalla coltura e lavare gli animali per circa 20 secondi in acqua deionizzata. Al termine del lavaggio, trasferire gli Artemia in una capsula con mezzo per idre. Sotto un microscopio stereoscopico, utilizzare un paio di pinzette fini per eutanasizzare i gamberetti esercitando una leggera pressione.Posizionare l'Artemia appena sacrificata vicino all'idra per facilitare un pasto rapido. A questo punto afferrare la prima idra dal piede con una pinzetta e pizzicare il corpo dell'idra con una seconda pinzetta per farla contrarre. Toccare leggermente al centro dell'ipostoma per far aprire la bocca all'idra.Se la bocca non si apre, perforare il centro dell'ipostomo con la pinzetta e rilasciare leggermente la pressione sulle punte per allargare l'apertura boccale creata dalla perforazione. Inserire rapidamente il maggior numero possibile di Artemia nella cavità gastrica dell'idra, fino a quando la cavità è piena e non è possibile inserirne altre senza danneggiare l'idra, rischiare di estrarre accidentalmente delle Artemia dalla cavità o impedire alla bocca di chiudersi. Se la bocca inizia a chiudersi, allargarla nuovamente con la pinzetta come appena dimostrato, avendo cura che nessuna Artemia già presente all'interno dell'animale fuoriesca.Se l'idra è troppo piccola per un intero Artemia, tagliare il gamberetto con il bisturi e offrire all'idra pezzi più piccoli. Se l'Artemia non rimane all'interno dell'idra, potrebbe essere necessario premere la pinzetta contro l'Artemia per trattenerlo all'interno finché la bocca non si chiude. Una volta nutriti tutti gli idre, utilizzare una pipetta di Pasteur in vetro per trasferirle in una capsula contenente mezzo fresco per idre, integrato con rifampicina, avendo cura di evitare rigurgiti accidentali.Da otto a venti ore dopo l'alimentazione, utilizzare carta vetrata a grana P320 o simile per levigare la punta di un ago ipodermico da 30 gauge fino a quando la punta non diventa piatta. Fissare l'ago a una siringa di plastica monouso da un millilitro e riempire la siringa con mezzo di coltura per Hydra fresco integrato con rifampicina. Posizionare la piastra di coltura di Hydra sotto il microscopio e utilizzare pinzette fini per trattenere il piede dell'Hydra.Toccare con l'ago della siringa al centro dell'ipostomio. Se la bocca non si apre, inserire la pinzetta nell'ipostomio per aprirla, come appena dimostrato. Successivamente, utilizzare la siringa per lavare molto delicatamente il mezzo nella cavità gastrica, avendo cura di non allontanare l'idra fino a quando tutti i detriti non sono stati espulsi.Quindi, utilizzare una pipetta Pasteur in vetro per trasferire l'idra sgonfiata in una piastra con mezzo per idre fresco integrato con rifampicina. Immediatamente dopo un trattamento in coltura iniziale di otto ore, tutte le idre sono sopravvissute. Alcuni animali avranno solo monconi di tentacoli rimanenti, mentre altri avranno perso completamente i tentacoli.Circa una settimana dopo il trattamento, l'idra mostrerà segni di ricrescita delle tentacole, di piccole dimensioni e tozze, prima della rigenerazione completa, che avverrà nei successivi sette giorni. Dopo un secondo trattamento, circa il 10% del numero originale di animali sottoposti a entrambi i trattamenti si riprende e cresce fino a raggiungere una dimensione adatta per esperimenti. Le idre sottoposte a doppio trattamento presentano tentacole più sottili rispetto a quelle degli animali non trattati, tessuti più trasparenti e appaiono gonfie a causa dell'incapacità di aprire la bocca per alleviare la pressione osmotica.Le reti nervose nelle teste di idre non trattate mostrano chiare fibre che si irradiano verso l'esterno a partire dalla bocca, oltre a evidenti corpi cellulari. Tali fibre sono invece assenti nelle idre prive di nervi dopo il doppio trattamento con culturezine. Un ulteriore colorazione con DAPI rivela un numero ridotto di nuclei nelle idre prive di nervi rispetto ai controlli non trattati, a causa della perdita delle cellule della linea cellulare interstiziale indotta dal trattamento doppio con culturezine.Una volta acquisita la tecnica, un singolo pasto per un'hydra può essere completato in meno di un minuto se eseguito correttamente. Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come somministrare il cibo per via forzata ed eliminare l'aria da un'hydra priva di nervi.

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JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Le Hydra transgeniche stabili sono prodotte mediante microiniezione di DNA plasmidico negli embrioni seguita da integrazione genomica casuale e propagazione asessuata per stabilire una linea uniforme. Le idre transgeniche vengono utilizzate per tracciare i movimenti cellulari, sovraesprimere i geni, studiare la funzione del promotore o abbattere l'espressione genica utilizzando l'RNAi.

Generazione di transgenici Hydra Da Embryo microiniezione

Viene descritto un protocollo personalizzato per differenziare le cellule ES di topo in popolazioni definite di neuroni altamente puri che esibiscono sinapsi funzionanti e un comportamento di rete emergente. L'analisi elettrofisiologica dimostra la perdita della trasmissione sinaptica in seguito all'esposizione ai sierotipi di neurotossina botulinica /A-/G e alla neurotossina tetanica.

Valutazione funzionale di neurotossine biologiche in Culture in rete di cellule staminali derivate dal Sistema Nervoso Centrale Neuroni

Questo protocollo descrive come le cellule progenitrici neurali possono essere differenziate dalle cellule staminali pluripotenti indotte umane, al fine di produrre una popolazione di cellule neurali robusta e replicativa, che può essere utilizzata per identificare le vie di sviluppo che contribuiscono alla patogenesi della malattia in molti disturbi neurologici.

Una guida per generazione e l&#39;uso hiPSC NPC derivati ​​per lo Studio delle Malattie Neurologiche

Questo manoscritto specifica la realizzazione di reti neurali rivelate micro-tessuto: costruzioni tridimensionali di dimensioni microniche costituite da tratti longitudinali allineati allineati che comprendono la popolazione neuronale aggregata racchiuse in un idrogel tubolare. Questi impalcature viventi possono servire come relè funzionali per ricostruire o modulare la circuiteria neurale o come test-letti biofidelici che imitano la neuroanatomia della materia grigio-bianca.

Le reti neurali ricalcolate anatomicamente tridimensionali dei micro-tessuti per la ricostruzione, la modulazione e la modellazione del sistema nervoso

Presenteremo lo sviluppo di auto-assemblati, tridimensionale fasci di somata astrocytic allineati longitudinalmente e processi all'interno di un encasement romanzo biomateriale. Questi ingegnerizzato "ponteggi vivente", che esibiscono micron-scala diametro ancora estendere centimetri di lunghezza, può servire come banchi di prova per lo studio dei meccanismi dello sviluppo neurologico o facilitare la neurorigenerazione di regia della migrazione neuronale e/o assonale path-finding.

Tessutale tridimensionale allineato Astrocyte reti per ricapitolare i meccanismi dello sviluppo e facilitare la rigenerazione del sistema nervoso

Qui, presentiamo un protocollo per la cultura 3D del ratto cellule di glia cervello-derivato, tra cui gli astrociti, microglia ed oligodendrociti. Dimostriamo che la cellula primaria cultura, sintesi di idrogel di acido ialuronico methacrylated (HAMA), incapsulamento delle cellule e HAMAphoto-polimerizzazione e campione di elaborazione per l'imaging al microscopio confocale e scansione elettrone.

Migliorata 3D idrogel culture di cellule gliali primari In Vitro modellazione del Neuroinflammation

Presentato qui è un protocollo per la generazione spontanea di neurosfere arricchite in cellule progenitrici neurali da neuroni placcati ad alta densità. Durante lo stesso esperimento, quando i neuroni sono placcati ad una densità inferiore, il protocollo si traduce anche in colture di neuroni ratti primari prolungati.

Generazione di neurosfere da neuroni ippocampali primari misti e corticali isolati da E14-E16 Sprague Dawley Rat Embryo

Qui, presentiamo un protocollo per l'applicazione del campo elettrico a impulsi di nanosecondi (nsPEF) per stimolare le cellule di Schwann in vitro. La sintesi e la capacità di secrezione di fattori rilevanti e i cambiamenti del comportamento cellulare hanno convalidato il successo della stimolazione con nsPEF. Lo studio fornisce una visione positiva del metodo di rigenerazione dei nervi periferici.

Regolazione della crescita delle cellule di Schwann mediante campo elettrico pulsato a nanosecondi per la rigenerazione dei nervi periferici in vitro

Utilizzando l'imaging in time-lapse, si può seguire l'intero processo di rigenerazione degli sferoidi di Hydra . Questo protocollo descrive la generazione degli sferoidi Hydra , discute una varietà di strategie di montaggio e dettaglia come eseguire imaging a lungo termine e in tempo reale utilizzando microscopia confocale a disco rotante e microscopia a fluorescenza a foglio luminoso.

Preparazione e immagini dal vivo degli Sferoidi Idra in Rigenerazione

Qui si descrivono i metodi per testare C. elegans apprendimento associativo e di breve e lungo termine della memoria associativa. Questi test popolazione impiegare le capacità worm per chemiotassi verso odoranti volatili, e la forma associazioni positive su di abbinamento cibo con il butanone chemoattractant. Aumentare il numero di periodi di condizionamento induce memoria a lungo termine.

C. elegans Learning Positivo Butanone, a breve termine e lungo termine saggi di memoria associativa

Impara a generare e mantenere a lungo termine Hydra vulgaris senza nervi mediante doppio trattamento con colchicina e alimentazione forzata manuale. Questo metodo semplificato facilita lo studio del ruolo dei neuroni nei processi biologici.

Generazione e manutenzione a lungo termine di nervi liberi

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