Name: Intratracheale inoculazione di Fischer 344 ratti con Francisella tularensis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Scopri l'inoculazione intratracheale nei ratti Fischer 344 con Francisella tularensis per testare l'efficacia dei vaccini contro la tularemia polmonare. Questo metodo consente una somministrazione diretta e riproducibile nel polmone.

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Questo studio è stato sostenuto dall'agenzia di riduzione di minaccia di difesa (DTRA) sotto contratto HDTRA1-14-C-0116 e il centro di eccellenza nel campo della genomica di infezione (DOD n #W911NF-11-1-0136).

quest'opera è stata eseguita in stretta conformità con le raccomandazioni della Guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio del National Institutes of Health. Protocolli degli animali che coinvolgono roditori sono stati approvati dall'Università del Texas a San Antonio istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC) sotto protocollo MU009(RA).
 1. preparazione del catetere, indicatore di Trachea e F. tularensis inoculo <ol><li>Preparare il catetere (20 x 2 pollici) <ol><li>tagliare il 20 x 2 in ago e macinare la punta dell'ago un Blunt e liscia finitura con un utensile rotante. 
		Nota: La lunghezza dell'ago smussato dovrebbe consentire la punta di metallo di recedere circa 3 mm nel manicotto del catetere quando completamente inserito sull'ago smussato. L'ago blunted dà la rigidità strutturale del catetere per consentire il posizionamento del catetere nella trachea, e l'assenza della punta dell'ago blunted sporgenti dal manicotto del catetere evita la lesione alla trachea.</li>
		<li>Pulire il blunted aghi e cateteri con etanolo al 70% e sterilizzare per 15 minuti alla luce UV</li>
	</ol></li> <li>Preparare Trachea indicatore <ol><li>tagliare la punta di una pipetta di 1.000 µ l per permettere che la punta per sedersi in un'apertura di catetere e formare una guarnizione ermetica.</li>
		<li>Rimuovere un filtro da un 200 µ l aerosol barriera pipetta suggerimento e posto dentro la punta della pipetta precedentemente tagliati e 1.000 µ l.</li>
		<li>Garantire il filtro possa muoversi liberamente all'interno la punta della pipetta 1.000 µ l quando la punta è puntata punta a.</li>
	</ol></li> <li>F. tularensis inoculo <ol><li>Grow F. tularensis ceppo durante la notte sulla piastra di agar appropriato a 37 ° C. raschiare circa 100 µ l del prato batterico dalla piastra di agar con una sterile inoculando ciclo e utilizzare per inoculare un matraccio di Erlenmeyer contenente 250 mL di terreno di coltura liquido appropriato da 500 mL (per Fn: brodo di soia triptico (TSB) completato con 0,1% L-cisteina cloridrato monoidrato) e incubare agitazione durante la notte a 37 ° C. 
		Nota: F. novicida utilizzato nel video era cresciuta su una piastra di agar (TSA) di soia triptico completata con 0,1% L-cisteina cloridrato monoidrato.</li>
		<li>Centrifugare la coltura liquida coltivata durante la notte a 4.221 x g a temperatura ambiente per 10 min e rimuovere il supernatante senza interrompere il pellet batteri. 
		Attenzione: Si prega di seguire istituzione &#39; consigli di biosicurezza s per eliminare il surnatante.</li>
		<li>Delicatamente risospendere il pellet batterico con 25 mL di terreno liquido appropriato (Fn: TSB completati con 0,1% L-cisteina cloridrato monoidrato) contenente 10% glicerolo, utilizzando una pipetta da mL 25.</li>
		<li>Utilizzando una pipetta da 1 mL, aliquota la coltura batterica sedimento in 500 aliquote µ l in fiale, congelare in un bagno di ghiaccio secco/etanolo e conservare a -80 ° C.</li>
		<li>Per determinarne il titolo dei flaconi di coltura congelata, rimuovere due flaconcini congelati conservati a-80 ° C, scongelare su ghiaccio ed eseguire diluizioni in tampone fosfato salino (PBS) seguita da placcatura su terreno di coltura appropriato (Fn: TSA contenente 0,1% L-cisteina cloridrato). Le piastre sono incubate 24-48 h a 37 ° C e unità formanti colonie (CFU) vengono enumerate per calcolare il numero di cellule batteriche all'interno i flaconi di coltura congelata (media di due flaconcini).</li>
		<li>Preparare l'inoculo batterico dallo scioglimento di un flaconcino congelato sul ghiaccio e poi diluire la cultura con PBS alla concentrazione finale di 10 7 CFU/100 µ l. L'inoculo deve essere ad una concentrazione che consentiranno di ottenere il desiderato CFU in 100 µ l (la concentrazione finale di glicerolo all'interno dell'inoculo non può essere superiore al 3%, per evitare asfissia del ratto). Flaconi di coltura congelati conservati a-80 ° C possono essere utilizzati per fino a sei mesi dopo la preparazione.</li>
	</ol></li></ol> 2. Anestesia di ratto <ol><li>collegare la camera di anestesia per il vaporizzatore di isoflurane correttamente operativo di una macchina di anestesia.</li>
	<li>Collegare il tubo sulla camera di anestesia per il sistema di evacuazione dei gas di evacuazione dei gas.</li>
	<li>Aprire il flusso di ossigeno sulla macchina di anestesia a 4 L/min.</li>
	<li>Impostare il vaporizzatore di isoflurane al 5%.</li>
	<li>Porre il ratto nella camera anestesia. 
	Nota: In genere utilizziamo ratti tra 8-10 settimane di età (130-180 g); più giovani ratti sono difficili da inoculare tramite questa tecnica a causa delle piccole dimensioni della cavità di bocca.</li>
	<li>Quando l'induzione dell'anestesia ha avuto luogo, mantenere il ratto al 5% isoflurane, 2 L/min di ossigeno per effetto. Questa operazione richiede circa 3-10 min</li>
	<li>Determinare la profondità dell'anestesia per la qualità e il tasso di respirazione e battito cardiaco e la reazione alla stimolazione riflessa come nella prova di pizzico di punta. Ideale profondità dell'anestesia è indicato da 1-1.5 s totali tra ogni respiro.</li>
</ol> 3. Intratracheale inoculazione <ol><li>rimuovere il ratto dalla camera di anestesia e posiziona il ratto dorsalmente sul cavalletto intubazione del roditore. Allegare i denti anteriori del ratto al titolare per mantenere ratto sul posto. 
	Nota: Se il topo comincia a risvegliarsi durante la procedura, il catetere può essere rimosso e il ratto restituito alla camera di anestesia per raggiungere un piano più profondo dell'anestesia.</li>
	<li>Utilizzare mano dominante per muovere la lingua stesso lato come mano di sostegno con forcipe punto ampia medicazione pollice.</li>
	<li>Uso mano di supporto e fissare la linguetta con il laringoscopio contro il ratto &#39; s mandibola e visualizzare la trachea e l'esofago dell'animale. La trachea si aprirà o chiuderà come ratto respira.</li>
	<li>Inserire il catetere contenente un ottuso calibro 20-ago, preparata al punto 1.1, nella trachea. Potrebbe esserci una leggera resistenza e inserimento nella trachea può essere &#34; su strada sconnessa &#34; dovuto il catetere strofinando le cartilagini tracheale. Dovuti a umidità o respirazione superficiale, la trachea può essere coperto dall'epiglottide che impedisce la visualizzazione della trachea. Toccando delicatamente il bordo della cartilagine epiglottide causerà il lembo di cartilagine aprire e scoprire la trachea.</li>
	<li>Rimuovere l'ago smussato dal catetere, garantendo nel contempo il catetere rimane nella trachea.</li>
	<li>Attendere alcuni secondi passare per ratto per poter respirare intorno catetere inserito nella trachea.</li>
	<li>Saldamente l'indicatore di trachea sul catetere di apertura. Movimento della barriera aerosol indicherà il catetere è inserito correttamente nella trachea.</li>
	<li>Garantire che il ratto è posa nello stand di intubazione tale che il petto dell'animale si trova di fronte perpendicolare al piano dello stand intubazione.</li>
	<li>Rimuovere l'indicatore di trachea e 100 µ l (10 7 CFU) dell'inoculo contenente utilizzando una punta di pipetta 200 µ l di F. tularensis, posti a sedere saldamente la punta contro l'apertura di catetere.</li>
	<li>Applicare una siringa per tubercolina 1ml antiscivolo punta riempita d'aria e consegnare 300 µ l di aria per garantire l'inoculo raggiunge i polmoni del ratto.</li>
	<li>Rimuovere il catetere dalla trachea e rimuovere il ratto dalla piattaforma chirurgica.</li>
	<li>Consentire il topo a risvegliare e tornare alla gabbia. Assicurarsi che la respirazione è tornato alla normalità.</li>
	<li>Determinare il CFU in F. tularensis inoculo come descritto al punto 1.3.5 per confermare il CFU consegnato nella trachea.</li>
	<li>Ripetere i passaggi da 3.1-3.9 su animali non vaccinati (ingenuo) con 100 µ l PBS al posto dell'inoculo.</li>
</ol>

<ol><li>Ellis, J., Oyston, P. C. F., Green, M., Titball, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12364373">Tularemia.</a> Clin Microbiol Rev. 15 (4), 631-646 (2002).</li>
<li>Lyons, C. R., Wu, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+Francisella+tularensis+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Animal models of Francisella tularensis infection.</a> Ann N Y Acad Sci. 1105, (2007).</li>
<li>Hutt, J. A., Lovchik, J. A., Dekonenko, A., Hahn, A. C., Wu, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Natural+History+of+Pneumonic+Tularemia+in+Female+Fischer+344+Rats+after+Inhalational+Exposure+to+Aerosolized+Francisella+tularensis+subspecies+tularensis+Strain+Schu+S4%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">The Natural History of Pneumonic Tularemia in Female Fischer 344 Rats after Inhalational Exposure to Aerosolized Francisella tularensis subspecies tularensis Strain Schu S4.</a> Am J Pathol. 187 (2), 252-267 (2017).</li>
<li>Ray, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Fischer+344+rat+reflects+human+susceptibility+to+Francisella+pulmonary+challenge+and+provides+a+new+platform+for+virulence+and+protection+studies%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">The Fischer 344 rat reflects human susceptibility to Francisella pulmonary challenge and provides a new platform for virulence and protection studies.</a> PloS one. 5, e9952(2010).</li>
<li>Jemski, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+tularemia%3A+comparison+of+selected+routes+of+vaccination+in+Fischer+344+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Respiratory tularemia: comparison of selected routes of vaccination in Fischer 344 rats.</a> Infect Immun. 34 (3), 766-772 (1981).</li>
<li>Wu, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vaccination+of+Fischer+344+rats+against+pulmonary+infections+by+Francisella+tularensis+type+A+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Vaccination of Fischer 344 rats against pulmonary infections by Francisella tularensis type A strains.</a> Vaccine. 27 (34), 4684-4693 (2009).</li>
<li>Mara-Koosham, G., Hutt, J. A., Lyons, C. R., Wu, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibodies+contribute+to+effective+vaccination+against+respiratory+infection+by+type+A+Francisella+tularensis+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Antibodies contribute to effective vaccination against respiratory infection by type A Francisella tularensis strains.</a> Infect Immun. 79 (4), 1770-1778 (2011).</li>
<li>Oyston, P. C., Sjostedt, A., Titball, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tularaemia%3A+bioterrorism+defence+renews+interest+in+Francisella+tularensis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Tularaemia: bioterrorism defence renews interest in Francisella tularensis.</a> Nat Rev Microbiol. 2 (12), 967-978 (2004).</li>
<li>Kingry, L. C., Petersen, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+review+of+Francisella+tularensis+and+Francisella+novicida%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Cell+Infect+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Comparative review of Francisella tularensis and Francisella novicida.</a> Front Cell Infect Microbiol. 4, 35(2014).</li>
<li>Rohmer, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Francisella+tularensis+genomes+reveals+evolutionary+events+associated+with+the+emergence+of+human+pathogenic+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparison of Francisella tularensis genomes reveals evolutionary events associated with the emergence of human pathogenic strains.</a> Genome Biol. 8 (6), R102(2007).</li>
<li>Chu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+attenuated+Francisella+novicida+vaccine+protects+against+Francisella+tularensis+pulmonary+challenge+in+rats+and+non-human+primates%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathog%22%5BJournal%5D)">Live attenuated Francisella novicida vaccine protects against Francisella tularensis pulmonary challenge in rats and non-human primates.</a> PLoS Pathog. 10 (10), e1004439(2014).</li>
<li>Signarovitz, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0047639">Mucosal Immunization with Live Attenuated Francisella novicida U112ΔiglB Protects against Pulmonary F. tularensis SCHU S4 in the Fischer 344 Rat Model.</a> PloS one. 7 (10), e47639(2012).</li>
<li>Cunningham, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+vaccine+efficacy+by+expression+of+a+TLR5+ligand+in+the+defined+live+attenuated+Francisella+tularensis+subsp.+novicida+strain+U112DiglB%3A%3AfljB%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Enhancement of vaccine efficacy by expression of a TLR5 ligand in the defined live attenuated Francisella tularensis subsp. novicida strain U112DiglB::fljB.</a> Vaccine. 32 (40), 5234-5240 (2014).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare

Il ratto di Fischer 344 sta diventando un importante modello per tularemia vaccino sviluppo3. L'esposizione a F. tularensis attraverso la via polmonare è fondamentale per dimostrare l'efficacia contro weaponized forme di F. tularensis, perché questi sono trasportati sotto forma di aerosol. Intratracheale inoculazione del ratto facilita l'esposizione dei polmoni del ratto di F. tularensis senza la necessità di aerosol grande, costoso e complicato dispositivo di generazion...

F. tularensis (Ft) causa la malattia umana, tularemia. Quando i batteri vengono acquisiti attraverso la via polmonare, questo porta alla tularemia polmonare, che ha un'elevata morbilità e mortalità1. F. tularensis è considerato un agente biothreat dovuto il pericolo associato con forme aerosolizzate e non esiste attualmente un vaccino approvato per uso umano negli Stati Uniti Un intenso sforzo è attualmente in corso per sviluppare vaccini e misure terapeutiche contro tularemia polmonare, per proteggere la popolazione umana contro l'uso illecito di questa biothreat batterica.
Gran parte della ricerca di tularemia è concentrata sul modello del mouse, a causa della estrema sensibilità dei topi all'infezione di F. tularensis e la prevalenza dei reagenti. Tuttavia, i topi hanno dimostrato di essere un modello difficile per lo sviluppo di vaccini, a causa della difficoltà di dimostrare l'efficacia del vaccino in questo modello2. Recentemente, il ratto di Fischer 344 è stato sviluppato come un modello per lo sviluppo di tularemia vaccino3. La sensibilità del ratto Fischer 344 a varie sottospecie di F. tularensis imita sensibilità umana4e ratti possono essere protetti contro F. tularensis polmonare sfida dalla vaccinazione con un ceppo del vaccino vivo conosciuto per proteggere gli esseri umani5,6,7. Perché il ratto di Fischer 344 modelli alcune caratteristiche di F. tularensis infezione degli esseri umani, può essere un modello estremamente utile per lo sviluppo di un vaccino che protegge contro polmonare F. tularensis esposizione.
Ha bisogno di un vaccino efficace proteggere l'uomo contro l'esposizione polmonare di F. tularensis. Il più probabile esposizione polmonare da weaponized F. tularensis sarebbe aerosolized batteri inalati nei polmoni8. Tuttavia, generazione di aerosol di F. tularensis è pericoloso e ingombrante e richiede attrezzature specializzate e contenimento. Un percorso alternativo di esposizione polmonare nel ratto che è forse più adattabile per i laboratori più carente di attrezzature specializzate è via intratracheale inoculazione6. Questa tecnica utilizza un laringoscopio per il corretto posizionamento di un catetere all'interno della trachea di un ratto anestetizzato. Posizionamento all'interno della trachea, piuttosto che l'esofago, è verificato da un dispositivo semplice che Visualizza il flusso d'aria dai polmoni. F. tularensis viene successivamente recapitato nei polmoni attraverso il catetere dall'amministrazione con una siringa, seguita dall'introduzione di aria nel catetere per garantire una consegna polmonare dei batteri. Al contrario, che indica che l'inoculazione intranasale in ratti fa Jemski5 precedentemente segnalato che F. tularensis inoculato nei ratti Fischer 344 per via intranasale non poteva essere coltivato dai polmoni fino al post-inoculazione 3 giorni, non risultato in consegna diretta di batteri nei polmoni.
Moduli selezionare agente di F. tularensis (F. tularensis subsp. tularensis, F. tularensis subsp. holarctica) richiedono procedure di contenimento di biosicurezza di livello 3 (BSL3), che impedirebbero la videografia. Tuttavia, F. novicida (Fn) è esente dallo status di agente selezionare a causa sua avirulenza nell'uomo sano e può essere utilizzato in sicurezza in condizioni di livello 2 di biosicurezza (BSL2)9,10. Inoltre, Fn serve come base per vaccini vivi attenuati in grado di proteggere contro l'esposizione polmonare di F. tularensis quando consegnato via intratracheale inoculazione11,12,13. La tecnica presentata qui consente lo studio delle infezioni che si verificano attraverso la via polmonare utilizzando ratti come un modello per gli esseri umani. Questa tecnica può essere eseguita senza la necessità di attrezzature specializzate generatori di aerosol. FN è stato usato per le tecniche girate qui.

<table><tbody><tr><td>Lama in fibra ottica GreenLine misura 0</td><td>Carefusion</td><td>5-5231-00</td><td>Macintosh Profilo americano</td></tr><tr><td>Sistema GreenLight Manico per laringoscopio</td><td>Carefusion</td><td>4559GSP</td><td></td></tr><tr><td>Exel International Safelet Catetere per flebo</td><td>EXEL INTERNATIONAL</td><td>26743</td><td></td></tr><tr><td>Siringhe sterili con punta a slittamento 1mL</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Broad Point Dressing Thumb Ropeps</td><td>Thermo Scientific</td><td>76-302</td><td></td></tr><tr><td>200 &mu; Punta barriera L</td><td>GeneseeScientific</td><td>24-142</td><td></td></tr><tr><td>1.000 &mu; L punta per pipetta</td><td>Olympus Plastics</td><td>24-173</td><td></td></tr><tr><td>Dremel 3000-2/28 Kit di utensili rotanti</td><td>Dremel</td><td>3000228</td><td></td></tr><tr><td>Supporto per intubazione per roditori</td><td>Braintree Scientific</td><td>RIS 200</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Butler Schein</td><td>NDC 11695-6776-2</td><td></td></tr><tr><td>Macchina per anestesia per roditori</td><td>Surgivet</td><td>VTC302 Classic T3</td><td></td></tr><tr><td>Camera per anestesia per roditori</td><td>Braintree Scientifico</td><td>AB 1</td><td></td></tr></tbody></table>

intratracheale inoculazione di fischer 344 ratti con francisella tularensis

Intratracheal Inoculation of Fischer 344 Rats with Francisella tularensis

Infezione polmonare con il batterio Francisella tularensis può condurre alla malattia grave e potenzialmente mortale, tularemia, negli esseri umani. Dovuto la mancanza attuale di un vaccino di tularemia approvati per gli esseri umani, la ricerca è focalizzata sullo sviluppo del vaccino utilizzando appropriati modelli animali. Il ratto di Fischer 344 è emerso come un modello che riflette umana suscettibilità all'infezione di F. tularensis e quindi è un modello interessante per lo sviluppo di vaccini di tularemia. Intratracheale inoculazione del ratto Fischer 344 con F. tularensis imita l'esposizione polmonare in esseri umani. La consegna di successo nella trachea del ratto è critica per la consegna polmonare. Viene utilizzato un laringoscopio con illuminazione a intubate correttamente le trachee di ratti anestetizzati; il corretto posizionamento all'interno della trachea è determinato da un semplice dispositivo per rilevare la respirazione. A seguito di intubazione, la cultura di F. tularensis viene consegnata in una dose misurata tramite siringa. Questa tecnica consente di standardizzare consegna polmonare di F. tularensis entro la trachea di ratto per valutare l'efficacia del vaccino.

La risposta umorale ad inoculazione intratracheale di F. tularensis nel ratto può essere determinata da enzima-collegata dell'immunosorbente (ELISA) contro batteri inattivati UV, come descritto in precedenza11. Risposta di immunoglobulina G (IgG) totale dei ratti Fischer 344 ai batteri inattivati a cellula intera era valutato post-intratracheale inoculazione con un ceppo attenuato di Fn (10 inoculo di7 CFU) al giorno 14 e giorno 28 (<strong clas...

Questo protocollo descrive intratracheale inoculazioni di Fischer 344 ratti con Francisella tularensis. Questa procedura imita polmonare dell'esposizione degli esseri umani a questo potenziale agente di biothreat e può essere utilizzato per testare il vaccino ed efficacia terapeutica contro tularemia polmonare.

Intratracheale inoculazione di Fischer 344 ratti con Francisella tularensis

Pulmonary infection with the bacterium Francisella tularensis can lead to the serious and potentially fatal disease, tularemia, in humans. Due to the ...

L'obiettivo generale dell'inoculazione intratraqueale di ratti Fischer 344 con Francisella tularensis è determinare l'efficacia del vaccino contro la tularemia polmonare. Questo metodo ci consente di rispondere a domande fondamentali nello sviluppo di un vaccino contro la tularemia, poiché siamo in grado di somministrare l'organismo attraverso la via polmonare e quindi testare l'efficacia del vaccino contro un agente di minaccia biologica. Il principale vantaggio di questa tecnica consiste quindi nella possibilità di somministrare in modo costante Francisella tularensis nel polmone del ratto senza ricorrere a dispositivi per la generazione di aerosol.Le implicazioni di questa tecnica si estendono alla terapia e alla prevenzione della tularemia polmonare poiché il ratto Fischer 344 è considerato un modello rilevante per lo sviluppo di vaccini contro questa malattia. Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sui vaccini e sulle terapie contro la tularemia, può essere applicato anche ad altri modelli di malattie infettive polmonari nei ratti, come la peste. In generale, le persone alle prime armi con questa tecnica avranno difficoltà nel posizionare correttamente il catetere ne

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Metodo per l&#39;isolamento di Francisella tularensis Membrane esterne

Fonte: Venuprasad, K., et al. Somministrazione intratracheale di Haemophilus influenzae in modelli murini per studiare l'infiammazione delle vie aeree. J. Vis. Exp. (2016)Questo video mostra la somministrazione intratracheale di un inoculo batterico patogeno polmonare in un topo anestetizzato per modellare l'infezione del tratto respiratorio inferiore.

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Source: Wang, M., et al, Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice. J. Vis. Exp. (2020).This video demonstrates intranasal infection of a mouse with a pathogenic influenza virus to establish a respiratory tract infection. The procedure outlines the administration of the virus into the nasal cavity. The virus enters host cells, replicates, and activates the immune system.

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La formazione immagine interazione cellula nella Mucosa trachea durante l'infezione da Virus influenzale usando la microscopia Intravital due-fotone

Scopri l'inoculazione intratracheale nei ratti Fischer 344 con Francisella tularensis per testare l'efficacia dei vaccini contro la tularemia polmonare. Questo metodo consente una somministrazione diretta e riproducibile nel polmone.

Intratracheale inoculazione di Fischer 344 ratti con Francisella tularensis

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