Name: Frazionamento subcellulare dagli esemplari gastrointestinali freschi e surgelati (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 7 s
Description: Impara la frazionamento subcellulare di biopsie intestinali fresche e surgelate per separare proteine citoplasmatiche e nucleari. Questo metodo supporta studi di localizzazione proteica e analisi funzionali.

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Autori riconoscono l'assistenza di Ander Lopez e Miren Telletxea per la registrazione e l'editing dei video. ACR è finanziato da una borsa di studio Ikerbasque e un progetto di ricerca dal Asociación de Celiacos di Madrid (ACM). JRB è finanziato dal progetto ISCIII-PI16/00258 e co-finanziato dal FESR/FSE Unione europea "Un modo per fare dell'Europa". È è finanziata da una sovvenzione di progetto di ricerca 2015111068 del basco dipartimento della salute. IRG e AJM sono supportate da sussidi per la fellowship predoctoral da UPV/EHU e il basco Department of Education, rispettivamente.

Questo studio è stato approvato dal comitato di etica di Cruces University Hospital e analisi sono state eseguite dopo consenso informato è stato ottenuto da tutti gli oggetti o i loro genitori.
1. biopsia collezione
Nota: Gli esemplari di biopsia dal duodeno distale dei pazienti sono ottenuti durante l'endoscopia di diagnosi sistematica gestione biopsie comprese tra 2 e 10 mg di peso. Tessuto biopsiato è un tessuto complesso composto da diversi tipi cellulari tra cui cellule epiteliali, immuni ed endoteliali. I gastroenterologi clinici eseguire l'endoscopia segue stabilito linee guida cliniche.
<ol><li>Posto la biopsia su una carta da filtro sterile subito dopo l'endoscopia.</li>
	<li>Utilizzare pinze per trasferire le biopsie in provette da 1,5 mL, metterli a bagno con PBS e posizionarlo in un stoccaggio provette criogenia.</li>
	<li>Mantenere i tubi sul ghiaccio fino ad arrivare al laboratorio.<ol>
<li>Avviare l'elaborazione delle biopsie fresche immediatamente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per le biopsie congelate, flash congelare la biopsia contenente tubi e conservare in azoto liquido fino all'utilizzo. Nota: È importante mantenere il campione congelato finché non viene aggiunto il buffer completato freddo 1.</li>
</ol>2. preparazione buffer
Nota: Prima di iniziare, completare i buffer come segue.
<ol><li>Aggiungere 1 millimetro DTT (concentrazione finale) e proteasi e fosfatasi inibitore cocktail (1x concentrazione finale) al buffer ipotonico ipertonico e 1 tampone 2 (tabella 1).<ol>
<li>Preparare 1,5 mL di tampone 1 e 150 µ l di tampone 2 per campione. DTT impedirà l'ossidazione dei campioni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparare il tampone di lavaggio nuclei aggiungendo 1% detergente (nonil phenoxypolyethoxylethanol) a una concentrazione finale di 0,1% al buffer già completati 1. Preparare 1 mL di tampone di lavaggio di nuclei per campione.</li>
</ol>3. biopsia omogeneizzazione
<ol><li>
Biopsie fresche
	<ol>
<li>Posto il pestello monouso nel mixer motorizzato. Assicurarsi che il pestello raggiunge il fondo del tubo.</li>
		<li>Estrarre la biopsia dallo stoccaggio provette criogenia e metterlo in una provetta da 1,5 mL con un puntale.</li>
		<li>Aggiungere 200 µ l di tampone completati 1 la provetta da 1,5 mL.</li>
		<li>Omogeneizzare la biopsia con il pestello fino a quando il tessuto è completamente sconvolta e tenerlo sul ghiaccio.</li>
		<li>Una volta che tutte le biopsie sono omogeneizzate procedere con il passaggio 4. Nota: Pestelli monouso devono essere modificati tra le biopsie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Biopsie congelate Attenzione: Maneggiare azoto liquido; dell'azoto liquido con la pelle o gli occhi può provocare gravi lesioni di congelamento. Proteggere le mani e gli occhi sempre quando si lavora con l'azoto liquido.<ol>
<li>Prendere alcuni azoto liquido in una scatola per conservare le provette per criogenia Estratto dal serbatoio di azoto.</li>
		<li>Trovare la biopsia nel serbatoio di azoto e posizionare lo stoccaggio PROVETTE CRIOGENIA nella finestra con l'azoto liquido. Ripetere questo passaggio per tutte le biopsie.</li>
		<li>Trasferire la biopsia dallo stoccaggio provette criogenia per un tubo da 1,5 mL. Nota: Le biopsie saranno allegate al tubo congelato. Spingere la biopsia con una pipetta sterile così staccherà dal tubo.</li>
		<li>Aggiungere 200 µ l di tampone completati 1.</li>
		<li>Omogeneizzare il tessuto usando il mortaio e il pestello fino a quando il tessuto è completamente sconvolta, mantenendo la temperatura a 4 ° C durante tutta la procedura. Nota: Non lasciare che le biopsie scongelare prima di aggiungere il buffer.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. citoplasma isolamento
<ol><li>Incubare la biopsia omogeneizzata in ghiaccio per 10 min.</li>
	<li>Aggiungere 10 µ l di 1% detergente (nonil phenoxypolyethoxylethanol) per ogni campione a una concentrazione finale di 0.05%. Nota: Le cellule saranno gonfiarsi e scoppiare da lisi osmotica come il detergente delicato altererà la membrana cellulare.</li>
	<li>Incubare in ghiaccio per 5 minuti.</li>
	<li>Vortex brevemente e centrifuga a 400 x g a 4 ° c per 2 min.</li>
	<li>Dopo Vortex, rimuovere il supernatante e trasferirlo in un nuovo tubo pulito 1,5 mL; Questa sarà la frazione citoplasmatica. Non gettare il pellet.</li>
</ol>5. isolamento nucleare
<ol><li>Risospendere il pellet dal passaggio precedente con 200 µ l di tampone di lavaggio di nuclei.</li>
	<li>Centrifugare la provetta per 2 min a 400 x g e a 4 ° C.</li>
	<li>Scartare il surnatante e ripetere il lavaggio due volte. Nota: I lavaggi rimuoverà citoplasmico contaminazione nella frazione nucleare.</li>
	<li>Dopo il terzo lavaggio, risospendere il pellet in 100 µ l di tampone di 2.</li>
	<li>Agitare il campione a 4 ˚ c per 30 min. in alternativa, incubare il campione sul ghiaccio e agitare ogni 5 min.</li>
	<li>Dopo l'agitazione, centrifugare il campione per 10 min alla massima velocità (> 12.000 x g) e 4 ° C.</li>
	<li>Dopo Vortex, trasferire il surnatante in un nuovo 1.5 pulito. tubo da mL. Si tratta della frazione nucleare.</li>
</ol>6. proteina quantificazione
Nota: Quantificare le proteine con un kit di test bicinconinico proteina acida (BCA). La concentrazione delle proteine nelle frazioni sarà compreso tra 0,5 e 5 µ g / µ l, essendo più basso nella frazione nucleare (Vedi tabella 2 per le concentrazioni di proteina risultante dalle biopsie 2mg).
<ol><li>Preparare una curva standard con i seguenti importi (µ g) di albumina di siero bovino (BSA)12: 0-0.5-1-2-3-4-5-6.</li>
	<li>Preparare i reagenti necessari per utilizzare 100 µ l di mix finale BCA per campione.</li>
	<li>Pipettare 2 µ l di ciascuna frazione della proteina in un piatto ben 96, aggiungere il mix BCA e seguire le istruzioni del produttore per la lettura.</li>
</ol>

<ol><li>Cox, B., Emili, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+subcellular+fractionation+and+protein+extraction+for+use+in+mass-spectrometry-based+proteomics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Tissue subcellular fractionation and protein extraction for use in mass-spectrometry-based proteomics.</a> Nature Protocols. 1 (4), 1872-1878 (2006).</li>
<li>Itzhak, D. N., Tyanova, S., Cox, J., Borner, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+quantitative+and+dynamic+mapping+of+protein+subcellular+localization%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Global, quantitative and dynamic mapping of protein subcellular localization.</a> eLife. 5, (2016).</li>
<li>Preedy, V. R., Watson, R. R., Ronald, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPreedy%2C+VR+%22Methods+in+disease+investigating+the+gastrointestinal+tract%22">Methods in disease investigating the gastrointestinal tract</a>. , Greenwich Medical Media. (1998).</li>
<li>Alex, P., Gucek, M., Li, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+proteomics+in+the+study+of+inflammatory+bowel+diseases%3A+Current+status+and+future+directions+with+available+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Inflammatory+bowel+diseases%22%5BJournal%5D)">Applications of proteomics in the study of inflammatory bowel diseases: Current status and future directions with available technologies.</a> Inflammatory bowel diseases. 15 (4), 616-629 (2009).</li>
<li>Ericsson, C., Franzén, B., Nistér, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frozen+tissue+biobanks.+Tissue+handling%2C+cryopreservation%2C+extraction%2C+and+use+for+proteomic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+oncologica+%28Stockholm%2C+Sweden%29%22%5BJournal%5D)">Frozen tissue biobanks. Tissue handling, cryopreservation, extraction, and use for proteomic analysis.</a> Acta oncologica (Stockholm, Sweden). 45 (6), 643-661 (2006).</li>
<li>Hoffmann, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+application+of+a+subcellular+fractionation+method+to+kidney+and+testis+for+the+determination+of+conjugated+linoleic+acid+in+selected+cell+organelles+of+healthy+and+cancerous+human+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+and+Bioanalytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">New application of a subcellular fractionation method to kidney and testis for the determination of conjugated linoleic acid in selected cell organelles of healthy and cancerous human tissues.</a> Analytical and Bioanalytical Chemistry. 381 (6), 1138-1144 (2005).</li>
<li>Foster, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Mammalian+Organelle+Map+by+Protein+Correlation+Profiling%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A Mammalian Organelle Map by Protein Correlation Profiling.</a> Cell. 125 (1), 187-199 (2006).</li>
<li>Baghirova, S., Hughes, B. G., Hendzel, M. J., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+fractionation+and+isolation+of+subcellular+proteins+from+tissue+or+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22MethodsX%22%5BJournal%5D)">Sequential fractionation and isolation of subcellular proteins from tissue or cultured cells.</a> MethodsX. 2, e440-e445 (2015).</li>
<li>Börner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcellular+protein+extraction+from+human+pancreatic+cancer+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">Subcellular protein extraction from human pancreatic cancer tissues.</a> BioTechniques. 46 (4), 297-304 (2009).</li>
<li>Antalis, T. M., Shea-Donohue, T., Vogel, S. N., Sears, C., Fasano, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+disease%3A+protease+functions+in+intestinal+mucosal+pathobiology%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+clinical+practice.+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of disease: protease functions in intestinal mucosal pathobiology.</a> Nature clinical practice. Gastroenterology. 4 (7), 393-402 (2007).</li>
<li>Cutler, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCutler%2C+P+%22Protein+purification+protocols%22">Protein purification protocols</a>. , Humana Press. (2004).</li>
<li>Walker, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Bicinchoninic+Acid+%28BCA%29+Assay+for+Protein+Quantitation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Protein+Protocols+Handbook%22%5BJournal%5D)">The Bicinchoninic Acid (BCA) Assay for Protein Quantitation.</a> The Protein Protocols Handbook. , 11-14 (1996).</li>
<li>McLane, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+localization+of+T-bet+and+Eomes+in+CD8+T+cell+memory+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+immunology+%28Baltimore%2C+Md.%3A+1950%29%22%5BJournal%5D)">Differential localization of T-bet and Eomes in CD8 T cell memory populations.</a> Journal of immunology (Baltimore, Md.: 1950). 190 (7), 3207-3215 (2013).</li>
<li>Nguyen, K. T., Holloway, M. P., Altura, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+CRM1+nuclear+export+protein+in+normal+development+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+biochemistry+and+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">The CRM1 nuclear export protein in normal development and disease.</a> International journal of biochemistry and molecular biology. 3 (2), 137-151 (2012).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Il protocollo descritto qui è usato per il frazionamento nucleare e citoplasmatico di biopsie intestinali. Le proteine purificate non sono denaturate e può essere utilizzate non solo nell'analisi di western blot come mostrato in Figura 2 e 3 , ma anche nelle analisi che richiedono nativo-piegato proteine quali immunoprecipitazione, analisi dello spostamento di mobilità elettroforetica (EMSA) o elettroforesi nativa del gel di poliacrilammide (PAGE).
<p class="jove_content...

Proteine partecipano a quasi tutte le funzioni biologiche all'interno di una cella e qualsiasi variazione nella loro struttura, la quantità o la posizione può portare a uno scenario di patogeno. Metodi di frazionamento dei campioni del tessuto sono un utile approccio per ridurre la complessità della malattia relative analisi di proteine. Alcuni studi utilizzano informazioni di localizzazione della proteina o arricchiscono una proteina da un compartimento cellulare specifico, quindi un protocollo per il frazionamento riproducibile di proteine intatte è utile per rispondere a taluni quesiti biologici. Determinare la localizzazione subcellulare delle proteine e monitoraggio loro ridistribuzione compartimentali o interazioni al basale e condizioni di malattia verranno aiuterà a identificare la malattia relative differenze funzionali1,2. Questo metodo intende quindi, riproducibile frazionare le biopsie del tessuto intestinale sia fresche che congelate, in compartimenti subcellulari citoplasmatici e nucleari.
I campioni di biopsia intestinale sono ordinariamente ottenuti durante l'endoscopia procedure3 (Figura 1) e possono essere efficacemente utilizzati per la quantificazione della proteina o studi di immunoprecipitazione. Dal momento che i campioni di tessuto da intestinale epiteliali conterrà le proteine che possono essere direttamente coinvolti in patogenesi malattia4, campioni di biopsia intestinale sono una fonte molto preziosa per l'identificazione di successo di specifica di malattia intestinale proteine. Campioni di tessuto congelato, paziente memorizzati insieme con le informazioni cliniche sono risorse utili per l'analisi della proteina, e una preparazione del campione semplice e riproducibile è una questione chiave per fornire informazioni compartimentali cella utilizzando quantità limitante di congelati tessuto5.
Ci sono diversi kit disponibile in commercio per la separazione di frazioni cellulari, ma questi sono più costosi e in genere richiede più tempo rispetto al protocollo presentato qui. Protocolli basati su centrifugazione in gradiente di più-passaggio e pendenze continue inoltre sono state usate in precedenza per il frazionamento dei diversi compartimenti cellulari in diversi tessuti6,7. Tuttavia, mantenendo la coerenza delle pendenze continue è spesso un compito difficile. Simili protocolli basati sulla sequenza lisi delle membrane precedentemente sono stati descritti, ma hanno bisogno generalmente più di due buffer e le mani sul tempo è più lungo di8 .
Quando i campioni di tessuto di frazionamento, tenete a mente che il tessuto campioni presenti cellula-cellula e cellula-matrice interazioni che sono presenti nelle cellule in coltura non sia importante quando si procede all'estrazione della proteina. La corretta ripartizione tra cellule e matrice extracellulare senza compromettere la qualità di proteina sarà un fattore critico nel tessuto intestinale della proteina isolamento9. In questo protocollo, contatti cellula-cellula e cellula-matrice in primo luogo sono rotti, liberando le cellule e permettendo che il buffer raggiungere le singole celle. Per evitare la proteina-vano di miscelazione prima del frazionamento, la ripartizione dei contatti deve avvenire senza alterare l'integrità delle membrane nucleari o le celle.
Dovuto l'arricchimento di varie proteasi nella mucosa intestinale10, è importante controllare la degradazione della proteina durante l'estrazione. Per ridurre al minimo il potenziale degradazione della proteina, più l'inibitore della proteasi deve essere incluso nei buffer di estrazione di proteine. Inoltre, se estratti stanno per essere utilizzati per analisi funzionali, è essenziale per evitare la denaturazione delle proteine o proteolisi ciò causerebbe una perdita di proteina attività11. Per questo scopo, il protocollo viene eseguito a 4 ° C e fluoruro di phenylmethylsulfonyl fresco (PMSF) viene aggiunto al buffer ad una concentrazione finale di 0,1 mM appena prima dell'uso per inibire ulteriore proteolisi.
Il primo passo nel frazionamento delle cellule è la rottura del tessuto e lisi cellulare. Come accennato in precedenza, l'obiettivo è quello di disaggregare le cellule e la rottura che li aperto con danni minimi. Campioni di tessuto intestinale devono essere omogeneizzati, e le cellule lisate per ottenere massima rottura della membrana cellulare. In questo protocollo, usiamo un mixer motorizzato pestello per rompere il tessuto intestinale che è omogeneizzato in pochi secondi mediante azione Vortex ad alta velocità. Dopo omogeneizzazione, cellule del tessuto vengono incubate in un buffer ipotonico che scoppierà la membrana delle cellule, ma manterrà i nuclei intatti, seguita dalla aggiunta di un detergente non-denaturante (nonil phenoxypolyethoxylethanol) e un breve vortice per separare i nuclei dalla frazione citoplasmatica. Dopo la rimozione del citoplasma, la membrana di nuclei delle cellule è scoppiò in un buffer ipertonico con agitazione.
Il metodo presentato qui è un metodo appropriato per il frazionamento subcellulare di biopsie intestinali freschi e congelati che sono stati ottenuti durante le procedure endoscopiche e intervallo tra 2 e 10 mg di peso. Il protocollo è semplice e riproducibile e può essere eseguito utilizzando apparecchiature di laboratorio di base e i reagenti in meno di un'ora.

<table><tbody><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034-1kg</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333-1kg</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E9884-100G</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>5588886-1kg</td><td></td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>10197777001</td><td></td></tr><tr><td>PMSF</td><td>Thermo Scientific</td><td>36978</td><td></td></tr><tr><td>Inibitori della proteinasi e della fosfatasi</td><td>Thermo Scientific</td><td>A32959</td><td></td></tr><tr><td>NP-40&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CA-630</td><td>Detergente</td></tr><tr><td>Saggio BCA</td><td>Thermo Scientific</td><td>23227</td><td>Kit di quantificazione delle proteine</td></tr><tr><td>Pestelli monouso in plastica</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z359947-100EA</td><td></td></tr><tr><td>Omogeneizzatore a disca</td><td>VWR</td><td>431-0100</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifuga</td><td>Eppendorf</td><td>5415-R</td><td></td></tr><tr><td>Shacker</td><td>IKA</td><td>MS3 basic</td><td></td></tr></tbody></table>

frazionamento subcellulare dagli esemplari gastrointestinali freschi e surgelati

Subcellular Fractionation from Fresh and Frozen Gastrointestinal Specimens

Lo scopo del presente protocollo è quello di frazionare il tessuto intestinale umano ottenuto dall'endoscopia in compartimenti nucleari e citoplasmatici per l'analisi di localizzazione di specifiche proteine o complessi proteici in stati differenti del tessuto (cioè, sano vs malattia). Questo metodo è utile per il frazionamento di entrambi i campioni freschi e congelati di tessuto intestinale; è facilmente accessibile per tutti i laboratori e non richiede molto tempo.

La figura 1 Mostra un ematossilina eosina di una sezione di biopsia intestinale con villi intatti e strutture della cripta.
Risultati rappresentativi del frazionamento nucleare e citoplasmatica usando questo protocollo sono mostrati nelle figure 2 e 3. Nell'esperimento mostrato in Figura 2, un fresco (Fh) e un congelato (Fz) biopsia son...

Qui, presentiamo un protocollo per eseguire un frazionamento cellulare semplice per la separazione subcellulare delle proteine citoplasmatiche e nucleari in biopsie intestinali umane fresche e congelate.

Frazionamento subcellulare dagli esemplari gastrointestinali freschi e surgelati

The purpose of this protocol is to fractionate human intestinal tissue obtained by endoscopy into nuclear and cytoplasmic compartments for the ...

L'obiettivo del seguente protocollo è quello di generare frazioni subcellulari da campioni gastrointestinali congelati o freschi. Le proteine partecipano a quasi tutte le funzioni biologiche all'interno di una cellula. In qualsiasi variazione vengano estratti in una posizione può portare a uno scenario patogeno.Alcuni studi trarranno vantaggio dalla valutazione della localizzazione proteica o dovranno invadere una proteina da uno specifico compartimento cellulare. Quindi il frazionamento riproducibile delle proteine intatte è importante in questo senso. I campioni di biopsia intestinale sono recentemente ottenibili durante le procedure endoscopiche e possono essere efficacemente utilizzati per la quantificazione delle proteine o gli studi di immunoprecipitazione.I campioni intestinali clinici sono una risorsa importante per l'identificazione efficace delle proteine tissutali e specifiche della malattia. Il nome di questo metodo è quello di frazionare il tessuto intestinale umano ottenuto mediante endoscopia in compartimenti nucleari e citoplasmatici per l'analisi della localizzazione di una specifica proteina o di complessi proteici. Questo metodo serve per il frazionamento di entrambi.In primo luogo, avviene la nostra biosi intestinale congelata. Per la procedura di congelamento dei tessuti, congelare i campioni immediatamente dopo l'estrazione e conservarli in azoto liquido fino al momento dell'uso. È importante mantenere il campione congelato fino all'aggiunta del tampone di omogeneizzazione a freddo.Per i campioni freschi, trasferire la biopsia in una microprovetta da 1,5 ml e tenerla in ghiaccio fino all'inizio della procedura. I campioni di tessuto congelati sono solitamente attaccati alla parete della crioprovetta e il tessuto può essere rilasciato utilizzando una punta di pipetta sterile prima di essere trasferito in una microprovetta conica da 1,5 mL. Aggiungere 200 mL di tampone uno integrato con DDT e inibitori della fosfatasi e della proteasi alla microprovetta contenente il campione.Omogeneizzare il campione con un recipiente fino a quando il tessuto non è completamente distrutto e tenerlo in ghiaccio. Incubare il campione su ghiaccio per 10 minuti. Aggiungere 10 ml di detergente all'1% a ciascun campione fino a una concentrazione finale dello 0,05% per distruggere la membrana cellulare.Incubare su ghiaccio per cinque minuti. Agitare brevemente e centrifugare a 400 g a 4 gradi per due minuti. Rimuovere il surnatante contenente la frazione proteica citoplasmatica e trasferirlo in una provetta pulita.Non gettare il pellet. Risospendere il pellet in 200 mL di tampone due integrato con DDT e inibitori della fosfatasi e della proteasi. Centrifugare a 400 g per 2 minuti.Eliminare il surnatante e ripetere la procedura di lavaggio altre due volte. Dopo il terzo lavaggio, risospendere il pellet in 100 mL di tampone due. Agitare energicamente a 4 gradi per 30 minuti.Centrifugare a 4 gradi alla massima velocità per 10 minuti. Trasferire il surnatante contenente la frazione proteica nucleare in una provetta pulita. Le frazioni citoplasmatiche e nucleari sono ora pronte per la quantificazione e gli esperimenti a valle.La mucosa intestinale è ricca di diverse proteasi e quindi la degradazione delle proteine deve essere controllata durante l'estrazione al fine di ridurre al minimo la degradazione delle proteine, più inibitori della proteasi dovrebbero essere inclusi nei tamponi di estrazione delle proteine. Inoltre, gli estratti devono essere utilizzati per ulteriori saggi. È essenziale evitare la denaturazione delle proteine o la proteolisi.Poiché ciò causa una perdita di attività proteica. Come conseguenza dei contatti cellula-cellula e cellula-matrice presenti nei tessuti, è necessario implementare alcune modifiche nei protocolli di estrazione delle proteine abitualmente utilizzati con le colture cellulari. La separazione delle cellule dalla matrice transcellulare senza influire sulla qualità delle proteine è un fattore critico per l'isolamento efficiente delle proteine del tessuto intestinale.A sinistra, la tabella mostra le concentrazioni proteiche di ciascuna delle frazioni provenienti da campioni di biopsia da 2 ml freschi e congelati. Le concentrazioni sono indicate in microgrammi per microlitro. In questo esperimento, un campione fresco e congelato sono stati frazionati contemporaneamente seguendo il protocollo.E un Western blot è stato eseguito utilizzando 20 mg di ciascun campione. Per verificare la purezza delle frazioni, HSP90 e Tubulina sono stati utilizzati come controlli citoplasmatici e HDAC1 e H3 come controlli nucleari. Come si può osservare, HSP90 e Tubulina si trovano principalmente nel citoplasma e HDAC1 e H3 nel nucleo con una miscelazione molto residua tra le due frazioni.Per vedere se il protocollo influisce sulla morte cellulare, abbiamo anche rilevato CASP3. Entrambi i campioni presentano una colorazione molto minima per CASP3, confermando che la procedura non influisce sulla via di morte cellulare anche dopo il congelamento rapido delle biopsie. I campioni congelati utilizzati in questo esperimento provenivano da un individuo con una condizione infiammatoria intestinale e, come previsto, pSTAT1 appare nel citoplasma di questo campione, confermando che le modifiche proteiche vengono mantenute dopo il frazionamento e quindi può essere utilizzato per l'analisi funzionale a valle.La riproducibilità dei risultati nelle biopsie congelate è mostrata in questa figura. Le frazioni sono pulite con una minima miscelazione di proteine nel compartimento. Le biopsie fresche e congelate possono essere utilizzate allo stesso modo in questi protocolli, con le biopsie congelate che forniscono risultati puliti e riproducibili, come mostrato nelle Figure 1 e 2.Il protocollo qui descritto è progettato per generare le possibili frazioni proteiche. Tuttavia, una certa variabilità intrinseca all'interno del campione, comprese le dimensioni e lo stato del tessuto, può portare a deviazioni nelle quantità di proteine e nelle quantità di distribuzione nelle frazioni.

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Qui, presentiamo un protocollo per isolare la membrana plasmatica, citoplasma e nei mitocondri delle cellule U937 senza l'uso di centrifugazione ad alta velocità. Questa tecnica può essere utilizzata per purificare le frazioni subcellulari per l'esame successivo di localizzazione della proteina tramite immunoblotting.

Il frazionamento delle cellule delle cellule U937 in assenza di centrifugazione ad alta velocità

Questo protocollo descrive diverse procedure per la preparazione di campioni di tessuto congelato di alta qualità al momento della necroscopia per l'uso nel saggio della cometa per valutare il danno al DNA: 1) tessuto macinato, 2) cellule epiteliali raschiate dal tratto gastrointestinale e 3) tessuto immatolato campioni, richiedendo l'omogeneizzazione utilizzando un dispositivo di mincing dei tessuti.

Uso di tessuto congelato nel saggio Cometa per la valutazione del danno del DNA

L'eterogeneità intratumorale è una caratteristica intrinseca dei tumori, compresi i gliomi. Abbiamo sviluppato un protocollo semplice ed efficiente che utilizza una combinazione di tamponi e centrifugazione a gradiente per isolare singoli nuclei da tessuti di glioma freschi congelati per studi di sequenziamento di RNA a nucleo singolo e ATAC.

Isolamento dei nuclei da tumori cerebrali freschi congelati per RNA-seq a nucleo singolo e ATAC-seq

Questo protocollo di frazionamento consentirà ai ricercatori di isolare proteine citoplasmatiche, nucleari, mitocondriali e di membrana da cellule di mammifero. Le ultime due frazioni subcellulari vengono ulteriormente purificate tramite gradiente di densità isopicnica.

Frazionamento cellulare di cellule U937 mediante purificazione del gradiente di densità isopicnica

Il protocollo fornisce un approccio affidabile e ottimizzato all'isolamento dei nuclei da campioni di tumore solido per il sequenziamento multioma utilizzando la piattaforma 10x Genomics, comprese le raccomandazioni per le condizioni di dissociazione tissutale, la crioconservazione delle sospensioni a singola cellula e la valutazione dei nuclei isolati.

Isolamento ottimizzato dei nuclei da campioni di tumore solido freschi e congelati per il sequenziamento di più omi

Descriviamo un modello murino di ileo postoperatorio generato tramite manipolazione intestinale. La funzione del transito gastrointestinale, i cambiamenti patologici e l'attivazione delle cellule immunitarie sono stati valutati 24 ore dopo l'intervento chirurgico.

Modello murino di ileo postoperatorio

Impara la frazionamento subcellulare di biopsie intestinali fresche e surgelate per separare proteine citoplasmatiche e nucleari. Questo metodo supporta studi di localizzazione proteica e analisi funzionali.

Frazionamento subcellulare dagli esemplari gastrointestinali freschi e surgelati

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