Name: Siringa-iniettabili Mesh elettronica per elettrofisiologia roditore cronica stabile (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-21T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
Description: Scopri la registrazione elettrofisiologica cronica stabile nel cervello di roditori utilizzando mesh elettronici iniettabili con siringa. Questo metodo consente l'integrazione senza soluzione di continuità con il tessuto neurale e registrazioni a livello di singolo neurone.

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C.M.L. riconosce il sostegno di questo lavoro di Air Force Office of Scientific Research (FA9550-14-1-0136), un premio di scienze fisiche Università di Harvard e acceleratore ingegneria e nazionali istituti di salute di un direttore Pioneer Award ( 1DP1EB025835-01). T.G.S riconosce il sostegno dal dipartimento della difesa (DoD) attraverso il programma National Defense Science & Engineering Graduate Fellowship (NDSEG). G.H. riconosce fellowship sostegno l'American Heart Association (16POST27250219) e la via all'indipendenza Award (padre K99/R00) dell'Istituto nazionale su invecchiamento del National Institutes of Health. Quest'opera è stata eseguita in parte presso la Harvard University Center per sistemi su scala nanometrica (CNS), un membro della nazionale nanotecnologia coordinato infrastruttura rete (NNCI), che è sostenuto dalla National Science Foundation NSF ECCS premio No. 1541959.

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Tutte le fasi di fabbricazione e l'utilizzo dell'elettronica della maglia sono importanti, ma alcuni sono particolarmente critiche. Prima di rilasciare l'elettronica di maglia da loro wafer, è essenziale per ossidare la superficie per rendere le maglie prontamente sospese in soluzione acquosa (punto 1.6.1). Se viene saltato questo passaggio, le maglie solitamente galleggiano sulla superficie dell'acqua, che li rende difficili da caricare negli aghi, e se possono essere caricati, spesso si attaccano ai lati degli aghi di vetro, che richiedono grandi volumi (> 100 µ l) per l'iniezione. Fallimento di ossidare la superficie prima di rilascio, pertanto, in genere significa che le maglie non possono essere utilizzate e la realizzazione deve essere nuovamente eseguite dall'inizio. Un altro passo fondamentale si piega l'elettronica di maglia "gambo" a ~ 90° durante il / o interfacciamento (punto 4.3). Se l'angolo è minore di 90°, quindi tutti i 32 pastiglie di I/O non si inseriranno nel connettore ZIF; alcuni dovranno essere tagliare l'estremità per consentire l'inserimento, riducendo il numero di elettrodi collegati. Il processo deve essere fatto anche delicatamente per evitare che lo stelo si rompa.
Il design della maglia elettronica può essere personalizzato per varie applicazioni modificando le fotomaschere e utilizzando la stessa procedura di fabbricazione indicata nella Figura 2. Ad esempio, mentre le sonde di elettronica di rete utilizzate per registrare i dati nella Figura 9 sono state progettate per avere 32 elettrodi di registrazione span del mouse ippocampo e la corteccia somatosensoriale primaria, il posizionamento degli elettrodi all'interno della mesh ultraversatile può essere selezionato per indirizzare qualsiasi regione del cervello, o più grandi elettrodi per la stimolazione possono essere incorporato27. La stessa procedura di struttura e fabbricazione di mesh di base vengono mantenute, ma il posizionamento degli elettrodi e il design sono regolati per soddisfare le esigenze dello studio. Gli investigatori dovrebbero usare cautela, tuttavia e sempre test che disegni modificati possono essere iniettati facilmente attraverso gli aghi previsti. Piccole modifiche alla meccanica di piegatura della rete elettronica può avere effetti sostanziali sulla iniettabilità. Un esempio è che un angolo di 45° tra trasversali e longitudinali SU-8 nastri produce una sonda elettronica di rete che può essere iniettata facilely ma un angolo di 90° si traduce in uno che stropiccia e zoccoli aghi21.
Misurare l'impedenza degli elettrodi di registrazione è utile per la risoluzione dei problemi. Un elettrodo di Pt 20-µm diametro circolare dovrebbe avere una magnitudine di impedenza vicino 1 MΩ quando misurato ad una frequenza di 1 kHz in vivo o in 1X PBS29. Un'impedenza significativamente più grande di questo implica che l'elettrodo non è esposti, come può accadere se è contaminato con photoresist residuo, o non elettricamente collegato. Quest'ultimo può verificarsi se, ad esempio, c'è polvere sulla maschera foto durante PL che risultati in una disconnessione nel Au interconnessioni, o se uno dei dischetti di I/O di maglia non viene contattato dai pin del connettore ZIF durante interfaccia i/o. Un grandezza di impedenza circa la metà del valore previsto suggerisce che il canale può essere cortocircuitato a quello adiacente, creando un circuito di due impedenze elettrodo in parallelo a vicenda. I valori di impedenza misurata fungono da guida durante la risoluzione dei problemi; combinato con la microscopia ottica delle sonde elettronica della maglia, l'origine del problema può solitamente essere identificato e corretti di conseguenza nella fabbricazione successiva eseguire o tentativo di interfacciamento di I/O.
L'uso della siringa-iniettabili maglia elettronica per studi acuti è limitato in quanto attività chiodando unitario non viene generalmente osservata fino a 1 settimana post iniezione27, anche se recenti lavori (non pubblicato) mostrano che questo problema è facilmente superare. Determinanti del tempo necessario per vedere chiodare l'attività sono la maglia di design, il volume del fluido iniettato nel cervello insieme a rete elettronica e il diametro dell'ago per iniezione, come queste influenzano il grado di danno di tessuto durante la iniezione e il tasso di guarigione. Volumi di iniezione grande possono essere richiesti se l'elettronica di maglia non è trattato con il plasma ad ossigeno prima del rilascio in Ni mordenzante; cioè, se la rete non è idrofila, esso possa aderire l'ago di vetro. Occasionalmente, le maglie hanno difetti che portano alla flessione meccanica che li rende difficili da iniettare. Durante il caricamento dell'elettronica della maglia, è importante controllare che maglie si muovano facilmente e senza intoppi all'interno dell'ago (come illustrato in supplementare Video 1). In caso contrario, deve essere utilizzata una sonda elettronica di maglie diverse. Si otterranno risultati migliori per l'interfacciamento neurale senza giunte con i volumi di iniezione ideale di 10 – 50 µ l per 4 mm di lunghezza di maglia iniettato. I risultati più recenti con sonde di elettronica più fine della maglia iniettato e/o diametro capillare i ferri più piccoli (più piccoli diametro interno di 150 µm, 250 µm di diametro esterno) mostrano quella singola unità chiodare può essere osservato da poco dopo l'iniezione (misure acute) attraverso tempi più lunghi. I file di progettazione maschera per queste strutture più fini di maglia sono disponibili su richiesta o dal sito Web di risorse, meshelectronics.org. Stimiamo la resa delle nostre in vivo della maglia iniezione procedure utilizzando 400 µm diametro interno (650 µm di diametro esterno) aghi di circa il 70%, anche se il rendimento è più vicino a 80 – 90% per il nostro lavoro più recente con 150 µm di diametro interno (250 µm diametro esterno ) gli aghi. I motivi più comuni per guasto sono (1) che la mesh non iniettare senza intoppi, con conseguente edema cerebrale da volumi inaspettatamente grande iniezione nel cervello, (2) maglia rottura durante la manipolazione manuale necessaria nei / o l'interfaccia di procedura e (3) sanguinamento da danneggiare un vaso sanguigno durante l'iniezione. Danneggiare un vaso sanguigno durante l'iniezione è rara (la causa di meno di 10% di guasti) e potrebbe essere ridotto ulteriormente utilizzando chirurgia guidata da immagini. Notiamo anche che danno dei vasi sanguigni è un limite comune di tutte le procedure che coinvolgono la penetrazione del tessuto cerebrale, tra cui l'iniezione di particelle virali per la transfezione, l'impianto delle sonde rigide del cervello e l'iniezione dell'elettronica della maglia.
Rete elettronica sonde sono in grado di registrare da stabile e monitorare gli stessi neuroni individuali su almeno mesi per anno scale cronologiche ed non evocano quasi nessuna risposta immunitaria cronica, come dimostrato in Figura 9 e Figura 10, rispettivamente. Questo rappresenta un vantaggio significativo rispetto agli elettrodi di profondità di convenzione, che soffrono comunemente da diminuire le ampiezze di spike, segnali instabili e l'infiammazione cronica nel corso del lungo termine registrazione esperimenti14, 15. Inoltre, l'elettronica di rete hanno il vantaggio che possono essere lasciati nel tessuto durante il sezionamento istologico, colorazione, e di imaging, in contrasto con le sonde tradizionali, che sono troppo rigidi e pertanto deve essere rimossa prima di istologia analisi. Pertanto, consentono la rete elettronica per la capacità unica di utilizzare l'analisi di immunohistochemical di studiare con precisione l'ambiente cellulare che circonda ogni sito di registrazione.
Il protocollo presentato qui si apre-up emozionanti nuove opportunità nell'ambito delle neuroscienze. Il metodo di consegna come minimo dilagante e una perfetta integrazione dell'elettronica di maglia con tessuto cerebrale riduce al minimo i disagi per i circuiti neurali ed evita la risposta immunitaria cronica, che potrebbero trarre vantaggio la maggior parte dei tipi di esperimenti di registrazione neurali cronica. La capacità di rete elettronica per registrare e monitorare i singoli neuroni stessi per lunghi periodi di tempo sarà soprattutto di interesse agli investigatori che cercano di correlare attività chiodando millisecondo-scala con mese-anno-lungo processi quali invecchiamento, la patogenesi della malattia di cervello o cervello sviluppo16,18. Inoltre, esistono notevoli opportunità di estendere e personalizzare questo protocollo, ad esempio aggiungendo elettronica attiva alla PCB testa-fase per implementare funzionalità come digital multiplexing8,35, wireless comunicazione35,36,37e35, co-iniezione di cellule staminali o polimeri con l'elettronica di maglia ad aiuto nel tessuto rigenerazione18,38, l'elaborazione del segnale 39e incorporando nanowire transistori field - effect (NW-FET) in rete elettronica per altamente localizzate e multifunzionale cervello sonde24,29,40,41 ,42.

Lo sviluppo di strumenti capaci di mappatura del cervello con risoluzione di singoli neuroni è di importanza centrale di neuroscienza e di neurologia. Tecnologie non invasive per studi neurali come l'elettroencefalografia (EEG), magnetoencefalografia (MEG) e la formazione immagine a risonanza magnetica funzionale (fMRI) hanno dimostrato preziosi per correlare l'attività cerebrale con comportamento in esseri umani1, 2, ma manca la risoluzione spazio-temporale necessaria per studiare la struttura e la dinamica delle reti neurali alle loro fondamentale micrometro e millisecond scale, rispettivamente di3,4. Alcuni electrocorticography (ECoG) sonde e metodi di imaging ottici utilizzando coloranti tensione-sensibili sono riusciti a registrazione unitario chiodando attività in vivo5,6, ma sono generalmente efficaci solo vicino il superficie del cervello, limitando l'applicabilità agli studi di regioni cerebrali superficiali. Al contrario, impiantabili sonde elettriche possono misurare elettrofisiologia di singoli neuroni in animali liberi di muoversi da praticamente qualsiasi regione del cervello senza l'esigenza di etichettatura fluorescente, che li rende indispensabile a livello di sistemi neuroscienze, soprattutto come tecniche di microfabbricazione dall'industria dei semiconduttori hanno spinto il numero di canali in centinaia e migliaia3,7,8,9. In virtù di queste funzionalità, impiantabili sonde elettriche hanno dato molti importanti contributi di neuroscienza e di neurologia, compresi gli studi fondamentali di elaborazione delle informazioni nel sistema visivo10, il trattamento di neurologico disturbi come la malattia del Parkinson11e la dimostrazione delle interfacce cervello-macchina (BMI) per protesi avanzata12,13.
Tuttavia, instabilità a lungo termine che si è manifestata come diminuendo spike ampiezze e segnali instabili su scale cronologiche delle settimane a mesi14,15 ha limitato l'applicabilità di impiantabili sonde per lo studio di relativamente a breve termine fenomeni, lasciando le questioni come lo sviluppo e l'invecchiamento del cervello in gran parte senza risposta. Le limitazioni nella instabilità a lungo termine sono il risultato di una mancata corrispondenza tra le sonde tradizionali e tessuto cerebrale nelle dimensioni, meccanica e topologia14,15,16,17,18. In termini di dimensioni, mentre le sinapsi neuronali e somata è circa decine di nanometri a decine di micrometri di diametro19, rispettivamente, sonde tradizionali sono spesso significativamente più grande, nel caso di microelettrodi di silicio > 4 volte la dimensione di un singolo neurone corpo cellulare7,8. Le dimensioni relativamente grandi di queste sonde potrebbero interferire con la struttura naturale e la connettività del denso tessuto neurale, così contribuendo alla risposta immunitaria cronica e perturbando circuiti neurali in fase di studio. In termini di proprietà meccaniche, sonde tradizionali sono drasticamente più rigidi di estremamente morbido tessuto neurale in cui vengono impiantati; anche "flessibile" sonde costituiti da 10 – 20 µm spessore fogli di polyimide sono almeno 100.000 volte più rigidi del cervello tessuto20,21. Questa mancata corrispondenza in rigidità alla flessione provoca movimento relativo taglio fra il tessuto sonda e cervello, portando a unitario inaffidabile monitoraggio durante le registrazioni estese ed inducendo il gliosis cronico sito di impianto. Infine, la struttura topologica delle sonde convenzionali del cervello esclude necessariamente un volume solido del tessuto. Tale mancata corrispondenza nella topologia interrompe la connettività dei circuiti neurali, preclude la naturale e interpenetrata distribuzione tridimensionale (3D) di neuroni, cellule gliali e vasi sanguigni all'interno del tessuto di cervello22e ostacola il trasporto 3D di 23di molecole di segnalazione. Insieme, queste carenze di sonde tradizionali li hanno resi privi la compatibilità a lungo termine ricercata per applicazioni cliniche e gli studi di neuroscienze longitudinale a livello di singoli neuroni.
Per ovviare a questi inconvenienti, abbiamo cercato di confondere la linea tra i sistemi neurali ed elettroniche attraverso lo sviluppo di un nuovo paradigma di "tessuto-come" sonde neurale definito rete elettronica16,21,24. Rete elettronica risolve i problemi di corrispondenza sopra in dimensioni, meccanica e topologia incorporando caratteristiche (1) strutturali della stessa nanometro a scala di dimensione micrometrica del tessuto neurale, (2) caratteristiche meccaniche simili a quelle del tessuto cerebrale e (3) un 3D macroporoso topologia che è > 90% open space e così può ospitare compenetrazione di neuroni e di diffusione delle molecole attraverso l'ambiente extracellulare. Rete elettronica sonde possono essere consegnati precisamente a regioni specifiche del cervello attraverso una siringa e un ago, causando un danno acuto minimo mentre impiantare anche nel profondo del cervello regioni21,25. Assoni e soma neuronale sono stati indicati per si compenetrano la struttura di sonda elettronica open mesh 3D all'interno di post-iniezione settimane, creando così un'interfaccia senza soluzione di continuità, privo di gliosi tra registrazione elettronica e che circonda il cervello tessuto21 , 26 , 27. queste caratteristiche uniche hanno permesso maglia elettronica sonde monitorare stabilmente l'attività chiodando da singoli neuroni stessi nel corso di almeno un anno della scala cronologica27. Inoltre, la realizzazione dell'elettronica di rete basato su fotolitografia (PL) fornisce elevata scalabilità del numero di elettrodi che possono essere incorporati, con dimostrata canale conta fino a 128 elettrodi per sonda usando Litografia semplice maschera di contatto 28 e un design di (i/o) di input/output plug-and-play che consente rapidi collegamenti elettrici all'interno periferica elettronica senza attrezzature specializzate29.
Una vasta gamma di studi può beneficiare di incorporare maglia elettronica protocolli di misura. Maggior parte degli esperimenti di registrazione intracortical potrebbero beneficiare di procedura di impianto minimamente invasiva di maglia electronics tramite iniezione della siringa, la risposta immunitaria drasticamente ridotta dopo impianto, e la possibilità di lasciare in rete elettronica nella tessuto durante l'istologia successiva e immunostaining per l'analisi precisa dell'ambiente biologico che circonda ogni sito di registrazione. Esperimenti di registrazione cronica in particolare ricaveranno valore dalla capacità unica di rete elettronica per tenere traccia di un numero elevato di singoli neuroni per mesi o anni. Questa funzionalità crea opportunità per gli studi con risoluzione di singoli neuroni che erano precedentemente impraticabili, come gli studi longitudinali di invecchiamento dei circuiti neurali, le indagini del cervello in via di sviluppo e richieste nella patogenesi di spongiformi trasmissibili16.
In questo protocollo, descriviamo tutti passaggi la chiave in un esperimento di registrazione neurali tipici del mouse utilizzando mesh iniettabile siringa elettronica (vedere la Figura 1). Passaggi descritti includono la fabbricazione di elettronica di maglia in un possibile processo di standard basati su PL a molte università, caricamento rete elettronica in aghi capillari standard, iniezione stereotassica di maglia elettronica in vivo, collegamento dei maglia I/O di strumentazione standard interfacce, sessioni di registrazione trattenuto o liberamente commovente e sezionamento istologica del tessuto cerebrale contenente rete elettronica. Alcuni ricercatori utilizzando mesh elettronica solo per gli studi di istologia non possono esigere l'interfaccia elettrica e registrazione, nel qual caso essi possono saltare questi passaggi. Dopo familiarizzare con questo protocollo, gli investigatori dovrebbero avere tutte le conoscenze necessarie per utilizzare la rete elettronica nei loro esperimenti.

<table><tbody><tr><td>Telaio stereotassico motorizzato</td><td>World Precision Instruments</td><td>MTM-3</td><td>Per la chirurgia stereotassica del mouse</td></tr><tr><td>Controller di registrazione a 512 canali</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td>Un componente del sistema di registrazione neurale RHD2132 scheda dell'amplificatore</td></tr><tr><td></td><td>Intan Technologies</td><td>C3314</td><td>Un componente del sistema di registrazione neurale</td></tr><tr><td>RHD2000 cavo</td> <td>di interfaccia SPI ultra sottile da 3 piediIntan Technologies</td><td>C3213</td><td>Un componente del sistema di registrazione neurale</td></tr><tr><td>Mouse reholding</td><td>Braintree Scientific</td><td>TV-150&nbsp; Standard STD</td><td>diametro interno di 1,25 pollici; utilizzato per trattenere il mouse durante le sessioni di registrazione trattenute.</td></tr><tr><td>Si wafer</td><td>Nova Electronic Materials</td><td></td><td>3" P < 100> .001-.005 ohm-cm 356-406 &mu; m Wafer SSP Si di grado primario con 2 semi-standard. Appartamenti & 6.000 A&deg; &plusmn; 5% di ossido termico umido su entrambi i lati.</td></tr><tr><td>Advance</td> <td>Reproductions</td><td></td><td>e altri fornitori producono fotomaschere a partire dai file di progettazione forniti. I nostri file di progettazione di fotomaschere sono disponibili su richiesta o dal sito Web delle risorse, meshelectronics.org. In alternativa, alcune camere bianche universitarie dispongono di maschere per la realizzazione di fotomaschere in loco.</td></tr><tr><td>Software AutoCAD</td><td>Autodesk Inc.</td><td></td><td>Software di progettazione per il disegno di fotomaschere. Un'alternativa gratuita è LayoutEditor. I nostri file di progettazione di fotomaschere sono disponibili su richiesta o sul sito Web delle risorse, meshelectronics.org.</td></tr><tr><td>Evaporatore termico</td><td>Sharon Vacuum</td><td></td><td>Utilizzato per evaporare Ni, Cr e Au sull'elettronica a rete durante la fabbricazione. Molte camere bianche universitarie dispongono di questo strumento o di uno strumento simile.</td></tr><tr><td>SU-8 2000.5 fotoresist negativo</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Fotoresist negativo utilizzato per definire gli strati di passivazione inferiore e superiore dell'elettronica a rete.</td></tr><tr><td>Allineatore di maschere MA6</td><td>Karl Suss Microtec AG</td><td></td><td>Utilizzato per allineare ogni fotomaschera al modello sul wafer ed esporre il wafer ai raggi UV. La maggior parte delle camere bianche universitarie dispone di questo strumento o di uno strumento simile.</td></tr><tr><td>Sviluppatore SU-8</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Utilizzato per sviluppare il fotoresist negativo SU-8 dopo l'esposizione alla luce UV.</td></tr><tr><td>LOR3A resistenza al decollo</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Utilizzato con il fotoresist Shipley 1805 per promuovere l'undercutting durante i processi di sollevamento del metallo</td></tr><tr><td>Fotoresist positivo Shipley 1805</td><td>Microposit, The Dow Chemical Company</td><td></td><td>Fotoresist positivo utilizzato per definire le interconnessioni metalliche e gli elettrodi Pt nell'elettronica a rete</td></tr><tr><td>Sviluppatore di fotoresist positivi MF-CD-26</td><td>Microposit, The Dow Chemical Company</td><td></td><td>Per sviluppare il fotoresist positivo S1805 dopo l'esposizione in un allineatore a maschera. Molte camere bianche universitarie immagazzinano questa sostanza chimica.</td></tr><tr><td>Spin coater</td><td>Reynolds Tech</td><td></td><td>Per il rivestimento di wafer con resist positivi e negativi. La maggior parte delle camere bianche universitarie è dotata di centrifughe.</td></tr><tr><td>sistema di trattamento superficiale al plasma PJ</td><td>AST Products, Inc.</td><td></td><td>Utilizzato per ossidare la superficie dell'elettronica a rete prima del rilascio in soluzione acquosa. La maggior parte delle camere bianche universitarie dispone di questo strumento o di uno strumento simile.</td></tr><tr><td>Evaporatore a fascio di elettroni</td><td>Denton Vacuum</td><td></td><td>Per l'evaporazione di Cr e Pt durante la fabbricazione di componenti elettronici a rete. Molte camere bianche universitarie dispongono di questo strumento o di uno strumento simile.</td></tr><tr><td>Dispositivo di rimozione PG</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Utilizzato per dissolvere LOR3A e Shipley S1805 resiste durante il sollevamento del metallo</td></tr><tr><td>Soluzione di cloruro ferrico</td><td>MG Chemicals</td><td>415-1L</td><td>Un componente della soluzione di mordenzatura Ni</td></tr><tr><td>Soluzione di acido cloridrico al 36%</td><td>Kanto Corp.</td><td></td><td>Un componente della soluzione di mordenzatura</td></tr><tr><td>Ni Aghi capillari in vetro</td><td>Drummond Scientific Co.</td><td></td><td>Diametro interno 0,40 mm, diametro esterno 0,65 mm. Sono disponibili altri diametri.</td></tr><tr><td>Supporto per micropipette</td><td>tipo U Molecular Devices, LLC</td><td>1-HL-U</td><td>Utilizzato per trattenere gli aghi capillari in vetro durante l'iniezione stereotassica</td></tr><tr><td>Siringa da 1 mL</td><td>NORM-JECT&reg;, Henke Sass Wolf</td><td></td><td>Utilizzato per il caricamento manuale dell'elettronica a rete negli aghi capillari Tubo</td></tr> per <tr><td>catetere intrademico in polietilene</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td></td><td>Diametro interno 1,19 mm, diametro esterno 1,70 mm</td></tr><tr><td>Siringa da 5 ml</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td></td><td>Utilizzato nella pompa a siringa per l'iniezione di elettronica a rete in vivo</td></tr><tr><td>Fotocamera oculare</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>DCC1240C</td><td>Utilizzato per visualizzare l'elettronica mesh all'interno degli aghi capillari durante l'iniezione</td></tr><tr><td>Software di acquisizione immagini ThorCam uc480 per telecamere USB</td><td>Thorlabs Inc.</td><td></td><td>Utilizzato per visualizzare l'elettronica della rete all'interno degli aghi capillari durante l'iniezione</td></tr><tr><td>Pompa a siringa</td><td>Apparecchio Harvard PHD</td><td>2000</td><td>Utilizzato per far fluire volumi precisi di soluzione attraverso gli aghi capillari durante l'iniezione dell'elettronica della rete</td></tr><tr><td>Trapano dentale EXL-M40</td><td>Osada</td><td>3144-830</td><td>Per la perforazione della craniotomia</td></tr><tr><td>Fresa da 0,9 mm</td><td>Strumenti per la scienza fine</td><td>19007-09</td><td>Per la perforazione della craniotomia</td></tr><tr><td>Sterilizzatore a cordoni caldi 14 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>Utilizzato per sterilizzare gli strumenti chirurgici</td></tr><tr><td>Strumento di criosezione CM1950</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Utilizzato per tagliare in sezioni il tessuto congelato. Molte università hanno questo o uno strumento simile disponibile in una struttura condivisa.</td></tr><tr><td>0,3% Triton x-100</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>Utilizzato per l'istologia</td></tr><tr><td>5% siero di capra</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>Utilizzato per l'istologia</td></tr><tr><td>3% siero di capra</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>Utilizzato per l'istologia</td></tr><tr><td>Coniglio anti-NeuN</td><td>Abcam</td><td>ab177487</td><td>Utilizzato per l'istologia</td></tr><tr><td>Topo anti-Neurofilamento</td><td>Abcam</td><td>ab8135</td><td>Utilizzato per l'istologia</td></tr><tr><td>Anti-GFAP per ratto</td><td>Thermo Fisher Scientific Inc.</td><td>PA516291</td><td>Utilizzato per l'istologia</td></tr><tr><td>ProLong Gold Antifade Mountant</td><td>Thermo Fisher Scientific Inc.</td><td>P36930</td><td>Utilizzato per istologia</td></tr><tr><td>Poli-D-lisina</td><td>Sigma-Aldrich Corp.</td><td>P6407-5MG</td><td>Peso molecolare = 70-150 kDA</td></tr><tr><td>Morsetto terminale ad angolo retto</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>RA180/M</td><td>Utilizzato per fissare il portapipette al telaio stereotassico</td></tr><tr><td>Scheda a circuito stampato (PCB)</td><td>Circuiti</td><td></td> avanzati <td>Utilizzato per interfacciarsi tra l'elettronica mesh e l'elettronica di misurazione periferica come il sistema di registrazione Intan. Advanced Circuits e altri fornitori producono e assemblano PCB in base ai file di progettazione forniti. I nostri file di progettazione PCB sono disponibili su richiesta o presso il sito delle risorse meshelectronics.org</td></tr><tr><td>connettore per amplificatore standard a 32 canali</td><td>Omnetics Connector Corp.</td><td>A79024-001</td><td>Componente assemblato sul PCB</td></tr><tr><td>Cavo flessibile piatto a 32 canali (FFC)</td><td>Molex, LLC</td><td>152660339</td><td>Utilizzato come substrato di serraggio durante l'interfacciamento con i pad I/O dell'elettronica mesh con il connettore ZIF montato su PCB Connettore ZIF a</td></tr><tr><td>32 canali a forza di inserzione zero (ZIF)</td><td>Hirose Electric Co., LTD</td><td>FH12A-32S-0.5SH(55)</td><td>Componente assemblato sul PCB</td></tr></tbody></table>

siringa-iniettabili mesh elettronica per elettrofisiologia roditore cronica stabile

Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology

Sonde di elettrofisiologia del cervello impiantabili sono strumenti preziosi in neuroscienze dovuto la loro capacità per registrare l'attività neurale con alta risoluzione spazio-temporale da regioni cerebrali superficiali e profonde. Loro uso è stato ostacolato, tuttavia, di squilibri meccanici e strutturali tra le sonde e il cervello dei tessuti che comunemente portare a micromotion e gliosi con conseguente instabilità negli esperimenti di registrazione cronica del segnale. Al contrario, dopo l'impianto di rete ultraversatile elettronica tramite iniezione della siringa, la mesh sonde forma un'interfaccia senza soluzione di continuità, privo di gliosi con il tessuto cerebrale circostante che consente il rilevamento stabile di singoli neuroni su almeno un anno scala cronologica. Dettagli di questo protocollo i passaggi chiave in un esperimento di registrazione neurali tipici del mouse utilizzando siringa-iniettabili in rete elettronica, tra cui la fabbricazione della rete elettronica con standard basati su fotolitografia processo possibile a molte università, caricamento rete elettronica in aghi capillari standard, iniezione stereotassica in vivo, connessione della mesh input/output per le interfacce di strumentazione standard, trattenuto o sessioni di registrazione, liberi di muoversi e istologica del cervello di sezionamento tessuto contenente rete elettronica. Rappresentante neurale registrazioni e dati di istologia sono presentati. Gli investigatori hanno familiari con questo protocollo avrà le conoscenze necessarie per incorporare i loro esperimenti di rete elettronica e sfruttare le opportunità uniche offerte fornendo un'interfaccia neurale stabile a lungo termine, quali gli studi di invecchiamento processi, lo sviluppo del cervello e la patogenesi della malattia di cervello.

Risultati variano in base la specie animale nello studio, la regione del cervello mirato, il tempo trascorso ad iniezione e la quantità di danno acuto inflitto durante l'iniezione e il successo dei / o interfacciamento procedura, tra gli altri fattori. Unità singola chiodando attività potrebbero non essere fino a 1 giorno (nel caso di aghi di diametro interno 150 µm) per 1 settimana dopo l'iniezione e spike ampiezze possono variare fino a 4 – 6 settimane. Figura 9 Mostra dati elettrofisiologici rappresentativi da una sonda elettronica di 32 canali maglia iniettato l'ippocampo e la corteccia somatosensoriale primaria di un topo adulto maschio C57BL/6J. Potenziali di circa 300-µV ampiezza campo locale (LFPs) sono stati registrati su tutti i 32 canali e attività chiodando unitario è stata registrata su 26 canali. Il LFPs e picchi isolati è rimasta simile tra 2 e 4 mesi, suggerendo un'interfaccia altamente stabile tra registrazione elettronica e neuroni in questo periodo di tempo prolungato. La figura 10 Mostra risultati rappresentativi di sezionamento istologico e immunostaining del tessuto cerebrale contenente maglia elettronica 1 anno dopo l'iniezione. Macchiando per NeuN, un marker per somata neurale e il neurofilament, un indicatore per gli assoni neurali, non rivela poca o nessuna perdita di densità del tessuto al sito di iniezione, implicando l'interfaccia senza soluzione di continuità tra il rete elettronica ed il tessuto cerebrale. Ulteriormente la macchiatura per GFAP (un indicatore per gli astrociti) rivela livelli di vicino a fondo dei astrocytes intorno rete elettronica, che indica che la sua presenza suscita poco cronica risposta immunitaria.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig1.jpg"> Figura 1: passaggi in un siringa-iniettabili maglia elettronica esperimento. Questo protocollo descrive tutti i passaggi chiave in un esperimento di registrazione neurali roditore tipico utilizzando rete elettronica. Esperimenti di solito comporta, in ordine di attuazione, (1) fabbricazione di rete elettronica, (2) caricamento della rete elettronica nel capillari aghi, iniezione (3) stereotassica di maglia elettronica nel cervello, I/O (4) elettrici interfacciamento in mesh elettronica, registrazioni trattenute o liberamente commovente (5) e (6) maglia/tessuto di sezionamento e la macchiatura per istologia. In alcuni studi, si potrebbero desiderare solo dati di istologia, nel qual caso è possibile saltare i passaggi (4) e (5). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig2.jpg"> Figura 2: disegno schematico raffigurante la procedura di fabbricazione per l'elettronica di rete plug-and-play della regione periferica ultraversatile (riga superiore), staminali interconnessioni regione (riga centrale) e regione I/O (riga inferiore). (A) SU-8 photoresist negativo (rosso) è modellato con maschera di PL-1 per definire il fondo passivante strato di ogni sonda elettronica di rete plug-and-play. (B) Patterning con maschera-2 PL, evaporazione termica e a sollevamento metalliche definire Au interconnessioni e pastiglie I/O (oro). (C) Patterning con maschera-3 PL, evaporazione del fascio di elettroni e a sollevamento metalliche definire Pt elettrodi (blu). (D) SU-8 photoresist negativo (rosso) è modellato con PL mask-4 per definire lo strato passivante. Aperture in SU-8 vengono lasciate ogni elettrodo Pt e I/O pad. (E) A completamento della maglia sonda elettronica con caselle tratteggiate che indicano le posizioni ampliate nel top, middle e righe di fondo. Photomask file di progettazione sono disponibili dalla richiesta da parte degli autori o il sito di risorse, meshelectronics.org. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig3.jpg"> Figura 3: fotografie e immagini al microscopio ottico del plug-and-play mesh elettronica. (A) piastrella immagini al microscopio ottico di una sonda elettronica di siringa-iniettabili maglia con i/o plug-and-play. La sonda era imaged dopo il completamento di fabbricazione i passi nella Figura 2 , ma prima del rilascio dal substrato Ni-rivestito. Caselle tratteggiate corrispondono da sinistra a destra per le sezioni della regione periferica ultraversatile, staminali e della regione di I/O ingrandita in C, D ed E, rispettivamente. Barra della scala = 1 mm (B) fotografia di un wafer di 3 pollici Si contenenti 20 completato maglia elettronica sonde. Barra della scala = 20 mm. (C) immagine al microscopio ottico di 20 µm elettrodi di registrazione Pt diametro della regione ultraversatile dispositivo. Barra della scala = 100 µm. (D) immagine al microscopio ottico ad alta densità au interconnessioni nella regione staminali. Ogni interconnessione Au è elettricamente isolato e collega un singolo elettrodo di Pt per un singolo pad di I/O. Barra della scala = 100 µm. (E) ottico microscopio immagine delle pastiglie di I/O. Ogni pad è composto da un'area comprimibile maglia e un'area continua di film sottile situato sullo stelo. Non-conduttivo SU-8 nastri collegare le parti della maglia delle pastiglie insieme per aiutare a mantenere l'allineamento. Barra della scala = 200 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig4.jpg"> Figura 4: montaggio dell'apparecchio per portaaghi capillare durante l'iniezione. Fotografia (A) dei componenti dell'apparato. I componenti includono (1) un ago capillare di vetro, (2) un supporto per pipette, (3) una circolare vite di fermo per il possessore della pipetta e (4) una cono rondella per il titolare della pipetta. Articoli (2) a (4) sono inclusi con l'acquisto di un titolare di pipetta. La freccia indica l'uscita di Dispensare titolare che deve essere incollato chiuso con resina epossidica. (B) fotografia del titolare pipetta dopo il montaggio e l'inserzione di un ago capillare di vetro. La resina epossidica aggiunta è visibile presso l'uscita superiore del supporto pipetta (contrassegnata dalla freccia) e tubazione capillare collega il pipetta titolare ad una siringa (non mostrata). (C) fotografia del titolare della pipetta e l'ago capillare dopo l'attacco al telaio stereotassica con un morsetto ad angolo retto terminale. Barre della scala sono 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig4large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig5.jpg"> Figura 5: caricamento di mesh elettronica in vetro aghi. (A) illustrazione schematica della procedura di caricamento per l'elettronica di rete plug-and-play. Un ago di vetro è posizionato verso la fine di I/O di una sonda elettronica di rete mentre è sospeso in soluzione. Lo stantuffo della siringa è poi ritirato manualmente per disegnare con la sonda elettronica di maglia. Posizionamento ideale è con la regione di dispositivo ultraversatile solo all'interno dell'estremità dell'ago. (B) fotografie corrispondente (A) di una sonda elettronica di rete viene caricata in un ago di vetro. Scala bar = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig5large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig6.jpg"> Figura 6: schematico della stazione chirurgia stereotassica. Una cornice stereotassica motorizzata (A) con annesso Dispensare titolare viene utilizzata per posizionare l'ago nella regione del cervello desiderata. La posizione dell'ago e caricato maglia elettronica sono monitorati con una lente obiettiva e collegato la fotocamera (B) e visualizzati su un computer (C). Una pompa a siringa (D) scorre precisi volumi di soluzione fisiologica attraverso l'ago, permettendo per iniezione accurata, controllata di maglia elettronica nella regione cerebrale desiderata. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig7.jpg"> Figura 7: Plug-and-play I/O procedura di interfacciamento. (A) An FFC substrato di bloccaggio è fissato con cemento dentale adiacente il craniotomy. (B) elettronica di rete Plug-and-play stereotassicamente vengono iniettate nella regione del cervello desiderato utilizzando il metodo di FoV. (C), l'ago, con le pastiglie di I/O della maglia elettronica sonda ancora all'interno, viene riposizionato sopra la FFC substrato di bloccaggio. (D) flusso viene ripreso attraverso l'ago per espellere le pastiglie di I/O sulla FFC substrato di bloccaggio. (E) le pastiglie di I/O sono piegati a 90 ° rispetto al gambo, si svolse con il conduttore lato rivolto verso l'alto e asciugato in luogo. (F) la FFC substrato è tagliata con le forbici a una linea retta ca. 0,5 mm dal bordo delle pastiglie I/O. Substrato in eccesso viene tagliato via per consentire l'inserimento in un connettore ZIF a 32 canali. (G), il / o pastiglie sono inserite in un connettore ZIF 32 canali montato su un PCB personalizzato. Il connettore ZIF è agganciato chiuso per fare contatto con le pastiglie di I/O. (H), il fermo è cementato chiuso, il PCB è capovolto sul cranio, e il PCB è fissato con cemento dentale. (io) il PWB forma un headstage compatto con un connettore standard amplificatore per facile interfacciamento durante le sessioni di registrazione. Scala bar = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig7large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig8.jpg"> Figura 8: registrazioni sobrie e liberamente commovente. (A) fotografia di un topo C57BL/6J maschio in un dispositivo di ritenuta durante una sessione di registrazione. Un PCB di 32 canali preamplificatore è stato inserito nel connettore standard amplificatore. (B) fotografia dello stesso mouse con 32 canali preamplificatore PCB durante un esperimento di registrazione liberamente commovente. Scala bar = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig8large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig9.jpg"> Figura 9: risultati rappresentativi registrazione neurali. (A) rappresentante LFP mappe di calore da 32 canali maglia sonde elettronica iniettati nel mouse ippocampo e la corteccia somatosensoriale. I dati sono stati registrati mentre il mouse liberamente esplorato la sua gabbia a 2 mesi (in alto) e 4 mesi (in basso) post-iniezione. LFP ampiezza è color-coded secondo la barra dei colori a destra. Le tracce filtrate passa-alto (nero) che mostrano l'attività chiodando sono overlaid su spettrogramma per ciascuno dei 32 canali. (B) punte isolati dopo l'ordinamento dei dati tracciati in (A). Attività chiodando unitario è stata rilevata su 26 dei 32 canali entrambi 2 mesi dopo l'iniezione (in alto) e dopo l'iniezione 4 mesi (in basso). I numeri sopra ogni cluster di picchi corrispondono ai numeri di canale a (A). Questa figura è stata modificata da Fu, et al. 28. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig9large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig10.jpg"> Figura 10: risultati istologici rappresentativi. Schema (A) che illustrano l'orientamento della rete elettronica all'interno orizzontale (pannello centrale) e sagittale fette del cervello (pannello inferiore). (B) immagine al microscopio di fluorescenza di una fetta di spessore corticale cerebrale un anno dopo l'iniezione di una sonda elettronica di 16 canali maglia di 10 µm. La fetta è stato immunostained per NeuN (verde). (C) la stessa fetta di cervello immunostained per neurofilament (rosso). (D) la stessa cervello fetta immunostained per GFAP (ciano). (E), A immagine composita di (B) a (D) mostrando il maglia elettronica/tessuto interfaccia con etichetta NeuN (verde), neurofilamenti (rosso), GFAP (ciano) e mesh elettronica (blu). Scala bar = 100 µm. Questa figura è stata modificata da Fu et al. 27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig10large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Supplementare Video 1: ripetuto caricamento e iniezione di elettronica di maglia in soluzione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/video1.mp4">Per favore clicca qui per scaricare questo file.</a>

Rete elettronica sonde perfettamente integrano e forniscono stabile, a lungo termine, singoli neuroni livello registrazione all'interno del cervello. Questo protocollo utilizza la rete elettronica per esperimenti in vivo , che coinvolgono la realizzazione di rete elettronica, caricamento in aghi, iniezione stereotassica, l'interfaccia di ingresso/uscita, esperimenti di registrazione e l'istologia del tessuto contenente mesh le sonde.

Siringa-iniettabili Mesh elettronica per elettrofisiologia roditore cronica stabile

Implantable brain electrophysiology probes are valuable tools in neuroscience due to their ability to record neural activity with high spatiotemporal ...

Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo delle neuroscienze, come ad esempio come i processi di invecchiamento si manifestano nel cervello, come si sviluppa il cervello e come hanno origine e progrediscono le malattie cerebrali. Il vantaggio principale di questa tecnica è che l'elettronica a rete non suscita una risposta immunitaria cronica nella gliosi una volta impiantata nel cervello e consente una perfetta integrazione con il tessuto neurale circostante. A dimostrare la procedura saranno Tao Zhou, uno studente laureato del Gruppo Lieber, e Jung Min Lee, un post-doc del Gruppo Lieber.Per iniziare la procedura, caricare un wafer di silicio pulito in un evaporatore termico ed evaporare 100 nanometri di nichel. Quindi, centrifugare il fotoresist negativo SU-8 2000.5 sul wafer a 400 giri al minuto per uno spessore SU-8 approssimativo da 400 a 500 nanometri. Caricare il wafer in un allineatore a maschera per esporre l'SU-8 con una maschera per fotolitografia corrispondente allo strato inferiore di SU-8 mesh.Esporre alla dose I-line di 100 millijoule per centimetro quadrato. Loro, immergere il wafer nel vassoio dello sviluppatore SU-8. Agitare delicatamente la soluzione per due minuti, fino a quando il modello di rete nell'SU-8 non è stato completamente sviluppato.Quindi, sciacquare il wafer in una vaschetta di alcol isopropilico per un minuto e asciugarlo. Cuocete la cialda su una piastra calda a 180 gradi centigradi per un'ora. Successivamente, centrifugare il LOR 3A sul wafer a 4.000 giri al minuto per uno spessore approssimativo di 300 nanometri.Spin coat S1805 fotoresist positivo a 4.000 giri al minuto per uno spessore approssimativo di 500 nanometri. Successivamente, caricare il wafer in un allineatore a maschera per esporre l'S1805 con la maschera fotolitografica due corrispondente alle interconnessioni metalliche e ai pad di ingresso e uscita. Esposto alla dose della linea H a 40 millijoule per centimetro quadrato, quindi immergere il wafer in un vassoio di rivelatore fotoresist CD-26.Agitare delicatamente la soluzione per un minuto fino a quando il modello di interconnessione metallica non è stato completamente sviluppato. Sciacquare la cialda in una vaschetta di acqua deionizzata per un minuto e asciugarla con il phon. Successivamente, evaporare termicamente tre nanometri di cromo seguiti da 80 nanometri di oro.Immergere il wafer in un becher piatto di dispositivo di rimozione PG per circa tre ore, fino a quando il metallo non è completamente sottosquadro, lasciando il metallo solo nell'interconnessione desiderata e nelle regioni di input, pad di uscita dell'elettronica a rete. Ripetere lo spin coating, la litografia, l'evaporazione e il sollevamento per lasciare tre nanometri di cromo e 50 nanometri di platino nelle regioni dell'elettrodo. Successivamente, ripetere lo spin coating e la fotolitografia di SU-8 per definire lo strato superiore di mesh SU-8.Trattare il wafer con ossigeno al plasma a 50 watt per un minuto. Successivamente, immergere il wafer in una soluzione di incisione al nichel per circa tre ore, fino a quando l'elettronica della rete non è stata completamente rilasciata dal wafer di silicio. Utilizzare una pipetta pasteur per trasferire le sonde elettroniche a rete rilasciate dall'incisione del nichel a un becher da 100 millilitri di acqua deionizzata.Quindi, trasferire l'elettronica a rete in un becher fresco di acqua deionizzata almeno tre volte per garantire il risciacquo. Per caricare l'elettronica mesh in un ago, inserire un ago capillare di vetro nel becher da 100 millilitri di PBS contenente l'elettronica mesh. Posizionare l'estremità dell'ago vicino ai cuscinetti di ingresso e uscita di una sonda elettronica a rete e ritrarre manualmente la siringa per aspirare una sonda per l'elettronica a rete nell'ago.Spingere e tirare lo stantuffo della siringa mentre è ancora immerso nella soluzione salina per regolare la posizione dell'elettronica a rete all'interno dell'ago. Per iniettare l'elettronica mesh nel cervello di un topo, utilizzare un trapano dentale e un telaio stereotassico per aprire una craniotomia alle coordinate desiderate sul cranio. Aprire una seconda craniotomia lontano dal sito di iniezione per l'inserimento di una vite o di un filo grafico in acciaio inossidabile.Quindi, fissare un substrato di serraggio al cranio con cemento dentale. Un taglio largo circa un millimetro nel substrato migliora l'affidabilità della fase di piegatura più avanti nella procedura. Successivamente, montare il portapipetta con l'ago contenente l'elettronica a rete nel telaio stereotassico utilizzando un morsetto terminale ad angolo retto.Collegare l'uscita laterale del supporto della pipetta a una siringa da cinque millilitri fissata in una pompa a siringa con un tubo capillare lungo da 0,5 a un metro. Quindi, utilizzare il telaio stereotassico per posizionare la punta dell'ago nella posizione di partenza desiderata all'interno del cervello. Posizionare la fotocamera in modo da visualizzare la parte superiore della sonda elettronica a rete all'interno dell'ago di vetro.Avviare il flusso impostando la pompa a siringa a bassa velocità e premendo start. Aumentare lentamente la portata se la sonda elettronica a rete non si muove all'interno dell'ago. Quando la sonda elettronica mesh inizia a muoversi all'interno dell'ago, utilizzare il telaio stereotassico per ritrarre l'ago alla stessa velocità con cui viene iniettata la sonda elettronica mesh utilizzando la posizione originale contrassegnata dell'elettronica mesh come guida.Continua a far scorrere la soluzione salina e a ritrarre l'ago fino a quando l'ago non è uscito dal cranio. Quindi, interrompere il flusso dalla pompa a siringa. In questa procedura, utilizzare il telaio stereotassico per guidare con cura l'ago verso il substrato di bloccaggio del cavo piatto e flessibile attraverso lo spazio, facendo scorrere la soluzione con la pompa a siringa per generare un gioco nelle interconnessioni elettroniche a rete.Una volta che l'ago si trova sopra il substrato di serraggio e attraverso lo spazio, riprendere il flusso a una velocità elevata per iniettare l'input dell'elettronica della rete, i pad di uscita sul substrato di bloccaggio. Utilizzando una pinzetta e una pipetta di acqua deionizzata, piegare i pad di input e output a un angolo di 90 gradi il più vicino possibile al primo pad di input e out. Una volta che i pad di ingresso e di uscita sono allineati e piegati e con un angolo di 90 gradi rispetto allo stelo della rete, asciugarli in posizione con aria compressa che scorre delicatamente.Tagliare il substrato di serraggio su un bordo stretto a circa 0,5-un millimetro dal bordo delle piazzole di ingresso e uscita. Inoltre, tagliare le parti estranee del substrato di serraggio che ostacoleranno l'inserimento nel connettore zif a 32 canali montato su PCB. Quindi, inserire i pad di ingresso e uscita nel connettore zif sul PCB e chiudere il fermo.Utilizzare l'elettronica di misurazione per misurare l'impedenza tra i canali e la vite di messa a terra per confermare la corretta interfaccia. Se i valori di impedenza sono troppo alti, sbloccare il connettore zif, regolare l'inserimento e ripetere il test fino a quando non viene confermato il collegamento riuscito. Successivamente, coprire il connettore zif e le interconnessioni elettroniche a rete esposta con cemento dentale per protezione.Capovolgere il PCB in corrispondenza della fessura nel substrato e fissare il PCB con del cemento sul cranio del topo. Per registrazioni in movimento libero, rilasciare il mouse dal fermo dopo aver inserito il preamplificatore PCB e messo a terra la vite di riferimento. Registrare per il periodo di tempo desiderato utilizzando il sistema di acquisizione dati mentre il mouse si comporta liberamente.Qui sono mostrate le mappe di calore rappresentative del campo locale dalle sonde elettroniche a 32 canali iniettate nell'ippocampo del topo e nella corteccia somatosensoriale. I dati sono stati registrati mentre il topo esplorava liberamente la sua gabbia a due mesi e quattro mesi dopo l'iniezione. L'ampiezza del potenziale di campo locale è codificata a colori in base alla barra dei colori a destra.Le tracce del filtro passa-alto, nere, che mostrano l'attività di picco sono sovrapposte allo spettrogramma per ciascuno dei 32 canali. Di seguito sono riportati i picchi isolati dopo l'ordinamento dei dati tracciati. L'attività di spiking di una singola unità è stata rilevata su 26 dei 32 canali, sia due mesi dopo l'iniezione che quattro mesi dopo l'iniezione.Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordarsi di testare l'interfaccia I/O per confermare il corretto collegamento elettrico alla sonda elettronica mesh. L'impedenza di misura aiuta a risolvere l'origine di eventuali problemi ed è fondamentale per identificare i problemi con l'interfacciamento o la fabbricazione. Seguendo questa procedura, è possibile eseguire l'istologia per studiare l'ambiente cellulare attorno a ciascun elettrodo registrato.A differenza delle sonde cerebrali rigide convenzionali, l'elettronica a rete può essere lasciata nel tessuto durante l'istologia, rendendo possibile correlare con precisione i dati elettrofisiologici con l'analisi immunoistochimica.

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Microiniezione di farmaci con registrazione elettrofisiologica in un cervello di ratto

Il video mostra l'iniezione di sonde elettroniche a rete nel cervello di un topo per registrazioni stabili a lungo termine a livello di singolo neurone. Un topo anestetizzato con un cranio esposto viene fissato su un telaio stereotassico e la regione del dispositivo a rete della sonda viene iniettata nel cervello attraverso fori praticati. I pad di ingresso-uscita della sonda sono collegati a un circuito e le registrazioni sono ottenute utilizzando un sistema di acquisizione dati.

Elettronica mesh iniettabile per registrazioni stabili di un singolo neurone in un cervello di topo

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Nuovo approccio per la registrazione simultanea di attività simpatica renale del nervo e pressione del sangue con l'infusione endovenosa in consapevole, topi sfrenati.

Di seguito è descritto un metodo per l'impianto di più array di elettrodi polimerici attraverso regioni cerebrali anatomicamente distanti per la registrazione elettrofisiologica cronica in ratti liberamente in movimento. La preparazione e l'impianto chirurgico sono descritti in dettaglio, con particolare attenzione ai principi di progettazione per guidare l'adattamento di questi metodi per l'uso in altre specie.

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