Name: Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 28 s
Description: Impara a misurare la composizione corporea e i parametri metabolici nei topi con diete ad alto contenuto di grassi. Questo metodo non invasivo consente valutazioni ripetute per studiare l'obesità e i disturbi metabolici.

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Ringraziamo il personale dalla ricerca medica Alfred e team formazione Precinct Animal Services (AS AMREP) per la loro assistenza e cura i topi utilizzati in questo studio e per il sostegno del regime di supporto dell'infrastruttura operativa dello stato vittoriano Governo.

Tutti gli esperimenti descritti sono stati approvati da Alfred medica ricerca formazione Precinct animale comitato etico (AMREP AEC) e topi sono stati forniti assistenza umana in linea con il National Health and Medical Research Consiglio (NHMRC) delle linee guida Australia su Sperimentazione animale. Gli animali sono stati somministrati loro prescritto dieta e acqua ad libitum e ospitato in un ambiente a temperatura controllata (~ 21-22 ° C) con una luce di 12 h e 12 h-scuro ciclo. Sette settimane vecchio topo maschio (su uno sfondo di C57Bl/6J) sono stati alimentati la dieta cibo normale regolare (energia contenuto 14,3 MJ/kg, che consiste del 76% di kJ da carboidrati, 5% di grassi, proteine 19%; Vedi tabella materiali) o per il gruppo di alimentazione grasso elevato, un alto contenuto di grassi dieta (HFD) ( energia contenuto 19 MJ/kg, composta da 36% di kJ da carboidrati, grasso 43%, 21% di proteine, specialità feed) per 3 settimane. Peso corporeo e misure della composizione corporea tramite una macchina di EchoMRI sono state fatte settimanalmente durante l'analisi di monitoraggio metabolico ha avuto luogo in un vongole dopo 3 settimane della dieta.
1. corpo composizione Analyzer procedura
Nota: Per funzionare in modo ottimale, il EchoMRI 4-in-1 utilizzato in questo protocollo devono essere contenuti all'interno di una stanza dove la temperatura dell'aria è stabile e non fluttua. Idealmente questo dovrebbe essere costantemente monitorato. Lo spostamento della macchina e interruzioni di alimentazione dovrebbe anche essere evitato se possibile. Se l'alimentazione è stata interrotta e deve essere riavviato il sistema, consentire almeno 2-3 h per la macchina per riscaldarsi prima di utilizzarlo nuovamente. Prima di iniziare, assicurarsi che si sono indossando corretti dispositivi di protezione individuale.
<ol><li>Prima di analizzare i topi, è possibile eseguire un test di sistema sul corpo macchina di analizzatore di composizione. Questo comporta l'uso di uno standard di calibrazione (denominato un campione di prova sistema olio canola (costi)) per testare la precisione dello strumento e garantire che c' non è stata nessuna deriva nella relativa esattezza.<ol>
<li>Aprire il software di sistema, quindi fare clic sul pulsante di barra degli strumenti di Test di sistema o premendo "Alt + Y" contemporaneamente.</li>
		<li>Prima di effettuata il test di sistema dal computer, attendere un promemoria verificare che i costi corretti (in questo caso i costi specifici del mouse) è stato inserito all'interno del portale del sistema ( Figura 1). Una volta confermato che questo è davvero il caso, accettare per procedere con la prova, che avrà pochi minuti per completare.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Una volta ha superato il test di sistema, proseguire con la scansione.<ol>
<li>Se il test di sistema fallisce, ripetere il test di sistema.</li>
		<li>Se la macchina continua a essere fuori portata (che indica che una deviazione si è verificato), calibrazione può essere necessario rettificare la situazione. Completare questo seguendo le istruzioni o come descritto nel manuale dell'utente fornito al momento dell'acquisto. Se il problema persiste, controllare il manuale3 o segnalare il problema al team di supporto del produttore e cercare ulteriori istruzioni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare i topi in un piccolo animale portacampioni (lungo cilindro) per tenerli contenuti mentre si è in macchina. A tale scopo, posizionare orizzontalmente il titolare, sollevare il mouse e inserirlo in primo luogo l'apertura della testa del cilindro. Lentamente e con attenzione portare il titolare in posizione verticale in modo che il mouse si trova nella parte inferiore del cilindro e pronto per l'analisi.</li>
	<li>Una volta all'interno il titolare, è possibile inserire un delimitatore per limitare il movimento del mouse durante il periodo di misura. In alcune circostanze, con topi estremamente attivi, può essere necessario tenere il delimitatore in luogo con la punta delle dita. Nota: Acquisire i topi con posizionamento in portacampioni prima della loro analisi iniziale per ridurre lo stress. L'uso di un portacampioni animali colorati rosso può anche ridurre la potenziale risposta allo stress, come i topi si sentono che sono nel buio.</li>
	<li>All'interno del software, selezionare una cartella (cartella sulla barra degli strumenti) per salvare i dati e creare un nome di file.</li>
	<li>Se necessario, è possibile ridurre la quantità di rumore casuale nelle misurazioni grasse e magre aumentando il numero delle accumulazioni di primarie della scansione. Una volta avviato il software, le accumulazioni primarie è impostata su un valore predefinito consigliato per uso generale quotidiano; Se non c'è un motivo specifico per modificare questi parametri, le impostazioni predefinite verranno darà il necessario livello di precisione per gli utenti.</li>
	<li>Se non siete interessati nell'ottenere i dati per acqua libera e totale, spegnere la fase acqua selezionando la scheda per dire di no. In questo modo verrà ridurre significativamente la durata della scansione e migliorare la velocità effettiva.</li>
	<li>Avviare la scansione selezionando "start scan" o premendo F5 sulla tastiera. Inserire tutti i dati pertinenti circa l'animale (ad es., animal ID, massa corporea, ecc.) e premere "ok" o F5 per iniziare la scansione, che avrà circa 1 min.</li>
	<li>Dopo i dati sono stati ottenuti, rimuovere il supporto animale contenente il mouse dalla macchina e posto sul retro degli animali nella sua gabbia. Una volta che tutti gli animali sono stati analizzati, esportare i dati per ulteriori analisi e confronto.</li>
	<li>Prima e dopo l'uso, pulire accuratamente i possessori degli animali secondo le istruzioni del produttore. Come questi supporti sono costruiti da plastica acrilica, alcol isopropilico e alcool etilico dovrebbe essere evitati poichè possono causare screpolature dei titolari e/o rapido deterioramento del titolare, aumentando così la probabilità di rottura. Invece, utilizzare acqua calda per lavastoviglie soluzione oppure, se ulteriore disinfettante è necessario, utilizzare F10 (a una diluizione di 1: 125) o altri spray disinfettante o pulizia (Vedi Tabella materiali) e poi pulire.</li>
</ol>2. metabolico animale monitoraggio Procedure di sistema
Nota: Il sistema richiede ~ 2 h per riscaldare e stabilizzare. Se la macchina è stata spenta, esso deve essere acceso per consentire la cella di ossido di zirconio essere riscaldata a 725 ° C. Inoltre abbiamo posto generalmente topi nell'analizzatore di composizione corporea un giorno prima di entrare l'animale sistema di monitoraggio per evitare eventuali problemi con lo sforzo del fermo.
<ol><li>Verificare il computer collegato al sistema di monitoraggio degli animali è acceso e aprire il programma di controllo. Selezionare l'opzione "Oxymax Utility" dal menu dello strumento per avviare le pompe.</li>
	<li>Riempire bottiglie d'acqua con acqua appropriato, pesare e controllare la salute dei topi e organizzare il cibo. Se nel sistema di misura l'assunzione di cibo, considera spolverizzare il cibo. Riempire le tramogge di cibo premendo il cibo di piattaforma e punta a molla nella tramoggia. Assicurarsi che la tramoggia di cibo e una bottiglia d'acqua siano completamente pieno per garantire che non c'è abbastanza cibo e acqua per durare il tempo sperimentale assegnato.</li>
	<li>Controllare lo stato di drierite/essiccante; Se si utilizza un indicatore di colore, dovrebbe essere blu e quindi asciugare, ma se è rosa/viola, ha avuto la capacità di assorbimento dell'umidità significativo e dovrebbe essere sostituito o rabboccato.</li>
	<li>Controllare la condizione della trappola di ammoniaca e calce sodata e sostituire se necessario. Se la trappola di ammoniaca è collegata due alla volta, quando la seconda trappola Mostra segni di un cambiamento di colore, sostituire il primo. Un aumento nell'offset CO2 può anche significare la necessità di sostituire la calce sodata. Nota: Essiccante può essere asciugato in forno e riutilizzato, tuttavia noi seguire le raccomandazioni del produttore del sistema per utilizzare fresco ogni volta.</li>
	<li>Assemblare gli alloggiamenti. A tale scopo, posizionare la tramoggia di cibo sulla bilancia, quindi posizionare la camera in cima con la piattaforma perforata che diventa il pavimento della camera inserita. Attentamente posizionare il mouse nella camera e fissare il coperchio del sistema con la parte anteriore e clip di nuovo e fissare prima posizionando la bottiglia di acqua e di fissaggio. Come misura precauzionale, ricontrollare tutti i coperchi di camera, topi e acqua (Figura 2A-D). Nota: A seconda delle dimensioni dei topi in esame, può essere necessario regolare l'altezza degli spazi sopra la tramoggia di cibo in modo che i topi hanno accesso al cibo, ma non abbastanza spazio che dormono direttamente sopra l'alimentatore.</li>
	<li>Come è consigliabile che i sensori di gas essere calibrato prima di ogni esperimento, calibrare il sistema.<ol>
<li>Utilizzare un gas di composizione nota (0,5% CO2, 20,5% O2, equilibrio dell'azoto). Collegare il serbatoio del gas di calibrazione al sistema tramite un regolatore e tubo flessibile. Accendere e assicurare la pressione di uscita del serbatoio è la lettura di 5-10 psi. Nota: Alcuni sistemi avrà un secondo serbatoio, tubo e regolatore per l'uso di azoto puro come un gas "offset". Il sistema che operiamo invece utilizza la calce sodata per generare aria libera di CO2 .</li>
		<li>Seguire le procedure per calibrare sia O2 e sensori di CO2 . Selezionare "calibrazione" dal menu strumenti e calibrare in modo sequenziale CO2e O2 . Prima di calibrare garantire quel campione 1) e flussi di riferimento sono 0,400 LPM, 2) la temperatura del sensore2 O di Zirconia è 725 ° C (± 1 ° C), 3) il campione e riferimento più secca e pompe ad aria sono su, e 4) il gas di calibrazione è collegato e acceso.</li>
		<li>Se necessario, effettuare la calibrazione del sensore di O2 , regolare leggermente il controllo offset sulla parte anteriore del sensore ossigeno zirconio per ottenere un valore di rapporto di2 O di 1.0000 (± 0.0002). Questo è per assicurarsi che sia entro limiti accettabili (evidenziati in carattere verde sul display software sullo schermo del computer).</li>
		<li>Dopo il successo di O2 e calibrazione del sensore di CO2 , disattivare la bombola del gas di calibrazione e staccare il tubo dal regolatore. Dopo la calibrazione, O2 per aria di riferimento (atmosferica) dovrebbe leggere 20,92 (± 00.02). Se la calibrazione è fuori tolleranza, ripetere e fare riferimento alla risoluzione dei problemi guide dal produttore. In caso contrario, contattare il produttore per ulteriori istruzioni.</li>
	</ol></li>
	<li>Procedere con set-up sperimentale. Selezionare "Apri file sperimentale" nel menu di esperimento. Selezionare il modello appropriato (ad esempio, il mouse). Sotto "setup" nel menu di esperimento definire i parametri dell'esperimento che deve essere registrato (per esempio, mouse ID, peso, gruppo, ecc.) de-selezionare qualsiasi chambers non è in uso e selezionare il percorso per l'esperimento deve essere salvato.</li>
	<li>Assicurare le scale hanno state tarate se misurando l'ingestione di cibo e avviare l'acquisizione dei dati selezionando l'opzione "Esegui" nel menu di esperimento. Dati vengono acquisiti per le durate differenti a seconda del fenotipo, le linee guida istituzionali su isolamento degli animali e l'utilizzo del sistema. Nota: Nelle nostre mani, l'esperimento viene ordinariamente eseguito per 48 h, con le prime 24 ore utilizzata come acclimatazione per il nuovo ambiente e la seconda 24h utilizzato per l'analisi dei dati. Il periodo di raccolta di dati si basa su quanto tempo lo sperimentatore vuole mantenere loro topi singolarmente ospitato e dipende l'approvazione etica animale. In alternativa, qualora esistano disposizioni, topi possono essere acclimatati nelle camere prima di essere messi nel sistema e collegati. Ogni camera è misurato circa una volta ogni 13 min quando è in uso un sistema di 12 camera.</li>
	<li>Controllare regolarmente e monitorare i risultati ottenuti mentre i topi sono nel sistema per garantire il benessere degli animali e che vengono raccolti dati appropriato. Qualsiasi problema può essere in grado di essere identificati in questa fase e rettificato. Verifica su ogni mouse ogni mattina e la sera quando sono nel sistema.</li>
	<li>Controllare la scheda metabolica nella parte superiore della pagina del file di dati per i dati raccolti in tempo reale per ogni mouse per quanto riguarda le spese di consumo, RER e l'energia di ossigeno. Nel frattempo, le interruzioni del fascio e dati sui consumi alimentari può essere individuati nelle schede attività e alimentazione, rispettivamente. Verificare che il "O2 In" sta leggendo intorno 20.90-20,94, la "CO2 In" è intorno a 0,040 - 0,050, la RER è compreso tra 0,7 e 1, e la portata è costante a 0,5 - 0,6 L/min.</li>
	<li>A intervalli regolari, verifica che i topi hanno accesso a cibo e acqua e che stanno consumando ciascuno. Assicurarsi che essi non stanno dimostrando tutti i segni di afflizione come scavare la pavimentazione forata. Inoltre, monitorare i risultati che vengono visualizzati.</li>
	<li>Al completamento del tempo allocato sperimentale, selezionare "stop" dal menu di esperimento ed esportare i risultati (come file CSV, File > Esporta > generare soggetto CSV) per l'analisi.</li>
	<li>Controllare la salute dei topi, pesare e quindi tornare alla loro casa gabbie.<ol>
<li>Topi può essere ostile verso a vicenda dopo la separazione, quindi monitorare una volta che essi sono alloggiati insieme nuovamente.</li>
		<li>Smontare le gabbie, togliere gli alimenti in eccesso dalle tramogge e suggerimento qualsiasi feci, urina e cibo dalle gabbie. Immergere le bottiglie e sippers in soluzione diluita di T-bac, immergere e pulire gli altri componenti nella soluzione di candeggina diluita. Risciacquare con acqua pulita e lasciare all'aria secca.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcolare i parametri metabolici con il software. Il software utilizza un numero di equazioni per fornire i dati finali di uscita4. Per il calcolo della produzione di consumo e l'anidride carbonica dell'ossigeno: consumo di ossigeno: VO2 (LPM)= VioO2i - VoO2o; Produzione di anidride carbonica: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VhoCO2i Dove: Vi = il tasso di ventilazione ingresso (LPM), Vo = il tasso di ventilazione di uscita (LPM), O2i = la concentrazione di2 O all'ingresso, O2o = la concentrazione di2 O uscita, CO2i = CO2 concentrazione in ingresso, CO2o = la concentrazione di CO2 all'uscita. Per il calcolo della RER: RER = VCO2 / VO2. Si noti che non è stato misurato l'ossidazione della proteina e quindi la RER non era adeguato per questo. Per il calcolo del dispendio energetico: dispendio energetico: CV = 3.815 + 1.232* RER Calore (Kcal/h)) = CV * VO2. Dove: CV è il potere calorifico (il rapporto tra il calore e il volume del consumo di ossigeno). Questo è derivato da "The elementi della scienza della nutrizione" definita la tabella di Lusk, composta da Graham Lusk.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li>
<li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21152249">Calibration and validation of EchoMRI whole body composition analysis based on chemical analysis of piglets, in comparison with the same for DXA.</a> Int J Body Compos Res. 8 (1), 17-29 (2010).</li>
<li>EchoMRI. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Software+User+Manual%3A+Whole+body+composition+analyzer%22">Software User Manual: Whole body composition analyzer</a>. , (2016).</li>
<li>Columbus Instruments. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Oxymax+for+Windows+User+Manual%22">Oxymax for Windows User Manual</a>. , September (2014).</li>
<li>Tschop, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+guide+to+analysis+of+mouse+energy+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A guide to analysis of mouse energy metabolism.</a> Nat Methods. 9 (1), 57-63 (2011).</li>
<li>Speakman, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+energy+metabolism+in+the+mouse+-+theoretical%2C+practical%2C+and+analytical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">Measuring energy metabolism in the mouse - theoretical, practical, and analytical considerations.</a> Front Physiol. 4, (2013).</li>
<li>Swoap, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagal+tone+dominates+autonomic+control+of+mouse+heart+rate+at+thermoneutrality%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Vagal tone dominates autonomic control of mouse heart rate at thermoneutrality.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (4), H1581-H1588 (2008).</li>
<li>Tian, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermoneutral+housing+accelerates+metabolic+inflammation+to+potentiate+atherosclerosis+but+not+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metab%22%5BJournal%5D)">Thermoneutral housing accelerates metabolic inflammation to potentiate atherosclerosis but not insulin resistance.</a> Cell Metab. 23 (1), 165-178 (2016).</li>
<li>Giles, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermoneutral+housing+exacerbates+nonalcoholic+fatty+liver+disease+in+mice+and+allows+for+sex-independent+disease+modeling%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Thermoneutral housing exacerbates nonalcoholic fatty liver disease in mice and allows for sex-independent disease modeling.</a> Nat Med. 23 (7), 829-838 (2017).</li>
<li>Lee, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+type+2+innate+lymphoid+cells+regulate+beige+fat+biogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Activated type 2 innate lymphoid cells regulate beige fat biogenesis.</a> Cell. 160 (1-2), 74-87 (2015).</li>
<li>Kusminski, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MitoNEET-driven+alterations+in+adipocyte+mitochondrial+activity+reveal+a+crucial+adaptive+process+that+preserves+insulin+sensitivity+in+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">MitoNEET-driven alterations in adipocyte mitochondrial activity reveal a crucial adaptive process that preserves insulin sensitivity in obesity.</a> Nat Med. 18 (10), 1539-1549 (2012).</li>
<li>Judex, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+adiposity+in+small+rodents+using+micro-CT%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Quantification of adiposity in small rodents using micro-CT.</a> Methods. 50 (1), 14-19 (2010).</li>
<li>Chaurasia, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocyte+ceramides+regulate+subcutaneous+adipose+browning%2C+inflammation%2C+and+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metab%22%5BJournal%5D)">Adipocyte ceramides regulate subcutaneous adipose browning, inflammation, and metabolism.</a> Cell Metab. 24 (6), 820-834 (2016).</li>
<li>Matthews, V. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-6-deficient+mice+develop+hepatic+inflammation+and+systemic+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Interleukin-6-deficient mice develop hepatic inflammation and systemic insulin resistance.</a> Diabetologia. 53 (11), 2431-2441 (2010).</li>
<li>Tschop, M., Smiley, D. L., Heiman, M. L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11057670">Ghrelin induces adiposity in rodents.</a> Nature. 407 (6806), 908-913 (2000).</li>
<li>Garcia, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mature-onset+obesity+in+interleukin-1+receptor+I+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Mature-onset obesity in interleukin-1 receptor I knockout mice.</a> Diabetes. 55 (5), 1205-1213 (2006).</li>
<li>Kowalski, G. M., Bruce, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+regulation+of+glucose+metabolism%3A+Implications+and+considerations+for+the+assessment+of+glucose+homeostasis+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">The regulation of glucose metabolism: Implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).</li>
<li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping%3A+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Fasi critiche
I protocolli descritti nel presente documento forniscono un esempio di modi in cui composizione corporea misura e vari parametri metabolici nei topi utilizzando un analizzatore di composizione corporea e un animale metabolico, sistema di monitoraggio. Per entrambe le tecniche, è criticamente importante garantire che le macchine stanno lavorando in modo ottimale, e per fare questo, è imperativo che il ricercatore esegue un test di sistema per l'analizzatore di com...

Metabolismo è alla base di molti aspetti della normale cellulare, organo e fisiologia del corpo intero. Di conseguenza, nella cornice di varie patologie, alterazioni al metabolismo possono contribuire direttamente allo stato di fondo o potrebbero essere negativamente influenzate come un effetto collaterale della patologia. Tradizionalmente, studi in equilibrio energetico e metabolico sono stati concentrati sul campo dell'obesità e patologie correlate come l'insulino-resistenza, pre-diabete, intolleranza al glucosio, malattia cardiovascolare ed il diabete. Questa ricerca è autorizzata data la crescente prevalenza di tali condizioni in tutto il mondo e dell'individuo, della società, e costi economici queste condizioni infliggono. Come tale, lo sviluppo di strategie di prevenzione e nuove terapie per l'obesità di destinazione è un obiettivo nei laboratori di ricerca del mondo e modelli preclinici del topo sono fortemente invocati per questi studi.
Mentre la pesatura topi fornisce una valutazione affidabile di aumento di peso o perdita, non fornisce una ripartizione delle diverse componenti che compongono la pagina di composizione del corpo intero (massa grassa, massa magra, acqua gratuita così come altri componenti quali pelliccia e artigli). La pesatura delle adiposità al completamento degli studi, una volta che il mouse è deceduto fornisca una misura precisa dei diversi depositi di grasso, ma può solo fornire dati per un unico punto di tempo. Di conseguenza, spesso è necessario iscriversi più coorti per studiare lo sviluppo dell'obesità nel tempo, significativamente crescente numero di animali, tempo e costi. L'uso del dual-energy x-ray absorptiometry (DEXA) fornisce un approccio per valutare il contenuto del corpo del tessuto grasso e magro e consente al ricercatore di ottenere dati in modo longitudinale. Tuttavia, la procedura richiede topi anestetizzati1e ripetuti attacchi di anestesia possono influenzare l'accumulo di tessuto adiposo o impatto altri aspetti della regolazione metabolica. EchoMRI utilizza la risonanza magnetica nucleare rilassometria per misurare la massa grassa e magra, acqua gratuita e contenuto d'acqua totale. Ciò è ottenibile grazie alla creazione di contrasto tra i componenti differenti del tessuto, con differenze nella durata, ampiezza e distribuzione spaziale delle radiofrequenze generati permettendo la delineazione e la quantificazione di ogni tipo di tessuto. Questa tecnica è vantaggiosa in quanto è semplice, rapido e non invasivo, non richiede alcuna anestesia o la radiazione e, soprattutto, è stato convalidato positivamente contro analisi chimica2.
Una considerazione chiave di ricerca correlata e l'obesità è l'equazione di equilibrio di energia. Accumulo di grasso è più complicato che puramente energetica (assunzione di cibo) contro energia fuori (dispendio energetico), ma sono fattori vitali per essere in grado di misurare. Dispendio energetico quotidiano è il totale di quattro diversi componenti: (1) dispendio energetico basale (tasso metabolico a riposo); (2) il dispendio energetico a causa dell'effetto termico del consumo alimentare; (3) l'energia necessaria per la termoregolazione; e (4) l'energia spesa sull'attività fisica. Come dispendio energetico genera calore, misurare la produzione di calore da un animale (conosciuto come calorimetria diretta) può essere utilizzato per valutare il dispendio energetico. In alternativa, misurazione di ispirato e scaduto concentrazioni di O2 e CO2, permettendo per la determinazione del corpo intero O2 consumo e produzione di CO2 , può essere utilizzata come un modo per misurare indirettamente (indiretta Calorimetria a) produzione di calore e di conseguenza calcolare il dispendio energetico. Un aumento nell'assunzione di cibo o una diminuzione nel dispendio energetico possa predisporre tali topi ad aumento di peso e osservazioni dei cambiamenti in questi parametri possono fornire utili informazioni di probabili meccanismi d'azione su particolari modelli di obesità. Un parametro metabolico correlato di interesse è il rapporto di cambio delle vie respiratorie (RER), un indicatore della percentuale di substrato/carburante (cioè, carboidrati o grassi) che è in fase di metabolismo e viene utilizzata per produrre energia. Misurazione dell'ingestione di cibo (energia consumata) combinato con livelli di attività fisica, consumo2 O, RER e dispendio energetico è pertanto in grado di garantire un'ampia comprensione del profilo metabolico dell'organismo. Un metodo per raccogliere tali dati consiste nell'utilizzare un animale di laboratorio completa sistema di monitoraggio (vongole), che si basa sul metodo calorimetria indiretta per misurare il dispendio energetico e ha la capacità aggiunte di determinazione dei livelli di attività fisica (fascio pause) e l'assunzione di cibo tramite scale incorporato nella camera di misura.
In questo protocollo forniamo una descrizione semplice dell'uso di un analizzatore di composizione corporea per valutare la composizione corporea nei topi e un sistema di monitoraggio metabolico animale per misurare aspetti del metabolismo. Considerazioni e limitazioni per queste tecniche saranno discusse così come suggeriti metodi di analisi, interpretazione e rappresentazione dei dati.

<table><tbody><tr><td>Sistema 4 in 1</td><td>EchoMRI</td><td>Sistema 4 in 1</td><td>Analizzatore di composizione corporea</td></tr><tr><td>intero Campione di test dell'olio di colza (COST)</td><td>EchoMRI</td><td>Specifico per il topo (contattare l'azienda per il numero di gatto)</td><td></td></tr><tr><td>Portacampioni per animali&nbsp;</td><td>Delimitatore EchoMRI</td><td>103-E56100R</td><td></td></tr><tr><td></td><td>EchoMRI</td><td>600-E56100D</td><td></td></tr><tr><td>Sistema a 12 camere</td><td>Columbus Instruments</td><td>Sistema di gabbia metabolica</td><td>costruito su misura</td>; include il programma di controllo</tr><tr><td>Drierite</td><td>Fisher Scientific</td><td>238988</td><td>CLAMS consumabile</td></tr><tr><td>Serbatoio del gas di calibrazione</td><td>Aria Liquide</td><td>Miscelato su ordinazione</td><td>Calibrazione del gas (0,5% CO2, 20,5% O2, azoto bilanciato).& nbsp;</td></tr><tr><td>Dieta normale per il cibo</td><td>Mangimi speciali Dieta</td><td></td><td>irradiata per topi e ratti</td></tr><tr><td>Dieta ricca di grassi</td><td>Mangimi speciali</td><td>SF04-001</td><td></td></tr><tr><td>Bilancia</td><td>Mettler Toledo</td><td>PL202-S</td><td>Bilancia per pesare i topi</td></tr><tr><td>TexQ Spray disinfettante</td><td>TexWipe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soluzione detergente al perossido di idrogeno</td><td>TexWipe</td><td>TX684</td><td></td></tr></tbody></table>

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Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Alterazioni di composizione corporea (massa grassa o magra), parametri metabolici quali consumo di ossigeno del corpo intero, dispendio energetico e utilizzazione del substrato e comportamenti come l'ingestione di cibo e attività fisica in grado di fornire informazioni importanti per quanto riguarda i meccanismi di fondo di malattia. Data l'importanza della composizione corporea e il metabolismo allo sviluppo di obesità e le sue conseguenze successive, è necessario effettuare misure accurate di questi parametri in ambito di ricerca pre-clinica. I progressi della tecnologia nel corso degli ultimi decenni hanno reso possibile derivare queste misure nei modelli del roditore in modo non invasivo e longitudinale. Di conseguenza, queste misure metaboliche hanno dimostrato utile nel valutare la risposta di manipolazioni genetiche (ad esempio transgenici o knockout mice, virale knock-down o sovraespressione di geni), lo screening droga sperimentale/mescola e dietetici, interventi di attività fisiche o comportamentali. Qui, descriviamo i protocolli utilizzati per misurare la composizione corporea e parametri metabolici utilizzando un animale monitoraggio sistema nei topi di dieta-federazione grassi cibo-federazione e alti.

Visto nella Figura 3 vengono visualizzati una tipica variazione parametri di composizione corporea all'alta alimentazione grassa, come misurato tramite EchoMRI. Al basale non c'era alcuna differenza in qualsiasi parametro misurato (Figura 3A-F). Tuttavia, dopo appena 1 settimana di alimentazione alto di grassi, c'era un aumento significativo del peso corporeo, massa grassa e massa grassa nel gruppo HFD (<strong c...

Questo protocollo descrive l'uso di un analizzatore di composizione corporea e sistema di monitoraggio degli animali metabolica per caratterizzare la composizione corporea e parametri metabolici nei topi. Un modello di obesità indotta alimentando grassi viene utilizzato come esempio per l'applicazione di queste tecniche.

Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

L'obiettivo di questa procedura è quello di raccogliere la composizione corporea e le misurazioni metaboliche dai topi, come le percentuali di massa grassa e magra e il dispendio energetico. Questi metodi possono aiutare a rispondere a domande importanti sul metabolismo dei topi, come ad esempio, quanto sono grassi i miei topi? E perché i miei topi sono così grassi?Il vantaggio principale di queste tecniche è che possono essere completate in topi coscienti viventi e quindi possono essere ripetute numerose volte durante uno studio. Prima di eseguire la scansione dei topi, eseguire un test del sistema sulla macchina dell'analizzatore della composizione corporea una volta che la macchina si è riscaldata per alcune ore. Utilizzare gli standard chiamati Campione di prova del sistema dell'olio di colza o COSTI.Apri il software di sistema, quindi fai clic sul pulsante della barra degli strumenti Test del sistema o premendo alt+Y sulla tastiera. Prima di iniziare il test, inserire lo standard corretto all'interno del gantry del sistema. Quindi eseguire il test diagnostico seguendo le istruzioni del sistema secondo necessità.Dopo che il sistema ha superato il test, procedere con la diagnosi di un mouse. Ora metti il mouse in un supporto. Un supporto opaco rosso è il meno stressante.Posizionare il supporto con un angolo di 45 gradi e inserire il mouse. Quindi sollevare lentamente e con attenzione il supporto fino a quando non è verticale. Inserire quindi un delimitatore nel supporto per limitare il movimento del mouse.In alcune circostanze, con mouse estremamente attivi, potrebbe essere necessario fissare manualmente il delimitatore. Ora all'interno del software seleziona una cartella in cui salvare i dati e crea un nome file. Successivamente, se necessario, ridurre la quantità di rumore casuale nelle misurazioni di grasso e magro aumentando il numero di accumuli primari della scansione.Di solito, tuttavia, le impostazioni predefinite forniranno il livello di precisione necessario. Se i dati per l'acqua libera e l'acqua totale non sono necessari, disattivare il livello dell'acqua utilizzando l'interruttore appropriato. Ciò velocizzerà notevolmente la scansione.Ora avvia la scansione selezionando Avvia scansione o premendo F5 sulla tastiera. Inserire tutti i dati rilevanti sull'animale e premere OK o F5 per avviare la scansione, che richiederà circa un minuto. Dopo aver raccolto i dati, rimetti l'animale nella sua gabbia.Pulisci sempre in modo sicuro il supporto in acrilico tra un utilizzo e l'altro, ad esempio con acqua tiepida e sapone. Successivamente, una volta che tutti gli animali sono stati scansionati, esporta i dati per ulteriori analisi e confronti. Prima di iniziare, assicurarsi che la macchina sia rimasta accesa per più di due ore.Nel sistema di monitoraggio degli animali, aprire il programma di controllo e selezionare l'opzione di utilità Oxymax dal menu degli strumenti per avviare le pompe. Quindi controllare l'essiccante e sostituirlo con materiale fresco e asciutto, se necessario. Inoltre, controlla le condizioni della trappola per ammoniaca e della calce sodata e sostituiscila se necessario.Quindi, collegare il serbatoio del gas di calibrazione al sistema utilizzando un regolatore e un tubo flessibile. Quindi aprire la valvola ed emettere da cinque a 10 PSI di gas. Successivamente, nel software, selezionare Calibrazione dal menu Strumenti e verificare che i flussi di campione e di riferimento siano esattamente a 0,4 litri al minuto.Quindi verificare che il sensore di ossigeno in zirconia sia riscaldato a 725 gradi Celsius più o meno un grado Celsius. Successivamente, assicurarsi che il campione e l'essiccatore di riferimento e le pompe dell'aria siano tutti accesi e ricontrollare che il gas di calibrazione sia collegato e sintonizzato. Procedere ora con la calibrazione e, se necessario, regolare leggermente il controllo OFFSET sulla parte anteriore del sensore di ossigeno in zirconio per ottenere un valore del rapporto di ossigeno entro limiti accettabili.Dopo aver calibrato con successo i sensori di ossigeno e anidride carbonica, staccare lo standard del gas e leggere i livelli di ossigeno del gas atmosferico che dovrebbero essere circa 20,92. Se si misura l'assunzione di cibo, prendere in considerazione l'utilizzo di una dieta per topi in polvere. Quindi caricare la tramoggia del cibo premendo la piattaforma caricata a molla.Quindi riempi le bottiglie d'acqua e organizza il cibo. Ora pesa e ispeziona lo stato di salute dei topi prima di procedere al montaggio delle camere. Quindi posizionare la tramoggia del cibo sulla bilancia.Sopra di esso, posizionare la camera con la piattaforma perforata. Quindi posizionare con cura il mouse nella camera e fissare un coperchio utilizzando le clip anteriore e posteriore. Quindi fissare la bottiglia d'acqua per completare l'installazione.Ora prepara il mouse successivo e dopo che tutti i topi sono pronti, ricontrolla i coperchi della camera, i topi e l'acqua. Per eseguire l'esperimento, selezionare Apri file sperimentale dal menu. Quindi seleziona il modello appropriato.Successivamente, in Configurazione, definire i parametri dell'esperimento che devono essere registrati e deselezionare le camere non in uso. Selezionare quindi la posizione in cui salvare l'esperimento. Se si deve misurare l'assunzione di cibo, tarare la bilancia.Avviare quindi l'acquisizione dei dati selezionando Esegui dal menu Esperimento. Le prime 24 ore possono essere utilizzate come fase di acclamazione e le successive 24 ore e più, utilizzate per l'analisi dei dati. Almeno due volte al giorno, controllare gli animali e la raccolta dei dati.Assicurati che ognuno abbia accesso a cibo e acqua e cerca segni di sofferenza come scavare il pavimento perforato. Nel software controlla la raccolta dei dati in tempo reale. Vai alla scheda Metabolico per esaminare il consumo di ossigeno, il RER e il dispendio energetico.O2IN dovrebbe leggere tra 20,90 e 20,94 CO2IN dovrebbe leggere circa 0,04 RER dovrebbe leggere tra 0,7 e uno, la portata dovrebbe essere costante da 0,5 a 0,6 litri al minuto. Nella scheda Attività, vengono visualizzati i dati in tempo reale sulle interruzioni del raggio. Nelle schede Alimentazione vengono visualizzati i dati in tempo reale sul consumo di cibo.Per completare l'esperimento, selezionare Interrompi dal menu Esperimento ed esportare i risultati come file CSV per l'analisi. Quindi ispeziona la salute dei topi, pesali e poi rimettili nelle loro gabbie domestiche. Nei grafici seguenti, i quadrati neri rappresentano i topi alimentati con una dieta ricca di grassi e i cerchi neri rappresentano i topi alimentati con la dieta chow standard.I cambiamenti nei parametri di composizione corporea causati dall'alimentazione ad alto contenuto di grassi sono stati misurati tramite EchoMRI utilizzando le procedure descritte. Dopo una settimana di dieta ricca di grassi, c'è stato un significativo aumento di peso che è aumentato di tre settimane. La variazione di peso potrebbe essere chiaramente attribuita a una variazione della massa grassa.Non era dovuto a un cambiamento nella massa magra, nel contenuto di acqua libera o nel contenuto totale di acqua. Nei seguenti grafici a barre, le colonne bianche rappresentano i topi nutriti con cibo e le colonne nere rappresentano i topi alimentati con alto contenuto di grassi. Le misurazioni di V02, quando normalizzate alla massa animale, non hanno mostrato cambiamenti dopo il periodo di tre settimane.Allo stesso modo, le misurazioni del dispendio energetico, quando normalizzate alla massa animale, non hanno mostrato cambiamenti. L'attività fisica misurata dalle rotture del fascio, variava in base all'ora del giorno, ma era la stessa per entrambi i gruppi. L'assunzione di cibo non era diversa quando normalizzata alla massa corporea.Questa quantità è significativamente più energia assunta con la dieta ricca di grassi. Una volta stabilita, in quanto non invasiva, l'analisi della composizione corporea può essere condotta quotidianamente, se necessario. Mentre le sessioni prolungate di monitoraggio metabolico degli animali possono essere considerate più stressanti per i topi a causa dell'isolamento sociale, queste analisi possono anche essere eseguite numerose volte all'interno di un Le implicazioni di queste tecniche si estendono verso l'identificazione di bersagli terapeutici per l'obesità e i disturbi metabolici come il diabete di tipo due attraverso l'attenta fenotipizzazione metabolica dei topi per quanto riguarda le manipolazioni genetiche o i trattamenti farmacologici.In definitiva, non solo questi metodi possono fornire informazioni per l'obesità, ma anche per altre condizioni come i modelli di massa di sarcopenia, cachessia tumorale, distrofia muscolare o distrofia widi.

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