Name: Un modello Versatile di infestazione del battito duro sui conigli di laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 38 s
Description: Scopri un metodo versatile per l'infestazione di zecche dure su conigli da laboratorio utilizzando capsule in schiuma EVA. Questa tecnica semplice e adattabile facilita lo studio della biologia delle zecche e delle interazioni ospite-vettore.

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Riconosciamo l'assistenza tecnica di Evelyne Le Naour, Istituto nazionale francese di ricerca agronomica (INRA), Alain Bernier (INRA) e Océane Le Bidel (ANSES). Consuelo Almazán è stato sostenuto da una borsa di studio dal laboratorio di eccellenza, integrativa biologia of Emerging Infectious Diseases (LabEx IBEID), Istituto Pasteur. I conigli e le pecore sono state acquistate dall'ANSES. Parte di questo lavoro è stato finanziato dagli istituti nazionali di sovvenzione di salute RO1AI090062 a Y. Park. Dr. Jeffrey L. Blair è riconosciuto per la revisione del manoscritto.

Nota: In questo studio, i conigli sono stati mantenuti in gabbie standard con cibo e acqua offerti ad libitum presso l'Agenzia francese per il cibo, Environmental and Occupational Health & sicurezza (ANSES) accreditati strutture per animali a Maisons-Alfort, France. Gli animali sono stati controllati due volte al giorno da due tecnici esperti per eventuali reazioni anomale della pelle, problemi di salute o complicazioni. La camera sperimentale era garantita da inquadrare all'interno della porta con nastro biadesivo per evitare la fuga accidentale di segni di graduazione. Il metodo funziona meglio se due persone lavorano come una squadra, ma è possibile completare single pensatoio da una persona con esperienza. Anche se la maggior parte dei conigli sono docile e calmo, segni di stress possono verificarsi durante la manipolazione. Per garantire che un coniglio non ferire sé lottando, moderazione manuale può essere compiuta tenendo delicatamente della collottola del collo in una mano mentre l'altra mano sostiene quarti posteriori. L'anziano di sei mesi, Rambouillet pecore femminile era tenuta presso il centro di ricerca biomedica (CRBM) presso la scuola nazionale veterinaria di Alfort (ENVA), dove acqua e cibo sono stati forniti ad libitum ed è stato controllato due volte al giorno.
Nota: Il nostro laboratorio ha ricevuto il permesso di utilizzare conigli e pecore per tick alimentazione dal comitato etico per animale esperimenti ComEth Anses/ENVA/UPEC, permesso di numeri 01741.01 e 11/10/16-5B, rispettivamente. Dato che abbiamo usato solo le zecche esenti da patogeni nei nostri esperimenti, tutti i conigli utilizzati in questo studio sono stati offerti per adozione tramite l'associazione di coniglio bianco, Parigi, Francia.
1. preparazione delle capsule
<ol><li>Tagliare la dimensione desiderata della capsula dal foglio di schiuma EVA (Figura 1A). Tondo l'esterno gli angoli (Figura 1B) della capsula per ridurre al minimo il distacco accidentale durante l'incollaggio per la pelle di coniglio. Nota: Lo spessore del telaio della capsula dovrebbe essere circa 8 mm. uso una lastra di gomma piuma spessa 5 mm per le larve, ninfe e specie adulto del piccolo battito come Ixodes. Un foglio di schiuma di spessore 1cm è adatto per grande battiti dell'adulto come Amblyomma SP., Hyalomma SP., ecc. , che la dimensione della capsula varia in base ai requisiti sperimentali. Ad esempio, per 20 coppie di adulti di Ixodes , 200 ninfe o 1.000 larve, usiamo una dimensione interna di capsula di 5 x 5 cm2, 6x7 cm2 o 7 x 9 cm2, rispettivamente.</li>
	<li>Tagliare la larghezza di mm 8 strisce del gancio adesivo nastro (Vedi Tabella materiali) ed incollarle al telaio di schiuma EVA preparato (Figura 1C).</li>
	<li>Tagliare le strisce di dimensioni stesso dal ciclo autoadesivo nastro (Vedi Tabella materiali) e li legano ai lati gancio fissato al telaio della schiuma di EVA (Figura 1D).</li>
	<li>Tagliare la dimensione appropriata della maglia fine zanzara (maglie di dimensione inferiore a 50 µm) per la dimensione del riquadro di schiuma EVA e incollarla al loop autoadesive (Figura 1E e 1F). Se necessario, tagliare gli strapiombi. Nota: Questo tipo di capsula utilizzabile per alimentare le ninfe e gli adulti delle specie di zecca Dura, mentre un diverso sistema di chiusura delle capsule è necessario per alimentazione larvale (Supplemental figura 1) per impedire la fuga accidentale delle larve via fissato laterale e velcro.</li>
</ol>2. preparazione del coniglio prima infestazione del battito
<ol><li>Radere la zona di coniglio retro e lati per essere utilizzato con i clippers (Figura 2A).</li>
	<li>Applicare la colla in lattice non irritante per l'intera superficie della capsula preparata e attendere per 1 min (Figura 2B).</li>
	<li>Incollare la capsula premendo sulla pelle (specialmente agli angoli) con le dita per circa 3 minuti (Figura 2 e 2D). Nota: Durante l'incollaggio più di una capsula, assicurarsi di tenere almeno 5 mm di spazio tra di loro (Figura 2E e 2F). Evitiamo di solito la regione della colonna vertebrale, ma può essere usato se necessario.</li>
	<li>Sollevare leggermente le capsule per controllare visivamente il loro attaccamento alla pelle. Se vengono trovate regioni non iscritti, applicare la colla con una spatola e premere per altri 3 minuti.</li>
	<li>Applicare il nastro protettivo per le zampe posteriori del coniglio per evitare danni di giacca (Figura 2G). Nota: Questo passaggio è facoltativo ed è principalmente quello di evitare danni di giacca, non danno alla capsula tick.</li>
	<li>Metti la giacca di coniglio posizionando le zampe anteriori attraverso le aperture e che stringe il collo, rendendo sicuro coniglio respirazione rimane confortevole. Non posizionare le gambe posteriori attraverso i recinti elastici in questo passaggio e lasciare la cerniera aperta (Figura 2H).</li>
</ol>3. tick infestazione
<ol><li>Posizionare le zecche in una siringa di plastica (1 o 5 mL a seconda del numero degli individui) con l'estremità dell'ago tagliato e collegato con cotone (Figura 1G). Se una piccola quantità di segni di graduazione sono di essere infestato, usare il forcipe. Nota: Per manutenzione Colonia tick permetterà il battito engorged female(s) a deporre le uova con successive da cova dentro la siringa (5 o 10 mL) coperta dalla zanzara maglia avvolta da un nastro di gomma12 per evitare la manipolazione laborioso delle larve al momento essi sono applicato all'host (Figura 1H). Inoltre, le larve completamente gonfio possono essere consentite di muta nella siringa (Supplemental figura 1I; 5 o 10 mL) per infestazione diretto del coniglio con le ninfe.</li>
	<li>Posizionare la siringa in profondità la capsula via all'aperto angolo e inoculare le zecche spingendo lo stantuffo della siringa. Ruotare lentamente lo stantuffo verso la pelle di coniglio per rimuovere le zecche rimanenti collegate allo stantuffo e contemporaneamente tirare fuori dalla capsula (Figura 2ho). Nota: Se alcuni degli individui strisciare fuori la capsula, restituire loro usando il forcipe.</li>
	<li>Chiudere la capsula di riaggancio il velcro e nastro.</li>
	<li>Posizionare le gambe posteriori del coniglio nella parte posteriore elastici recinzioni della giacca e zip chiusa. Nota: Assicurarsi che una barretta di indice possono adattarsi tra il collo della giacca e il coniglio per garantire comfort e anche per evitare di masticare sulla giacca.</li>
	<li>Restituire il coniglio alla gabbia (Figura 2J). Nota: Il tempo dall'infestazione all'insieme di segni di graduazione piene variare tra le specie di zecche diverse e le fasi di sviluppo. Ad esempio, per Ixodes scapularis e Ixodes ricinus, le durate di alimentazione per gli adulti, ninfe e larve sono 6 – 9, 3-4 e 2 – 3 giorni, rispettivamente. Un elenco di riferimenti per 29 Zecca dura diversi cicli di vita in condizioni di laboratorio può essere trovato in Levin e Shumacher (2016)9.</li>
</ol>4. raccolta e monitoraggio dei cicli
<ol><li>Prendere il coniglio dalla gabbia al banco e decomprimere la giacca.</li>
	<li>Delicatamente e frenare il coniglio con le mani. Aprire la capsula di slacciare il velcro e nastro (Figura 2 K e 2 L) e raccogliere le zecche mediante spazzolatura le larve engorged (Supplemental figura 1) o ninfe in un piatto di plastica o usando il forcipe per adulti (Figura 2L ). Se parzialmente alimentato (non pieno) le zecche sono necessari, utilizzare un tick twister o il forcipe per staccarli. Nota: Se mantenere le colonie di segni di graduazione si prega di consultare la nota al punto 3.1. Mantenere i engorged zecche in appropriato umide e le condizioni di temperatura secondo la specie del battito particolare.</li>
	<li>Se necessario, fissare nuovamente il nastro di velcro e per chiudere la capsula.</li>
</ol>5. il recupero del coniglio
<ol><li>Rimuovere completamente la rete di zanzara dalla capsula e lasciare la giacca sul coniglio (Figura 2M).</li>
	<li>Attendere 3-4 settimane e tenta di rimuovere la capsula tagliando delicatamente uno degli angoli (Figura 2N). Se la capsula è ancora saldamente attaccata, ripetere questo passaggio una settimana più tardi.</li>
	<li>Staccare la giacca e lasciare che il coniglio recupera nella gabbia. Nota: Una volta che la capsula è spento, controllare la pelle del coniglio per reazioni anormali. Anche se normalmente nessun trattamento è richiesto, una lozione emolliente può essere utilizzata in caso di irritazione.</li>
	<li>Se il protocollo e gli esperimenti permetteranno, il coniglio recuperato (Figura 2O) possa essere riutilizzato o offerti per l'adozione. Nota: I conigli sono stati indicati per acquisire tick resistenza una volta esposto a tick ripetute infestazioni13; Pertanto, reinfestations non sono raccomandati a meno che l'esperimento richiede.</li>
</ol>

<ol><li>Sonenshine, D. E., Roe, M. Ticks, People and Animals. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Biology-Ticks-1-Daniel-Sonenshine/dp/019974405X">Biology of Ticks, Vol I</a>. , Oxford University Press. (2014).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Jouglin, M., Malandrin, L., Becker, C., Agoulon, A., L'hostis, M., Chauvin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus.ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus.ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Liu, X. <a target="_blank" href="https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-01301271">Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission.</a> Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).</li>
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<li>Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/250044361_Rabbits_Oryctolagus_cuniculus_as_experimental_hosts_for_Amblyomma_dubitatum_Neumann_Acari_Ixodidae">Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae) [Coelhos (Oryctolagus cuniculus) como hospedeiros experimentais de Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae).</a> Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).</li>
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<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
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<li>Slovák, M., Labuda, M., Marley, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/285818315_Mass_laboratory_rearing_of_Dermacentor_reticulatus_ticks_Acarina_Ixodidae">Mass laboratory rearing of Dermacentor reticulatus ticks (Acarina, Ixodidae).</a> Biologia, Bratislava. 57 (2), 261-266 (2002).</li>
<li>Rechav, Y., Dauth, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+resistance+in+rabbits+to+immature+stages+of+the+Ixodid+tick+Rhipicephalus+appendiculatus%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+and+Veterinary+Entomology%22%5BJournal%5D)">Development of resistance in rabbits to immature stages of the Ixodid tick Rhipicephalus appendiculatus.</a> Medical and Veterinary Entomology. 1, 177-183 (1987).</li>
<li>Zacarias do Amaral, M. A., Azevedo Prata, M. C., Daemon, E., Furlong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+parameters+of+cattle+ticks+fed+on+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Biological parameters of cattle ticks fed on rabbits.</a> Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 21 (1), 22-27 (2012).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Il passo più importante in questo intero protocollo è quello di incollare la capsula con fermezza alla pelle rasata. Per questo motivo, una pressione costante per almeno 3 minuti è critica, specialmente agli angoli. Quando inoculare le zecche nella capsula, è importante applicare loro in profondità l'angolo opposto da quello aperto per evitare la fuga di graduazione durante la sigillatura. Quando si pianificano gli esperimenti, assicurarsi che tutte le capsule sono coperto dalla giacca per evitare danni da masticare o gr...

Le zecche dure (Ixodidae) sono ben note come artropodi alimentazione lente e possono essere fissate su un host per diversi giorni, o settimane, a seconda della specie e dello sviluppo della fase1. Questi artropodi ematofagi obbligatoria sono vettori di un'ampia varietà di agenti infettivi, quali batteri, protozoi e virus e quindi presentano un rischio significativo per gli esseri umani e di salute degli animali1. Quando studiando biologia tick o valutare nuovi metodi di controllo, l'istituzione di una zecca efficace sistema di alimentazione è fondamentale per progettare esperimenti efficacemente e di realizzare l'obiettivo dello studio. Recentemente, diversi sistemi di alimentazione artificiale tick (evitando l'uso di animali vivi) sono stati sviluppati2,3,4 e devono essere utilizzate quando possibile. Tuttavia, questi sistemi non sono in grado di sostituire completamente la zecca nutrendosi di animali vivi, e non sono sostituti adatti per molte condizioni fisiologiche necessarie per gli studi scientifici. Pertanto, in alcuni casi, l'uso degli eserciti animale sperimentale è fondamentale per garantire la pertinenza dei risultati sperimentali.
Conigli di laboratorio della Nuova Zelanda hanno dimostrato di essere i padroni di casa più adatte e accessibile per diversi Ixodidae zecche specie5,6,7,8,9. Due strategie comuni di zecca nutrendosi di conigli sono state usate frequentemente: a) che si alimenta sul coniglio orecchie coperte con cotone panno o calzini6,7e b) di alimentazione in neoprene, nylon bottiglie10 o cotone sacchetti9 camere11 incollato alla parte posteriore del coniglio. L'alimentazione sulle orecchie di coniglio non è un sistema elegante, perché le zecche (soprattutto nelle prime fasi, larve o ninfe) possono strisciare e allegare profondo nel condotto uditivo, che è a disagio per l'animale e rende il monitoraggio del battito di alimentazione e/o il recupero di engorged zecche sono difficili. Questo sistema è anche limitato a solo due gruppi di segni di graduazione su orecchie completamente coperte da calze protetti da collari elisabettiani, che rappresenta un notevole disagio per l'animale. Altri sistemi9,10,11 sono decisamente più avanzato e ben si adatta per la manutenzione di Colonia di zecca Dura. Tuttavia, sono limitati nel numero di gruppi sperimentali collocato sul coniglio, così come nelle dimensioni/forme modificabili delle sezioni d'alimentazione. Inoltre, questi protocolli richiedono spesso zoppicando le gambe posteriori coniglio per evitare graffi e l'uso di collari elisabettiani per impedire di governare.
Qui proponiamo un metodo semplice, non faticoso e molto efficace per nutrire più gruppi di zecche dure in camere chiuse incollate al coniglio torna coperto da una giacca, eliminando la necessità di collari elisabettiani o zoppicando durante l'esperimento. In particolare, il nostro sistema utilizza capsule elastiche fatto da un foglio di schiuma di etilene vinil acetato (EVA) protette con rete di zanzara e incollato al coniglio rasato indietro con rapida solidificazione (3 min) colla di lattice non irritante. Questa tecnica permette il collegamento di più capsule di forma e dimensione desiderata, e poche settimane dopo l'esperimento i conigli sono completamente recuperati. Il sistema è adatto soprattutto per le fasi di zecca Dura Ninfale e adulto, ma con una piccola modifica può essere utilizzato per le larve di alimentazione pure. I metodi di base di schiuma di EVA per battito duro d'alimentazione possono essere adattati ad altri tipi di vertebrati host, ad esempio le pecore (che sono indicate come una delle alternative in questa carta).

<table><tbody><tr><td>Conigli della Nuova Zelanda (2,5-3,5 kg)</td><td>Charles River&nbsp;</td><td>Codice ceppo 571</td><td></td></tr><tr><td>Pecora Rambouillet</td><td>Fornitore locale-fattoria senza zecche</td><td>Femmina di 6 mesi schiuma</td><td></td></tr><tr><td>EVA di 5 mm di spessore&nbsp;</td><td>Cosplay Shop</td><td>EVA-PE451kg (950mm x 450mm)</td><td>10 mm PE45 kg schiuma dal Cosplay Shop può essere utilizzato per le grandi specie di zecche adulte</td></tr><tr><td>Foglio di schiuma 9 "X 12" 6 mm-Bianco</td><td>Amazon</td><td>FOAMSHT6-20</td><td>6 mm-EVA schiuma ca può essere ordinato tramite Amazon come alternativa alla schiuma da Cosplay Shop</td></tr><tr><td>Giacche di coniglio a figura intera&nbsp;</td><td>Apparato di Harvard, Inc.</td><td>620077- medio, 6270078 - grande&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Colla al lattice atossica</td><td>Riparatore di lacrime&nbsp;</td><td>Tessuto & Calza</td> ortopedica tubolare in cotone adesiva <td></td></tr><tr><td></td><td>in pelle BSN Medical</td><td>9076 (12-15 cm di larghezza)</td><td></td></tr><tr><td>Rete antizanzare&nbsp;</td><td>Loisirs Creatifs</td><td>Tessuto a rete in nylon filtrante molto fine</td><td>Qualsiasi rete per zanzare o materiale per tende con la dimensione della maglia inferiore a 50 &mu; m è adatto.</td></tr><tr><td>Leucoplasto</td><td>BSN medical S.A.S</td><td>LF 72361-02</td><td></td></tr><tr><td>Nastro adesivo a strappo</td><td>AIEX store AIEX AIEX</td><td>39.37 piedi/12 m Rotolo di nastro autoadesivo a strappo, larghezza 20 mm, colore bianco</td><td>Fullfiled by Amazon</td></tr><tr><td>Colla ad asciugatura rapida &nbsp;</td><td>Fixtout&nbsp;</td><td>Supercolla</td><td></td></tr></tbody></table>

un modello versatile di infestazione del battito duro sui conigli di laboratorio

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

L'uso di animali vivi nella ricerca di segni di graduazione è cruciale per una varietà di scopi sperimentali, compreso il mantenimento di colonie di zecca Dura in laboratorio. In segni di graduazione, tutti gli stadi di sviluppo (ad eccezione di uovo) sono ematofagi e acquisire un pasto di sangue quando collegato ai loro ospiti vertebrati è essenziale per il completamento del loro ciclo di vita. Qui dimostriamo un metodo semplice che utilizza capsule facilmente apribile per l'alimentazione delle zecche dure sui conigli. I vantaggi del metodo proposto sono la sua semplicità, la breve durata e la regolazione soprattutto versatile per le esigenze delle specifiche esigenze sperimentali. Il metodo rende possibile l'uso di camere multiple (di varie dimensioni) sull'animale stesso, che consente l'alimentazione di più fasi o differenti gruppi sperimentali riducendo il requisito generale degli animali. I materiali non-irritante e facilmente accessibili utilizzati riduce al minimo disagio agli animali, che può essere facilmente recuperato da un esperimento e offerto per adozione o riutilizzati se il protocollo etico lo consente.

Qui vi proponiamo per la prima volta un metodo dettagliate passo a passo di zecca Dura alimentazione in schiuma EVA capsule applicati alla parte posteriore di un coniglio rasato, coperto da una giacca (Figura 1 e Figura 2). Questo protocollo è adatto per vari tipi di esperimenti, quando gruppi di zecche diverse sullo stesso host sono necessari e possono essere utilizzati anche per l'allevamento di massa di zecche...

Abbiamo sviluppato un sistema semplice e versatile per zecche dure si nutrono di conigli di laboratorio. Il nostro protocollo non laborioso utilizza materiali facilmente accessibile e può essere regolata a seconda delle esigenze delle varie impostazioni sperimentali. Il metodo consente monitoraggio confortevole e/o campionamento di zecche durante l'intero periodo d'alimentazione.

Un modello Versatile di infestazione del battito duro sui conigli di laboratorio

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

Questo metodo è adatto per mantenere colonie dure, studiare la biologia delle zecche o le interazioni patogene ospite-vettore o valutare diverse misure di controllo di questi attributi importanti dal punto di vista medico. I principali vantaggi di queste tecniche sono la sua semplicità e breve durata. e soprattutto capacità di essere modificati, in base alle esigenze sperimentali dello studio.Sebbene questo metodo possa essere utilizzato per nutrire le diverse fasi della vita delle zecche dure sui conigli di laboratorio. Può anche essere adattato ad altri sistemi ospiti come gli ovini. Inizia tagliando un telaio capsula di dimensioni appropriato da un foglio di schiuma EVA che arrotonda gli angoli esterni per ridurre al minimo il distacco accidentale durante l'incollaggio.Tagliare quattro strisce larghe otto millimetri di nastro adesivo autoadesivo e attaccare le strisce ai lati del telaio. Tagliare le strisce delle stesse dimensioni dal nastro ad anello autoadesivo e legarle al nastro adesivo sul telaio. Successivamente, tagliare un pezzo di rete di zanzara di pino abbastanza grande da coprire il telaio e attaccare la rete alle strisce ad anello autoadesive, tagliando qualsiasi materiale strapiombante se necessario.Quando la capsula è pronta, trattenere manualmente il coniglio e radere le regioni sperimentali sul retro e sui lati dell'animale. Applicare la colla in lattice non irritante ad asciugatura rapida su tutta la superficie della capsula preparata e dopo un minuto, premere delicatamente la capsula sulla pelle. La fase più critica del protocollo è l'attacco sul campo della capsula alla pelle.Pertanto, è necessaria una pressione costante della capsula sulla pelle del coniglio soprattutto agli angoli per almeno tre minuti. Dopo tre minuti, sollevare leggermente la capsula per confermare visivamente il suo fissaggio utilizzando una spatola per applicare la colla su qualsiasi parte non attaccata. Quando la capsula è fissata, applicare il nastro protettivo sulle zampe posteriori per evitare danni alla giacca e posizionare le zampe anteriori attraverso le aperture della giacca anteriore stringendo il collo della giacca a una larghezza delle dita tra l'animale e la giacca.Per iniziare l'infestazione da zecche, aggiungi prima le zecche nell'estremità dello stantuffo di un tappo di cotone di plastica alla siringa con una punta tagliata. Quindi, sollevare la rete da un angolo della capsula e posizionare la siringa in profondità nella capsula attraverso l'apertura. Inserire lo stantuffo fino alla siringa per infestare l'animale con le zecche.Quindi ruota lentamente lo stantuffo verso la pelle per rimuovere eventuali zecche rimanenti mentre allo stesso tempo estrae lo stantuffo dalla capsula. Una volta che tutte le zecche sono state consegnate, rifucciare il gancio e il nastro ad anello. Chiudere la giacca sfrecciando sul retro e inserire le zampe posteriori del coniglio nelle custodie elastiche posteriori.Quindi riportare il coniglio nella sua gabbia. Nel momento sperimentale appropriato, trasferire il coniglio in panchina e decomprimere la giacca. Trattenere delicatamente il coniglio, aprire la capsula e utilizzare le flessione per raccogliere gli adulti completamente ingoiati e un twister di zecca per raccogliere gli adulti parzialmente nutriti.Larve e ninfe ingozzate possono essere raccolte spazzolandole nel piatto. Quindi ri-chiudere la capsula se sperimentalmente appropriato. Alla fine dell'esperimento, rimuovere completamente la zanzariera dalla capsula senza rimuovere la giacca.Da tre a quattro settimane dopo, tagliare delicatamente uno degli angoli per provare a rimuovere la capsula. Una volta rimossa la capsula, rimuovere la giacca e consentire al coniglio di riprendersi nella sua gabbia. Se il protocollo e gli esperimenti lo consentono, il coniglio recuperato può essere riutilizzato o offerto per l'adozione.Questo protocollo è adatto per vari tipi di esperimenti tra cui l'allevamento di massa di più gruppi di zecche sullo stesso host. Il sistema di capsule EVA Foam ha dimostrato di avere molto successo quando si alimentano diverse fasi di sviluppo di varie specie di zecche dure. Può anche essere adattato per altri tipi di ospiti di laboratorio come gli ovini.Inoltre, questo metodo versatile facilita la creazione di una varietà di diverse impostazioni sperimentali in base al numero modificabile, alla forma e alla composizione delle capsule sull'ospite. La procedura consente anche un recupero completo degli ospiti del coniglio dopo gli esperimenti. Questo protocollo non è laborioso e non è necessaria alcuna formazione intensiva per familiarizzare con la tecnica.Inoltre, è necessaria una quantità minima di materiali, passaggi e stress per gli animali da esperimento.

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Un modello basato su capsule per l'infestazione di fasi di zecche dure immature su topi di laboratorio

Il presente protocollo descrive l'isolamento dei microRNA dalle ghiandole salivari delle zecche e dalle vescicole extracellulari purificate. Questa è una procedura universale che combina reagenti e forniture comunemente usati. Il metodo consente anche l'uso di un piccolo numero di zecche, con conseguente microRNA di qualità che possono essere facilmente sequenziati.

Isolamento di microRNA da colture di ghiandole salivari Tick Ex Vivo e vescicole extracellulari

Presentato qui è un metodo per alimentare le zecche in vitro tramite un sistema di membrana artificiale per consentire l'ingorgo parziale o totale di una varietà di fasi di vita delle zecche.

Alimentazione a membrana artificiale di zecche per Ixodes scapularis

Questo articolo presenta la metodologia per esporre l'uomo alla larva di Ixodes scapularis per la ricerca clinica. La tecnica è relativamente semplice, tollerabile dai volontari della ricerca e può essere modificata in base alle esigenze sperimentali. Tale ricerca che coinvolge soggetti umani deve essere condotta secondo protocolli di studio clinico approvati dalle autorità regolatorie competenti.

Un modello per l'esposizione sperimentale dell'uomo alle zecche larvali di Ixodes scapularis

Sono stati sviluppati protocolli di addestramento che coinvolgono il rinforzo positivo per le procedure di allevamento di routine nei conigli e si sono dimostrati efficaci, poiché i conigli hanno mostrato in modo affidabile i comportamenti addestrati all'esame generale settimanale. Raccogliere i conigli con la scatola di trasporto era meno avversivo della tecnica di manipolazione convenzionale.

Addestrare i conigli da laboratorio a perfezionare le procedure di allevamento di routine

Il glaucoma è una delle principali cause di cecità nel mondo. Pressione intraoculare elevata è un importante fattore di rischio. Fotocoagulazione laser ipertensione oculare indotta è uno dei modelli animali ben stabilita. Questo video mostra come indurre ipertensione oculare fotocoagulazione con Argon laser nel ratto.

Laser-Induced cronica ipertensione oculare su Ratti modello SD

Scopri un metodo versatile per l'infestazione di zecche dure su conigli da laboratorio utilizzando capsule in schiuma EVA. Questa tecnica semplice e adattabile facilita lo studio della biologia delle zecche e delle interazioni ospite-vettore.

Un modello Versatile di infestazione del battito duro sui conigli di laboratorio

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