Name: In Vivo Valutazione dello sviluppo di callo di frattura durante la guarigione dellosso nei topi utilizzando un MRI-compatibile con osteosintesi per il femore di Mouse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Impara a valutare lo sviluppo del callo di frattura durante la guarigione ossea nei topi utilizzando la risonanza magnetica in vivo. Questo metodo standardizzato consente il monitoraggio in tempo reale della rigenerazione ossea.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ringraziamo Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele e Anne Subgang per il supporto tecnico eccellente. Ringraziamo anche la Fondazione di ricerca tedesca (CRC1149, INST40/499-1) e la Germania di AO Trauma Foundation per il finanziamento di questo studio.

tutti gli animali esperimenti rispettate norme internazionali per la cura e l'uso degli animali da laboratorio e sono stati approvati dalle autorità di regolamentazione regionale (n. 1250, Regierungspräsidium Tübingen, Germania). Tutti i topi sono stati mantenuti in gruppi di due-cinque animali per gabbia su una leggera 14-h 10-h scuro ritmo circadiano con acqua e cibo fornito ad libitum.
 1. preparazione del materiale chirurgico e trattamento preliminare dei topi materiale <ol><li>sterilizzare tutto chirurgica. Utilizzare una temperatura di sterilizzazione in autoclave di 120-135 ° C per 20-30 min di tempo di sterilizzazione.</li>
	<li>Acquisto C57BL/6 topi o topi da un altro ceppo che sono tra i 19-35 g di peso corporeo. Seguire la cura appropriata degli animali e protocolli sperimentali in conformità con le linee guida nazionali che è approvato dal ricercatore &#39; s istituzionale Animal Care e Comitato di uso. Consentire un minimo di periodo di acclimatazione di 7 giorni prima di iniziare la procedura.</li>
	<li>Fornire l'analgesia per tutti i topi tramite l'acqua potabile un giorno prima dell'intervento chirurgico fino al terzo giorno postoperatorio.</li>
</ol> 2. Procedura chirurgica e l'applicazione del fissatore esterno <ol><li>posto il mouse in un tubo precaricato con 5-7% di isoflurano e 60 mL/min di ossigeno. Dopo la perdita di riflessi posturali, rimuovere il mouse dal tubo di induzione dell'anestesia e mantenere l'anestesia tramite una maschera di inalazione fornendo ossigeno isoflurano e 60 mL/min 1-3%.
	<ol><li>Monitor la zampa di pattern e posteriori di respirazione riflesso durante l'anestesia. Assicurarsi che la frequenza respiratoria è circa 100 cicli/min e il riflesso della zampa posteriore è assente. 
		&#8203; Nota: la quantità di gas necessaria dipende da età, sesso, peso corporeo e ceppo del mouse.</li>
	</ol></li> <li>Prima della chirurgia, iniettare il mouse con una singola dose di antibiotici per via sottocutanea (Clindamicina, 45 mg/kg). Inoltre, per il mantenimento dell'equilibrio fluido fisiologico, iniettare il mouse con un deposito di fluida sottocutaneo di soluzione fisiologica 500 µ l (0,9% NaCl).</li>
	<li>Per prevenire corneale asciugatura, applicare unguento oculare agli occhi del mouse. Posizionare il mouse su una piastra riscaldante a 37 ° C durante l'anestesia e la procedura chirurgica per mantenere la fisiologica temperatura corpo.</li>
	<li>Rimuovere la pelliccia dalla destra dell'arto e strofinare l'area chirurgica con un disinfettante a base alcolica. Coprire la zampa destra posteriore con una piccola parte di un guanto sterile per evitare zone non sterili. Disinfettare l'arto posteriore destra tre volte. Posizionare un telino sterile sopra il mouse intero ad eccezione dell'area chirurgica.</li>
	<li>Incise la pelle circa 1 cm longitudinalmente lungo il lato anteriore del femore di destra con un bisturi. Separare con pinze e forbici micro senza mezzi termini il m. bicipite femorale e il m. lateralis vastus. Tagliare il lato di origine del tendine presso il trocantere del femore con una micro forbice per consentire il libero accesso alla parte anterolaterale dell'osso. Assicurarsi che il nervo sciatico è conservato.</li>
	<li>Posizionare il fixator esterno (rigidezza assiale di 3 N/mm, Figura 1 A) parallelamente al femore. Perforare i fori attraverso la corteccia con una punta da 0,45 mm e posizionare la ceramica perni di montaggio in pozzi trivellati manualmente. Iniziare con il perno più prossimale, seguita dal pin più distale e i due perni in mezzo.
	<ol><li>Assicurarsi che non ci sia nessuna tensione, compressione o sollecitazione di taglio sul fixator durante le operazioni di montaggio, altrimenti il divario di osteotomia raggiunto non sarà sufficiente a causa del rilassamento del fissatore.</li>
	</ol></li> <li>Umidificare l'osso con una piccola quantità di soluzione sterile di NaCl per evitare la disidratazione durante la procedura di sawing.</li>
	<li>Creare un osteotomy di 0,4 mm attraverso l'intero osso tra i due pin all'interno utilizzando una sega a filo gigli 0,4 mm. 
	Nota: Facoltativamente, una sega oscillante micro può essere utilizzata per creare l'osteotomia. Assicurarsi di evitare eventuali trucioli di metallo dalla sega nella zona di osteotomia.</li>
	<li>a filo il divario di osteotomia attentamente con 2 mL di soluzione sterile di NaCl per rimuovere frammenti ossei tra le due cortecce fratturate.</li>
	<li>Adattare i muscoli utilizzando una sutura continua con una sutura riassorbibile (Vedi Tabella materiali). Quindi adattare la pelle utilizzando interrotte suture non riassorbibili (Vedi Tabella materiali). Per evitare ferita mordere, non collocare la sutura sulla parte della ferita cranica. 
	Nota: Non usare la colla di pelle o clip poiché topi solitamente rimuoverlo dalla ferita che causa ulteriori danni alla pelle.</li>
	<li>Pulire l'area chirurgica con un disinfettante e posizionare il mouse nella sua gabbia. Monitor mouse e fornitura sufficiente calore (ad es. dalla luce infrarossa) fino a quando è completamente sveglio. monitorare il peso corporeo, assunzione di cibo e acqua dopo l'intervento chirurgico per Assicurarsi che l'animale non è nel dolore e afflizione. Fornire l'analgesia per tutti i topi tramite l'acqua potabile fino al terzo giorno postoperatorio. 
	Nota: Topi possono essere alloggiati in gruppi di fino a quattro animali.</li>
	<li>Monitorare il mouse &#39; attività s giorni 1-5 dopo la chirurgia. Durante quel tempo, il mouse dovrebbe sopportare il peso sull'arto operato. In caso contrario, il mouse dovrà essere esclusi da ulteriori analisi.</li>
</ol> 3. Procedura MRI e analisi di immagine <ol><li>prima del MRI scansione procedura, anestetizzare il mouse secondo il protocollo ai punti 2.1 e 2.3 e mantenere il tasso respiratorio circa 100 cicli/min inserire il fixator esterno presso la destra dell'arto posteriore della mouse con attenzione in un dispositivo di montaggio su misura ( Figura 1 B, C).
	<ol><li>Assicuratevi di evitare piegature o compressione del fissatore durante questo passaggio poiché questo potrebbe interferire con la guarigione della frattura. 
		Nota: Le esplorazioni di MRI possono essere condotta già nel 3 giorni dopo l'intervento, a seconda della cura degli animali e il protocollo sperimentale.</li>
	</ol></li> <li>Posizionare il mouse su una culla a temperatura controllata per introduzione nel dispositivo MRI. Collegare il dispositivo di montaggio rigidamente alla bobina testa di quattro elementi.</li>
	<li>Dati di MRI acquisire utilizzando un sistema di MRI dei piccoli animali ad alto campo dedicato operanti a 11,7 T. 
	&#8203; Nota: geometria di acquisizione dati il MRI è allineato con l'osso del femore, ortogonalmente alle viti.
	<ol><li>Acquisire dati applicando una protone-densità grasso-soppresse multi-slice TSE sequenza di (PD-TSE) utilizzando parametri di acquisizione: Eco/ripetizione tempo TE = 5,8 ms/TR = 2.500 ms, risoluzione Δr = 52 × 52 × 350 µm³, campo di vista (FOV) = ² di 20 × 20 e larghezza di banda Δω = 150 KHz.</li>
		<li>Nota: il tempo di acquisizione totale per 22 fette è 36 min.</li>
	</ol></li> <li>Aprire i dati acquisiti con software di analisi di immagine. Immettere la dimensione del voxel come 0.05 x 0.05 x 0,35 mm 3. Segmentare i vari tessuti nel callo di frattura (osso, cartilagine, tessuto fibroso/midollare) basati sulla loro intensità con soglia semi-automatica come segue.
	<ol><li>Clic il &#34; modifica nuova etichetta campo &#34;, fare clic &#34; aggiungere materiale &#34; e rinominare il materiale a &#34; callo &#34;. Distinguere la zona di callo dai tessuti circostanti basati sul segnale IPO-intenso dal periostio utilizzando il &#34; lazo &#34; strumento.</li>
		<li>Clic &#34; aggiungere al materiale &#34;. Fare clic &#34; aggiungere materiale &#34; e rinominare il materiale a &#34; cartilagine &#34;. La cartilagine del segmento utilizzando il &#34; soglia &#34; strumento e &#34; selezionare solo materiale corrente &#34; da &#34; callo &#34;. Fare clic su &#34; cartilagine &#34; e &#34; aggiungere al materiale &#34;. Ripetere la procedura con &#34; osso &#34; e &#34; del tessuto del midollo osseo/fibroso &#34;.</li>
	</ol></li> <li>Generare ricostruzioni 3D dei femori fratturati sulla base dei dati di segmentazione dei tessuti utilizzando software di analisi di immagine. Fare clic su &#34; superficie di generare &#34;, applicare &#34; nessuno &#34; per &#34; tipo di levigatura &#34; e fare clic su &#34; superficie vista &#34;. 
	Nota: Molto piccoli, iper-intense aree circostanti la enDS delle cortecce fratturate rischiano di essere artefatti a causa la transizione da ossuto al tessuto molle. Queste aree dovrebbero escludersi da ulteriori analisi. Hyper-intenso aree al centro la frattura callo durante la fase di endochondral della frattura che guarisce rappresentano tessuto cartilaginoso. Zone di IPO-intenso presso il callo di frattura distale dal gap osteotomia nella fase di ossificazione endochondral e zone con la stessa intensità in tutto il callo di frattura intero alle fasi di guarigione più tardi rappresentano tessuto di recente formazione di callo osseo. Anche se queste aree hanno un segnale IPO-intenso, l'intensità di segnale da osso maturo (corteccia) è ancora più basso. Dopo la soglia l'intensità del segnale per il tessuto osseo e tessuto cartilagineo nel callo di frattura, contrassegnare il tessuto restante come midollo osseo e del tessuto fibroso. Sono i valori per la segmentazione di tessuto: tessuto ossuto (tra cui corteccia matura, trabecular dell'osso ed il tessuto di callo osseo) è segmentato all'interno della gamma di 1-3.3 (intensità del segnale normalizzato alla corteccia matura), tessuto del midollo osseo/fibroso all'interno della gamma di 3.4-5.4, e tessuto cartilagineo callo all'interno della gamma di 5.5-6.2.</li>
	<li>Se necessario, ripetere la scansione MRI longitudinalmente durante il processo di guarigione di frattura. Per monitorare lo sviluppo del callo cartilagineo, scansione i topi nei giorni 10, 14 e 21 dopo chirurgia. 
	Nota: I punti di tempo possono dipendere dalla cura degli animali e il protocollo sperimentale.</li>
</ol>

<ol><li>Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing+under+healthy+and+inflammatory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing under healthy and inflammatory conditions.</a> Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).</li>
<li>Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cell+and+molecular+biology+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">The cell and molecular biology of fracture healing.</a> Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).</li>
<li>Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing%3A+mechanisms+and+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing: mechanisms and interventions.</a> Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).</li>
<li>Augat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+tissue+properties+in+bone+healing%3A+influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap.</a> J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).</li>
<li>Claes, L. E., Heigele, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnitudes+of+local+stress+and+strain+along+bony+surfaces+predict+the+course+and+type+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing.</a> J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).</li>
<li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).</li>
<li>Hu, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cartilage+to+bone+transformation+during+fracture+healing+is+coordinated+by+the+invading+vasculature+and+induction+of+the+core+pluripotency+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes.</a> Development. 144 (2), 221-234 (2017).</li>
<li>Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+perspectives+of+delayed+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Biological perspectives of delayed fracture healing.</a> Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).</li>
<li>Meyer, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age+and+ovariectomy+impair+both+the+normalization+of+mechanical+properties+and+the+accretion+of+mineral+by+the+fracture+callus+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats.</a> J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).</li>
<li>Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+osteoporosis+in+femoral+fracture+healing+time%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time.</a> Injury. 40 (6), 663-668 (2009).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s40610-016-0037-3">Mouse Models in Bone Fracture Healing Research.</a> Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation%3A+a+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+the+study+of+articular+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Rodent models for the study of articular fracture healing.</a> J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).</li>
<li>Taha, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+the+efficacy+of+MRI+for+detection+of+changes+in+bone+morphology+in+a+mouse+model+of+bone+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson+Imaging%22%5BJournal%5D)">Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury.</a> J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+high-resolution+In+Vivo+MRI+for+longitudinal+analysis+of+endochondral+fracture+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice.</a> PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).</li>
<li>Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+infiltration+into+the+rat+knee+detected+by+MRI+in+a+model+of+antigen-induced+arthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis.</a> Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).</li>
<li>Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preferential+macrophage+recruitment+and+polarization+in+LPS-induced+animal+model+for+COPD%3A+noninvasive+tracking+using+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI.</a> PLoS One. 9 (3), 90829(2014).</li>
<li>Rolle, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ImmunoPET%2FMR+imaging+allows+specific+detection+of+Aspergillus+fumigatus+lung+infection+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).</li>
<li>Niemeyer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+tracking+of+human+haemopoietic+CD34%28%2B%29+stem+cells+in+vivo+in+immunodeficient+mice+by+using+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging.</a> Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).</li>
</ol>

L'autore Romano Matthys è un dipendente della RISystem AG Davos, Svizzera che produce la protesi e impianti specifici strumenti utilizzati in questo articolo. Tutti gli altri autori non hanno concorrenti finanziari interessi.

Le modifiche e la risoluzione dei problemi:
L'obiettivo principale di questo studio era di descrivere un protocollo per l'utilizzo di un fixator esterno di MRI compatibili per osteotomia di femore nel topo con la possibilità di monitorare lo sviluppo del tessuto di callo longitudinalmente durante il processo di guarigione di frattura endochondral. La progettazione di un dispositivo di montaggio su misura per l'inserimento del fissatore esterno assicurato una posizione standard...

Guarigione della frattura secondaria è la forma più comune di guarigione ossea. È un processo complesso che imita gli aspetti specifici di ontogenic endochondral ossificazione1,2,3. L'ematoma di frattura precoce consiste principalmente di cellule immunitarie, granulazione e tessuto fibroso. Tensione dell'ossigeno basso e alti biomeccanici ceppi ostacolano la differenziazione degli osteoblasti allo spacco frattura, ma promuovono la differenziazione delle cellule progenitrici nei chondrocytes4,5,6. Queste cellule iniziano a proliferare il sito della lesione per formare una matrice cartilaginosa fornendo stabilità iniziale dell'osso fratturato. Durante la maturazione del callo, condrociti diventati ipertrofici, subiscono gli apoptosi, o trans-differenziarsi in osteoblasti. Neovascolarizzazione presso la zona di transizione della cartilagine-osso fornisce i livelli elevati dell'ossigeno, consentendo la formazione di tessuto osseo7. Dopo ossuta colmare il divario di frattura, è aumentata la stabilità biomeccanica e osteoclastica rimodellamento del callo di frattura esterna si verifica per aumento osseo fisiologico contorno e struttura3. Di conseguenza, la quantità di tessuto fibroso, cartilagineo e osseo nel callo di frattura forniscono informazioni importanti sul processo di guarigione dell'osso. Disturbato o ritardata guarigione diventa visibile da alterazioni dello sviluppo del tessuto di callo sia in esseri umani e topi8,9,10,11. Tecniche disponibili in vivo longitudinalmente monitorare lo sviluppo del tessuto di callo in preclinico frattura che guarisce gli studi utilizzando piccoli animali includono radiografia digitale e µCT12,13di imaging. Tuttavia, entrambe le tecniche sono solo in grado di discriminare tra tessuto mineralizzato e non mineralizzato. Al contrario, MRI fornisce tessuti molli eccellente contrasto e potrebbe quindi essere in grado di identificare il tessuto molle e cartilagine nel callo di frattura.
Il lavoro precedente ha mostrato risultati promettenti per post mortem MRI in topi con fratture articolari MRI14 ed in vivo in topi durante la guarigione del difetto osseo intramembranous15. Tuttavia, entrambi gli studi anche dichiarato contrasto di tessuto e risoluzione spaziale limitato. Precedentemente abbiamo dimostrato la fattibilità di MRI ad alta definizione in vivo per la valutazione longitudinale della formazione del callo molle durante la frattura endochondral murino guarigione16. Qui, segnaliamo il protocollo per l'utilizzo di un fixator esterno di MRI compatibili per osteotomia di femore in topi al fine di monitorare lo sviluppo del tessuto di callo longitudinalmente durante la frattura endochondral processo di guarigione. La progettazione di un dispositivo di montaggio su misura per l'inserimento del fissatore esterno assicurato una posizione standardizzata durante le scansioni ripetute.

<table><tbody><tr><td>Tubo per anestesia</td><td>FMI, Seeheim, Germania</td><td>ZUA-82-ANA-TUB-Mouse</td><td></td></tr><tr><td>Macchina per anestesia&nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Germania</td><td>ZUA-82-GME-MA</td><td></td></tr><tr><td>Pinza per arteria</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BH104R</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Systec, Wettenberg, Germania</td><td>DX-150</td><td></td></tr><tr><td>Imballaggio per autoclave</td><td>Stericlin, Feuchtwangen, Germania</td><td>2301-04/06/10/12/16</td><td></td></tr><tr><td>Avizo software</td><td>FEI, Burlington, USA-Versione</td><td></td> <td>8.0.1</td></tr><tr><td>BioSpec 117/16 sistema di risonanza magnetica</td><td>Bruker Biospin, Ettlingen, Germania</td><td>117/16</td><td></td></tr><tr><td>Morsetto Bulldog&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BH 021R</td><td></td></tr><tr><td>Bisturi in acciaio al carbonio n. 11/15</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BA211/215</td><td></td></tr><tr><td>Perno di montaggio in ceramica 0,45 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Svizzera</td><td>HS691490</td><td></td></tr><tr><td>Clindamicina (300 mg / 2ml)</td><td>Ratiopharm, Ulm,</td> <td>Germania-Pinze</td><td></td></tr> <tr><td>per medicazione 115 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BD210R</td><td></td></tr><tr><td>Pinza per medicazione 130 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BD025R</td><td></td></tr><tr><td>Punta da trapano rivestita 0,45 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Svizzera</td><td>HS820420</td><td></td></tr><tr><td>Porta aghi Durogrip 125 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>Foliodrape&nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Germania</td><td>2513026</td><td></td></tr><tr><td>Frekaderm</td><td>Fresenius, Bad Homburg, Germania</td><td>4928211</td><td></td></tr><tr><td>sega Gigli 0,44 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Svizzera</td><td>RIS.590.110.25</td><td></td></tr><tr><td>Trapano a mano</td><td>RISystem, Davos, Svizzera</td><td>RIS.390.130-01</td><td></td></tr><tr><td>Piastra riscaldante&nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Germania</td><td>Guanti IOW-3704</td><td></td></tr><tr><td>Hygonorm</td><td>Hygi, Telgte, Germania</td><td>2706</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbot, Londra, Regno Unito</td><td>Forene</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinze 155 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BD343R</td><td></td></tr><tr><td>Micro forbici 120 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>FD013R</td><td></td></tr><tr><td>Mouse FixEx L 0,7 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Svizzera</td><td>RIS.611.300-10</td><td></td></tr><tr><td>Custodia per aghi per trapani&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BL911R</td><td></td></tr><tr><td>Porta aghi</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BB078R</td><td></td></tr><tr><td>Octenisept</td><td>Sch&uuml; lke, Norderstedt, Germania</td><td>121403</td><td></td></tr><tr><td>software Osirix</td><td>Pixmeo SARL, Bernex,</td> <td>Svizzera-Versione</td> <td>4.0</td></tr><tr><td>Ossigeno, grado medico</td><td>MTI, Ulm,</td> <td>Germania-Resolon</td><td></td></tr> <tr><td>5/0</td><td>Resorba, N&uuml; rnberg, Germania</td><td>88143</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina 0,9%</td><td>Braun, Melsungen, Germania</td><td>3570350</td><td></td></tr><tr><td>Manico bisturi 125 mm</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BB073R</td><td></td></tr><tr><td>Forbici 150 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BC006R</td><td></td></tr><tr><td>Sigillante per imballaggio in autoclave&nbsp;</td><td>Hawo GmbH, Obrigheim, Germania</td><td>HM500</td><td></td></tr><tr><td>Sterican 27 G&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Germania</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Lame chirurgiche sterili n. 11/15&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>BB511/515</td><td></td></tr><tr><td>Guanti chirurgici&nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Germania</td><td>Peha-micron 9425712</td><td></td></tr><tr><td>Lampada chirurgica</td><td>Maquet SA, Ardon, Francia</td><td>Linea blu 80</td><td></td></tr><tr><td>siringhe 5 ml&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Germania</td><td>Injekt 4606051V</td><td></td></tr><tr><td>Pinze per tessuti 80 mm</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germania</td><td>OC091R</td><td></td></tr><tr><td>Tramadolo 25 mg/l</td><td>Gr&uuml; nenthal, Aquisgrana, Germania</td><td>100mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Vasofix Sicurezza&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Germania</td><td>4268113S-01</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 5-0&nbsp;</td><td>Ethicon, Norderstedt, Germania</td><td>V30371</td><td></td></tr><tr><td>Unguento per gli occhi Visdisic&nbsp;</td><td>Bausch & Lomb, Berlino, Germania</td><td>3099559</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo valutazione dello sviluppo di callo di frattura durante la guarigione dell'osso nei topi utilizzando un mri-compatibile con osteosintesi per il femore di mouse

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Guarigione di frattura endochondral è un processo complesso che coinvolge lo sviluppo del tessuto fibroso, cartilagineo e osseo nel callo di frattura. La quantità dei diversi tessuti nel callo fornisce importanti indicazioni riguardanti la frattura che guarisce il progresso. Tecniche disponibili in vivo longitudinalmente monitorare lo sviluppo del tessuto di callo negli studi preclinici di guarigione di frattura utilizzando piccoli animali includono radiografia digitale e formazione immagine di µCT. Tuttavia, entrambe le tecniche sono solo in grado di distinguere tra tessuto mineralizzato e non mineralizzato. Di conseguenza, è Impossibile discriminare cartilagine da tessuto fibroso. Al contrario, la formazione immagine a risonanza magnetica (MRI) Visualizza le strutture anatomiche in base al loro contenuto di acqua e potrebbe quindi essere in grado di identificare in modo non invasivo molli e cartilagine nel callo di frattura. Qui, segnaliamo l'uso di un fixator esterno di MRI-compatibile per il femore del mouse per consentire le esplorazioni di MRI durante la rigenerazione dell'osso in topi. Gli esperimenti hanno dimostrato che il fissatore e un dispositivo di montaggio su misura consentono ripetitive le esplorazioni di MRI, consentendo in tal modo l'analisi longitudinale di sviluppo del tessuto di callo di frattura.

In primo luogo, il successo della procedura chirurgica può essere confermato dall'analisi delle scansioni MRI (Vedi esempio nella Figura 2). Tutti i quattro perni devono essere posizionati al centro del pozzo femorale. La dimensione del gap osteotomia deve essere compresa tra 0,3-0,5 mm. Se la dimensione del gap osteotomia varia notevolmente da questi valori, il mouse deve essere escluso da ulteriori analisi.
<p class="jove_content" fo:keep-together.withi...

La valutazione dello sviluppo del tessuto nel callo di frattura durante endochondral guarigione ossea è essenziale monitorare il processo di guarigione. Qui, segnaliamo l'uso di una risonanza magnetica (RM)-fixator esterno compatibile per il femore del mouse per consentire MRI scansioni durante la rigenerazione ossea nei topi.

In Vivo Valutazione dello sviluppo di callo di frattura durante la guarigione dell'osso nei topi utilizzando un MRI-compatibile con osteosintesi per il femore di Mouse

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

L'obiettivo generale di questa tecnica è quello di utilizzare l'imaging a risonanza magnetica, o MRI, per la valutazione longitudinale dello sviluppo del callo di frattura murina durante la guarigione ossea. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo della guarigione ossea, come ad esempio come si sviluppano i calli di frattura nel tempo in diversi modelli murini. I principali vantaggi di questa tecnica sono che lo sviluppo del callo di frattura può essere monitorato in vivo in tempo reale e che il fissatore esterno applicato fornisce un modello di guarigione della frattura altamente standardizzato.A dimostrare la procedura di risonanza magnetica sarà Anne Subgang, un tecnico della struttura Small Animal Imaging Core. Prima di iniziare la procedura, confermare il livello appropriato di sedazione in caso di mancata risposta al pizzicamento delle dita dei piedi e iniettare nel topo per via sottocutanea una singola dose di antibiotici in un deposito di liquidi di due volte 250 microlitri di cloruro di sodio allo 0,9%. Applicare un unguento sugli occhi dell'animale e posizionare il mouse su un termoforo a 37 gradi Celsius.Rimuovere il pelo dall'arto posteriore de

in-vivo-evaluation-fracture-callus-development-during-bone-healing

Research

Ricerca

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Questo articolo descrive un metodo per stabilizzare fratture delle ossa lunghe che si basa sull'applicazione di modificati Ilizarov fissatori...

Creare fratture rigidamente stabilizzati per la Valutazione ossificazione intramembranosa, osteogenesi per distrazione, o guarigione di difetti critici Sized

La misurazione quantitativa della funzione progenitrici del midollo in guarigione della frattura richiede una tecnologia di imaging seriale ad alta risoluzione. Qui, sono ottenute utilizzando protocolli per microscopia intravitale e inseguimento osteo-lineage sequenzialmente immagine e quantificare la migrazione, la proliferazione e la differenziazione delle cellule staminali endogene osteogenico / progenitrici nel processo di riparazione di fratture ossee.

Sequenziale<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging di osteogeniche cellule staminali / progenitrici durante la frattura di riparazione

Combinato imaging ottico e μCT in un modello murino di infezione impianto ortopedico, utilizzando un ceppo ingegnerizzato bioluminescente di Staphylococcus aureus, purché la capacità di monitorare in maniera non invasiva e longitudinalmente la dinamica della infezione batterica, così come la risposta infiammatoria corrispondente e cambiamenti anatomici nel osso.

Combinato<em&gt; In vivo</em&gt; Optical e μCT Imaging Monitor per infezione, infiammazione, e Bone Anatomy in una infezione ortopedica impianto in topi

I modelli animali sono spesso impiegati per imitare gravi lesioni ossee nella ricerca biomedica. A causa delle loro piccole dimensioni, l'insediamento di lesioni ossee stabilizzate nei topi è al di là delle capacità della maggior parte dei gruppi di ricerca. In questo articolo, descriviamo un metodo semplice per stabilire e analizzare i difetti femorali sperimentali nei topi.

Un semplice Critical dimensioni femorale Difetto Modello in Mice

Sebbene i modelli murini siano strumenti inestimabili per l'ingegneria del tessuto osseo, i modelli di difetti delle ossa lunghe sono scarsi. Questa necessità ha motivato lo sviluppo del presente protocollo che utilizza una piastra di bloccaggio con quattro viti e una maschera dedicata per eseguire e stabilizzare un difetto riproducibile, femorale, di dimensioni critiche con bassa morbilità.

Istituzione di un segmentale femorale critico-size difetto del modello in topi stabilizzati da osteosintesi Piastra

Questo protocollo descrive una tecnica di osteosintesi che utilizza un chiodo di bloccaggio intramidollare per la fissazione standardizzata delle osteotomie del femore, che può essere utilizzato per analizzare la guarigione ossea normale e difettosa nei topi.

Un chiodo endomidollare di bloccaggio per standardizzata Fissazione del femore osteotomie per analizzare normale e difettoso guarigione ossea nei topi

Questo protocollo descrive una tecnica di osteosintesi mininvasiva utilizzando una vite intramidollare per standardizzato stabilizzazione delle fratture di femore, che può essere usato per analizzare endocondrale ossa guarigione nei topi.

Un modello come minimo dilagante per analizzare Endochondral frattura la guarigione nei topi in condizioni standardizzate di biomeccaniche

Il modello murino di frattura femorale chiusa è una potente piattaforma per studiare la frattura che guarisce e nuove strategie terapeutiche per accelerare la rigenerazione dell'osso. L'obiettivo del presente protocollo chirurgico è quello di generare fratture femorali chiuse unilaterale nei topi utilizzando un asta intramidollare in acciaio per stabilizzare il femore.

La generazione delle fratture chiuse femorale in topi: un modello per studiare la guarigione ossea

Questo protocollo descrive un metodo per eseguire fratture su topi adulti e monitorare il processo di guarigione.

Frattura trasversale del femore del topo con perno stabilizzante

La microtomografia computerizzata (μCT) è uno strumento di imaging non distruttivo che è fondamentale per valutare la struttura ossea negli studi preclinici, tuttavia c'è una mancanza di consenso sulle procedure μCT per l'analisi del callo di guarigione ossea. Questo studio fornisce un protocollo μCT passo-passo che consente il monitoraggio della guarigione delle fratture.

Valutazione della guarigione delle fratture ossee mediante tomografia microcomputerizzata

Questo protocollo descrive una procedura chirurgica per l'instaurazione di una frattura diafisaria nel femore dei topi, che viene stabilizzata con un filo intramidollare, per studi di guarigione delle fratture.

Stabilire un modello di frattura del femore diafisario nei topi

Impara a valutare lo sviluppo del callo di frattura durante la guarigione ossea nei topi utilizzando la risonanza magnetica in vivo. Questo metodo standardizzato consente il monitoraggio in tempo reale della rigenerazione ossea.

In Vivo Valutazione dello sviluppo di callo di frattura durante la guarigione dellosso nei topi utilizzando un MRI-compatibile con osteosintesi per il femore di Mouse (Video) | JoVE Journal

In Vivo Valutazione dello sviluppo di callo di frattura durante la guarigione dell'osso nei topi utilizzando un MRI-compatibile con osteosintesi per il femore di Mouse

Esplora altri video