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Determinazione non invasiva, High-throughput di durata di sonno in roditori
Determinazione non invasiva, High-throughput di durata di sonno in roditori
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JoVE Journal Behavior
Noninvasive, High-throughput Determination of Sleep Duration in Rodents

Determinazione non invasiva, High-throughput di durata di sonno in roditori

Full Text
8,229 Views
07:33 min
April 18, 2018

DOI: 10.3791/57420-v

R. Michelle Saré1, Abigail Lemons1, Anita Torossian1, Carolyn Beebe Smith1

1Section on Neuroadaptation and Protein Metabolism, National Institute of Mental Health,National Institutes of Health

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Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Descriviamo un metodo di alto-rendimento di misurazione sonno per mezzo di monitoraggio basato su attività di home-gabbia. Questo metodo offre vantaggi rispetto ai metodi tradizionali basati su EEG. E è convalidata anche per la determinazione della durata totale di sonno e può essere un potente strumento per monitorare il sonno nei modelli del roditore della malattia umana.

L'obiettivo generale di questo esperimento è registrare la durata totale del sonno in modo non invasivo e ad alto rendimento. Questo metodo potrebbe aiutare a rispondere a domande chiave nel campo del sonno, come la durata totale del sonno. Il vantaggio principale di questa tecnica è che è ad alta produttività, non invasiva e facilmente eseguibile.

A dimostrare la procedura sarà Abigail Lemons, una post-diploma di maturità del laboratorio. Per iniziare la procedura, allineare un rilevatore di fronte a un emettitore. Assicurarsi che i raggi infrarossi siano rivolti verso l'interno e siano allineati alla stessa altezza.

Quindi, utilizzare le viti fornite per posizionare i rilevatori e gli emettitori all'altezza desiderata sul supporto metallico. Questa altezza deve essere regolata in modo che la lettiera della gabbia sia al di sotto del livello dei raggi infrarossi, ma il raggio sia all'altezza corretta per rilevare l'attività degli animali. Questo crea un'area interna di 27 centimetri per 32 centimetri.

Quindi, collegare a ciascun rilevatore con ciascun emettitore. Collegare l'emettitore all'hub in dotazione collegato al ricevitore. Eseguire questa operazione sia per il piano X che per quello Y.

Ripetere l'operazione per tutte le configurazioni. Successivamente, collegare il ricevitore a un computer con l'hub USB in dotazione. Per configurare il software, fare clic su File, quindi aprire la configurazione dell'esperimento per aprire la configurazione dell'esperimento predefinita.

Quindi, fai clic su esperimento, proprietà. Successivamente, fare clic sulla scheda di scansione. Modificare la velocità di scansione a 10 secondi.

Quindi, fai clic sulla scheda dell'attività. Modificare la frequenza di campionamento dell'attività a 10 secondi. Quindi, fare clic su file, salva configurazione esperimento con nome per salvare queste impostazioni di configurazione per esperimenti futuri.

In questa fase alloggia singolarmente i topi in gabbie pulite lunghe 31 centimetri e larghe 16,5 centimetri. Per evitare che i topi costruiscano la lettiera e ostruiscano le travi, utilizzare una lettiera a una profondità di 3 millimetri e non fornire materiale di nidificazione aggiuntivo. Fornire ai topi l'accesso al cibo e all'acqua ad libitum per mezzo di un trainafilo che poggia sulla parte superiore della gabbia lontano dalle travi.

Se necessario, riempire il cibo e cambiare le bottiglie d'acqua quando le gabbie vengono cambiate ogni tre o cinque giorni per tutta la durata dello studio. Quindi, allineare la gabbia del mouse all'interno della configurazione del raggio infrarosso assicurandosi che poggi approssimativamente al centro dei fagioli per una copertura completa. Ora apri il file di configurazione predefinito.

Fare clic su File, aprire la configurazione dell'esperimento per aprire la configurazione dell'esperimento desiderata o predefinita. Quindi, fai clic su esperimento, quindi su Configura. Designare il percorso in cui salvare il file di dati, nonché il percorso in cui salvare il file di backup.

Quindi, designa l'ID dell'animale su ciascuna camera del sonno e, se lo desideri, inserisci il peso dell'animale. Se una camera non viene utilizzata nell'esperimento, deselezionando la casella si disattiverà quella camera. Una volta inserite le informazioni di identificazione, fare clic su Fine.

Fare clic su File, salva esperimento con nome per salvare la configurazione corrente dell'esperimento con il nome file desiderato. Successivamente, fai clic su sperimenta, esegui, per avviare la registrazione. Attendi un'epoca di 10 secondi per assicurarti che tutte le camere stiano riprendendo attività.

Poiché gli animali sono stati appena iniettati, è molto probabile che gli animali si muovano abbastanza da essere rilevati dai raggi infrarossi. Il giorno seguente, al momento dell'iniezione, fare clic su esperimento, quindi su interrompi, per terminare la registrazione. Successivamente, fai clic su file, esporta, genera CSV di soggetti per raccogliere i dati grezzi per ciascun mouse.

Successivamente, fai clic su File, esporta e analisi del sonno per esportare il file del sonno per ogni esperimento aprendo il file raw. File di dati CDTA. In Origine attività parametri di rilevamento, assicurarsi che entrambe le caselle Asse X e Asse Y siano selezionate.

Successivamente, in epoche di soglia di sospensione, assicurarsi che siano selezionate quattro epoche. In Soglia di attività della soglia di sospensione, assicurarsi che sia selezionato 0 conteggi e, in Ciclo luce-buio, controllare l'ora appropriata per il ciclo luce-buio. Nella finestra di analisi, selezionare l'ora desiderata per l'analisi.

Nel caso degli studi sulle iniezioni, lasciare il giorno come predefinito. Impostare l'ora di inizio su ExpSTART e la durata su 24:00 per 24 ore. Salva la configurazione per risparmiare tempo per l'esportazione dei dati, quindi fai clic su Aggiorna.

Fare clic su Genera file CSV e salvare il file nella posizione desiderata. Per analizzare i dati per ogni sessione di registrazione, aprire il file di sospensione. Per assegnare l'ID soggetto, aprire il file CSV individuale per ogni camera per determinare l'ID soggetto.Registra il sonno, le ore, i minuti e i secondi TOT, sia per la fase di luce che per quella di buio per tutti gli animali.

Controllare il file CSV del singolo soggetto per verificare la presenza di incongruenze che indichino l'errore di registrazione. Se in un piano vengono rilevati conteggi elevati dei fasci, ma non si osservano conteggi sull'altro piano, ciò indica un guasto del fascio. Questa cifra mostra che i topi hanno ricevuto iniezioni IP giornaliere di soluzione salina o ciclodestrina al 30% alle 9 del mattino.

nella fase di luce. Le caselle intorno alle frecce indicano un cambio di gabbia. I test T post hoc suggeriscono che la durata del sonno differiva nella fase di luce del primo giorno rispetto agli altri giorni, indicando l'abitudine sia alla configurazione del sonno che alle iniezioni di IP.

Il sonno è stato ridotto dai cambi di gabbia nei giorni sei, nove e tredicesimi, rispetto agli altri giorni. La durata del sonno dopo le iniezioni di ciclodestrina è stata relativamente stabile nei giorni in cui le gabbie non sono state cambiate, indicando che i topi si sono abituati alle iniezioni di ciclodestrine IP. Una volta padroneggiata, l'installazione può essere eseguita in meno di un'ora e l'analisi può essere eseguita molto rapidamente.

Seguendo questa procedura, è possibile eseguire altri metodi come l'EEG per rispondere a domande aggiuntive come la frammentazione del sonno o le fasi del sonno.

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Comportamento problema 134 Sleep roditore disturbi del sonno non invasiva ad alta velocità sistema di monitoraggio a casa gabbia

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