Name: Applicazione di Micro-irradiazione del Laser per lesame di Single e Double Strand Break Repair in cellule di mammifero (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Impara la micro-irradiazione laser per studiare la riparazione del DNA nelle cellule di mammifero. Questa tecnica consente la visualizzazione in tempo reale del reclutamento delle proteine di riparazione ai siti di danno.

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Gli autori vorrei ringraziare il Dr. Samuel H. Wilson presso il National Institute of Environmental Health Sciences per le linee cellulari utilizzate in questo lavoro.

<ol><li>Luijsterburg, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stochastic+and+reversible+assembly+of+a+multiprotein+DNA+repair+complex+ensures+accurate+target+site+recognition+and+efficient+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Stochastic and reversible assembly of a multiprotein DNA repair complex ensures accurate target site recognition and efficient repair.</a> J Cell Biol. 189 (3), 445-463 (2010).</li>
<li>Vermeulen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+mammalian+NER+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22DNA+Repair+%28Amst%29%22%5BJournal%5D)">Dynamics of mammalian NER proteins.</a> DNA Repair (Amst). 10 (7), 760-771 (2011).</li>
<li>Berns, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+history+of+laser+scissors+%28microbeams%29%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A history of laser scissors (microbeams).</a> Methods Cell Biol. 82, 1-58 (2007).</li>
<li>Cremer, C., Cremer, T., Zorn, C., Schoeller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+laser+uv-microirradiation+%28lambda+%3D+2573+A%29+on+proliferation+of+Chinese+hamster+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of laser uv-microirradiation (lambda = 2573 A) on proliferation of Chinese hamster cells.</a> Radiat Res. 66 (1), 106-121 (1976).</li>
<li>Cremer, C., Cremer, T., Fukuda, M., Nakanishi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+laser--UV+microirradiation-induced+DNA+photolesions+by+immunofluorescent+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Genet%22%5BJournal%5D)">Detection of laser--UV microirradiation-induced DNA photolesions by immunofluorescent staining.</a> Hum Genet. 54 (1), 107-110 (1980).</li>
<li>Walter, J., Cremer, T., Miyagawa, K., Tashiro, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+system+for+laser-UVA-microirradiation+of+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc%22%5BJournal%5D)">A new system for laser-UVA-microirradiation of living cells.</a> J Microsc. 209, (Pt 2) 71-75 (2003).</li>
<li>Kielbassa, C., Roza, L., Epe, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wavelength+dependence+of+oxidative+DNA+damage+induced+by+UV+and+visible+light%5BTitle%5D)+AND+%22Carcinogenesis%22%5BJournal%5D)">Wavelength dependence of oxidative DNA damage induced by UV and visible light.</a> Carcinogenesis. 18 (4), 811-816 (1997).</li>
<li>Kielbassa, C., Epe, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+damage+induced+by+ultraviolet+and+visible+light+and+its+wavelength+dependence%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">DNA damage induced by ultraviolet and visible light and its wavelength dependence.</a> Methods Enzymol. 319, 436-445 (2000).</li>
<li>Kong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+different+laser+systems+to+study+cellular+responses+to+DNA+damage+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of different laser systems to study cellular responses to DNA damage in mammalian cells.</a> Nucleic Acids Res. 37 (9), 68(2009).</li>
<li>Lan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+analysis+of+repair+processes+for+oxidative+DNA+damage+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">In situ analysis of repair processes for oxidative DNA damage in mammalian cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (38), 13738-13743 (2004).</li>
<li>Krasin, F., Hutchinson, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strand+breaks+and+alkali-labile+bonds+induced+by+ultraviolet+light+in+DNA+with+5-bromouracil+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Strand breaks and alkali-labile bonds induced by ultraviolet light in DNA with 5-bromouracil in vivo.</a> Biophys J. 24 (3), 657-664 (1978).</li>
<li>Krasin, F., Hutchinson, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double-strand+breaks+from+single+photochemical+events+in+DNA+containing+5-bromouracil%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Double-strand breaks from single photochemical events in DNA containing 5-bromouracil.</a> Biophys J. 24 (3), 645-656 (1978).</li>
<li>Rosenstein, B. S., Setlow, R. B., Ahmed, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+the+dye+Hoechst+33258+in+a+modification+of+the+bromodeoxyuridine+photolysis+technique+for+the+analysis+of+DNA+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Photochem+Photobiol%22%5BJournal%5D)">Use of the dye Hoechst 33258 in a modification of the bromodeoxyuridine photolysis technique for the analysis of DNA repair.</a> Photochem Photobiol. 31 (3), 215-222 (1980).</li>
<li>Cremer, T., Peterson, S. P., Cremer, C., Berns, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+microirradiation+of+Chinese+hamster+cells+at+wavelength+365+nm%3A+effects+of+psoralen+and+caffeine%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat+Res%22%5BJournal%5D)">Laser microirradiation of Chinese hamster cells at wavelength 365 nm: effects of psoralen and caffeine.</a> Radiat Res. 85 (3), 529-543 (1981).</li>
<li>Limoli, C. L., Ward, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+introducing+double-strand+breaks+into+cellular+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat+Res%22%5BJournal%5D)">A new method for introducing double-strand breaks into cellular DNA.</a> Radiat Res. 134 (2), 160-169 (1993).</li>
<li>Carlsson, K., Mossberg, K., Helm, P. J., Philip, J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0739626092900178">Use of UV excitation in confocal laser scanning fluorescence microscopy.</a> Micron and Microscopica Acta. 23 (4), 413-428 (1992).</li>
<li>Stelzer, E. H. K., Haar, F. -M. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1076567008702738">Confocal Microscopy: Recent Developments.</a> Advances in Imaging and Electron Physics. 106, 293-345 (1999).</li>
<li>Rogakou, E. P., Boon, C., Redon, C., Bonner, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Megabase+chromatin+domains+involved+in+DNA+double-strand+breaks+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Megabase chromatin domains involved in DNA double-strand breaks in vivo.</a> J Cell Biol. 146 (5), 905-916 (1999).</li>
<li>Tashiro, S., Walter, J., Shinohara, A., Kamada, N., Cremer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rad51+accumulation+at+sites+of+DNA+damage+and+in+postreplicative+chromatin%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Rad51 accumulation at sites of DNA damage and in postreplicative chromatin.</a> J Cell Biol. 150 (2), 283-291 (2000).</li>
<li>Gassman, N. R., Stefanick, D. F., Kedar, P. S., Horton, J. K., Wilson, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperactivation+of+PARP+triggers+nonhomologous+end-joining+in+repair-deficient+mouse+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Hyperactivation of PARP triggers nonhomologous end-joining in repair-deficient mouse fibroblasts.</a> PLoS One. 7 (11), 49301(2012).</li>
<li>Bolin, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+cyclin-dependent+kinase+5+depletion+on+poly%28ADP-ribose%29+polymerase+activity+and+responses+to+radiation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">The impact of cyclin-dependent kinase 5 depletion on poly(ADP-ribose) polymerase activity and responses to radiation.</a> Cell Mol Life Sci. 69 (6), 951-962 (2012).</li>
<li>Godon, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PARP+inhibition+versus+PARP-1+silencing%3A+different+outcomes+in+terms+of+single-strand+break+repair+and+radiation+susceptibility%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">PARP inhibition versus PARP-1 silencing: different outcomes in terms of single-strand break repair and radiation susceptibility.</a> Nucleic Acids Res. 36 (13), 4454-4464 (2008).</li>
<li>Hanssen-Bauer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((XRCC1+coordinates+disparate+responses+and+multiprotein+repair+complexes+depending+on+the+nature+and+context+of+the+DNA+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Mol+Mutagen%22%5BJournal%5D)">XRCC1 coordinates disparate responses and multiprotein repair complexes depending on the nature and context of the DNA damage.</a> Environ Mol Mutagen. 52 (8), 623-635 (2011).</li>
<li>Mortusewicz, O., Amé, J. C., Schreiber, V., Leonhardt, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feedback-regulated+poly%28ADP-ribosyl%29ation+by+PARP-1+is+required+for+rapid+response+to+DNA+damage+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Feedback-regulated poly(ADP-ribosyl)ation by PARP-1 is required for rapid response to DNA damage in living cells.</a> Nucleic Acids Res. 35 (22), 7665-7675 (2007).</li>
<li>Mortusewicz, O., Leonhardt, H., Cardoso, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+dynamics+of+regulatory+protein+recruitment+at+DNA+damage+sites%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biochem%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal dynamics of regulatory protein recruitment at DNA damage sites.</a> J Cell Biochem. 104 (5), 1562-1569 (2008).</li>
<li>Mortusewicz, O., Rothbauer, U., Cardoso, M. C., Leonhardt, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+recruitment+of+DNA+Ligase+I+and+III+to+DNA+repair+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Differential recruitment of DNA Ligase I and III to DNA repair sites.</a> Nucleic Acids Res. 34 (12), 3523-3532 (2006).</li>
<li>Solarczyk, K. J., Zarębski, M., Dobrucki, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+local+DNA+damage+by+visible+light+to+study+chromatin+repair%5BTitle%5D)+AND+%22DNA+Repair+%28Amst%29%22%5BJournal%5D)">Inducing local DNA damage by visible light to study chromatin repair.</a> DNA Repair (Amst). 11 (12), 996-1002 (2012).</li>
<li>Gassman, N. R., Wilson, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-irradiation+tools+to+visualize+base+excision+repair+and+single-strand+break+repair%5BTitle%5D)+AND+%22DNA+Repair+%28Amst%29%22%5BJournal%5D)">Micro-irradiation tools to visualize base excision repair and single-strand break repair.</a> DNA Repair (Amst). 31, 52-63 (2015).</li>
<li>Botchway, S. W., Reynolds, P., Parker, A. W., O'Neill, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+near+infrared+femtosecond+lasers+as+sub-micron+radiation+microbeam+for+cell+DNA+damage+and+repair+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat+Res%22%5BJournal%5D)">Use of near infrared femtosecond lasers as sub-micron radiation microbeam for cell DNA damage and repair studies.</a> Mutat Res. 704 (1-3), 38-44 (2010).</li>
<li>Ferrando-May, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highlighting+the+DNA+damage+response+with+ultrashort+laser+pulses+in+the+near+infrared+and+kinetic+modeling%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Genet%22%5BJournal%5D)">Highlighting the DNA damage response with ultrashort laser pulses in the near infrared and kinetic modeling.</a> Front Genet. 4, 135(2013).</li>
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<li>London, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+structural+basis+of+XRCC1-mediated+DNA+repair%5BTitle%5D)+AND+%22DNA+Repair+%28Amst%29%22%5BJournal%5D)">The structural basis of XRCC1-mediated DNA repair.</a> DNA Repair (Amst). 30, 90-103 (2015).</li>
<li>Moser, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sealing+of+chromosomal+DNA+nicks+during+nucleotide+excision+repair+requires+XRCC1+and+DNA+ligase+III+alpha+in+a+cell-cycle-specific+manner%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">Sealing of chromosomal DNA nicks during nucleotide excision repair requires XRCC1 and DNA ligase III alpha in a cell-cycle-specific manner.</a> Mol Cell. 27 (2), 311-323 (2007).</li>
<li>Campalans, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+spatiotemporal+patterns+and+PARP+dependence+of+XRCC1+recruitment+to+single-strand+break+and+base+excision+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Distinct spatiotemporal patterns and PARP dependence of XRCC1 recruitment to single-strand break and base excision repair.</a> Nucleic Acids Res. 41 (5), 3115-3129 (2013).</li>
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<li>Rossner, P., Sram, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunochemical+detection+of+oxidatively+damaged+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Free+Radic+Res%22%5BJournal%5D)">Immunochemical detection of oxidatively damaged DNA.</a> Free Radic Res. 46 (4), 492-522 (2012).</li>
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<li>Rybak, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+level+phosphorylation+of+histone+H2AX+on+serine+139+%28%CE%B3H2AX%29+is+not+associated+with+DNA+double-strand+breaks%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Low level phosphorylation of histone H2AX on serine 139 (γH2AX) is not associated with DNA double-strand breaks.</a> Oncotarget. 7 (31), 49574-49587 (2016).</li>
<li>Haince, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PARP1-dependent+kinetics+of+recruitment+of+MRE11+and+NBS1+proteins+to+multiple+DNA+damage+sites%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">PARP1-dependent kinetics of recruitment of MRE11 and NBS1 proteins to multiple DNA damage sites.</a> J Biol Chem. 283 (2), 1197-1208 (2008).</li>
<li>Caldecott, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-strand+break+repair+and+genetic+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Single-strand break repair and genetic disease.</a> Nat Rev Genet. 9 (8), 619-631 (2008).</li>
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<li>Ma, W., Westmoreland, J. W., Gordenin, D. A., Resnick, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alkylation+base+damage+is+converted+into+repairable+double-strand+breaks+and+complex+intermediates+in+G2+cells+lacking+AP+endonuclease%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Alkylation base damage is converted into repairable double-strand breaks and complex intermediates in G2 cells lacking AP endonuclease.</a> PLoS Genet. 7 (4), 1002059(2011).</li>
<li>Siddiqi, M. A., Bothe, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-+and+double-strand+break+formation+in+DNA+irradiated+in+aqueous+solution%3A+dependence+on+dose+and+OH+radical+scavenger+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat+Res%22%5BJournal%5D)">Single- and double-strand break formation in DNA irradiated in aqueous solution: dependence on dose and OH radical scavenger concentration.</a> Radiat Res. 112 (3), 449-463 (1987).</li>
<li>Sano, Y., Watanabe, W., Matsunaga, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromophore-assisted+laser+inactivation--towards+a+spatiotemporal-functional+analysis+of+proteins%2C+and+the+ablation+of+chromatin%2C+organelle+and+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Chromophore-assisted laser inactivation--towards a spatiotemporal-functional analysis of proteins, and the ablation of chromatin, organelle and cell function.</a> J Cell Sci. 127, (Pt 8) 1621-1629 (2014).</li>
<li>Wojtovich, A. P., Foster, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+control+of+ROS+production%5BTitle%5D)+AND+%22Redox+Biol%22%5BJournal%5D)">Optogenetic control of ROS production.</a> Redox Biol. 2, 368-376 (2014).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Utilizzando le condizioni descritte qui, qualsiasi microscopio confocale con un UV-A o laser a 405 nm, integrato dal produttore o aggiunti dall'utente finale, può indurre il danno del DNA all'interno del nucleo di una cellula e permettere l'assunzione di proteine di riparazione del DNA nel sito di ha indotto il danno del DNA da monitorare. Tuttavia, come indicato nel protocollo e risultati rappresentativi, selezione di lunghezza d'onda, applicato il potere, e caratterizzazione del danno sono tutti i più importanti problemi che devono essere affrontati per primi dall'utente al fine di studiare un DNA specifico percorso di riparazione. Inoltre, ci sono altre considerazioni nel disegno sperimentale che dovrà essere considerato anche dagli utenti.
Al fine di monitorare il comportamento di una proteina in cellule vive post micro-irradiazione, una proteina fluorescente identificata deve essere creata. La disponibilità di una vasta gamma di proteine fluorescenti che possono essere separati spettralmente offre strumenti per creare fusioni di proteina che possono essere utilizzate per la caratterizzazione delle risposte cellulari all'induzione di danno del DNA. Trasfezione transiente di proteine fluorescenti di interesse permette per lo screening rapido di condizioni dannose, mutazioni o anche inibitori, mentre cellule trasfettate stabilmente offrono un maggiore controllo sui livelli di espressione e permettono per altri biochimici caratterizzazioni da eseguire, convalida dei risultati micro-irradiazione. Spettralmente distinte proteine fluorescenti possono essere utilizzate anche nella stessa cella per monitorare le interazioni tra le proteine all'interno della stessa via o in vie differenti. Le proteine fluorescenti anche eliminano la necessità per gli anticorpi specifici per ogni proteina di interesse e consentono cellule vive monitoraggio del comportamento di proteina per lunghi periodi di tempo dopo l'induzione di danno.
Tuttavia, l'uso di proteine fluorescenti ha anche svantaggi. Senza background genetici carenti in proteine di interesse, proteine endogene saranno in concorrenza con le proteine fluorescente contrassegnate. Coniugazione del tag fluorescenti fino al capolinea N o C della proteina può alterare il protein folding, ostacolare interazioni proteina-proteina chiave o bloccare i segnali di traslocazione; alterando la funzione e potenzialmente influire sulle dinamiche di reclutamento. Questi effetti sono stati dimostrati in un certo numero di rapporti dove macchiatura immunofluorescente ha dimostrato drammaticamente diverso reclutamento e tempi di ritenzione per proteine endogene al sito danno28. Uso di trasfezione transiente o cloni stabili possa anche alterare la risposta osservata, in genere attraverso le variazioni nei livelli di espressione della proteina. Ulteriormente, l'uso di proteine fluorescenti multipli in un singolo esperimento cambiano anche le dinamiche di reclutamento, se i livelli della proteina non sono equilibrati bene o se l'assunzione della proteina fluorescente etichetta più grande blocca il reclutamento di altre proteine . Infine, le proteine fluorescenti possono agire come agenti di sensibilizzazione debole, aumentando la formazione di specie reattive dell'ossigeno e potenzialmente alterare il DNA danni miscele indotto46,47. Nonostante questi inconvenienti, proteine fluorescenti offrono una serie di vantaggi distinti nel DNA studio la riparazione con micro-irradiazione, e se gli utenti incorporare controlli appropriati, quali la caratterizzazione del danno qui descritto, può fornire la nuova comprensione in danno di interazioni proteina-proteina e risposta3.
Se live cell imaging non è necessaria, immunofluorescenza può essere utilizzato per monitorare la risposta al danno indotto. Fissando le cellule in momenti specifici post induzione di danno e macchiando con gli anticorpi specifici per proteine e lesioni di interesse, snapshot statici di induzione di danno e il reclutamento e il mantenimento delle riparazione proteine possono essere costruite. Anticorpi possono essere utilizzati per monitorare l'assunzione di più proteine di interesse e/o modificazioni post-traduzionali indotti dalla risposta al danno al DNA. Uso dell'immunofluorescenza Elimina la necessità di proteine fluorescenti e consente di comportamento di proteina endogena da esaminare. Tuttavia, questo metodo ha anche i suoi svantaggi. Gli anticorpi altamente specifici sono necessari, e permeabilizzazione e procedure di bloccare devono essere ottimizzate per consentire il rilevamento di reclutamento con sufficiente intensità del segnale. Procedure di fissaggio non sono istantanee, e questo vincolo fisico limita la risoluzione temporale di questo approccio. Mappatura del sito di induzione di danno così le cellule possono essere ri-si trova dopo la colorazione può anche presentare sfide significative. Il microscopio confocale utilizzato in questo lavoro permette registrazione basata su immagine come descritto in precedenza, quindi le cellule danneggiate possono essere spostate con alta precisione. Se tappa registrazione o acidato coprioggetto non è disponibile, il tempo investimenti coinvolti nella rilocazione cellule senza registrazione di fase, accoppiato con il ritardo inerente tra induzione di danno e il reclutamento imaged, possono rendere immunofluorescenza poco attraente per alcuni utenti. Tuttavia, i disegni sperimentali per il micro-irradiazione più accurati e completi incorporerà questi tipi di approcci in parallelo con l'uso di proteine fluorescenti, come descritto nel protocollo presentato.
Qui, sia live cell imaging e immunofluorescenza viene utilizzato per illustrare l'utilità del micro-irradiazione del laser. Macchiatura immunofluorescente permette di esaminare accuratamente la miscela di DNA danni creati e l'assunzione di proteine indotte da ogni potere del laser, che ci permettono di meglio interpretare le alterazioni osservate nel reclutamento e il mantenimento di XRCC1-GFP. Basato su questi risultati, l'uso di 405 nm laser deve essere limitato per l'esame delle proteine BER e SSBR. Ulteriormente, il disegno sperimentale ottimo dovrebbe includere misure di potenza dopo l'obiettivo, una caratterizzazione miscela danno completo per ogni linea cellulare utilizzato e la convalida del reclutamento e conservazione osservata in fluorescente contrassegnati proteine con immunofluorescenza. Ovviamente, attrezzature, tempo e considerazioni di costo possono rendere questi disegni sperimentali ottimali Impossibile per alcuni utenti. Tuttavia, l'importanza di ciascuno di questi elementi è dimostrata qui, e gli utenti dovrebbero tenere a mente queste considerazioni quando iniziano gli esperimenti micro-irradiazione.

La microscopia fluorescente è emerso come una tecnica potente per visualizzare architettura cellulare, esaminare la localizzazione della proteina e monitorare le interazioni proteina-proteina e proteina-DNA. Usando la microscopia fluorescente per studiare le risposte di danni del DNA dopo l'applicazione del global DNA agenti dannosi, come i raggi ultravioletti (UV), radiazioni ionizzanti, ossidanti chimici o agenti alchilanti, e/o chemioterapici ha fornito nuove informazioni l'iniziazione, la segnalazione e il reclutamento di DNA riparare le proteine ai siti di DNA danni1,2. Tuttavia, questi globale e asincrona di eventi dannosi sono limitanti, se l'ordine di reclutamento, la cinetica di associazione o dissociazione: informazioni dettagliate e le relazioni tra proteine chiave di riparazione del DNA sono ricercate. Fortunatamente, gli avanzamenti in microscopio confocale a scansione laser, disponibilità più ampia di lunghezze d'onda laser che inducono danni e miglioramenti in proteine fluorescenti negli ultimi 25 anni hanno fornito i ricercatori con strumenti migliorati per l'esame di questi aspetti del DNA ripristino, attraverso mirate induzione di danno del DNA.
L'irradiazione delle cellule con microfasci laser al fine di studiare le funzioni cellulare e subcellulare è uno strumento ben consolidato in biologia cellulare e radiazione3. Applicazione di questa tecnica per lo studio della riparazione del DNA è emerso quando Cremer e colleghi di lavoro utilizzato un UV altamente mirato (257 nm) laser microbeam sistema per indurre il danno del DNA sopra un 0,5 µm spot in ovaio di criceto cinese (CHO) cellule4 e stabilito l'induzione di DNA photolesions da questo sistema5. Mentre offrendo miglioramenti significativi rispetto ai metodi microbeam UV al tempo, adozione di questo danneggiare sistema era limitato a causa del suo allestimento specializzato e l'incapacità di generare interruzioni di doppio filo (DSBs)6. La ricerca successiva di una varietà di UV-B (290-320 nm) e UV-A lunghezze d'onda (320-400 nm) da un numero di gruppi ha rivelato che photoproducts UV, ossidativo base lesioni, singolo filamento si rompe (SSB) e DSBs potrebbe essere indotto dipende dalla lunghezza d'onda del laser e potenza applicata (rivisto in 3)4,7,8,9,10 . Inoltre, combinazioni di queste lunghezze d'onda UV-A con agenti, come psoralen, bromodeossiuridina (BrdU) e coloranti di Hoechst, sensibilizzanti e UV-B inoltre sono stati trovati per indurre il danno del DNA dipendono dalla lunghezza d'onda, potenza e durata dell'esposizione, anche se la potenza necessaria per indurre danni spesso si abbassa in presenza di questi agenti11,12,13,14,15. Questi avanzamenti esteso l'utilizzo di micro-irradiazione, anche se c'erano ancora caratteristiche tecnici ostacoli da affrontare per una più ampia adozione di questi metodi.
Cremer e colleghi di lavoro avanzato significativamente il campo di micro-irradiazione concentrandosi proprio il microbeam UV per applicare energia dannoso significativo sopra una zona altamente localizzata nella cella. Come microscopi confocali e sistemi di microdissezione laser avanzata, luce ben focalizzato era più largamente accessibile; Tuttavia, fonti UV di accoppiamento per gli ambiti e a che fare con le aberrazioni cromatiche hanno indotto ancora presentato sfide significative per la maggior parte degli utenti3,6,16. Come coloranti UV aumentato in popolarità per tutto il 1990, in grado di messa a fuoco ottica acquisizione fluorescenza UV-eccitato è diventato più ampiamente disponibili16e miglioramenti nella scansione laser offerto agli utenti la possibilità di creare altamente concentrato UV spot di eccitazione in cellule6,17. Tuttavia, non era fino agli inizi del 2000 che è stato sentito il vero impatto di questa combinazione di travi ben focalizzati con laser di intensità maggiore, quando numerosi rapporti emersero dimostrando che le rotture del filo del DNA potrebbero essere indotto con e senza sensibilizzatori nella Gamma di UV-A6,10,18,19,20, 405 nm21,22,23,24, 25,26e anche a più lunghezze d'onda visibili come 488 nm27. Questi progressi consentiti per adozione più diffusa della tecnica del micro-irradiazione su un numero di sistemi commerciali. Parallelamente a questi sviluppi, due-fotone tecniche emerse anche che ha permesso di preciso induzione di danno del DNA; anche se questi progressi non saranno discussi qui, ci sono una serie di articoli di revisione discutendo queste metodologie9,28,29,30.
Con l'attuale accessibilità dei microscopi confocali capace di fornire luce UV altamente concentrata e la diffusa disponibilità di proteine fluorescenti per consentire la registrazione in tempo reale delle proteine di riparazione del DNA, tecniche di micro-irradiazione sono evoluti in potenti strumenti per l'esame di vie di risposta e riparazione di danni del DNA. Tuttavia, gli utenti devono essere consapevoli del fatto che la generazione di danno del DNA dipende fortemente la lunghezza d'onda del laser e la potenza applicata alla regione sub-nucleare. Uso di UV-C (~ 260 nm) lunghezze d'onda consentono diretto del DNA eccitazione ed elevata selettività per l'induzione di UV photoproducts7,8. Lunghezze d'onda UV-A e UV-B produrre miscele di danno del DNA (lesione della base, SSB e DSBs), dipende la potenza applicata e dello sfondo del cellulare utilizzato7. Fotosensibilizzatori endogeni e anti-ossidanti livelli nelle cellule mirati possono influenzare le miscele di danni del DNA prodotte da queste lunghezze d'onda. Inoltre, l'uso di fotosensibilizzatori esogeni (BrdU, ecc.) può aiutare a ridurre l'energia necessaria per l'induzione di danno del DNA. Tuttavia, questi agenti possono indurre danni al DNA da loro stessi, e possono alterare il ciclo cellulare e la struttura della cromatina, così il loro uso può produrre effetti indesiderati che devono essere considerati dall'utente. Pertanto, prima di utilizzare micro-irradiazione per studiare la riparazione e la risposta al danno al DNA, un'attenta considerazione del pathway di riparazione del DNA di interesse, le lunghezze d'onda disponibili per l'uso e la miscela di danni del DNA creato è necessaria.
Qui, micro-irradiazione del laser viene eseguita a due lunghezze d'onda comunemente usate, 355 nm e 405 nm, senza sensibilizzatori per dimostrare le miscele di danno del DNA indotto da queste lunghezze d'onda e le influenze di queste miscele di danni hanno sull'esame la riparazione diSSB e DSBs. gli utenti devono essere consapevoli che queste lunghezze d'onda non si creano una singola specie di rotture del filo o lesioni della base. Al fine di discriminare tra le vie di riparazione del DNA, gli utenti devono attentamente controllare la potenza applicata su una specifica regione del nucleo e caratterizzare il danno indotto usando più strand break marcatori e gli anticorpi di lesione del DNA. Se correttamente applicato e caratterizzato, micro-irradiazione del laser è in grado di arricchire alcune specie di danno del DNA, consentendo agli utenti di valutare la riparazione delle lesioni della base e SSB o DSBs, con alcune specificità. Di conseguenza, abbiamo fornito un metodo che consente agli utenti di eseguire micro-irradiazione laser riproducibile, caratterizzano le miscele di danno del DNA indotte dalla dose applicata laser ed eseguire analisi di dati.

<table><tbody><tr><td>Microscopio confocale a scansione laser Nikon A1rsi</td> Software <td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NIS Elements Laser</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>355 nm</td><td>PicoQuant VisUV</td><td></td><td>Sorgente di radiazioni</td></tr><tr><td>Galvanometro fotoattivazione miniscanner</td><td>Bruker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio fotodiodo sensore di potenza</td><td>THORLabs</td><td>S170C</td><td></td></tr><tr><td>Sensore di potenza con fotodiodo in fibra</td><td>THORLabs</td><td>S150C</td><td></td></tr><tr><td>Misuratore di potenza ed energia ottica portatile digitale</td><td>THORLabs</td><td>PM100D</td><td></td></tr><tr><td>CHO-K1</td><td></td><td></td><td>Dal Dr. Samuel H. Wilson, NIEHS</td></tr><tr><td>Terreni essenziali minimi</td><td>Hyclone</td><td>SH3026501</td><td></td></tr><tr><td>Siero bovino fetale</td><td>Atlanta biologicals</td><td>S11550</td><td></td></tr><tr><td>XRCC1-GFP</td><td>Origene</td><td>RG204952</td><td></td></tr><tr><td>Jetprime</td><td>Polyplus trasfezione</td><td>11407</td><td></td></tr><tr><td>Geneticin</td><td>ThermoFisher</td><td>10131035</td><td></td></tr><tr><td>4 vetri di copertura a 4 camere</td><td>ThermoFisher</td><td>155382</td><td></td></tr><tr><td>8 vetri di copertura a 8 camere</td><td>ThermoFisher</td><td>155409</td><td></td></tr><tr><td>Anti 53BP-1</td><td>Novus</td><td>NB100304</td><td></td></tr><tr><td>Anti-fosfo-istone H2AX&nbsp;</td><td>Millipore</td><td>05-636-I</td><td></td></tr><tr><td>Anti ciclobutano pirimidina dimero</td><td>Cosmo Bio clone</td><td>CAC-NM-DND-001</td><td></td></tr><tr><td>Anti 8-oxo-2&acuto;-deossiguanosina&nbsp;</td><td>Trevigen</td><td>4354-MC-050</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 488 capra anti-topo</td><td>ThermoFisher</td><td>A11029</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 546 capra anti-coniglio</td><td>ThermoFisher</td><td>A11010</td><td></td></tr><tr><td>4',6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI)</td><td>ThermoFisher</td><td>R37606</td><td>Attenzione tossico!</td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con fosfato</td><td>ThermoFisher</td><td>0780</td><td></td></tr><tr><td>Siero di capra normale</td><td>ThermoFisher</td><td>31873</td><td></td></tr><tr><td>Albumina sierica bovina (BSA)</td><td>Jackson Immuno Research</td><td>001-000-162</td><td></td></tr><tr><td>37% Formaldeide</td><td>ThermoFisher</td><td>9311</td><td>Attenzione tossico!</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Labs</td><td>2716</td><td></td></tr><tr><td>Metanolo</td><td>VWR</td><td>BDH1135</td><td>Attenzione tossico!</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Fisher</td><td>SA49</td><td></td></tr><tr><td>Sodio azide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2002</td><td>Attenzione tossico!</td></tr><tr><td>Tris cloridrato</td><td>Amresco</td><td>O234</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr></tbody></table>

applicazione di micro-irradiazione del laser per l'esame di single e double strand break repair in cellule di mammifero

Application of Laser Micro-irradiation for Examination of Single and Double Strand Break Repair in Mammalian Cells

Vie di riparazione del DNA altamente Coordinate esistono per rilevare, asportare e sostituire le basi del DNA danneggiati e coordinare la riparazione delle rotture del filo del DNA. Mentre le tecniche di biologia molecolare hanno chiarito la struttura, le funzioni enzimatiche e cinetica delle proteine di riparazione, c'è ancora una necessità di capire come riparazione è coordinato all'interno del nucleo. Micro-irradiazione laser offre un potente strumento per indurre il danno del DNA e l'assunzione di proteine di riparazione di monitoraggio. Induzione di danno del DNA da micro-irradiazione laser può verificarsi con una gamma di lunghezze d'onda, e gli utenti in modo affidabile possono indurre rotture del singolo filo, lesioni della base e rotture a doppio filo con una gamma di dosi. Qui, micro-irradiazione del laser è utilizzato per esaminare riparazione di singolo e doppio filamento indotta da due comuni laser confocale lunghezze d'onda, 355 nm e 405 nm. Più ulteriormente, corretta caratterizzazione della dose applicata laser per indurre miscele danno specifico è descritto, così gli utenti possono eseguire riproducibile micro-irradiazione laser acquisizione e analisi.

Caratterizzazione del danno indotto del DNA Induzione delle lesioni della base e le rotture del filo è dipendente dalla dose di laser applicato all'area selezionata nucleare e il microambiente cellulare del modello di cellulare utilizzato7. Le proteine fluorescenti fuse per riparare le proteine, come XRCC1, 53BP1, Ku70 o Rad51, fornire utile singolo e doppie filo pausa marcatori per stabilire l'energia minima necessaria per vedere l'accumulo di una proteina fluorescente all'interno di un danno ROI sopra il Priorità bassa fluorescenza9,19,31. Una volta individuate le condizioni che inducono una risposta, è fondamentale per caratterizzare la miscela di danno indotta da quella specifica lunghezza d'onda e la dose. Attenuazione della dose e durata alla lunghezza d'onda usato può consentire all'utente di ridurre al minimo la formazione di miscele complesse di danni. Dosi di laser a basso nella gamma UV-A sono state dimostrate per produrre prevalentemente SSB e una piccola quantità di lesioni della base, adatte per studiare SSBR e BER vie10,28. Aumentando la dose crea lesioni più complesse della base, ossidativa e UV indotta e induce un numero più significativo di DSBs7,10. Mentre l'induzione di una singola specie di danno del DNA è auspicabile per l'esame di specifiche vie di riparazione del DNA, è più probabile che gli utenti sono inducendo una miscela di lesioni del DNA, con una lesione specifica come essendo molto più frequenti di lesioni della base o DSBs SSB. Questo è simile a miscele di danno del DNA indotte da agenti chimici come il perossido di idrogeno (H2O2) o metile methanesulfonate (MMS)32. Gli utenti devono essere consapevoli quando si segnalano risultati che danno miscele possono verificarsi, e un'attenta caratterizzazione della dose e lesioni nel sito di danno indotto sono necessarie per garantire la riproducibilità e la comparabilità dei risultati.
Negli studi di micro-irradiazione, XRCC1-GFP è spesso usato come un indicatore per l'induzione delle lesioni della base e SSB9,28. XRCC1 è una proteina di impalcatura che svolge un ruolo importante nella riparazione SSB (SSBR) e bassa di asportazione (BER) di riparazione e partecipa anche ad altre vie di riparazione, come33,riparazione (NER) l'asportazione del nucleotide34,35 . Svolge un importante ruolo di coordinamento nella riparazione del DNA, interagendo con un numero di proteine chiave, tra cui poli polimerasi 1 (PARP-1), DNA polimerasi β (Pol β) e DNA ligasi III. Abbiamo utilizzato XRCC1-GFP stabilmente espressa in cellule CHO-K1 per determinare le dosi di laser per generare SSB e DSBs necessaria. Abbiamo identificato in primo luogo la dose minima necessaria per indurre un reclutamento osservabile di XRCC1-GFP per ogni lunghezza d'onda (Figura 1). Per la lunghezza d'onda di nanometro 355, un tempo di sosta s 2 sopra il danno definito ROI generato un segnale fluorescente aumentato entro quel ROI, che indica l'induzione di danno del DNA che era rilevabile sullo sfondo (Figura 1A). Per 405 nm, una velocità di scansione di 8 fps era necessaria per generare un reclutamento osservabile al danno ROI (Figura 1A). La dose è stata quindi aumentata (10 s per 355 nm e 0,5 fps per 405 nm) per creare un più intenso danneggiare ROI (Figura 1A).
Reclutamento e il mantenimento di XRCC1-GFP presso il sito del danno indotto è stato poi controllato da formazione immagine timelapse. Ritenzione della proteina nel sito di danno del DNA può indicare la riparazione del DNA in corso, mentre la dissociazione della proteina dal sito del danno indotto è spesso considerato un marker per il completamento del BER o SSBR. Tuttavia, c' non è stata alcuna chiara evidenza che collega la dissociazione di XRCC1 da siti di danno del DNA indotto da laser con il completamento della riparazione. Assunzione della proteina al sito di danno è misurata dalla segnalazione intensità media del segnale fluorescente all'interno il ROI danneggiato sopra il segnale fluorescente medio misurato per l'intero nucleo (Figura 1B). Questo tipo di normalizzazione aiuta le fluttuazioni di intensità di indirizzo nel segnale nucleare, anche se altre tecniche di normalizzazione possono essere impiegati a seconda della distribuzione cellulare della proteina di interesse. Qui, XRCC1 è localizzata nel compartimento nucleare, quindi misure di normalizzazione per l'area nucleare la ridistribuzione del segnale al danno ROI. L'intensità di fluorescenza media ROI viene poi registrato per ogni immagine in timelapse, inclusa l'immagine pre-danni e rappresentati graficamente in funzione del tempo (Figura 1C).
Quindi più ulteriormente abbiamo caratterizzato il danno indotto da due dosi di laser selezionato di esaminare la formazione di lesioni della base del DNA. In primo luogo, formazione di CPD, una lesione ingombrante indotta da UV, è stato sondato dall'immunofluorescenza come marcatore per le lesioni di tipo NER (Figura 2A). Quindi, la base oxidatively indotto lesion8-oxodG è stato sondato come marcatore per le lesioni di tipo BER (Figura 2B). Nessun aumento significativo nelle lesioni CPD sono stati osservati presso l'esposizione a basse dosi per due lunghezze d'onda (2 s per 355 nm a 8 fps per 405 nm), mentre l'alta dose di trattamento a due lunghezze d'onda (10 s per 355 nm e 0,5 fps per 405 nm) ha mostrato un aumento significativo in fluorescente segnale osservato all'interno il danno ROI (Figura 2A). Un grafico a dispersione del CPD ROI significa intensità per ogni cella danneggiata spettacoli eterogeneità nella formazione di danni e rilevamento a lunghezze d'onda sia dosi, che indica che un basso livello di lesioni CPD può essere presente alle dosi più basse, ma il carico non può essere significativamente rilevato fino a quando viene applicata una dose maggiore. Il scatterplot suggerisce anche tale inefficienza nella rilevazione dell'anticorpo che può limitare la quantificazione accurata delle miscele di danni.
Questo è ulteriormente evidenziato nella rilevazione delle lesioni del DNA oxidatively indotte dal marcatore 8-oxodG. Nessun chiaro aumento del segnale fluorescente all'interno del danno ROI è stata osservata per 8-oxodG a lunghezza d'onda laser o dose utilizzata (Figura 2B). L'anticorpo utilizzato per questo lavoro è coerenza con precedenti pubblicazioni9,10,36; Tuttavia, dovrebbe essere notato che ci possono essere limitazioni nell'osservare la formazione di 8-oxodG con anticorpi37,38. Conferma della mancanza di lesioni oxidatively indotte è consigliato anche da un secondo marker, come assunzione di 8-Oxoguanine DNA glicosilasi (OGG1), l'enzima responsabile della rimozione di 8-oxodG dal DNA10. Non abbiamo osservato OGG1 reclutamento ai nostri siti di danno del DNA; Tuttavia, la formazione di bassi livelli di danno oxidatively indotto del DNA non può essere esclusa completamente.
Infine, abbiamo esaminato la formazione di DSBs utilizzando due indicatori, γH2AX e 53BP-1, presso il selectele dosi d laser mediante immunofluorescenza (Figura 3 &#38; 4). ΓH2AX è comunemente usato come un indicatore di rottura del filo, ma la sua specificità per DSBs è stato interrogato in un certo numero di rapporti39,40. Inoltre, è un evento di fosforilazione che si propaga dal sito di rottura del filo, quindi localizzazione del segnale di una rottura del filo può essere limitata a causa di questa propagazione del segnale. Pertanto, combinando γH2AX con 53BP-1 consente una verifica più accurata della formazione di DSB entro il danno ROI.
La risposta di γH2AX e 53BP-1 alla micro-irradiazione è lunghezza d'onda sia dose-dipendente. La dose bassa (2 s) stimolazione a 355 nm non suscita nessuna risposta alle 5 e 20 min e una risposta debole e variabile min 10 post irradiazione (Figura 3A) per entrambi gli indicatori. La dose elevata (10 s) di 355 nm micro-irradiazione induce un segnale fluorescente aumentato entro il danno ROI a 5, 10 e 20 min post irradiazione che viene ridotto a 40 min (Figura 3B). Questi risultati indicano che un'attenta titolazione della dose 355 nm è necessaria per ridurre al minimo la croce-stimolazione delle vie di riparazione, come dimostra la rilevazione ridotta del doppio filamento pausa marcatore γH2AX presso i primi punti di tempo (&#60; 20 min) alla dose bassa applicato.
Esperimenti simili sono stati eseguiti utilizzando sia bassa (8 fps) e stimolazione del laser ad alte dosi (0,5 fps) 405 nm (Figura 4). A questa lunghezza d'onda accumulazione significativa di intensità fluorescente all'interno del danno ROI è stata osservata per 53BP-1 e γH2AX indipendentemente dalla dose applicata, che indica che queste dosi di generare quasi una miscela complessa di rotture del filo singolo e doppio immediato dopo l'induzione di danno del DNA (Figura 4). Inoltre, le dosi elevate di spettacolo di 405 nm un aumento nella macchiatura γH2AX pan-nucleare entro 10 min di induzione di danno (Figura 4B, in basso) che complica rilevamento del danno ROI di report, mentre l'accumulo di 53BP-1 è più contenuti all'interno del danno ROI.
Questi risultati dimostrano chiaramente che non è appropriato per il monitoraggio SSBR o BER 405 nm micro-irradiazione, e che più marcatori per DNA addotti e rotture del filo dovrebbero essere impiegato per caratterizzare le lesioni indotte e le risposte di riparazione del DNA.
Alterazione di dose-dipendente nel reclutamento e il mantenimento di XRCC1-GFP Una volta che il danno al DNA indotto è stato caratterizzato, micro-irradiazione del laser può essere una piattaforma ideale per studiare la dinamica delle proteine di riparazione del DNA. La cinetica di ritenzione e la dissociazione della XRCC1-GFP Mostra una dipendenza di dose (Figura 1), che non è inaspettata dato l'induzione di miscele di diversi danni di ogni lunghezza d'onda. Le dosi elevate di irradiamento (10 s e 0,5 fps) mostrano una maggiore assunzione di intensità di XRCC1-GFP rispetto le dosi più basse e più lunga ritenzione della XRCC1-GFP presso il sito di danni nel corso del tempo 20 min (Figura 1C). Questo indica che il danno del DNA creato a dosi più elevate per 355 e a 405 nm è probabile non risolto durante il corso dell'esperimento, che è coerenza con l'aspetto e la conservazione di DSB marcatori, γH2AX e 53BP-1 (figure 3 &#38; 4 ).
Interessante, le dosi più basse danno (2 s e 8 fps) mostrano rapido reclutamento di XRCC1-GFP ai siti danno e dissociazione di XRCC1-GFP nel corso sperimentale tempo ai livelli pre-irradiazione (Figura 1C). Senza la caratterizzazione completa della miscela danni, questo può portare alla conclusione che il SSB e lesioni della base sono completamente risolto utilizzando queste condizioni dannose. Tuttavia, la presenza di γH2AX e 53BP-1 a 40 min per 355 nm e a 5 min per la 405 nm può portare a diverse interpretazioni. Per la dose di s 355 nm 2, la miscela di danni può essere prevalentemente SSB, così l'aspetto degli indicatori DSB a 40 min può indicare che alcune lesioni unrepaired possono portare a DSBs o che DSBs generato da questa energia sono riparati su una scala di tempo più lungo. Le differenze di scala tempo tra riparazione SSBR e DSB sono state precedentemente segnalati28,41,42. Allo stesso modo, la dissociazione di dose bassa (8 fps) 405 nm può indicare un basso livello di SSB o un raggruppamento di SSB rapidamente convertiti in DSBs, che è stato notato per alta danno micro-irradiazione e altri agenti offensivi del DNA precedentemente43, 44 , 45.
Insieme questi risultati evidenziano l'importanza di caratterizzare le miscele di danno indotto e utilizzando più DNA riparare le proteine e marcatori per interpretare il reclutamento e il mantenimento del DNA ripristino le proteine nei siti di danno indotto.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig1.jpg"> 
Figura 1 . Micro-irradiazione laser induce reclutamento di XRCC1-GFP.  (A) CHO-K1 le cellule che esprimono XRCC1-GFP sono state irradiate e imaged prima e immediatamente dopo induzione di danno. Le frecce indicano la posizione della dose di micro-irradiazione e la barra della scala è 10 µm. (B) reclutamento è misurata determinando l'intensità di fluorescenza media entro il danno ROI e normalizzante per la media intensità di fluorescenza del nucleo intero. (C) dinamica di reclutamento può essere misurato per ogni immagine della webcam. Grafici sono rappresentativi di due esperimenti indipendenti con barre di errore che rappresenta il SEM (n = 24). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig2.jpg"> 
Figura 2 . Micro-irradiazione laser induce il danno del nucleotide.  Cellule CHO-K1 è stata sottoposta per micro-irradiazione laser e risolti immediatamente dopo induzione di danno. L'immunofluorescenza è stata effettuata per rilevare CPD e 8-oxodG addotti. (A) top, dispersione della fluorescenza media ROI intensità osservata in cellule danneggiate dopo colorazione CPD. Fondo, immagini rappresentative di macchiatura CPD. Le frecce indicano la posizione di micro-irradiazione e la barra della scala è di 10 µm (n = 12). (B) immagini rappresentative per 8-oxodG macchiatura. Frecceindicare la posizione di micro-irradiazione e la barra della scala è 10 µm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig3.jpg"> 
Figura 3 . Indicatori di rottura doppio filamento del DNA rispondono a 355 nm micro-irradiazione in un modo dipendente dalla dose.  Cellule CHO-K1 sono stati sottoposti a micro-irradiazione e fissate a tempo punti indicato post-stimolazione. Immunofluorescenza per il DSB marcatori γH2AX e 53BP-1 è stato effettuato. (A) tracciato di normalizzato danni ROI significa intensità di fluorescenza misurata per non danneggiate e danneggiate le cellule a dispersione. Barre di errore sono rappresentante del SEM (n = 12). (B) rappresentante immagini per γH2AX e 53BP-1 macchiatura. Le frecce indicano la posizione di micro-irradiazione e la barra della scala è 10 µm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56265/56265fig4.jpg"> 
Nella figura 4. Indicatori di rottura doppio filamento del DNA robustamente rispondere a 405 nm micro-irradiazione. Cellule CHO-K1 sono stati sottoposti a micro-irradiazione e fissate a tempo punti indicato post stimolazione. Immunofluorescenza per il DSB marcatori γH2AX e 53BP-1. (A) tracciato di normalizzato danni ROI significa intensità di fluorescenza misurata per non danneggiate e danneggiate le cellule a dispersione. Barre di errore sono rappresentante del SEM (n = 12). (B) rappresentante immagini per γH2AX e 53BP-1 macchiatura. Le frecce indicano la posizione di micro-irradiazione e la barra della scala è 10 µm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56265/56265fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Fluorescenza confocale microscopia e laser micro-irradiazione offrire strumenti per indurre il danno del DNA e monitoraggio della risposta delle proteine di riparazione del DNA in determinate aree sub-nucleare. Questa tecnica ha avanzato significativamente la nostra conoscenza di rilevamento dei danni, di segnalazione e di reclutamento. Questo manoscritto viene illustrato queste tecnologie per esaminare riparazione singola e doppia uscita.

Applicazione di Micro-irradiazione del Laser per l'esame di Single e Double Strand Break Repair in cellule di mammifero

Highly coordinated DNA repair pathways exist to detect, excise and replace damaged DNA bases, and coordinate repair of DNA strand breaks. While molecular ...

L'obiettivo generale di questa procedura è indurre danni al DNA in una regione subnucleare di una cellula utilizzando un laser al microscopio confocale a fluorescenza. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande fondamentali sulla riparazione del DNA, come ad esempio come le proteine vengono reclutate e mantenute nei siti di danno al DNA. Il principale vantaggio di questa tecnica è che consente la visualizzazione in tempo reale della proteina di interesse, permettendo così di costruire il profilo di reclutamento e mantenimento.Iniziare questa procedura posizionando una camera portaoggetti contenente le cellule di interesse in un incubatore da microscopio mantenuto a 37 gradi Celsius e 5% di anidride carbonica. Registrare i campi dell'immagine utilizzando una piattaforma motorizzata per microscopio con codifica. Selezionare una caratteristica riconoscibile del contenitore di coltura, come la barriera tra pozzetti.Acquisire un'immagine e registrare la posizione X-Y. Questo permetterà l'allineamento e la registrazione delle posizioni X-Y dei campi selezionati dopo la preparazione del campione. Una volta completata la registrazione dell'immagine, selezionare un campo per la micro-irradiazione e mettere a fuoco il campione.Per le cellule che esprimono proteine marcate con fluorescenza, selezionare il piano focale con la massima sezione trasversale nucleare nel canale fluorescente di interesse. Concentrarsi sulla sezione trasversale massima del nucleo è fondamentale perché garantisce che il punto focale sia centrato sul nucleo per monitorare il reclutamento della proteina di interesse nel sito di danno indotto. Selezionare una struttura ben definita all'interno del nucleo, come il nucleolo, e spostare il piano focale verso l'alto e verso il basso osservandone il cambiamento nell'aspetto.Il vero piano focale si troverà all'interno della transizione tra chiaro e scuro. Per mettere a fuoco il campione, selezionare il piano focale in cui la caratteristica selezionata presenta il contrasto più nitido. Il passo successivo consiste nel registrare la posizione del campo di interesse.Crea una regione di interesse (ROI) quadrata di tre per tre pixel all'interno del software del microscopio. Posiziona questa ROI sul nucleo di una cellula da danneggiare e imposta questa ROI come ROI di danno. Acquisisci un'immagine pre-danno che includa la posizione dell'ROI di danno.Acquisire un'immagine contenente il campo chiaro nel canale di fluorescenza per la proteina di interesse. Le cellule sono ora pronte per l'irraggiamento microscopico con laser. Per questa dimostrazione, verrà utilizzato il laser a 405 nanometri al 100% della potenza.La dose del laser a 405 nanometri è controllata modulando la velocità di scansione ed eseguendo una scansione dell'area ROI di danno selezionata. In questo esperimento, utilizzare otto e 0,5 fotogrammi al secondo per la micro-irradiazione a 405 nanometri. La selezione della potenza laser appropriata per danneggiare le cellule è fondamentale per distinguere tra diversi percorsi di riparazione del DNA.Eseguire l'acquisizione di immagini in time-lapse nei canali a campo chiaro e di fluorescenza dopo il danno. Regolare la durata e la frequenza del time-lapse per ottimizzare la raccolta dei dati, catturando idealmente l'accumulo della proteina fluorescente nella regione di interesse (ROI) del danno e la sua dissociazione nel corso dell'esperimento. Al termine del time course, selezionare un nuovo campo di cellule da danneggiare e proseguire con la micro-irradiazione e l'acquisizione in time-lapse fino a raggiungere il numero desiderato di cellule danneggiate.Si consiglia di avere da 10 a 25 cellule per ogni condizione selezionata. Per aumentare il numero totale di cellule disponibili per l'analisi di immunofluorescenza, danneggiare ulteriori campi all'interno del contenitore di coltura per generare un corso temporale multiplo della risposta post-danno. Registrare la posizione X-Y di ciascun campo e l'orario in cui è avvenuto il danno.Le cellule possono essere fissate immediatamente dopo il danno oppure lasciate riparare per intervalli di tempo selezionati prima della fissazione. Per iniziare questa analisi, aprire le immagini acquisite in un'applicazione di analisi delle immagini come NIS-Elements. Per ogni cellula da misurare, generare innanzitutto una ROI di riferimento che rappresenti il nucleo.Utilizzare un algoritmo di soglia sul segnale di fluorescenza che contiene i pixel che compongono il nucleo, quindi convertire questa area in una ROI. Successivamente, creare una ROI di sei per sei pixel e posizionarla sopra la ROI del danno. Questa ROI più grande diventa ora la ROI del danno per l'analisi.Per ogni cellula da misurare, registrare l'intensità media di fluorescenza per le ROI di riferimento e di danno. Per ogni fotogramma del corso temporale, regolare la ROI di riferimento per assicurare che l'area nucleare sia accuratamente coperta dalla ROI e regolare la ROI di danno per garantire che la zona danneggiata sia coperta. Registrare l'intensità media di fluorescenza del segnale fluorescente all'interno di ciascuna ROI per ogni fotogramma del corso temporale.Per ogni cellula, normalizzare l'intensità media della fluorescenza della ROI del danno rispetto a quella della corrispondente ROI di riferimento in ogni fotogramma dell'acquisizione temporale. In questo caso, l'intensità media della fluorescenza nucleare viene utilizzata come ROI di riferimento e la normalizzazione viene eseguita sottraendo l'intensità media della fluorescenza della ROI di riferimento dall'intensità media della fluorescenza della ROI del danno. Ripetere la normalizzazione per tutte le cellule danneggiate, nonché per almeno due cellule di controllo indenni.Infine, rappresentare graficamente i valori di intensità normalizzati nel tempo per mostrare le variazioni nella dinamica di reclutamento in funzione del trattamento sperimentale. Le cellule esprimenti stabilmente XRCC1-GFP sono state irradiate e analizzate mediante imaging prima e dopo l'induzione del danno. È stato osservato il reclutamento di XRCC1-GFP nella regione di interesse (ROI) del danno e ne è stata misurata la dinamica.La formazione di rotture a doppio filamento &egrave; stata esaminata utilizzando due marcatori. Per entrambi i marcatori, la seconda stimolazione a bassa dose a 355 nanometri non provoca risposta a cinque minuti e a venti minuti e una risposta debole e variabile a dieci minuti dal trattamento con radiazioni. La micro-irradiazione ad alta dose per 10 secondi a 355 nanometri induce un segnale fluorescente aumentato all'interno dell'area di danno (ROI) a cinque, dieci e venti minuti dopo l'irradiazione, che risulta ridotto a quaranta minuti.Questi risultati indicano che i marcatori di rottura del doppio filamento del DNA rispondono in modo dipendente dalla dose all'irraggiamento microscopico a 355 nanometri. Al contrario, la stimolazione con laser a 405 nanometri ha determinato un significativo accumulo di entrambi i marcatori all'interno dell'area di interesse (ROI) del danno, indipendentemente dalla dose applicata. Una volta acquisita padronanza della tecnica, essa può essere eseguita in circa quattro ore per 10 cellule, se effettuata correttamente.Durante l'esecuzione di questa tecnica, è fondamentale adattare la lunghezza d'onda del laser e la potenza applicata al processo di riparazione in corso di monitoraggio. Al termine di questa procedura, è possibile eseguire un'immunofluorescenza per indagare il reclutamento di ulteriori proteine o variazioni nello stato di fosforilazione o altre modifiche post-traduzionali. Questa tecnica consente ai ricercatori di studiare il reclutamento dinamico delle proteine coinvolte nella riparazione del DNA e di determinare meglio come domini proteici e mutazioni influenzino il riconoscimento e la risposta ai danni al DNA.Dopo aver visionato questo video, dovresti avere una buona comprensione di come utilizzare un microscopio confocale a scansione laser per indurre danni al DNA e monitorare il reclutamento delle proteine di riparazione del DNA. Non dimenticare che lavorare con laser e sostanze chimiche come il formaldeide può essere estremamente pericoloso e che precauzioni, come l'uso di dispositivi di protezione individuale, devono essere sempre adottate durante l'esecuzione di questa procedura.

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Analisi del DNA doppio filamento Break (DSB) di riparazione in cellule di mammifero

I laser sono spesso utilizzati in studi di risposta cellulare al danno del DNA. Tuttavia, essi generano lesioni la cui spaziatura, frequenza, e collisioni con forcine di replicazione sono raramente caratterizzati. Qui, descriviamo un approccio che consente la determinazione di questi parametri con laser localizzato legami crociati interstrand.

Singolo Analisi Molecola di laser localizzati psoraleni addotti

Microirradiation laser è uno strumento utile per gli studi della riparazione del DNA in cellule viventi. È indicato un approccio metodologico per l'utilizzo del laser UVA per indurre varie lesioni del DNA. Abbiamo ottimizzato un metodo per microirradiation locale che mantiene il normale ciclo cellulare; quindi, cellule irradiate procedono attraverso mitosi.

Avanzate tecniche di microscopia confocale per studiare le interazioni proteina-proteina e cinetica alle lesioni del DNA

L'obiettivo del presente protocollo è quello di descrivere come utilizzare laser microirradiation per indurre diversi tipi di danno del DNA, compreso le rotture del filo relativamente semplici e danno complesso, per studiare assieme di fattore DNA danni segnalazione e riparazione presso siti di danno in vivo .

Laser Microirradiation per lo Studio In Vivo delle risposte cellulari al danno al DNA semplici e complesse

Membrana cellulare ferendo tramite due fotoni laser è un metodo ampiamente usato per la valutazione della membrana risigillazione capacità e può essere applicato a più tipi di cellule. Qui, descriviamo un protocollo in vitro live-imaging per membrana menzionerà in disferlinopatia paziente cellule dopo ablazione laser del due-fotone.

Analisi di riparazione della membrana cellulare usando un microscopio a due fotoni Laser

Studiare la cinetica di riparazione danni del DNA richiede un sistema di indurre lesioni alle regioni definite sub-nucleare. Descriviamo un metodo per creare interruzioni di double-stranded localizzate utilizzando un microscopio confocale a scansione laser, dotato di un laser di 405 nm e forniscono procedure automatizzate per quantificare la dinamica di fattori di riparazione a queste lesioni.

Indagine di assunzione di proteine per lesioni del DNA utilizzando 405 Nm Laser Micro-irradiazione

Questo protocollo descrive un metodo non invasivo per identificare in modo efficiente le cellule in fase S per studi di microscopia a valle, come la misurazione del reclutamento di proteine di riparazione del DNA mediante microirraggiamento laser.

Microirraggiamento laser per studiare il reclutamento del DNA durante la fase S

Questo manoscritto fornisce un protocollo per l'analisi delle rotture del doppio filamento di DNA da microscopia di immunofluorescenza di γH2AX e 53BP1.

Microscopia di immunofluorescenza di γH2AX e 53BP1 per analizzare la formazione e la riparazione di rotture a doppio filamento del DNA

In Indonesia, la biopsia dei nodi sentinella (BNS) non viene eseguita regolarmente per la chirurgia del cancro al seno a causa della limitazione di fornire il tracciante radioisotopo e isosulfan o tincolo blu brevettato (PBD). Per superare questo ostacolo, abbiamo applicato 1% colorante blu di metilene (MBD) come un singolo agente per mappare i nodi sentinel (SN).

L'applicazione dell'1% di colorazione blu di metilene come singola tecnica nel cancro al seno Sentinel Node Biopsy

Riparazione di rotture a doppio filamento del DNA è un processo dinamico, che richiede non solo la formazione di complessi di riparazione presso le pause, ma anche la loro risoluzione dopo che la lesione è indirizzata. Qui, usiamo il microscopia di immunofluorescenza per interruzioni di double-stranded transitorie e di lunga durata come strumento per sezionare questo meccanismo di mantenimento del genoma.

Che caratterizzano i processi di riparazione del DNA alle rotture del DNA transitori e duraturo doppio filo da microscopia di immunofluorescenza

Impara la micro-irradiazione laser per studiare la riparazione del DNA nelle cellule di mammifero. Questa tecnica consente la visualizzazione in tempo reale del reclutamento delle proteine di riparazione ai siti di danno.

Applicazione di Micro-irradiazione del Laser per l'esame di Single e Double Strand Break Repair in cellule di mammifero

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