Name: Stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: Impara la stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi per studiare la neuromodulazione e la neuroplasticità motoria. Questo protocollo chirurgico consente sessioni ripetute senza causare disagio agli animali.

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Questo lavoro è stato supportato dalla Fondazione di ricerca tedesco (DFG RE 2740/3-1). Ringraziamo Frank Huethe e Thomas Günther per la produzione in-House del set-up su misura tES e DC-stimolatore.

per la ricerca che coinvolgono gli animali, le approvazioni relative (specifico per paese) devono essere ottenute prima di iniziare gli esperimenti. Tutti gli esperimenti animali segnalati qui sono eseguiti secondo la direttiva 2010/63/UE, la legge di protezione animale tedesco aggiornato (&#34; Tierschutzgesetz &#34;) del luglio 2013 e il regolamento aggiornato ricerca animale tedesco dell'agosto 2013. Protocolli di animali sono stati approvati dalle autorità locali &#34; Commissione per la sperimentazione animale del Consiglio regionale di Freiburg &#34; e &#34; della Commissione per la sperimentazione animale dell'Università medica Center Friburgo &#34;.
 1. preparazione della strumentazione e materiale per la chirurgia <ol><li>assicurarsi che gli elementi elencati nella Figura 1 sono disponibili e già posizionato per chirurgia.</li>
	<li>Preparare una piastra rettangolare sottile di platino (ad esempio, 10 x 6 x 0,15 mm), che servirà come l'elettrodo contatore posizionato sottocute sul petto e due piccoli fori in due angoli opposti della piastra del punzone.</li>
	<li>Saldare un cavo isolato con una lunghezza di ~ 10 cm utilizzando una stagno-saldatura senza piombo a uno degli angoli (senza foro) della piastra platino.</li>
	<li>Applicare una piccola goccia di colla histo-acrilico sul giunto di saldatura per isolamento.</li>
</ol> 2. Preparazione del roditore per chirurgia <ol><li>assegnare un numero di studio per il roditore e notare che questo sul preparato chirurgia card.</li>
	<li>Pesare il roditore e annotare il peso sulla scheda di chirurgia. Calcolare la dose di anestetici di iniezione (ad es., ketamina 100 mg/kg di peso corporeo più xilazina 70 mg/kg di peso corporeo per i ratti).</li>
	<li>Indurre anestesia tramite l'iniezione intraperitoneale (i.p.) della quantità calcolata di anestetici. 
	Nota: Quando si utilizza invece l'anestesia per inalazione (ad es., isoflurano), posizionare il roditore in un'aula di induzione con flusso continuo di ~ 4% in 1-2 L/min di ossigeno.</li>
	<li>Controllo profondità dell'anestesia dal riflesso del pizzico di punta a partire 5 min dopo l'iniezione. Se il riflesso di pizzico di punta è ancora presente, raggiungere il prolungamento e l'approfondimento dell'anestesia tramite iniezione del 30% della dose iniziale.
	<ol><li>Se in qualsiasi momento nell'esperimento restituisce il riflesso di pizzico di punta, il 30% della dose iniziale di anestesia deve essere iniettato.</li>
		<li>Quando si utilizza l'anestesia per inalazione, guardare per la perdita del riflesso posturale del roditore nella camera di induzione e controllare la profondità dell'anestesia dalla mancanza di un riflesso di pizzico di punta. Se i riflessi sono ancora presenti, è possibile estendere la durata nella camera di anestesia. In tutto l'intero esperimento, adattare la percentuale di isoflurane alla profondità dell'anestesia fino a raggiungere una concentrazione di manutenzione di isoflurane ~1-1.5%.</li>
		<li>Quando la frequenza di respirazione diminuisce ansimante e si verifica, abbassare la percentuale; quando il roditore riacquista il riflesso di pizzico di punta o Mostra movimento spontaneo, aumentare la percentuale di inalazione anestetica.</li>
	</ol></li> <li>, Non appena i riflessi sono assenti, posizionare il roditore sul banco di laboratorio o tenerlo in mano. 
	Nota: Quando si utilizza l'anestesia per inalazione, fornire flusso costante ridotta isoflurano (ora tra 2-3%) utilizzando un ugello collegato al nebulizzatore.</li>
	<li>Rimuovere i capelli sul ratto &#39; testa di s con la rasatura della zona da orecchio a orecchio e tra il livello rostrale occhio appena dietro le orecchie con un clipper. Quindi rimuovere i peli sul petto con la rasatura della zona tra le zampe anteriori da xifoideo fino alle clavicole. 
	Nota: Mantenere la pelle in tensione facilita la rasatura.</li>
	<li>Coprire gli occhi del ratto con una goccia di unguento oculare per proteggere la cornea.</li>
	<li>Mark ratto &#39; orecchio s secondo il numero assegnato Studio. 
	Nota: A seconda della durata dello studio, un marchio di coda potrebbe essere sufficiente, altrimenti lo stanziamento standardizzato è preferibile.</li>
</ol> 3. Chirurgico: L'impianto petto elettrodo Nota: questo passaggio può essere ignorato quando il controelettrodo è posizionato esternamente sul petto rasato con un giubbotto di.
<ol><li>Posto il roditore incline (sul petto) sulla tabella di funzionamento. 
	Nota: In caso di anestesia per inalazione, ratto di tenere &#39; muso s inserito nella bocchetta di anestesia, riducendo ulteriormente la concentrazione di isoflurane 1.5-2%.</li>
	<li>Disinfettare il cuoio capelluto rasato con un disinfettante spray o con un tampone imbevuto di agente antisettico (per esempio etanolo 70%) e lasciare asciugare all'aria. Ripetere due volte.</li>
	<li>Tagliare la pelle con un bisturi in una sola riga dal livello rostrale occhio al livello dell'orecchio medio. 
	Nota: Questo permette per il tunneling del cavo dell'elettrodo impiantato petto verso la parte superiore della testa ed è anche il taglio desiderato per il posizionamento di presa elettrodo DCS.</li>
	<li>Girare il ratto alla posizione supina, in modo che il petto è esposto.</li>
	<li>Disinfettare la pelle del torace, come descritto al punto 3.2.</li>
	<li>Elevare la pelle laterale della cassa di destra con un forcipe del tessuto e tagliare un'asola con piccole forbici di circa 0,5 cm mediale da axilla di destra. Poi fate un taglio dritto sagittale orientamento cranica con le forbici.</li>
	<li>Formare una tasca sottocutanea di atraumatico scollegare la pelle dal muscolo pettorale del sinistro. Farlo aprendo ripetutamente le piccole forbici (o un batuffolo di cotone imbevuto di soluzione fisiologica).</li>
	<li>Girare l'animale sul suo lato destro al tunnel del percorso dei cavi dall'angolo occipitale sinistra della pelle testa aperta lungo il collo per uscire nel sacchetto pettorale penetrando la fascia superficiale usando il forcipe omeostatico.</li>
	<li>Aprire con cautela il forcipe omeostatico per afferrare l'estremità del cavo dell'elettrodo collegato all'elettrodo di platino senza fili taglienti di allontanarsi. Tirare il cavo attraverso il tunnel fino a quando l'elettrodo entra il sacchetto, orientato con il punto di saldatura verso l'arto posteriore sinistro di roditori. Riportare il roditore alla posizione prona.</li>
	<li>Fissare la piastra di platino con una sutura non assorbibile intrecciata sintetica sterile alla fascia pettorale presso i due opposti fori di angolo (4-5 nodi sono raccomandati per la stabilità).</li>
	<li>Allo stesso modo collegare il cavo alla fascia con un nodo sciolto, formando un ciclo leggero prima dell'ingresso del tunnel nel tessuto.</li>
	<li>Chiudere la pelle con 3-4 suture cutanee a seconda delle dimensioni del taglio (lo stesso materiale di sutura può essere utilizzato per quanto riguarda l'elettrodo e cavo).</li>
</ol> 4. Procedura chirurgica: Posizionamento del tES epicranica Socket <ol><li>posto l'animale in una cornice stereotassica. 
	Nota: Se usando l'anestesia per inalazione, abbassare la concentrazione di anestetico a un flusso di isoflurane manutenzione del ~1.5-1%, regolato per la punta pizzico reflex e il pattern respiratorio.</li>
	<li>Disinfettare il cuoio capelluto rasato come descritto al punto 3.2.</li>
	<li>Tagliare la pelle con un bisturi in una sola riga dal livello rostrale occhio al livello dell'orecchio medio. 
	Nota: Se il petto elettrodo placemENT è stata eseguita, già stata eseguita la procedura 4.2 e 4.3.</li>
	<li>Raschiare fuori il periostio (tessuto connettivo sul cranio) ai lati con il bisturi e accuratamente pulire con cotone scambia. Fissare il tessuto connettivo ai 4 angoli del taglio con morsetti bulldog e farli appendere lateralmente per mantenere il campo di chirurgia aperta.</li>
	<li>Soluzione fisiologica 0,9% applica per pulire la superficie dell'osso e dei tessuti con tamponi di cotone. Quindi pulire la superficie dell'osso con 3% H 2 O 2. Evitare il contatto con il tessuto. Con la presente l'osso è più accuratamente pulito e sanguinamento minore dall'osso verrà arrestato. Inoltre, i residui del periostio diventano visibili. Rimuovere questi residui con un batuffolo di cotone, applicare una pressione moderata. 
	Nota: La rimozione dei residui periostio aumenterà adesione e durata del socket tES incollato sull'osso.
	<ol><li>In caso di emorragia inarrestabile, utilizzare un trapano di osso e toccarlo per 1-3 e con una leggera pressione sull'osso. Nella maggior parte dei casi questa procedura meccanica si ferma l'emorragia senza riscaldamento significativo. Non usare mai l'elettrocauterio sull'osso; applicazione anche breve si tradurrà in danno di tessuto cerebrale (elettrocauterizzazione deve essere utilizzato esclusivamente per la ferita del tessuto sanguinante).</li>
	</ol></li> <li>Come viti di fissazione migliorerà l'aderenza di set-up, scegliete una punta di trivello la dimensione della vite di montaggio. Posizionare due fori della bava su due placche ossee differenti di pre-forare con un trapano a mano e quindi dall'applicazione di leggera pressione verticale con la punta dell'osso. Evitare la vicinanza nella posizione desiderata della presa tES, come esso potrebbe ostacolare avvittare l'elettrodo (ad es., per la sinistra tES corticale motore primario, scegliere posizione vite parietale destra frontale e posteriore).</li>
	<li>In caso di un elettrodo contatore impiantati, Bava un terzo foro situato nell'osso parietale posteriore di destra per la fissazione del futura del cavo con tunnel.</li>
	<li>Posizionare le viti di plastica nei fori della bava e avvitare fino a sentita il primo attrito. Quindi eseguire tre giri di vite ulteriori 180 °. Verifica con il forcipe per la stabilità della vite e aggiungere un altro giro se non abbastanza stretto. 
	Nota: Per i ratti adulti ciò garantirà epidurale posizionamento delle viti senza danneggiare la dura o il cervello (secondo il disegno del filetto di vite, il turno numero potrebbe variare). L'utilizzo di viti in acciaio inox anche dovrebbe essere fattibile, poiché anche a densità di corrente DCS sopra la soglia di neurodegenerazione, posizionamento delle viti ha fatto non perturbare le posizione della lesione o misura sotto le viti.</li>
	<li>Disabilita il saldatore e pre-riscaldare per circa 5 min. avvolgere il cavo di uscita del tunnel di tessuto occipitally intorno alla vite del parietale di destra e poi tagliarla, lasciando circa 1 cm cavo dietro l'avvolgimento. Striscia con attenzione l'isolante all'estremità del cavo con un bisturi.</li>
	<li>Fissare il cavo senza fiato per la vite e l'osso con colla cyanoacrylic.</li>
	<li>Applicare una piccola quantità di piombo stagno-saldatura per il connettore e i fili scoperti del cavo elettrodo contatore e collegare entrambi premendo brevemente entrambi parti pre-saldate insieme mentre si tocca la punta del saldatore fino a quando si scioglie la latta-saldatura (circa 2-3 s). Rimuovere la punta di saldatura immediatamente per evitare un riscaldamento eccessivo del metallo del cavo con danno tissutale conseguente.</li>
	<li>Pick up il socket di elettrodo personalizzato fatto tES ( Figura 1B, in rosso) con una pinza a punta piegata, seghettate e applicare un sottile strato di colla cyanoacrylic al bordo inferiore dello zoccolo. Per il posizionamento sopra la corteccia motoria e tramite un socket di diametro 4 mm, posizionare il punto di presa metà a 2 mm anteriore e laterale di 2 mm dal bregma. Per questa posizione, il bordo mediale interno del socket dovrebbe terminare direttamente con la sutura sagittale e il bordo caudale deve terminare all'altezza di bregma. Premere la presa brevemente sull'osso (la maggior parte cyanoacrylic Colle induriscono di pressione). 
	Nota: Posizionare una fonte di luce direttamente sopra la presa può facilitare immissione il socket.</li>
	<li>Assicurarsi che l'osso all'interno dell'area della presa è privo di colla (controllando con la luce perché la colla è riflettente). Nel caso di colla fuoriuscita, staccare la presa, raschiare la colla con il bisturi e ripetere il passaggio 4,12.</li>
	<li>Dopo la presa è a posto e la zona di stimolazione futuro è priva di colla, in primo luogo sigillare il bordo laterale del socket per il tessuto vicino con una piccola goccia di colla cyanoacrylic per evitare un ponte fluido che poteva portare allo smistamento di corrente in questa posizione. Non applicare colla troppo in quanto esso può confluire nell'area di stimolazione (in questo caso, tornare al passaggio 4,12). 
	Nota: Mantenere l'area di stimolazione libera di colla è fondamentale in quanto una riduzione dell'area di stimolazione potrebbe aumentare notevolmente la densità di corrente (A/m ²).</li>
	<li>Coprire tutte le viti con colla cyanoacrylic.</li>
	<li>Mescolare il cemento acrilico dentale due componenti in un tubo di silicone o vetro. Non appena diventa viscoso, applicare con una spatola dentale per sigillare i bordi restanti del socket per l'osso. Evitare qualsiasi flusso di cemento dentale acrilico in area di stimolazione.</li>
	<li>Infine coprire l'intero cranio, viti, Cavo elettrodo contatore e la presa fino a &#8531; della presa con cemento acrilico dentale. Assicurarsi che il cemento abbia la giusta viscosità: se troppo fluido, fluirà nel tessuto circostante; Se troppo duro è difficile per distribuirlo uniformemente.</li>
	<li>Quando tutti l'osso è coperto e il cemento è indurito, rimuovere i morsetti bulldog; la pelle deve toccare appena il cemento costruito affinché la sutura non è necessaria. (Se il taglio iniziale è stato scelto troppo lungo e il tessuto connettivo o muscolo è visibile, applicare una sutura come descritto al punto 3.12).</li>
	<li>Applicare uno strato di iodio con un tampone di cotone intorno al bordo del taglio pelle e iniettare per via sottocutanea carprofen (5 mg/kg di peso corporeo disciolti in 5-7.5 mL di soluzione fisiologica allo 0,9% per la sostituzione del fluido e trattamento di dolore). 
	Nota: Se si utilizza l'anestesia per inalazione, spegnerlo ora.</li>
	<li>Inserire il roditore in una casella scaldavivande per recupero dall'anestesia, fino a quando il roditore è sveglio e viene ripristinata la stabilità posturale. 
	Nota: Controllare l'animale &#39; sviluppo di peso s, ferita criteri statali e generale benessere tutti i giorni secondo l'istituzione &#39; raccomandazione s.</li>
</ol> 5. Procedura di stimolazione elettrica transcranica Nota: anestesia colpisce tES effetti, eseguire la stimolazione in roditori avvisi quando possibile è consigliabile. Consentire il roditore a recuperare per almeno 5 giorni (guarigione della ferita testa e torace) prima di iniziare gli esperimenti. Gli esperimenti possono essere eseguiti ai punti di tempo precedenti dopo l'intervento chirurgico quando si utilizza un elettrodo contatore esterno fissato con un gilet, come la ferita al petto è più irritabile; ma gli animali devono essere abituati al gilet elettrodo per diversi giorni e potrebbero verificarsi interferenze con mansioni comportamentistiche.
<ol><li>Riempire la presa di elettrodo tES metà con soluzione fisiologica allo 0,9% e rimuovere le bolle d'aria.</li>
	<li>EssereFore cathodal tDCS sessioni, sempre controllare la clorazione e se necessario (ad esempio una superficie d'argento lucida), ri-cloro l'elettrodo Ag/AgCl. Prima delle sessioni di tDCS anodica, rimuovere eventuali depositi di AgCl in eccesso da precedenti stimolazioni con carta vetrata per consentire buona conducibilità durante la stimolazione. Avvitare il tappo a vite elettrodo tES ( Figura 1B, pezzo grigio). 
	Attenzione: Il mancato ri-cloro l'elettrodo tra le sessioni cathodal tDCS porterà all'esaurimento di clorurazione durante la stimolazione e ad accumulo tossico di reazione elettrochimica. Questo può indurre danni ai tessuti. Ri-clorazione non è necessaria all'interno di una singola sessione se stimolazione durata è inferiore a 20 min.</li>
	<li>Collegare i cavi ai due connettori sulla testa (per stimolazione anodica, il cavo anodica sia collegato al connettore sul tappo a vite, per cathodal stimolazione, è opposto). 
	Nota: Quando si utilizza un elettrodo contatore posizionato esternamente, coprire il controelettrodo con gel conduttivo e posto il roditore &#39; petto s. Questo è più facile se l'elettrodo è prefissato in una posizione ideale in un piccolo roditore gilè, che il roditore può indossare durante la stimolazione.</li>
	<li>Luogo il roditore nella gabbia sperimentale, con i cavi collegato a un girevole sopra la gabbia che consente il libero movimento.</li>
	<li>Accendere lo stimolatore e regolare i parametri di stimolazione (intensità di stimolazione, durata, rampa su e giù per tempo).</li>
	<li>Quando non si utilizza un dispositivo di stimolazione disponibile in commercio con un arresto di sicurezza e allarme di sconnessione, includono un metro nel circuito per controllare il flusso di corrente costante. 
	Nota: Con questo set-up, stimolazione può essere applicata durante le prestazioni o la formazione di mansioni comportamentistiche.</li>
	<li>Controllare i segni di stress o disagio del roditore durante la stimolazione.</li>
	<li>Dopo la fine della stimolazione, scollegare i cavi, svitare il tappo di elettrodi sulla testa e pulire e asciugare la presa con un batuffolo di cotone. Tornare il roditore nell'ambiente domestico o procedere con una procedura del comportamento, se lo si desidera.</li>
</ol>

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<li>Yoon, K. J., Oh, B. -M., Kim, D. -Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+improvement+and+neuroplastic+effects+of+anodal+transcranial+direct+current+stimulation+%28tDCS%29+delivered+1+day+vs.+1+week+after+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats.</a> Brain Res. 1452, 61-72 (2012).</li>
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<li>Jackson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+parameter+considerations+of+anodal+transcranial+Direct+Current+Stimulation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+behavior%2C+and+immunity%22%5BJournal%5D)">Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats.</a> Brain, behavior, and immunity. , (2017).</li>
<li>Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+ketamine%2Fxylazine+anesthesia+on+the+cerebral+and+cerebellar+cortical+activities+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat.</a> J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).</li>
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<li>Zhang, D. X., Levy, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ketamine+blocks+the+induction+of+LTP+at+the+lateral+entorhinal+cortex-dentate+gyrus+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses.</a> Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Questo protocollo descrive materiali tipici e procedure dettagliate per realizzazione chirurgica di un assetto permanente tES, nonché per stimolazione successiva in avvisi roditori. Durante la preparazione di un roditore tES sperimentare, diversi aspetti metodologici (sicurezza e tollerabilità di tES, parametro di risultato), nonché aspetti concettuali (comparabilità con la condizione umana, gli effetti previsti di stimolazione su un cervello particolare Regione) devono essere presi in considerazione. Da un punto di vist...

L'amministrazione di transcranial di correnti elettriche al cervello (tES) è stato utilizzato per decenni per studiare la funzione del cervello e per modificare il comportamento. Più recentemente, l'applicazione diretta di correnti, o meno frequentemente correnti alternate (tACS e tRNS), non invasivo attraverso il cranio intatto mediante l'uso di due o più elettrodi (anode(s) e cathode(s)) ha guadagnato l'interesse scientifico e clinico. In particolare, tDCS è stato utilizzato in più di 33.200 sessioni in soggetti sani e pazienti con malattie neuropsichiatriche ed è emerso come un sicuro e facile, conveniente applicazione sul comodino, con potenziale terapeutico possibile, nonché a lunga durata effetti comportamentali1. Questo ha reso chiaramente la maggiore necessità e interesse scientifico per gli studi meccanicistici, compresi gli aspetti di sicurezza. Questo articolo si concentra sulla forma più comunemente usata di stimolazione, tDCS.
Tra le specie, tDCS modula l'eccitabilità corticale e plasticità sinaptica. Eccitabilità cambiamenti sono stati segnalati come alterazione di polarità-dipendente di tasso di infornamento di un neurone spontanea in ratti e gatti2,3,4, o cambiamenti nel motore ampiezze (MEP) potenziali evocate in esseri umani e topi ( entrambi aumentati dopo anodica e in diminuzione dopo tDCS cathodal: umano5,6; del mouse7). Anodica DCS aumentata efficacia sinaptica del motore corticale o hippocampal sinapsi in vitro per diverse ore dopo la stimolazione o potenziamento a lungo termine (LTP), quando co-applicato con un input sinaptico debole specifico o quando somministrato prima di una plasticità induzione della stimolazione8,9,10,11,12. Secondo, i benefici della stimolazione con successo di formazione motorie o cognitive spesso si rivelano solo se tDCS è co-applicata con formazione8,13,14,15. Mentre questi risultati precedenti sono principalmente attribuiti alle funzioni dei neuroni, si deve osservare che le cellule non neuronali (glia) possono anche contribuire agli effetti funzionali del TDC. Per esempio, livelli di calcio intracellulare astrocytic aumentato durante tDCS anodica in topi avviso16. Allo stesso modo, tDCS anodica a densità di corrente di sotto della soglia per la neurodegenerazione indotta un'attivazione dipendente dalla dose di microglia17. Tuttavia, la modulazione delle interazioni neuroni-glia di tDCS necessita di ulteriori indagini specifiche.
Presa insieme, animale ricerca avanzato chiaramente la nostra comprensione dell'effetto modulatory di tDCS sull'eccitabilità e plasticità. Tuttavia, c'è un observable "divario traslazionale inversa" nell'aumento esponenziale delle pubblicazioni di studi tDCS umana in contrasto con il lento e lieve incremento nelle indagini i meccanismi di tES in vitro e in vivo modelli animali. Inoltre, roditore tES modelli vengono eseguite con elevata variabilità in laboratori di ricerca (che vanno da transdermico epicranica stimolazione) e stimolazione segnalati procedure spesso non sono completamente trasparente che ostacolano la comparabilità e replicabilità di dati di ricerca di base, nonché l'interpretazione dei risultati.
Qui, descriviamo in dettaglio l'implementazione chirurgica di un assetto di stimolazione transcranica cervello targeting la corteccia motoria primaria, che consente la traduzione alla condizione umana tDCS, riducendo al minimo la variabilità e permette la stimolazione ripetuta senza ostacolando il comportamento. Viene fornito un protocollo passo-passo per successive tES in ratti avvisi. Aspetti metodologici e concettuali della applicazione sicura di tES in avvisi roditori sono discussi.

<table><tbody><tr><td>Softasept N</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland</td><td>3887138</td><td>agente antisettico</td></tr><tr><td>Etanolo 70 %</td><td>Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>T913.1</td><td></td></tr><tr><td>pinza a punta arcuata</td><td>FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland</td><td>11071-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinze a iride, 10cm, diritte, seghettate</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td>Manico per bisturi #3, 13cm</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Lama per bisturi standard #10</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500239</td><td></td></tr><tr><td>Zelletten tamponi di cellulosa</td><td>Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland</td><td>13349</td><td>5 x 4 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>AbbVie Deutschland GmbH & Co</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>Forbici per iris, 11,5 cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501758</td><td>forbici piccole</td></tr><tr><td>cotton fioc/cotton fioc</td><td>Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>EH12.1</td><td>Rotilabo</td></tr><tr><td>Kelly Pinze emostatiche, 14 cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501241</td> piastra per elettrodi <td>a pinza chirurgica</td></tr><tr><td>(platino)</td><td>su misura</td><td>Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland</td><td>10x6 mm, spessore 0,15 mm</td></tr><tr><td>trefoli di rame isolati (~1 mm di diametro)</td><td>Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, Germania</td><td>Cavo per elettrodi</td><td>LITZE BL</td></tr><tr><td>Weller EC 2002 M stazione di saldatura</td><td>Weller Tools GmbH, Besigheim, Germania</td><td></td><td></td>EC2002M1D</tr><tr><td>Iso-Core EL 0,5 mm</td><td>FELDER GMBH L&ouml; ttechnik, Oberhausen, Deutschland</td><td>20970510</td><td>saldatura senza piombo</td></tr><tr><td>MERSILENE Sutura in fibra di poliestere</td><td>Johnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germania</td><td>Sutura intrecciata non assorbibile</td><td>R871H</td>, 4-0</tr><tr><td>Histoacryl</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland</td><td>9381104</td><td>cianoacrilato</td></tr><tr><td>Ketamin 10%</td><td>Medistar GmbH, Germania</td><td>n/a</td><td>anestetici</td></tr><tr><td>Rompun 2% (xilazina)</td><td>Bayer GmbH, Germania</td><td>n/a</td><td>anestetici</td></tr></tbody></table>

stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Stimolazione elettrica cerebrale transcranica può modulare l'eccitabilità corticale e plasticità in esseri umani e roditori. La forma più comune di stimolazione in esseri umani è la stimolazione transcranica corrente continua (tDCS). Meno frequentemente, corrente alternata la stimolazione transcranica (TAC) o la stimolazione transcranica rumore casuale (tRNS), una forma specifica di TAC utilizzando una corrente elettrica applicata in modo casuale all'interno di una gamma di frequenza pre-definito, viene utilizzata. L'aumento della ricerca di stimolazione non invasiva elettrica del cervello in esseri umani, sia per scopi sperimentali e clinici, ha dato una maggiore necessità di studi di base, meccanicistico, sicurezza negli animali. Questo articolo descrive un modello di stimolazione elettrica cerebrale transcranica (tES) attraverso il cranio intatto il sistema motorio nei roditori avvisi di targeting. Il protocollo fornisce istruzioni dettagliate per il set-up chirurgico di un socket di elettrodo permanente epicranica combinato con un controelettrodo impiantato sul petto. Inserendo un elettrodo di stimolazione nella presa epicranica, tipi differenti di stimolazione elettrica, paragonabili a tDCS tACS e tRNS in esseri umani, possono essere consegnati. Inoltre, vengono introdotti i passaggi pratici per tES in avvisi roditori. La densità di corrente applicata, la stimolazione durata e tipo di stimolazione possono essere scelti a seconda delle esigenze sperimentali. Le avvertenze, i vantaggi e gli svantaggi di questo set-up sono discusse, così come aspetti di tollerabilità e sicurezza.

L'implementazione descritta di un set-up per tES affidabile ripetuta nei roditori avvisi sono facilmente integrabili in meccanicistici esperimenti, studi di dose-risposta o esperimenti tra cui mansioni comportamentistiche. Ad oggi, la comparabilità dei dati dagli studi sugli animali usando tES (non invasiva) è ostacolata dalla variabilità delle configurazioni di stimolazione tES tra laboratori e da differenze nei parametri di stimolazione (ad es., varie densità di corrente applic...

Questo protocollo descrive un set-up chirurgico per un socket di elettrodo epicranica permanente e un elettrodo impiantato in roditori. Inserendo un secondo elettrodo nella presa, diversi tipi di stimolazione elettrica cerebrale transcranica possono essere consegnati per il sistema motorio in allerta animali attraverso il cranio intatto.

Stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

L'obiettivo generale di questo intervento chirurgico è consentire una stimolazione elettrica transcranica ripetibile e affidabile nel cervello di roditori svegli. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali nel campo della neuromodulazione e della neuroplasticità, mediante stimolazione elettrica mirata delle reti cerebrali per migliorare la funzione motoria o correggere deficit. Il principale vantaggio di questa tecnica è che permette sessioni ripetute di stimolazione elettrica cerebrale non invasiva in roditori svegli, senza provocare disagio e con minima interferenza sulle misurazioni comportamentali.I soggetti alle prime esperienze con questo metodo potrebbero incontrare difficoltà nel trovare il percorso corretto per il tunnel dal torace alla testa, e nella preparazione dell'osso prima del posizionamento del connettore dell'elettrodo, operazioni spesso difficili da eseguire per ricercatori inesperti. Una dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale, poiché le fasi chirurgiche per il posizionamento del connettore dell'elettrodo, così come la preparazione e il posizionamento dell'elettrodo per la stimolazione, saranno cruciali per il successo degli e

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Questo video dimostra il metodo di impiantare un sistema di elettrodi sulla testa in un ratto anestetizzato per il rilevamento delle crisi in tempo reale. La procedura include il posizionamento di elettrodi di stimolazione e registrazione, il loro fissaggio con cemento dentale e il collegamento a un amplificatore montato sulla testa.

Impianto di un sistema di elettrodi sulla testa in un modello di ratto per il rilevamento delle crisi epilettiche in tempo reale

Fonte: Fritsch, B. et al. Stimolazione cerebrale elettrica transcranica nei roditori allertati. J. Vis. Exp. (2017)Questo video mostra l'impianto di elettrodi e l'applicazione della stimolazione elettrica transcranica (tES) alla corteccia motoria di ratti allertati. Delinea le fasi coinvolte nel posizionamento degli elettrodi, nell'erogazione della stimolazione e nella conseguente attivazione neuronale e microgliale, evidenziandone il potenziale neuroterapeutico.

Stimolazione elettrica transcranica della corteccia motoria in un ratto sveglio

Fonte: Beom, J., et al. Stimolazione magnetica transcranica ripetitiva all'emisfero unilaterale del cervello di ratto. J. Vis. Exp. (2016)Questo video mostra l'applicazione della stimolazione magnetica transcranica ripetitiva (rTMS) nei ratti anestetizzati per modulare l'eccitabilità corticale. La procedura prevede la determinazione della soglia motoria (MT) per stabilire la stimolazione basale, seguita dall'applicazione di rTMS a un'intensità superiore alla MT per indurre la depolarizzazione...

Modulazione dell'eccitabilità corticale in un ratto mediante stimolazione magnetica transcranica ripetitiva

Questo protocollo descrive un metodo standard per la simultanea risonanza magnetica funzionale e la stimolazione cerebrale profonda nei roditori. L'uso combinato di questi strumenti sperimentali consente l'esplorazione di attività downstream globale in risposta alla stimolazione elettrica a qualsiasi bersaglio cervello.

La stimolazione cerebrale profonda con simultanea fMRI in Roditori

Viene descritto un metodo per impiantare elettrodi nel nucleo subtalamico (STN) dei ratti. Una migliore localizzazione dell'STN è stata ottenuta utilizzando un sistema di microregistrazione. Inoltre, viene presentato un set-up di stimolazione caratterizzato da connessioni di lunga durata tra la testa dell'animale e lo stimolatore.

Microelettrodo guidata impianto di elettrodi nel subtalamico Nucleo di Ratti per lungo termine stimolazione cerebrale profonda

Abbiamo applicato la stimolazione magnetica transcranica ripetitiva (rTMS) all'emisfero unilaterale del cervello di ratto, posizionando una bobina a forma di 8 da 25 mm 1 cm lateralmente al vertice sulla linea biauricolare e angolando la bobina di 45°. Per rTMS è stato utilizzato un sistema di raffreddamento ad acqua interno per più di 20 minuti.

Repetitive stimolazione magnetica transcranica al unilaterale emisfero del cervello di ratto

Una connessione wireless, sistema bidirezionale per registrazioni neurale multicanale e stimolazione a comportarsi liberamente ratti è stato introdotto. Il sistema è leggero e compatto, avendo così un impatto minimo sul repertorio del comportamento umano. Inoltre, questo sistema bidirezionale fornisce un sofisticato strumento per valutare le relazioni causali tra pattern di attivazione del cervello e comportamento.

Una connessione Wireless, interfaccia bidirezionale per registrazione In Vivo e la stimolazione dell'attività neurale a comportarsi liberamente ratti

Questo protocollo dettagliato descrive il posizionamento di elettrodo stimolazione transcranica su osso temporale al fine di studiare gli effetti a breve e a lungo termine della stimolazione elettrica transcranica in liberi di muoversi.

Stimolazione elettrica transcranica cronica e registrazione intracorticale in ratti

Viene descritta una nuova procedura dettagliata per l'imaging funzionale di ratti svegli e fissati con la testa.

Protesi alla testa per il neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa

Descriviamo un protocollo per la valutazione delle curve dose-risposta per la stimolazione extracranica in termini di misurazioni del campo elettrico cerebrale e di un rilevante biomarcatore-flusso sanguigno cerebrale. Poiché questo protocollo prevede il posizionamento invasivo di elettrodi nel cervello, è necessaria l'anestesia generale, con la respirazione spontanea preferita alla respirazione controllata.

Posizionamento di elettrodi stimolanti extracranici e misurazione del flusso sanguigno cerebrale e dei campi elettrici intracranici in topi anestetizzati

Impara la stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi per studiare la neuromodulazione e la neuroplasticità motoria. Questo protocollo chirurgico consente sessioni ripetute senza causare disagio agli animali.

Stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi

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