Name: Un metodo invasivo per lattivazione della circonvoluzione dentata del Mouse dalla stimolazione ad alta frequenza (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 12 min 26 s
Description: Scopri un metodo invasivo per attivare la circonvoluzione dentata del mouse mediante stimolazione ad alta frequenza. Questa tecnica consente di studiare l'attività neuronale e la neurogenesi ippocampale con marcatori c-fos, Notch1 e BrdU.

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Supportato dalla Fondazione nazionale di scienze naturali di sovvenzioni Cina 31522029, 31770929 e 31371149 (a Haitao Wu), programma 973 (2014CB542203) dal programma di sviluppo chiave dello stato per la ricerca di base della Cina (a Haitao Wu) e Grant Z161100000216154 dalla Beijing Municipal scienza e tecnologia della Commissione (a Haitao Wu). Gli autori ringraziano tutti i membri del laboratorio Haitao Wu per il loro incoraggiamento e discussioni. Gli autori sono estremamente grati al Zhenwei Liu per il suo aiuto con l'apparato di debug.

Procedure sperimentali animali seguito le indicazioni istituzionali di il Beijing Institute di scienze mediche di base (Pechino, Cina) e i regolamenti governativi cinesi per la cura e l'uso di animali da laboratorio. I topi (uomo, adulto 26 ~ 30g) erano stabulati e tenuti ad una temperatura costante di 23 ° C, con acqua e cibo ad libitum, sotto un ciclo di 12-h luce/12-h scuro (luci accese alle 7:00). Tutte le procedure sperimentali sono state effettuate durante il ciclo di luce.
1. preparazione chirurgica
Nota: Un elettrodo personalizzato era fatta in casa utilizzando il metodo modificato di Halpern relazione23.
<ol><li>Utilizzare 2 micro-cavi in rame (con un diametro esterno di 200 µm) come l'elettrodo bipolare parallela. Avvolgere gli elettrodi intorno a vicenda per formare gli elettrodi cilindrici per la stimolazione. Nota: Qui, la lunghezza dell'elettrodo all'interno PP o DG era varia secondo la profondità anatomica del nucleo.</li>
	<li>Sterilizzare gli elettrodi utilizzando un armadietto di disinfezione di ossido di etilene. Maneggiare e conservare gli elettrodi di micro-filo 2 canali fatti in casa senza alcuna contaminazione. Gli elettrodi devono essere rigorosamente sterilizzati prima di qualsiasi impianto chirurgico.</li>
	<li>Autoclave gli strumenti chirurgici.</li>
	<li>Prima della chirurgia, iniettare il mouse con pentobarbital (20-50 mg/kg) per via intraperitoneale, per realizzare un aereo chirurgico di anestesia.</li>
	<li>Iniettare il mouse con una sospensione di sterile penicillina G procaina (75.000 U, I.M.) e un agente analgesico (carprofen, 0.05 - 1 mg/kg, SC) per diminuire il rischio di infezioni e dolore, rispettivamente24.</li>
	<li>Dopo l'anestesia degli animali, è possibile applicare un lubrificante di occhio in entrambi gli occhi per prevenire la secchezza degli occhi. Garantire l'induzione della sedazione e della profondità dell'anestesia dai riflessi dell'animale in risposta a pizzicare le dita e procedere con l'operazione solo quando si verifica alcuna risposta. Nota: Vet unguento è un'altra opzione per prevenire la secchezza degli occhi.</li>
	<li>Radere la maggior parte della pelliccia sulla sommità della testa del mouse con il tagliacapelli elettrico o una lama di rasoio, sterilizzare la zona rasata con tre scrub alternati di soluzione 70% alcool e betadine e procedere con l'operazione dopo il betadine è asciugato sulla pelle.</li>
</ol>2. ad alta frequenza stimolazione chirurgia25,26
Nota: In questo passaggio, un elettrodo è unilateralmente impiantato in DG dorsale o mediale PP zona, una parte dell'ippocampo con ruoli critici nell'apprendimento episodico e memoria.
<ol><li>Posizionare il mouse anestetizzato sul telaio stereotassica. Per mantenere la testa del mouse immobile, le barre di orecchio sono allineate correttamente e installarli rapidamente. Stringere le barre dell'orecchio in modo che essi sostengono la testa centrata e garantire il mouse leggermente.</li>
	<li>Utilizzare un tampone termostatico per mantenere la temperatura corporea dell'animale a 37 ± 0,5 ° C.</li>
	<li>Utilizzare pinze per afferrare la pelle anteriore le orecchie da Topolino e tagliare con forbici sterilizzate per rimuovere circa 1 cm2 zona di pelle sulla parte superiore del cranio del mouse. Nota: Una piccola quantità di sanguinamento potrebbe essere osservata lungo i bordi del taglio pelle.</li>
	<li>Rimuovere il muscolo e altri allegati che ricopre il cranio con un tampone di cotone per esporre la superficie del cranio. Usare un batuffolo di cotone e scalpello per dissezione per pulire tutti i periostio, tendini e tessuto connettivo dalla superficie completamente per identificare la sagittale linee suture lambda e del cranio.</li>
	<li>Identificare il bregma e punto di lambda. All'incrocio della sutura coronale e la sutura sagittale sulla porzione superiore centrale di calvaria è dove si trova il bregma. All'incrocio della sutura lamboidea dalla sutura sagittale è dove la lambda è visibile. Utilizzare il bregma come punto originale per impostare la posizione del nucleo.</li>
	<li>Dopo l'identificazione della posizione bregma e lambda sul cranio, regolare questi due punti a livello orizzontale. Assicurarsi che l'altezza di questi due punti è quasi lo stesso in senso dorso-ventrale (eventuali errori dovrebbero essere < 0,05 mm). Inoltre, assicurarsi che che il cranio sia a livello in direzione mediale-laterale nel stesso modo26.</li>
	<li>Per un intervento unilaterale, è necessario montare un elettrodo in micro-filo rame 2 canali fatti in casa nel porta-elettrodo rotante sul telaio chirurgico stereotassica.</li>
	<li>Posizionare l'elettrodo in posizione verticale sopra il punto di bregma in un primo momento e impostarlo come sito originale. Utilizzare il digitale viene visualizzato cornice stereotassica chirurgico per indicare l'antero-posteriore (AP), mediale-laterale (ML), e dorso-ventrale (DV) posizioni. Nota: Per impedire che l'elettrodo sempre piegato, non toccare la punta dell'elettrodo sul cranio durante l'operazione.</li>
	<li>Spostare delicatamente l'elettrodo nella posizione corretta (Figura 1A, AP-2.1/ML ± 1.0 per DG e AP-3.8/ML ± 3.0 per PP, rispettivamente)27 sopra il cranio senza alcun contatto. Quando per inserimento dell'elettrodo è stato identificato il sito desiderato, utilizzare adattamenti stereotactic dorsoventral superiore la porta elettrodi e segnare la posizione con un pennarello nero. Nota: La posizione esatta in riferimento le coordinate stereotassiche può variare da sesso, peso e razza del topo. Topi adulti dello stesso sesso dovrebbero essere usati per ridurre al minimo qualsiasi variazione nella posizione. Se possibile, scansioni anatomiche pre-Operational devono essere utilizzati per identificare la posizione su un singolo soggetto base27.</li>
	<li>Usare un trapano portatile micromanipolatore-assistita (dimensione della bava = 0,5 mm) per rendere i fori della bava la posizione contrassegnata precisamente. Sterilizzare la punta della bava con etanolo al 70% prima di forare. Spostarsi verso l'alto la punta del trapano mini attraverso il cranio lungo l'asse z 0,8 - 1,0 mm senza modificarne la posizione X-Y. Utilizzare un cotone sterile per bloccare qualsiasi emorragia durante l'operazione. Nota: Per evitare sovra-foratura ed eccessiva generazione di calore durante la perforazione, verificare la velocità di perforazione è di 15.000-18.000 giri al minuto (RPM) e frequentemente ritirare la punta del trapano dal foro della bava ogni 8-10 s.</li>
	<li>Mantenere perforazione fino a quando la dura madre è esposto. Utilizzare un ago piegato per rimuovere eventuali frammenti di osso che vengono generati durante la perforazione e fare un foro stenopeico su dura senza danneggiare il tessuto cerebrale morbido sottostante. Nota: Per evitare di danneggiare il tessuto cerebrale, l'ago smussato piegato può essere sostituito con un forcipe smussato fine.</li>
	<li>Per verificare che i fori della bava sono stati fatti correttamente nella posizione desiderata, ridurre l'altezza di elettrodo di una regolazione del telaio chirurgia stereotassica e assicurarsi che l'elettrodo può essere inserito senza intoppi attraverso il foro della bava senza toccare gli ostacoli. In questo caso, inserire lentamente gli elettrodi ad una profondità di 1,8 mm per la DG (o 3,0 mm per i PP) dalla superficie del cranio situato al PP mediale per la DG (PP-DG). Nota: Pulire qualsiasi liquido cerebrospinale o il deflusso di sangue dai fori della bava con cotone sterile durante il processo dell'impianto elettrodo.</li>
	<li>Dopo l'inserimento di micro-filo-elettrodo nel foro del cranio, tenerlo in posizione con cemento dentale adeguata con una piccola spatola. Come il cemento si ispessisce, la muffa intorno l'elettrodo inserito e viti per formare un bel cappello liscio. Sbrigliare e disinfettare i bordi della ferita.</li>
	<li>Disinnestare l'elettrodo dalla pinza porta elettrodo. Rimuovere il mouse dalla cornice stereotassica e tornare a una gabbia calda. Nota: Dopo la chirurgia, aspettare con restituzione degli animali al loro gabbie fino a quando non hanno pienamente recuperato dall'anestesia con sufficiente coscienza.</li>
	<li>Lasciare che il mouse muoversi liberamente e consentire di recuperare per 2 giorni nella gabbia. Quindi, collegare l'elettrodo impiantato nel topo cervello per un stimolatore programmabile via conduce. Impostare l'interfaccia del software, come illustrato nella Figura 2. Impostare i parametri HFS come 6 serie di 6 treni di 6 impulsi a 400 Hz (Figura 1B, 100 ms tra i treni, 20 s tra le serie)28. Impostare l'intensità di stimolazione a 200 μA.</li>
	<li>Consegnare un HFS per il periodo desiderato come set up. Consegnare la stimolazione 2 volte al giorno alle 8:00 e alle 20:00</li>
	<li>Per il gruppo di controllo, dell'impianto di elettrodi nei topi e non eseguire una stimolazione.</li>
	<li>Per la colorazione di c-fos , stimolare i topi sperimentali acutamente (2 volte al giorno). Per l'etichettatura di BrdU, dividere i topi sperimentali in un gruppo di stimolazione acuta (applicato 2 volte al giorno) e un gruppo di stimolazione cronica (applicato x 10 a 5 giorni, 2 volte al giorno). Nel corso della stimolazione, assicurarsi che il mouse è sveglio. Ricordarsi di verificare che i cavi non siano attorcigliati. Nota: All'ultimo giorno della procedura, i topi nel gruppo stimolazione acuta sono stati stimolati simultaneamente.</li>
	<li>Quando la stimolazione avviene, staccare con cautela il pin elettrodo dalla pinza porta elettrodo ed il connettore di sistema di registrazione.</li>
</ol>3. immunofluorescenza e bromodeossiuridina etichettatura29
<ol><li>Per il c-fos e colorazione di Notch1, circa 3 h dopo l'ultima stimolazione di HF-DBS, anestetizzare i topi iniettando pentobarbital (20-50 mg/kg, I.P.) per realizzare un aereo chirurgico di anestesia.</li>
	<li>Per l'etichettatura di BrdU, circa 12 h dopo l'ultima stimolazione di HF-DBS, dare 6 iniezioni di BrdU per il controllo e i topi stimolati a intervalli di 2-h (50 mg/kg in soluzione fisiologica allo 0,9%, I.P.). 36 h dopo l'ultima iniezione, anestetizzare i topi iniettando pentobarbital (20-50 mg/kg, I.P.) per ottenere un piano chirurgico.</li>
	<li>Fare delle incisioni con un bisturi attraverso la gabbia toracica per esporre il cuore e poi passare un ago di calibro 22 smussato aspersione al ventricolo sinistro. Praticare una piccola incisione nell'atrio di destra. Via e irrorare con 50 mL di freddo tampone fosfato salino (PBS) seguita da 50 mL di freddo paraformaldeide al 4% (PFA) in PBS 1X (pH 7.4). Nota: Passare il PBS a PFA quando il mouse sangue in vivo viene sostituito e il fluido esce pulito. Una buona perfusione può essere giudicata dallo schiarimento del fegato. La perfusione deve essere interrotto una volta tremori di fissazione sono stati osservati30.</li>
	<li>Decapitare il mouse con le forbici oftalmiche, fare un'incisione sulla pelle ed esporre il cranio. Usando il forcipe, scheggiare fuori il cranio leggermente e attentamente sezionare il cervello di topo intero. Post-fix il cervello in paraformaldeide al 4% per altri 2 giorni e trasferirlo in una soluzione di saccarosio al 30% a 4 ° C durante la notte.</li>
	<li>Utilizzando un criostato, tagliare i cervelli in sezioni coronali di 20 µm. Trasferire e montare i profili sul vetrino con un pennello e conservarli a-20 ° C. Nota: Gli animali con misplacements dell'elettrodo o danni meccanici eccessivi saranno esclusi dall'analisi successive.</li>
	<li>Trasferire i vetrini in PBS normale (0,1 M, pH 7.4) non contenente alcun fissativo. Lavare le fette con PBS per 3-4 x per 5 minuti ciascuno per rimuovere qualsiasi fissativo in eccesso. Per il gruppo di BrdU-etichettati, incubare le sezioni in HCl 2-N a 37 ° C per 30 minuti e sciacquarli in un tampone borato di 0.1 M (pH 8,4; 10 min). Lavare quindi le fette 2 x per 5 min in PBS. Nota: Immunostaining viene quindi eseguita.</li>
	<li>Trattamento di fette di incubazione nella soluzione (siero di capra normale 1%, 3% di sieroalbumina bovina < BSA >, 0,5% Triton X-100 e 0,02% di sodio azide in PBS 1X) per 1 h a temperatura ambiente (TA) di blocco.</li>
	<li>Incubare le fette con anti -c-fos anticorpo policlonale (1: 500; coniglio), anticorpo anti-Notch1 (01:50; capra) o l'anticorpo anti-BrdU (1: 800; ratto) nella soluzione di blocco a 4 ° C durante la notte.</li>
	<li>Lavare le fette 3 x in PBS, poi li incubare con Alexa Fluor 568-coniugato anti-coniglio (1: 500), Alexa Fluor 488-coniugato anti-capra (1:1, 000), o anticorpo secondario coniugato con Alexa Fluor 488 anti-ratto (1: 500) per 1 h a TA.</li>
	<li>Lavare i campioni 3 x in PBS (10 minuti ogni volta). Coprire le sezioni di cervello immuno-identificati utilizzando un mezzo di montaggio anti-dissolvenza reagente contenente DAPI. Lasciate le fette asciugare all'aria e conservarli al riparo dalla luce a 4 ° C.</li>
	<li>Acquisire immagini delle zone hippocampal dai lati stimolati e non stimolate del cervello con un multicanale ad alta risoluzione (sequenziale) microscopio confocale a scansione. Impostare i parametri di imaging costantemente tra controllo e nei gruppi sperimentali.</li>
	<li>Eseguire un imaging di mosaico utilizzando un obiettivo ad alto ingrandimento (obiettivo X aria 20, NA 0,45) di acquisire immagini (XYZ) 3D continue di adiacenti campi di vista utilizzando il tavolino motorizzato e utilizzare il software adatto a cucire insieme per rendere grande composito immagini. Nota: Tiling funzioni includono vero impunture e opzioni per immagini migliorate senza giunte di smussatura. Immagini composite sono rapidamente e facilmente preparati utilizzando la funzione di cucitura, per formare un'immagine su una vasta area.</li>
	<li>Per c-fos e colorazione di Notch1, eseguire un'analisi quantitativa di nuclei positivi del immunofluorescente densità21 delle immagini cucite. In modo casuale selezionare 3 aree nelle sottoregioni DG hippocampal rostrale dorsale e ventrale e misurare la densità immunofluorescente in modo doppio cieco utilizzando Image J software (http://rsb.info.nih.gov/ij/)31.</li>
	<li>Per un BrdU etichettatura, analizzare le fette attorno al punto di perforazione attraverso l'ippocampo dorsale (-1,70 mm a-2,70 mm rispetto il bregma) in un modo doppio accecato.</li>
	<li>Contano solo i neuroni di BrdU-positivi nella DG. Comprendono le cellule che si trovano all'interno di diametri 2-cellulari della cellula del granello nel conteggio. Nota: Qui, conteggio è stato effettuato usando un 40 X obiettivo di aria. Casualmente, 3-5 sezioni per animale sono stati contati, e i conteggi sono stati in media ed espresso come mezzi per DG19.</li>
</ol>

<ol><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation.</a> Annual Review of Neuroscience. 29, 229-257 (2006).</li>
<li>Lozano, A. M., Lipsman, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+and+regulating+dysfunctional+circuits+using+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation.</a> Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).</li>
<li>Kohl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+for+treatment-refractory+obsessive+compulsive+disorder%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review.</a> BMC Psychiatry. 14, 214(2014).</li>
<li>Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Madler, B., Coenen, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+effects+of+deep+brain+stimulation+for+treatment-resistant+major+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Rapid effects of deep brain stimulation for treatment-resistant major depression.</a> Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).</li>
<li>Fisher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+of+the+anterior+nucleus+of+thalamus+for+treatment+of+refractory+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy.</a> Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).</li>
<li>Greenberg, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+of+the+ventral+internal+capsule%2Fventral+striatum+for+obsessive-compulsive+disorder%3A+worldwide+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience.</a> Molecular Psychiatry. 15 (1), 64-79 (2010).</li>
<li>Kalia, S. K., Sankar, T., Lozano, A. M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23817213">Deep brain stimulation for Parkinson's disease and other movement disorders.</a> Current Opinion in Neurology. 26 (4), 374-380 (2013).</li>
<li>Garcia, L., D'Alessandro, G., Bioulac, B., Hammond, C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15808356">High-frequency stimulation in Parkinson's disease: more or less.</a> Trends in Neurosciences. 28 (4), 209-216 (2005).</li>
<li>Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+of+the+nucleus+accumbens+shell+attenuates+cue-induced+reinstatement+of+both+cocaine+and+sucrose+seeking+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats.</a> Behavioural Brain Research. 281, 125-130 (2015).</li>
<li>Bossert, J. M., Marchant, N. J., Calu, D. J., Shaham, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reinstatement+model+of+drug+relapse%3A+recent+neurobiological+findings%2C+emerging+research+topics%2C+and+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berlin%29%22%5BJournal%5D)">The reinstatement model of drug relapse: recent neurobiological findings, emerging research topics, and translational research.</a> Psychopharmacology (Berlin). 229 (3), 453-476 (2013).</li>
<li>Grubert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropsychological+safety+of+nucleus+accumbens+deep+brain+stimulation+for+major+depression%3A+effects+of+12-month+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22The+World+Journal+of+Biological+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Neuropsychological safety of nucleus accumbens deep brain stimulation for major depression: effects of 12-month stimulation.</a> The World Journal of Biological Psychiatry. 12 (7), 516-527 (2011).</li>
<li>Lyons, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation%3A+current+and+future+clinical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clinic+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation: current and future clinical applications.</a> Mayo Clinic Proceedings. 86 (7), 662-672 (2011).</li>
<li>McIntyre, C. C., Hahn, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+perspectives+on+the+mechanisms+of+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Network perspectives on the mechanisms of deep brain stimulation.</a> Neurobiology of Disease. 38 (3), 329-337 (2010).</li>
<li>Kringelbach, M. L., Green, A. L., Owen, S. L., Schweder, P. M., Aziz, T. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sing+the+mind+electric+-+principles+of+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Sing the mind electric - principles of deep brain stimulation.</a> European Journal of Neuroscience. 32 (7), 1070-1079 (2010).</li>
<li>Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+regulation+of+adult+rodent+hippocampal+neurogenesis+by+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation.</a> Journal of Neurosurgery. 108 (1), 132-138 (2008).</li>
<li>Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+gene+expression+changes+in+the+rat+hippocampus+after+deep+brain+stimulation+of+the+anterior+thalamic+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus.</a> Journal of Visualized Experiments. (97), e52457(2015).</li>
<li>Hattiangady, B., Shetty, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+decreased+hippocampal+neurogenesis+in+chronic+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsia. 49, Suppl 5 26-41 (2008).</li>
<li>Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+temporal+lobe+epilepsy+is+associated+with+severely+declined+dentate+neurogenesis+in+the+adult+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus.</a> Neurobiology of Disease. 17 (3), 473-490 (2004).</li>
<li>Madsen, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+neurogenesis+in+a+model+of+electroconvulsive+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Increased neurogenesis in a model of electroconvulsive therapy.</a> Biological Psychiatry. 47 (12), 1043-1049 (2000).</li>
<li>Feldman, L. A., Shapiro, M. L., Nalbantoglu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel%2C+rapidly+acquired+and+persistent+spatial+memory+task+that+induces+immediate+early+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioral+and+Brain+Functions%22%5BJournal%5D)">A novel, rapidly acquired and persistent spatial memory task that induces immediate early gene expression.</a> Behavioral and Brain Functions. 6, 35(2010).</li>
<li>Feng, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch1+deficiency+in+postnatal+neural+progenitor+cells+in+the+dentate+gyrus+leads+to+emotional+and+cognitive+impairment%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Notch1 deficiency in postnatal neural progenitor cells in the dentate gyrus leads to emotional and cognitive impairment.</a> The FASEB Journal. 31 (10), 4347-4358 (2017).</li>
<li>Alberi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-induced+Notch+signaling+in+neurons+requires+Arc%2FArg3.1+and+is+essential+for+synaptic+plasticity+in+hippocampal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Activity-induced Notch signaling in neurons requires Arc/Arg3.1 and is essential for synaptic plasticity in hippocampal networks.</a> Neuron. 69 (3), 437-444 (2011).</li>
<li>Halpern, C. H., Attiah, M. A., Tekriwal, A., Baltuch, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+step-wise+approach+to+deep+brain+stimulation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica.%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">A step-wise approach to deep brain stimulation in mice.</a> Acta Neurochirurgica.(Wien). 156 (8), 1515-1521 (2014).</li>
<li>Batra, V., Guerin, G. F., Goeders, N. E., Wilden, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+General+method+for+evaluating+deep+brain+stimulation+effects+on+intravenous+methamphetamine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A General method for evaluating deep brain stimulation effects on intravenous methamphetamine self-administration.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53266(2016).</li>
<li>Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microelectrode+guided+implantation+of+electrodes+into+the+subthalamic+nucleus+of+rats+for+long-term+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation.</a> Journal of Visualized Experiments. (104), e53066(2015).</li>
<li>Resendez, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+cortical%2C+subcortical+and+deep+brain+neural+circuit+dynamics+during+naturalistic+mammalian+behavior+with+head-mounted+microscopes+and+chronically+implanted+lenses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses.</a> Nature Protocols. 11 (3), 566-597 (2016).</li>
<li>Paxinos, G., Franklin, K. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Mouse-Brain-Stereotaxic-Coordinates-Third/dp/0123694604">The mouse brain in stereotaxic coordinates.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, 3rd edition. 28 (03), 6(2007).</li>
<li>McHugh, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dentate+gyrus+NMDA+receptors+mediate+rapid+pattern+separation+in+the+hippocampal+network%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dentate gyrus NMDA receptors mediate rapid pattern separation in the hippocampal network.</a> Science. 317 (5834), 94-99 (2007).</li>
<li>Gonzalez, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medial+prefrontal+cortex+is+a+crucial+node+of+a+rapid+learning+system+that+retrieves+recent+and+remote+memories%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Learning+and+Memory%22%5BJournal%5D)">Medial prefrontal cortex is a crucial node of a rapid learning system that retrieves recent and remote memories.</a> Neurobiology of Learning and Memory. 103, 19-25 (2013).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).</li>
<li>Tse, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuromuscular+junction%3A+measuring+synapse+size%2C+fragmentation+and+changes+in+synaptic+protein+density+using+confocal+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">The neuromuscular junction: measuring synapse size, fragmentation and changes in synaptic protein density using confocal fluorescence microscopy.</a> Journal of Visualized Experiments. (94), e52220(2014).</li>
<li>Pizzolato, G., Mandat, T. <a target="_blank" href="https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fnint.2012.00002/full">Deep brain stimulation for movement disorders.</a> Frontiers in Integrative Neuroscience. 6, 2(2012).</li>
<li>Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+recent+trends+and+further+promising+directions+in+functional+neurosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica+Supplement%22%5BJournal%5D)">Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery.</a> Acta Neurochirurgica Supplement. 117 (117), 87-92 (2013).</li>
<li>Laxton, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phase+I+trial+of+deep+brain+stimulation+of+memory+circuits+in+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease.</a> Annals of Neurology. 68 (4), 521-534 (2010).</li>
<li>Min, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+induces+BOLD+activation+in+motor+and+non-motor+networks%3A+an+fMRI+comparison+study+of+STN+and+EN%2FGPi+DBS+in+large+animals%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation induces BOLD activation in motor and non-motor networks: an fMRI comparison study of STN and EN/GPi DBS in large animals.</a> NeuroImage. 63 (3), 1408-1420 (2012).</li>
<li>Kukurba, K. R., Montgomery, S. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKukurba%2C+KR+%22RNA+sequencing+and+analysis%22">RNA sequencing and analysis</a>. 2015 (11), Cold Spring Harbor Protocols. 951-969 (2015).</li>
<li>Kawashima, T., Okuno, H., Bito, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+era+for+functional+labeling+of+neurons%3A+activity-dependent+promoters+have+come+of+age%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">A new era for functional labeling of neurons: activity-dependent promoters have come of age.</a> Frontiers in Neural Circuits. 8, 37(2014).</li>
<li>Liu, J., Solway, K., Messing, R. O., Sharp, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+neurogenesis+in+the+dentate+gyrus+after+transient+global+ischemia+in+gerbils%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Increased neurogenesis in the dentate gyrus after transient global ischemia in gerbils.</a> Journal of Neuroscience. 18 (19), 7768-7778 (1998).</li>
<li>Kuhn, H. G., Dickinson-Anson, H., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenesis+in+the+dentate+gyrus+of+the+adult+rat%3A+age-related+decrease+of+neuronal+progenitor+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation.</a> Journal of Neuroscience. 16 (6), 2027-2033 (1996).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da dichiarare.

La tecnica di HF-DBS è stato ampiamente utilizzata come un potente strumento per il trattamento di molti disturbi neurologici dal 1990. Finora, il lavoro di pietra miliare di HF-DBS è per il trattamento della malattia di Parkinson e tremore essenziale, che ha attirato molta attenzione e interesse sia nella comunità scientifica e clinica. Ci sono vari tipi di studi di HF-DBS in corso da molti gruppi per applicazione terapeutica di HF-DBS in alcuni disturbi neurologici e psichiatrici32,<s...

HF-DBS è una tecnologia neurochirurgica per la stimolazione elettrica del cervello, che è stato sviluppato dal 1870s1. Nel tardo 1980, HFS venne usata come intervento terapeutico potenziale per il morbo di Parkinson e disordini di altri movimento2. Negli ultimi decenni, HF-DBS è stato più ampiamente utilizzato nel trattamento dei disordini del cervello che sono attualmente incurabili di una strategia terapeutica tradizionale. In particolare, grazie al miglioramento della precisione dell'elettrodo HFS, i risultati altamente efficaci e gli effetti collaterali minimi, il numero di disturbi cerebrali trattati da HF-DBS ha aumentato significativamente negli ultimi decenni3,4, 5. Ad esempio, HF-DBS è stato approvato da la US Food and Drug Administration (FDA) per il trattamento della malattia di Parkinson (MDP), demenza di tipo Alzheimer, tremore essenziale e altri tipi di movimento disturbi2,6, 7. nei pazienti del Palladio, il farmaco dopaminergico è ridotto fino al 50% durante la HF-DBS8. Oltre il riuscito trattamento dei disordini di movimento, HF-DBS ha dimostrato anche i suoi potenti effetti nel trattamento di malattie psichiatriche nella clinica e per l'incremento cognitivo come ben2,9, 10 , 11. si deve osservare che la ricerca di HFS per il trattamento di altri disturbi psichiatrici sono in varie fasi, offrendo molta promessa a pazienti12.
Anche se molti studi hanno dimostrato che un HFS focale ha effetti sia locali che remoti in tutto il cervello13, i meccanismi neurologici e molecolari degli effetti rimangono sfuggente2,14. Nella clinica, terapeutica HF-DBS è solitamente applicato in un modo a lungo termine per il trattamento del morbo di Parkinson e dolore cronico, ecc. , che molte opinioni sono sollevate per spiegare il miglioramento generato da un trattamento di HF-DBS, tra cui una possibilità che la corrente HFS modula l'attività di rete neuronale, probabilmente da una depolarizzazione ripetitiva degli assoni in prossimità dell'elettrodo HFS impiantato. In alternativa, HF-DBS possono modificare il tasso di scarico di neuroni di output e gli obiettivi previsti. Inoltre, HF-DBS può portare a cambiamenti sinaptici a lungo termine, tra cui Long-term potentiation (LTP) e depressione a lungo termine (LTD), che può contribuire a un miglioramento sintomatico. Finora, non è ancora chiaro se tali processi di HFS inﬂuenze chiavi eventi molecolari che regolano il cellulare come nella neurogenesi adulta in vivo. Parecchie linee di studi hanno dimostrato che HFS in roditori potrebbero imitare simili risposte neurali di clinicamente applicata DBS15,16. Per comprendere i meccanismi cellulari di HF-DBS, in questo studio, abbiamo innanzitutto impostare un in vivo metodologia HFS nei topi in un acuto (un giorno) o cronica (cinque giorni) modo. In secondo luogo, abbiamo istituito una metodologia di analisi di attivazione per determinare l'alterazione dell'attività neuronale e neurogenesi dopo una consegna di HF-DBS.
Dato che la produzione di un neurone da cellule staminali neurali è abbondante durante lo sviluppo embrionale ma continua per tutta la vita adulta, la zona subgranulare hippocampal è una delle principali aree dove si verifica la neurogenesi. Il processo di neurogenesi è influenzato da molti fattori fisiologici e patologici. In alcuni casi epilettici, il neurogenesis hippocampal è drammaticamente in diminuzione17,18. Inoltre, una singola terapia electroconvulsive potrebbe aumentare considerevolmente la produzione neuronale nel giro dentato19. Queste osservazioni suggeriscono che l'attività elettrofisiologica svolge un ruolo critico nella regolazione della neurogenesi adulta e plasticità sinaptica nei neuroni dell'ippocampo. Pertanto, per illustrare ulteriormente gli effetti di HF-DBS sull'attività neuronale e neurogenesi, prima eseguiamo un'analisi immunostaining del inizio immediato gene (IEG) c-fos che è un indicatore ben noto dell'attività neuronale a breve termine derivanti da Esperienza di20. Segnalazione di Notch1 viene rilevato anche per monitorare l'attivazione di segnalazione dopo il HFS consegna21,22. Inoltre, rileviamo anche la produzione di un neurone di un BrdU etichettatura analisi dopo l'induzione HF-DBS in vari modi, anche se BrdU colorazione può anche essere un indicatore per gliogenesis.
Nello studio presente, due metodologie di HFS sono adattati per l'attivazione della DG hippocampal di destinazione direttamente e indirettamente. L'elettrodo è impiantato nella DG direttamente o impiantato nel percorso perforant mediale (PP) che invia proiezioni per attivare i neuroni DG. Per l'induzione HF-DBS, uno stimolatore programmabile è presentato per una stimolazione continua attraverso l'elettrodo fisso sulla testa del mouse. Per determinare gli effetti di HFS su attivazione neuronale e neurogenesi, rileviamo l'espressione di c-fos e Notch1 dalla macchiatura immunofluorescente e il numero di neuroni positivi incorporato BrdU DG della regione ippocampale, rispettivamente, dopo il trattamento di HFS. In particolare, gli effetti del HF-DBS sulla neurogenesi nella DG vengono confrontati tra un acuto e un modo di stimolazione cronica, o tra un telefono e un modo di stimolazione indiretta, rispettivamente.

<table><tbody><tr><td>Strumento stereotassico cerebrale</td><td>Stoelting</td><td>51730D</td><td>Impianto intracranico stereotassico per topo</td></tr><tr><td>Stimolatore</td><td>Sistemi A-M</td><td>Modello 3800</td><td>MultiStim Stimolatore programmabile a 8 canali</td></tr><tr><td>Trapano dentale</td><td>Saeshin Precision Co., Ltd</td><td>STRONG 90</td><td>Per perforazione e crainiotomia&nbsp;</td></tr><tr><td>Fresa</td><td>Meisinger</td><td>HM1 005#</td><td>Per foratura e crainiotomia&nbsp;</td></tr><tr><td>Digidata 1550 Digitalizzatore</td><td>Molecular Devices</td><td>AXON 1550</td><td>Acquisizione dati ad alta risoluzione</td></tr><tr><td>Criotomo</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Thermo Cryotome FSE</td><td>Taglio di sezioni congelate di campioni</td></tr><tr><td>Microscopio confocale</td><td>Olympus</td><td>FV-1200</td><td>Giappone, con obiettivo 20x (NA 0,45)</td></tr><tr><td>Strumenti per la chirurgia del mouse</td> F.S.T.14084-08,11254-20,16109-14 <td></td><td></td><td>Forbici, pinze, tagliaossa, supporti ecc.</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodico</td><td>R& Sistemi D</td><td>4579</td><td>20-50 mg/kg per iniezione i.p.</td></tr><tr><td>Penicillina G&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3032</td><td>75.000 U per iniezione i.m.</td></tr><tr><td>Carprofene</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SML1713</td><td>5-10mg/kg, per iniezione s.c.</td></tr><tr><td>4% Paraformaldeide (PFA)</td><td>Beijing Solarbio Sci-Tech Co.</td><td>P1110</td><td>soluzione di calza per la fissazione tissutale</td></tr><tr><td>Tampone fosfato (PBS)</td><td>Invitrogen</td><td>10010023</td><td>pH7.4, 500ml in calza</td></tr><tr><td>Composto Tissue-Tek O.C.T. Sakura</td><td></td><td>4583</td><td>Formulazione di glicoli e resine idrosolubili</td></tr><tr><td>anticorpo anti-BrdU</td><td>Abcam</td><td>ab6326</td><td>Diluizioni: 1/800</td></tr><tr><td>anticorpo c-fos</td><td>Abcam</td><td>ab209794</td><td>Diluizioni:1/500</td></tr><tr><td>IgG anti-coniglio di capra (Alexa Fluor 568)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A11036</td><td>Diluizioni:1/500</td></tr><tr><td>IgG anti-ratto d'asino (Alexa Fluor 488)</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>712-546-150</td><td>Diluizioni:1/500</td></tr><tr><td>Mezzo di montaggio anti-sbiadimento con DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td>Controcolorazione con</td></tr><tr><td>anticorpo anti-Notch1 DAPI (C-20)</td><td>Santa Cruz Biotech</td><td>sc-6014</td><td>Diluizioni:1/50</td></tr><tr><td>Asino Anti-Capra IgG (Alexa Fluor 488)</td><td>Abcam</td><td>ab150073</td><td>Diluizioni:1/1000</td></tr></tbody></table>

un metodo invasivo per l'attivazione della circonvoluzione dentata del mouse dalla stimolazione ad alta frequenza

An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation

Stimolazione elettrica ad alta frequenza (HFS), utilizzando elettrodi impiantati in varie regioni del cervello, il targeting è stata dimostrata come un efficace trattamento per vari disturbi neurologici e psichiatrici. HFS nella regione profonda del cervello, anche denominato stimolazione cerebrale profonda (DBS), sta diventando sempre più importante negli studi clinici. Recenti progressi nel campo della chirurgia DBS (HF-DBS) ad alta frequenza ha iniziato a diffondersi la possibilità di utilizzare questa tecnica invasiva ad altre situazioni, come trattamento per il disturbo di depressione maggiore (MDD), disturbo ossessivo-compulsivo (OCD) e così su.
Nonostante queste indicazioni in espansione, i meccanismi degli effetti benefici di HF-DBS rimangono enigmatici. Per rispondere a questa domanda, un approccio consiste nell'utilizzare elettrodi impiantati che attivano scarsamente distribuite sottopopolazioni di neuroni di HFS. È stato segnalato che HFS nel nucleo anteriore del talamo potrebbe essere usato per il trattamento dell'epilessia refrattaria in clinica. I meccanismi di fondo potrebbero essere collegati con il neurogenesis aumentato e alterata attività neuronale. Pertanto, siamo interessati ad esplorare le alterazioni fisiologiche tramite la rilevazione di attività neuronale, come pure la neurogenesi nel giro dentato (DG) del mouse prima e dopo trattamento di HFS.
In questo manoscritto, descriviamo metodologie per HFS indirizzare l'attivazione della DG in topi, direttamente o indirettamente e in maniera acuta o cronica. In più, descriviamo un protocollo dettagliato per la preparazione di fette del cervello per c-fos e Notch1 immunofluorescente macchiatura per monitorare l'attività neuronale e l'attivazione di segnalazione e per bromodeossiuridina (BrdU) etichettatura per determinare la neurogenesi dopo l'induzione HF-DBS. L'attivazione dell'attività neuronale e neurogenesi dopo il trattamento di HF-DBS fornisce la prova diretta neurobiologica e potenziali benefici terapeutici. In particolare, questa metodologia può essere modificata e applicata per altre regioni del cervello interessati quali i gangli basali e subtalamica regioni per disturbi cerebrali specifiche nella clinica di destinazione.

Dopo la stimolazione di HF-DBS per la sottoregione hippocampal di DG direttamente o la sottoregione PP per attivare il DG indirettamente tramite inserito elettrodi utilizzando le regolazioni stereotassica, i roditori sono stati anestetizzati con pentobarbital e campionate 3h dopo l'ultima stimolazione di HF-DBS per il c-fos e Notch1 immunostaining. Per la colorazione di BrdU, 36 h dopo l'ultima iniezione di BrdU dopo 1 o 5 giorni di stimolazione HF-DBS, i roditori sono s...

Questo protocollo viene illustrato come impostare un metodo affidabile di HFS in topi. Neuroni nel giro dentato dell'ippocampo sono stimolati elettricamente da HFS direttamente e indirettamente in vivo. Attività neuronale e induzione di segnali molecolari sono esaminate dal c-fos e macchiatura immunofluorescente Notch1, rispettivamente; neurogenesi è quantificata mediante analisi di etichettatura della bromodeossiuridina.

Un metodo invasivo per l'attivazione della circonvoluzione dentata del Mouse dalla stimolazione ad alta frequenza

Electrical high-frequency stimulation (HFS), using implanted electrodes targeting various brain regions, has been proven as an effective treatment for ...

L'obiettivo generale di questo esperimento è osservare l'effetto della stimolazione ad alta frequenza sull'attività neuronale nella neurogenesi. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave in un meccanismo cellulare e molecolare allineato della stimolazione cerebrale profonda ad alta frequenza, come l'induzione dell'attività neuronale e la neurogenesi nell'ippocampo. Il vantaggio di questa tecnica è che dimostra il potente effetto della TBS ad alta frequenza sull'attività neuronale e sulla neurogenesi nel cervello adulto.Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sugli effetti della TBS ad alta frequenza sul giro dentato del topo, può essere applicato anche ad altri sistemi come i gangli della base e le regioni subtalamiche per i disturbi cerebrali in clinica. Per iniziare questa procedura, posizionare un topo anestetizzato sul telaio stereotassico. Allineare gli archetti auricolari con la testa e stringerli delicatamente per sostenere la testa centrata.Afferra la pelle anteriormente alle orecchie e rimuovine circa un centimetro quadrato sopra il cranio. Quindi rimuovere il muscolo e gli altri accessori che sovrastano il cranio con un batuffolo di cotone per espor

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Fonte: Selvakumar, T., et al., Analisi dei cambiamenti dell'espressione genica nell'ippocampo del ratto dopo la stimolazione cerebrale profonda del nucleo talamico anteriore. J. Vis. Exp. (2015)Questo video mostra la procedura per l'impianto di elettrodi nel cervello di ratto per applicare la stimolazione cerebrale profonda (DBS), che modula l'attività neuronale e migliora la comunicazione con l'ippocampo, supportando la sopravvivenza neuronale e la neurogenesi.

Effetti della stimolazione cerebrale profonda sull'attività neuronale dell'ippocampo in un modello di ratto

Fonte: Zhao, Z. et al. Un metodo invasivo per l'attivazione del giro dentato del topo mediante stimolazione ad alta frequenza. J. Vis. Exp. (2018)Questo video mostra il protocollo per fornire una stimolazione cerebrale profonda ad alta frequenza a un giro dentato dell'ippocampo di topo, descrivendo in dettaglio i suoi effetti sull'attivazione neuronale, sulla plasticità sinaptica e sulla neurogenesi.

Stimolazione ad alta frequenza per migliorare l'attivazione neuronale e la neurogenesi nel giro dentato di topo

Questo video dimostra un protocollo per modulare le oscillazioni theta in un modello murino geneticamente modificato con canali ionici sensibili alla luce nei suoi neuroni del setto mediale GABAergico. Fornendo impulsi luminosi all'ippocampo, il protocollo mira a sincronizzare l'attività neuronale e generare oscillazioni theta, che vengono registrate come potenziali di campo locale.

Manipolazione selettiva delle oscillazioni theta in un modello murino

Questo video dimostra lo studio dell'attività neuronale in una regione specifica del cervello del topo che elabora gli stimoli uditivi. La tecnica prevede l'applicazione di un bloccante inibitorio della neurotrasmissione e il confronto delle risposte neuronali con gli stimoli uditivi prima e dopo l'applicazione del farmaco alla regione cerebrale localizzata.

Indagine sulle risposte neuronali uditive in un topo sveglio in presenza di un bloccante inibitorio dei neurotrasmettitori

Questo video dimostra l'impianto stereotassico di un array di elettrodi a filo e di una fibra ottica nell'ippocampo di un modello murino.

Impianto di un array di elettrodi e di una fibra ottica nell'ippocampo del topo

Transgenici e knockout modelli murini di malattie neurologiche sono utili per studiare il ruolo dei geni in neurofisiologia normale e anormale. Questo articolo descrive metodologie che possono essere utilizzati per studiare potenziamento a lungo termine, un meccanismo cellulare che può essere alla base dell'apprendimento e della memoria, in transgenici e knockout banche comportarsi modelli murini di neuropatologia.

Potenziamento a lungo termine di perforant Pathway-giro dentato Synapse in Liberamente Comportarsi Mice

Gli studi hanno dimostrato che la stimolazione transcranica catodica a corrente continua può produrre effetti soppressivi sulle convulsioni resistenti ai farmaci. In questo studio, è stata ideata una configurazione sperimentale in vitro in cui la stimolazione a corrente continua e la registrazione di array multielettrodi dell'attività convulsiva sono state valutate nella preparazione di fette di cervello di topi. Sono stati valutati i parametri di stimolazione a corrente continua.

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Vi illustriamo come eseguire registrazione ed elettrica modulazione di attività epileptiform indotta da 4-aminopyridine in fettine di cervello del roditore utilizzando matrici microelettrodo. Una camera di registrazione personalizzata mantiene la vitalità del tessuto durante prolungate sessioni sperimentali. Live mapping di elettrodo e selezione di coppie stimolante sono eseguite da un'interfaccia di utente grafica personalizzata.

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La stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) è una tecnica terapeutica proposta per il trattamento di malattie psichiatriche. Un modello animale è essenziale per comprendere le specifiche alterazioni biologiche evocate da TDC. Questo protocollo descrive un modello di topo tDCS che utilizza un elettrodo cronicamente impiantato.

Stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) in topi

Qui descriviamo due metodi non invasivi per controllare cronicamente l'attività neuronale usando la chemiogenetica nei topi. Le gocce oculari sono state utilizzate per fornire ogni giorno clozapina-n-ossido (CNO). Descriviamo anche due metodi per una somministrazione prolungata di CNO nell'acqua potabile. Queste strategie per il controllo neuronale cronico richiedono un intervento minimo riducendo lo stress degli animali.

Strategie non invasive per la manipolazione cronica dell'attività neuronale controllata da DREADD

Viene proposto un sistema di registrazione elettroencefalografica a basso costo combinato con una bobina di dimensioni millimetriche per guidare la stimolazione magnetica transcranica del cervello del topo in vivo. Utilizzando elettrodi a vite convenzionali con un substrato multielettrodo personalizzato, flessibile e multielettrodo, è possibile eseguire la registrazione multi-sito dal cervello del topo in risposta alla stimolazione magnetica transcranica.

Sistema di registrazione elettroencefalografica a basso costo combinato con una bobina di dimensioni millimetriche per stimolare transcranicamente il cervello del topo in vivo

Scopri un metodo invasivo per attivare la circonvoluzione dentata del mouse mediante stimolazione ad alta frequenza. Questa tecnica consente di studiare l'attività neuronale e la neurogenesi ippocampale con marcatori c-fos, Notch1 e BrdU.

Un metodo invasivo per l'attivazione della circonvoluzione dentata del Mouse dalla stimolazione ad alta frequenza

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