Name: Un modello chiuso-cassa per indurre costrizione trasversale aortica in topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 10 s
Description: Scopri la tecnica di costrizione trasversale dell'aorta chiusa-cassa nei topi per indurre ipertrofia ventricolare sinistra. Questo metodo minimamente invasivo riduce il trauma chirurgico e consente di studiare la risposta immunitaria cardiaca.

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Ringraziamo Stilla Frede e Susanne Schulz per loro assistenza tecnica. Questo studio ha ricevuto alcun finanziamento.

Questo protocollo è stato approvato dal comitato etico per la sperimentazione animale LANUV Recklinghausen (n. 84-02.04.2016.A374). Generalmente, questa procedura è eseguita su topi adulti > 10 settimane dell'età. Tuttavia, è possibile eseguire questo intervento chirurgico su anche gli animali più giovani. Strumenti chirurgici devono essere sterilizzati prima dell'uso e tutti i passaggi devono essere eseguiti in condizioni asettiche.
1. induzione dell'anestesia e l'intubazione
<ol><li>Iniettare buprenorfina 0,1 µ g/g di peso corporeo per via intraperitoneale per sollievo dal dolore. Ripetere le iniezioni intraperitoneali di buprenorfina 0,1 mg/kg ogni 8 h per i prossimi tre giorni dopo la chirurgia.</li>
	<li>Per induzione, posizionare il mouse in una scatola di induzione di anestesia che è collegata al vaporizzatore al 3,0% Vol di isoflurane con un flusso di ossigeno di 1 L/min.</li>
	<li>Garantire la narcosi profonda inducendo uno stimolo tattile. Nota: Aumento Vol % di isoflurane fino al 5%, se non riesce ad induzione di anestesia o narcosi non è abbastanza profonda.</li>
	<li>Pizzicare la coda del mouse per assicurare l'assenza di riflesso. In caso di completa assenza di riflessi, pesare il mouse per l'installazione ottimale del ventilatore (v 1.12).</li>
	<li>Spostare il mouse a una tabella di funzionamento temperatura controllata per mantenere una temperatura corporea di 37 ° C durante tutta la procedura.</li>
	<li>Posto il naso del mouse in un cono di plastica che è collegato alla scatola di induzione dell'anestesia per mantenere la narcosi.</li>
	<li>Difficoltà gli incisivi superiori del mouse con una sutura in nylon. Fissare le estremità con un nastro adesivo.</li>
	<li>Applicare pressione sulla zampa posteriore con la punta delle pinze per garantire un'adeguata narcosi nuovamente. In assenza di un riflesso di ritiro procedere con i passaggi seguenti. Nota: Aumentare volume % di isoflurane se non riesce ad induzione di anestesia o narcosi non è abbastanza profonda e attendere per l'assenza del riflesso del ritiro.</li>
	<li>Posto sterile oftalmica lubrificante sulle cornee per evitare essiccazione sotto anestesia.</li>
	<li>Lubrificare la sonda rettale per evitare trauma rettale. Inserire una sonda rettale temperatura per garantire una temperatura di 37 ° C.</li>
	<li>Depilare la gola e la parte superiore del torace con la crema depilatoria secondo le istruzioni del produttore. Togliere la crema dopo 1 min. Se necessario, ripetere questo passaggio fino a quando è successo. Nota: Usare tamponi con punta di cotone in caso di sanguinamento.</li>
	<li>Pulire la zona Depilata con etanolo al 70%. Quindi applicare povidone-iodio per la disinfezione della pelle locale 3 volte e per almeno 3 min.</li>
	<li>Regolare le impostazioni del ventilatore di parametri fisiologici. Impostare la frequenza respiratoria a 150/min e volumi correnti per peso corporeo di 8-10 µ l/g (BW).</li>
	<li>Mettere su un nuovo paio di guanti sterili. Posizionare il mouse sotto un microscopio chirurgico e posizionare un telino sterile fenestrato sopra il mouse.</li>
	<li>Incidere la pelle in corrispondenza della linea mediana di circa 3 mm sotto la mandibola giù la nervatura 2nd . Identificare la linea mediana e dei tessuti connettivi della ghiandola sottomandibolare. Quindi utilizzare forcipe intracapsular angolato delicatamente dividere la ghiandola al midline senza mezzi termini con due pinze ed esplorare il muscolo trachea.</li>
	<li>Preparare la trachea delicatamente tirando i muscoli para-tracheale senza mezzi termini con il forcipe intracapsular.</li>
	<li>Tirare la linguetta con il forcipe per raddrizzare la gola per più facili condizioni di intubazione e inserire delicatamente una cannula di intubazione (OD 1.2 mm) all'interno della trachea. Confermare l'intubazione con visualizzazione diretta del tubo all'interno della trachea e verificando per il movimento di cassa adeguato.</li>
	<li>Regolare la concentrazione di isoflurane dopo intubazione per isoflurano 2% con un flusso di 1,0 L/min e 100% O2. Nota: Se non smettere di movimenti respiratori o topi iniziano a muoversi, prima di aumentare la frequenza respiratoria fino a 180/min. Se necessario, aumentare la concentrazione di isoflurane fino a 3,5% secondariamente fino a quando il mouse smette di respirare autonomamente. Valutare le perdite o inadeguato riempimento del vaporizzatore come i problemi più comuni.</li>
	<li>In alternativa, eseguire l'intubazione come suggerito nei passaggi seguenti sub.<ol>
<li>Posizionare il mouse su un tavolo in un angolo di 60°.</li>
		<li>Fissare le estremità del mouse con il nastro adesivo e reclinare la testa.</li>
		<li>Posizionare una fonte di luce fredda direttamente sulla pelle sopra la laringe.</li>
		<li>Tirare delicatamente la linguetta con il forcipe per visualizzare le corde vocali.</li>
		<li>Inserire un tubo di plastica di un IV-cannula (24 G) attraverso le corde vocali e collegare il tubo di plastica per le impostazioni del ventilatore.</li>
		<li>Collegare il ventilatore alla cannula per confermare l'intubazione da movimenti di cassa synchrone. Nota: Se non smettere di movimenti respiratori o topi iniziano a muoversi, prima di aumentare la frequenza respiratoria fino a 180 / min. Se necessario, aumentare secondariamente la concentrazione di isoflurane fino a 3.5% fino a quando il mouse smette di respirare autonomamente. Valutare fuoriuscite o inadeguato riempimento del vaporizzatore come i problemi più probabili.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preoperative Doppler misura
<ol><li>Preparare entrambe le arterie carotiche che laico aggiunta alla trachea tirando delicatamente il tessuto connettivo con il forcipe.</li>
	<li>Posizionare la punta della sonda MHz Doppler 20 con alcuni gel per ultrasuoni sterile sulla destra e l'arteria carotide sinistra presso un angolo inferiore a 45°.</li>
	<li>Ruotare lentamente la sonda per spostarlo laterale e mediale per trovare un segnale Doppler ed inclinare la sonda per ottimizzare il segnale.</li>
	<li>Utilizzare un software di Doppler per visualizzare e memorizzare le velocità di flusso nelle arterie carotiche comuni destra e sinistra su un computer.</li>
</ol>3. toracotomia
<ol><li>Utilizzare un set di guanti sterili per ogni mouse individuali per prevenire le infezioni del sito chirurgico.</li>
	<li>Espandere l'incisione della pelle verso il basso per lo spazio intercostale 2nd con una forbice.</li>
	<li>Identificare visivamente lo spazio intercostale 2nd contando le costole e poi penetrare senza mezzi termini questo spazio con il forcipe intracapsular. Nota: La 1 costolast si trova sotto la clavicola e non è quindi visibile perché lo spazio intercostale 2nd è stato trovato tra primo visibile (cioè 2nd costola) e le costole di 3rd .</li>
	<li>Aprire lo spazio intercostale 2nd con l'aiuto di pinze suggerimenti e inserire i divaricatori.</li>
	<li>Regolare i riavvolgitori con una band di gomma attaccato al tavolo operatorio per avere una visione chiara del timo.</li>
	<li>In caso di sanguinamento utilizzare una punta di cotone e premere sui vasi superficiali per 2 min.</li>
</ol>4. la fascia dell'Aorta trasversa
<ol><li>Regolare l'ingrandimento al 200% per identificare la linea mediana e tessuti connettivi. Quindi utilizzare forcipe angolato per dividere delicatamente il timo. Rimuovere il tessuto adiposo fino a quando l'arco aortico può essere visto chiaramente.</li>
	<li>Preparare un tunnel con angolato legatura forcipe sotto l'aorta trasversa tra l'arteria brachiocefalica e l'arteria carotica comune di sinistra (Vedi Figura 1). Tenere l'estremità di una sutura 6.0 con l'aiuto di una pinzetta e passare il filo sotto l'arco aortico.</li>
	<li>Prendere il filo con il forcipe secondo da altro lato dell'arco.</li>
	<li>Tagliato a una lunghezza di 3 mm lungo pezzo di un 27 G di usare l'ago come un distanziatore per TAC-legatura per topi pesano fra 19-25 g del peso corporeo e un ago da 26 G come un distanziatore per topi > 25 g BW.</li>
	<li>Posizionare il distanziale parallelo all'aorta trasversa.</li>
	<li>Preparare un doppio nodo sciolto sul distanziatore e garantire un posizionamento ottimale del distanziatore in parallelo all'aorta. Poi legare il primo tiro ed eseguire rapidamente un secondo tiro al contrario. Rimuovere il distanziale prontamente.</li>
	<li>Per eseguire sham topi per controllo, seguire lo stesso protocollo omettendo la legatura della aorta.</li>
	<li>Chiudere lo spazio intercostale 2nd con una sutura in polipropilene 6.0. Prestare particolare attenzione ai vasi subclavian quando legando.</li>
	<li>Suturare la pelle utilizzando una sutura in polipropilene 6.0 in un modello di sutura continua.</li>
</ol>5. conferma della riuscita legatura dell'Aorta trasversa
<ol><li>Inserire una sonda MHz Doppler 20 su entrambi i lati del collo ad un angolo di 45° come in sezione 2.</li>
	<li>La velocità di flusso su ogni lato del documento. Nota: Un successo TAC possa essere convalidato dalla velocità di flusso di Doppler come mostrato nella Figura 2. Un rapporto di velocità di flusso di 4-10 tra destra e sinistra arteria carotica solitamente garantisce adeguata TAC (Vedi Figura 2).</li>
</ol>6. raccolta di cuore
<ol><li>Indurre la narcosi secondo passi 1.2. e 1.3.</li>
	<li>Posizionare il mouse in un'aula di eutanasia e regolare la portata di anidride carbonica per spostare 10-30% del volume/minuto.</li>
	<li>Fissare il mouse su una tabella di chirurgia. Aprire l'addome con forbici e raccolto il sangue dalla vena cava inferiore con una cannula per ulteriori analisi.</li>
	<li>Tagliare il diaframma e l'osso sternale con forbici forte e togliere il cuore.</li>
	<li>Rimuovere tutti i arterioso e del tessuto connettivo prima della pesatura del cuore.</li>
	<li>Separare il ventricolo destro e il setto dal ventricolo sinistro e pesano entrambi i campioni.</li>
	<li>Congelare entrambi campioni di tessuto in azoto liquido.</li>
</ol>

<ol><li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol+Clifton+NJ%22%5BJournal%5D)">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).</li>
<li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cardiac+surgery%3A+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (38), (2010).</li>
<li>Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wall+stress+and+patterns+of+hypertrophy+in+the+human+left+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle.</a> J Clin Invest. 56 (1), 56-64 (1975).</li>
<li>Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffet, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+estimation+of+reduced+coronary+flow+reserve+in+mice+with+pressure+overload+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy.</a> Ultrasound Med Biol. 34 (6), 892-901 (2008).</li>
<li>Reddy, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsed+Doppler+signal+processing+for+use+in+mice%3A+applications%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Pulsed Doppler signal processing for use in mice: applications.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 52 (10), 1771-1783 (2005).</li>
<li>Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cardiac+function+with+the+pressure-volume+conductance+system+following+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+-+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice.</a> Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293 (5), H2870-H2877 (2007).</li>
<li>Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Catheterization+in+Mice+to+Measure+the+Pressure+Volume+Relationship%3A+Investigating+the+Bowditch+Effect%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect.</a> JoVE J Vis Exp. (100), e52618(2015).</li>
<li>Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+response+to+pressure+overload+in+129S1%2FSvImJ+and+C57BL%2F6J+mice%3A+temporal-+and+background-dependent+development+of+concentric+left+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (5), H2119-H2130 (2007).</li>
<li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%3A+development+of+novel+therapies%2C+past+and+present%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present.</a> Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).</li>
<li>Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K. W., Chow, B. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (121), (2017).</li>
<li>Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice+for+Induction+of+Left+Ventricular+Hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy.</a> J Vis Exp. (127), (2017).</li>
<li>Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., Baumgarten, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Murine+Closed-chest+Model+of+Myocardial+Ischemia+and+Reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion.</a> J Vis Exp JoVE. (65), (2012).</li>
<li>Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+ventilation+of+isolated+mouse+lungs+on+surfactant+and+inflammatory+cytokines%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines.</a> Eur Respir J. 17 (3), 488-494 (2001).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

La rapida comparsa di ipertensione dovuto TAC differisce dall'ipertrofia clinicamente rilevante causato da stenosi aortica o ipertensione. Tuttavia, l'uso di piccoli modelli animali per indurre insufficienza cardiaca ha molti vantaggi ed è, pertanto, scelto da molti investigatori11. Questo modello di petto chiuso migliora i modelli già esistenti della tecnica chirurgica per indurre costrizione trasversale aortica in topi4.
La fase più critica è i...

Modelli murini sono spesso utilizzati per simulare malattie umane1. Restringimento aortico trasversa (TAC) viene utilizzato per indurre sovraccarico pressorio e ipertrofia ventricolare sinistra2. Il modello di TAC del aperto petto nei topi è stato convalidato da Rockman et al. 3 e la procedura chirurgica è descritta in dettaglio da DeAlmeida et al. 4. Banding dell'aorta trasversa è più favorevole rispetto al restringimento aortico addominale perché una porzione maggiore della circolazione in grado di compensare gli effetti negativi di questo di quest'ultima procedura2.
Le bande dell'aorta trasversa conduce ad un aumento della pressione arteriosa nell'aorta ascendente e dell'arteria brachiocefalica ma lascia sufficiente perfusione degli organi attraverso i vasi distali (cioè l'arteria carotide comune sinistra, la succlavia sinistra arteria e dell'aorta discendente). Questo porta ad un aumento del afterload cardiaco e uno stress di parete cardiaca elevata. Lo stress di parete successivamente diminuisce a causa della fibra ispessimento5. La variazione emodinamica cardiaca cronica provoca maladaptation e dilatazione del ventricolo sinistro. In questo modo la TAC crea un modello riproducibile dell'ipertrofia cardiaca alla fine che conducono all'infarto.
La procedura standard per TAC come descritto da DeAlmeide et al. 4 si avvicina l'arco aortico tramite un thoracotomy superiore parziale tramite dissezione delle costole o dello sterno ed entrando il mediastino, come pure la cavità pleurica. Ciò consente una buona vista dell'arco aortico e suoi rami collaterali. Purtroppo, non è possibile riassociare le costole dissecate, che li lascia galleggiare liberamente e alterando così le dinamiche di respirazione.
Abbiamo, pertanto, stabilire un approccio mini-invasivo di chiuso-cassa per l'arco aortico usando un approccio chirurgico laterale via lo spazio intercostale 2nd . Il grande vantaggio di questo modello è la possibilità di eseguire TAC senza taglio uniforme attraverso le costole. Il trauma chirurgico è limitato per l'incisione della pelle e la dissezione dei muscoli intercostali. Questa procedura riduce al minimo il trauma stesso e aiuta a mantenere la stabilità della cassa adeguata.
Qui descriviamo una descrizione dettagliata della procedura per eseguire un intervento chirurgico di TAC nei topi senza eseguire il totale o la toracotomia superiore. Ad alta frequenza Doppler è stato utilizzato per garantire che il successo della TAC come precedentemente descritto 6,7.

<table><tbody><tr><td>Catetere a pressione-volume</td><td>Millar Instruments, USA</td><td>SPR-839</td><td></td></tr><tr><td>Ventilatore per topi</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Germania</td><td>Minivent - TYPE 845</td><td></td></tr><tr><td>Ventilatore per topi</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Germania</td><td>Connessione a Y con cannula per intubazione OD 1,2 mm 73-2844</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizzatore</td><td>Dr&auml; ger Medical AG&CO. KG, Germania</td><td>19.3 Isofluran-Vaporizzatore (una versione più recente è disponibile con il numero di catalogo&nbsp; D-877-2010)</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio&nbsp;</td><td>Leica Microsystems, Germania</td><td>MZ 7.5</td><td></td></tr><tr><td>Sorgente luminosa&nbsp;</td><td>Schott AG, Germania</td><td>KL 1500 LCD</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Prolene</td><td>Ethicon, USA</td><td>Sutura in polipropilene BV-1 9,3 mm 3/8c</td><td>sutura per chirurgia</td></tr><tr><td>Seraflex</td><td>Serag Wiessner, Germania</td><td>USP 5/0 schwarz; &nbsp; IC108000&nbsp;</td><td>sutura per costrizione</td></tr><tr><td>Tavoli operatori a controllo omeoretermico</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Germania</td><td>Typ 872/3 HT con supporto per treppiede e controller omeoretermico Tipo 874; 73-4233</td><td></td></tr><tr><td>Sonda rettale flessibile</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Germania</td><td>1,6 mm OD; 55-7021</td><td></td></tr><tr><td>Strumento di visualizzazione del segnale Doppler</td><td>Indus Instruments, USA</td><td>Stazione di lavoro per l'elaborazione del segnale Doppler (DSWP) con modulo</td><td></td> Doppler pulsato da 20 MHz</tr><tr><td>Pinza intracapsulare Arruga</td><td>Altomed, Regno Unito</td> Sonda Doppler <td>A5400</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Indus Instruments, USA</td><td>Sonda</td><td></td>montata su tubo da 20 MHz</tr><tr><td>Divaricatore per coperchio Jaffe</td><td>Altomed, Regno Unito</td><td>A3513</td><td></td></tr></tbody></table>

un modello chiuso-cassa per indurre costrizione trasversale aortica in topi

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Ricerca sull'ipertrofia cardiaca e scompenso cardiaco spesso si basa su modelli murini di sovraccarico pressione indotte dalla TAC. La procedura standard consiste nell'eseguire un thoracotomy parziale per visualizzare l'arco aortico trasversale. Tuttavia, il trauma chirurgico causato dal thoracotomy aperto petto modelli cambia la fisiologia respiratoria come le costole sono sezionate e lasciare scollegate dopo chiusura sul petto. Per evitare questo, abbiamo stabilito un approccio minimamente invasivo, chiuso il petto via il thoracotomy laterale. Qui ci avviciniamo l'arco aortico tramite lo spazio intercostale 2nd senza entrare nella cavità toracica, lasciando il mouse con una lesione meno traumatica per recuperare da. Eseguiamo questa operazione utilizzando le impostazioni standard del laboratorio per le procedure di petto aperto TAC con tassi di sopravvivenza uguale. Oltre a mantenere la fisiologica respirazione grazie all'approccio di cassa chiusa, i topi sembrano trarre giovamento mostrando rapido recupero, come la tecnica meno invasiva appare per facilitare un rapido processo di guarigione e di ridurre la risposta immunitaria dopo il trauma.

Un TAC successo garantisce l'induzione di sovraccarico di pressione e l'ipertrofia ventricolare sinistra. Una validazione ad hoc di sovraccarico di pressione può essere raggiunto utilizzando la misura della velocità di flusso di Doppler come mostrato nella Figura 2. Mentre la velocità del flusso sanguigno preoperatoria è uguale in entrambe le arterie carotiche, TAC provoca una velocità aumentata di sangue nell'arteria carotica di destra a causa della elevata ...

Qui, presentiamo un protocollo di costrizione trasversale aortica (TAC) tramite un thoracotomy laterale. Questa tecnica è una procedura chirurgica mini-invasiva, chiuso il petto con l'obiettivo di simulare sovraccarico pressorio e insufficienza cardiaca nei topi utilizzando le impostazioni standard di Laboratorio TAC.

Un modello chiuso-cassa per indurre costrizione trasversale aortica in topi

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di eseguire la costrizione aortica trasversa, in un modello murino a torace chiuso, inducendo l'ipertrofia miocardica ventricolare sinistra. Questa tecnica minimamente invasiva, aiuta a ridurre i problemi respiratori e a minimizzare la risposta infiammatoria. Questo metodo può aiutarci a rispondere a domande chiave, nel campo dell'immunologia, ad esempio, la risposta della macrofagia cardiaca nello sviluppo dell'ipertrofia ventricolare sinistra.Il vantaggio principale di questa tecnica è che la gabbia toracica rimane intatta e quindi il trauma è ridotto al minimo. Poiché gli spazi e i volumi correnti sono adattati al peso corporeo, questo protocollo può essere utilizzato in topi di diverse dimensioni. Riduce anche i traumi chirurgici e diminuisce la deviazione nei valori di misurazione.Dopo aver anastetizzato un topo, secondo il protocollo di testo, spostare il mouse su un tavolo operatorio a temperatura controllata e staccare l'ogiva collegata alla scatola di induzione dell'anestesia per mantenere la narcosi. Con una sutura di nylon, fissare gli incisivi superiori del topo. Pizzica la coda per assicurarti l'assenza di riflessi.Usa

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Restringimento aortico trasversale (TAC) nel topo è un modello comunemente usato sperimentale per studiare meccanismi che sottendono l'ipertrofia cardiaca e scompenso cardiaco sviluppo. Qui si descrivono le modalità per costrizione dell'aorta per creare un grado riproducibile di ipertrofia cardiaca nei topi.

Aortica costrizione trasversale nei topi

Trauma chirurgico induce una risposta infiammatoria. Citochine e ligandi endogeni sono noti per modulare dimensione miocardio a seguito di ischemia e riperfusione. Vi presentiamo una versione modificata del chiuso petto modello di ischemia e di riperfusione murino con pesi appesi per minimizzare gli effetti di toracotomia.

A Murine chiuso del torace modello di ischemia miocardica e riperfusione

In questo video, dimostriamo un protocollo sperimentale per la costrizione aortica trasversa minimamente invasiva nei topi per esaminare l'insufficienza cardiaca indotta da sovraccarico di pressione.

Banding dell'arco aortico trasverso in modello murino: una tecnica minimamente invasiva nei topi per l'induzione di alta pressione nel ventricolo sinistro

Descriviamo una procedura graduale per la creazione di sovraccarico di pressione e ipertrofia ventricolare sinistra in ratti Wistar dalla costrizione dell'aorta ascendente con una piccola clip metallica. Questo modello è ampiamente utilizzato per studiare i cambiamenti di rimodellamento durante l'ipertrofia cardiaca e per identificare e valutare le strategie per la regressione di tali cambiamenti.

Crescente aortica Costrizione in ratti per la creazione di sovraccarico di pressione cardiaca Ipertrofia Modello

L'obiettivo di questo protocollo è quello di valutare in modo non invasivo i cambiamenti strutturali e funzionali cardiaci in un modello murino della malattia di cuore creato da trasversali costrizione aortica, con B e M-mode ecocardiografia e colore / impulsi di imaging onda Doppler.

Valutazione del Cardiac morfologiche e funzionali Variazioni modello murino di trasversale aortica costrizione da parte ecocardiografica Imaging

Minimamente invasiva trasversale costrizione aortica (MTAC) conserva gli elementi essenziali di regolare costrizione aortica trasversale (TAC), eliminando l'uso di un ventilatore con intubazione tracheale. Esso dimostra di essere un metodo altamente desiderabile per studi ad elevata capacità di sovraccarico del ventricolo sinistro, soprattutto negli studi traslazionali.

Minimamente invasiva trasversale aortica costrizione nei topi

L'obiettivo di questo protocollo è di descrivere passo passo la tecnica di costrizione aortico trasversale mininvasiva (TAC) in topi. Dall'eliminazione di intubazione e la ventilazione che sono obbligatori per la procedura standard comunemente utilizzata, TAC mininvasiva semplifica la procedura operativa e riduce lo sforzo messo sull'animale.

Tecnica di costrizione aortico trasversale mininvasiva in topi per induzione dell'ipertrofia ventricolare sinistra

Questo protocollo presenta un metodo migliorato per ottenere ipertrofia miocardica transitoria con sutura assorbibile, simulando la diminuzione dell'ipertrofia ventricolare sinistra dopo aver rimosso il sovraccarico di pressione. Potrebbe essere prezioso per gli studi sulla precondizione ipertrofica miocardica.

Constrizione aortica trasversale operativa con sutura assorbibile per ottenere ipertrofia miocardica transitoria

Il presente protocollo descrive una tecnica modificata e semplificata con una procedura di costrizione aortica trasversale mini-invasiva (TAC) utilizzando un divaricatore autocostruito. Questa procedura può essere condotta senza un ventilatore o un microscopio e introduce un sovraccarico di pressione, portando infine a ipertrofia cardiaca o insufficienza cardiaca.

Una tecnica modificata per la costrizione aortica trasversale nei topi

Infezione di topi con uno Adenovirus che esprime il autoantigene maggiore umano citocromo P450 2D6 (hCYP2D6) riconosciuti da sieri di pazienti affetti da di tipo 2 risultati epatite autoimmune in una forma persistente di autoimmune-mediata malattia epatica caratterizzata da estensiva epatite, fibrosi e la generazione di uno CYP2D6 -specifica risposta immunitaria.

Il CYP2D6 modello animale: come indurre epatite autoimmune in topi

Scopri la tecnica di costrizione trasversale dell'aorta chiusa-cassa nei topi per indurre ipertrofia ventricolare sinistra. Questo metodo minimamente invasivo riduce il trauma chirurgico e consente di studiare la risposta immunitaria cardiaca.

Un modello chiuso-cassa per indurre costrizione trasversale aortica in topi

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