Name: Misurazione di stoloni e rizomi di agrotecniche utilizza un sistema di analisi di immagine digitale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 2 s
Description: Scopri un metodo di analisi delle immagini per misurare stoloni e rizomi in campioni con elevata biomassa. Questa tecnica migliora la precisione nello studio della morfologia vegetale per prati e pascoli.

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1. raccolta dei campioni di biomassa
<ol><li>Raccogliere campioni tra cui la biomassa fuori terra e uno strato di terreno con una profondità adatta a seconda della specie (per specie di tappeto erboso, è generalmente sufficiente una profondità di 15 cm) per garantire la collezione di stoloni e rizomi. Nota: Nel complesso trama dimensioni devono essere considerati prima di iniziare lo studio, poiché distruttivi campioni verranno prelevati. In generale, il più lungo è l'esperimento condotto, maggiori sono le dimensioni necessarie trama.</li>
	<li>Controllare le condizioni del terreno prima di raccolta del campione: se il terreno è troppo asciutto, soprattutto in terreni pesanti, può essere difficile raccogliere campioni. In questo caso, irrigare le trame prima collezione per ammorbidire strati del campione.</li>
	<li>Raccogliere i campioni utilizzando un campionatore di nucleo del suolo (≥ 8 cm di diametro) o definire l'area di superficie per raccogliere con un telaio (≥ 10 x 10 cm) e raccogliere i campioni con una vanga. Etichettare ogni campione con nastro di laboratorio.</li>
	<li>Modo che siano rappresentativi della popolazione pianta, raccogliere diversi campioni casuali al complotto.</li>
	<li>Utilizzare il campionatore stesso per l'intero esperimento e registrare l'area che ogni campione rappresenta per calcolare la densità stolone e rizoma. Nota: Il protocollo può essere messo in pausa qui, e i campioni possono essere conservati in sacchetti di plastica e conservati ad una temperatura inferiore a-18 ° C.</li>
</ol>2. pulizia della biomassa campioni
<ol><li>Il campione viene posto in un grande setaccio con 0.5-1.5 aperture mm a seconda delle dimensioni stolone o rizoma. Le aperture devono essere abbastanza piccole da conservare tutti gli stoloni e rizomi, ma abbastanza grande da permettere di particelle di suolo essere rimosso. Per i terreni sabbiosi, due setacci con diverse aperture, posizionate una sopra l'altra, possono consentire per migliore precisione ed efficienza.</li>
	<li>Pulire i campioni con un getto d'acqua con una potenza sufficiente per rimuovere particelle di suolo senza danneggiare le piante.</li>
	<li>Recuperare i campioni puliti e metterli in un vassoio con carta assorbente, avendo cura di etichettare correttamente i vassoi. Nota: Il protocollo può essere messo in pausa qui, e i campioni possono essere conservati in sacchetti di plastica e conservati ad una temperatura inferiore a-18 ° C.</li>
	<li>Ulteriormente pulite i campioni eliminando le radici e le foglie con le forbici. Durante questo processo, separare, stoloni e rizomi, se necessario e registrare informazioni aggiuntive come ad esempio i numeri di piante, motozappe e stoloni per pianta. Nota: Rimuovere tutto il tessuto di radice e foglie da stoloni e rizomi migliorerà la precisione. Radici fini sono difficili da rimuovere; Tuttavia, attraverso l'analisi di immagine digitale, è possibile ometterli dall'analisi utilizzando un'applicazione software che esclude gli organi con un diametro inferiore a un valore scelto (Vedi punto 5.1), che è definite abbastanza accuratamente basata su osservazioni di immagini riprodotta sullo schermo.</li>
	<li>Posto stoloni e rizomi in carta etichettati borse. Nota: Il protocollo può essere messo in pausa qui, e i campioni possono essere conservati in sacchetti di plastica e conservati ad una temperatura inferiore a-18 ° C.</li>
</ol>3. scansione e analisi di campioni di immagine
<ol><li>Il campione viene posto su un vassoio di plastica trasparente dello standard WinRHIZO apparecchiature di scansione. Posizionare manualmente lo stoloni e rizomi utilizzando forcipe laboratorio per minimizzare la sovrapposizione. Campioni di grandi dimensioni potrebbero essere necessario dividere in sottocampioni.</li>
	<li>Non aggiungere acqua nel vassoio (come consigliato per le radici), perché stoloni e rizomi hanno sufficiente rigidità per evitare eccessiva vicinanza degli organi che possono causare errori di lettura, che di solito accade con radici fini.</li>
	<li>Posizionare il vassoio sul piano dello scanner.</li>
	<li>Accendere lo scanner e avviare l'esecuzione del programma.</li>
	<li>Verifica dpi immagine nel menu immagine , comando parametro acquisizione immagine, per un possibile ulteriore controllo nell'immagine salvata.</li>
	<li>Verifica soglia in analisi, comando radice & sfondo distinzione, per buona classificazione del pixel appartenenti agli organi digitalizzati.</li>
	<li>Controllare che la superficie di tutto il vassoio verrà analizzata nel menu immagine , comando parametro di acquisizione immagine.</li>
	<li>Controllare il diametro classe visualizzate per la distribuzione di organi per diametro, nell'area grafico sopra l'immagine acquisita. Selezionare 20 classi di larghezza uguale con intervalli di 0.1 mm facendo clic sull'asse orizzontale del grafico. Questa funzione consente l'esclusione di dati appartenenti a radici o piccoli organi, quando stoloni o rizomi non erano perfettamente pulite. La letteratura riporta che la maggior parte delle radici delle specie di tappeto erboso hanno diametri inferiori a 0,2 mm. Nota: La larghezza e il numero di classi può essere modificati tenendo in considerazione il diametro medio di stoloni e rizomi per i campioni analizzati e variabilità attorno questo significa. Un controllo deve essere condotto in alcuni campioni per determinare il diametro minimo deve essere escluso.</li>
	<li>Eseguire il primo esempio di scansione e verificare che la modifica consente una buona analisi.</li>
	<li>Seguire le istruzioni del software per salvare l'immagine e analisi di elaborati. Etichettare l'immagine e l'analisi con l'etichetta di esempio.</li>
	<li>Procedere con la scansione di tutti i campioni. Nota: Il protocollo può essere messo in pausa qui, e i campioni possono essere conservati in sacchetti di plastica e conservati ad una temperatura inferiore a-18 ° C.</li>
</ol>4. misurazione del peso a secco
<ol><li>Utilizzando un preciso equilibrio elettronico, posizionare i campioni digitalizzati in un vassoio di alluminio tarato.</li>
	<li>Ripetere il passaggio 4.1 per tutti i campioni digitalizzati.</li>
	<li>Inserire tutti i campioni in un forno a 105 ° C e asciugarli per 24 h.</li>
	<li>Rimuovere i campioni e attendere fino a quando il peso del tessuto è stabilizzato.</li>
	<li>Pesare tutti i campioni con loro Tara.</li>
	<li>Sottrarre la Tara dal peso registrato per ottenere il peso netto di ogni campione.</li>
</ol>5. correzione dei dati e il calcolo della lunghezza e peso densità
<ol><li>Correzione di lunghezza e diametro medio<ol>
<li>Convertire il file. txt risultanti dall'analisi con WinRHIZO in un file CSV.</li>
		<li>Utilizzare i risultati raggruppati per classi di diametro per escludere dati degli organi inferiori a 0,2 mm (radici, parte di foglie, o graffi sul vassoio).</li>
		<li>Per ogni WinRHIZO lettura somma (file txt) tutte le lunghezze registrato per le classi di diametro superiore a 0,2 mm. La lunghezza calcolata con questa correzione è la lunghezza efficace da utilizzare per ulteriore elaborazione dei dati.</li>
		<li>Per ogni lettura WinRHIZO, somma le aree di proiezione registrate per diametro classi più di 0,2 mm. La proporzione tra lunghezza e proiezione zona dà il diametro medio corretto per l'esclusione degli organi con diametri inferiori a 0,2 mm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Se il campione è stato suddiviso in sottocampioni, calcolare la lunghezza finale come la somma di tutte le lunghezze sottocampione e calcolare il diametro medio finale come la proporzione tra la somma di tutte le lunghezze sottocampione e la somma di tutte le zone di proiezione sottocampione.</li>
	<li>Quando necessario, calcolare la densità di lunghezza e peso per unità di superficie basato sulla dimensione del campione.</li>
	<li>Utilizzare i dati ottenuti per l'analisi statistica.</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Il protocollo descritto qui è stato sviluppato e valutato per lo studio delle agrotecniche. Tuttavia, può essere utilizzato sopra una gamma di specie stolonifere o rizomatosa con necessarie modifiche in base alle loro caratteristiche morfologiche, condizioni ambientali ed esempio di pulizia di precisione.
Il diametro medio stimato mediante questo protocollo non può essere paragonato a internode diametro misurato con un calibro. L'analisi di immagine digitale include nodi e internodi nel calcolo del diametro medio, che è il rapporto tra la superficie di proiezione totale e totale lunghezza. Come discusso da Pornaro et al. 24, diametro medio ottenuto per i bermudagrass stoloni con WinRHIZO sistema sovrastimato diametro medio valori misurati con la pinza ad l'internodo. Stolone diametro viene in genere utilizzato per descrivere il diametro di internodi stolone ed è un parametro comune utilizzato per Descrizione botanica18,25. Per questo motivo, Pornaro et al. 24 ha sottolineato che il diametro medio stimato attraverso il sistema di WinRHIZO e il diametro misurato manualmente internodo descrivere due aspetti di morfologia differente.
Il tempo necessario per eseguire questo protocollo rimane un fattore limitante per analisi di routine. La fase più lunga è la pulizia dei campioni (punto 2.4). Basandoci sulla nostra esperienza, un campione di tappeto erboso con una grande quantità di biomassa di pulizia (cioè, 20 x 20 cm) richiede circa tre persone che lavorano per 2-4 ore. Come descritto nel protocollo, il processo di pulizia è necessario per sia il sistema di analisi digitale e quando si utilizza la pinza e il righello. Quando i campioni costituiti da un numero limitato di stoloni/rizomi, il tempo necessario a raccogliere i dati con i due metodi è simile. Tuttavia, come è aumentata la dimensione del campione, il metodo basato su software non hanno un tempo successivo aumentare, come l'unico fattore limitante è l'area della superficie dello scanner. Al contrario, aumenta il tempo necessario per misurare gli organi con il righello e la pinza con il numero di stoloni o rizomi che compongono il campione.
Lo studio dei tratti stolone e rizoma in turfgrasses maturo si è sempre basato sulla misurazione della lunghezza internodo e diametro e massa a secco peso7,11,26,27. A causa del grande tempo necessario per elaborare i campioni e la diminuzione di precisione con l'aumento della dimensione del campione, misurazioni manuali dovrebbero essere limitate ad un piccolo numero di stoloni o rizomi11,20,25. Come tali, possono solo essere adatti per esperimenti di singolo-pianta. Il vantaggio di un sistema di analisi di immagine rispetto ai metodi tradizionali è che esso che può misurare la lunghezza del grande stolone o rizoma campioni e calcolare sia lunghezza densità e peso specifico (rapporto peso-lunghezza).
Questo protocollo consente la misurazione della lunghezza stolone e rizoma e calcolo della densità di lunghezza nei campioni con grande biomassa (per cui stolone o rizoma peso è attualmente l'unico parametro usato per morfologia Descrizione). Lunghezza stolone e/o rizoma può essere un parametro importante in molti studi che non può essere stimato con le attuali tecniche. Studi recenti su tappeto erboso diverse specie6 hanno dimostrato che densità di peso e lunghezza stolone non sono sempre correlati, che indica che può essere desiderabile per misurare più parametri per valutare adeguatamente il sistema stolone e rizoma. Questo metodo dovrebbe essere particolarmente adatto per cultivar o culturale confronto di pratiche di gestione.
Diversi passaggi all'interno del protocollo sono fondamentali per una successo stima di lunghezza e diametro medio di stoloni e rizomi. A causa della elevata variabilità della morfologia della pianta in condizioni di ambiente diverso, il numero di campioni (dimensione del campione) e un'area a terra dimensioni che dovrebbero essere provato (dimensione del campione) dovrebbero essere valutati con attenzione ed essere più rappresentativo possibile della la popolazione al fine di ridurre la variabilità dei dati. Inoltre, pulizia radici e foglie da stoloni in prima analisi sono un lavoro meticoloso che richiedono speciale attenzione per evitare overestimations. Infine, prima di elaborazione delle immagini, si consiglia di selezionare con attenzione la larghezza del diametro classi e minimo diametro utilizzando opzioni software per escludere tutto ciò che non è un stolone o rizoma dall'analisi. Ogni esperimento richiede la selezione di un diametro minimo, come il diametro di varia specie e delle condizioni ambientali, comprese le pratiche culturale.

Lo studio della morfologia vegetale è in gran parte affrontato in tutte le discipline della scienza di piante tra cui ecologia, agronomia, biologia e fisiologia. Il sistema di radice di pianta è ampiamente studiato per la sua importanza nella tolleranza allo stress, stabilità del suolo, crescita delle piante e la produttività. Stoloni e rizomi sono anche ampiamente studiati per il loro ruolo nelle strategie di propagazione delle piante, con recupero capacità e deposito di carboidrati. Stoloni e rizomi sono gambi modificati che crescono orizzontalmente, entrambi sopra-terra (stoloni) o sotto-terra (rizomi). Stoloni e rizomi contengono anche regolarmente distanziati nodi e internodi, nonché meristematici nodi che sono in grado di dar vita a nuove radici e germogli1. Ci sono stati una vasta serie di studi su diversi argomenti, indagando le radici, stoloni e rizomi di varie piante2,3,4,5,6,7, 8. Sistemi della radice, stoloni e rizomi di agrotecniche sono studiati per la loro importanza nel tappeto erboso qualità9, primavera verde-up dopo inverno dormienza10e usura tolleranza e capacità recuperativi11. Inoltre, questi organi sono anche studiati in altre colture, agrotecniche quali riso12, soia4, mais13e pascoli dove steli laterali giocano un ruolo chiave nel suolo erosione controllo5.
Densità di radice lunghezza (lunghezza della radice per volume di terreno) e diametro medio sono comunemente misurate utilizzando scansione software3,4,5,9,14,15, 16,17,18. Al contrario, la lunghezza e il diametro di stoloni o rizomi sono di solito misurati con un righello e pinza3,19,20 e richiedono molto tempo e lavoro21,22 , 23 , 24. Pertanto, essi sono spesso misurati in un numero ristretto di stoloni o rizomi11,20,25 e sono spesso limitate per la caratterizzazione morfologica delle piante distanziate solo. Lo studio dei tratti stolone e rizoma in un baldacchino maturo comporta una grande quantità di biomassa di campionamento in modo che solitamente soltanto stolone e rizoma densità di peso a secco (peso a secco per unità di superficie) sono determinati7,11, 26 , 27. massa secca stolone, infatti, può essere più facilmente misurata di diametro e lunghezza stolone di campioni in un forno di essiccazione. Tuttavia, lunghezza stolone è un'importante specie e carattere varietale non ben correlati alla massa secca. Un recente studio su strisciante loglio (Lolium perenne) ha dimostrato che i campioni con densità di lunghezza stolone alta non necessariamente alta stolone peso densità6.
Sistemi di analisi dell'immagine rendono l'analisi delle radici più veloce28,29, più preciso e meno soggetto a errori umani30,21 rispetto a metodi tradizionali, manuale31,32, 33. Inoltre, questi sistemi forniscono elevata ﬂessibilità e facile da usare strumenti tra cui la luce, ottica installazione e risoluzione, che spesso sono calibrati per ogni scansione immagine34. Pornaro et al. 24 ha dimostrato che il sistema di WinRHIZO, un sistema di analisi di immagine specificamente progettato per la misura delle radici lavate, può fornire un metodo alternativo per analizzare tratti stolone e rizoma più completamente che gli attuali metodi di superamento errori di misura causati da errori umani. Per una descrizione morfologica e informazioni quantitative sulla crescita stolone e rizoma, sistemi di analisi di immagini possono essere utilizzati per analizzare un gran numero di campioni rapidamente, anche con una grande quantità di biomassa, permettendo una maggiore precisione statistica. Di conseguenza, pacchetti software di analisi principale forniscono un metodo di affidabili e veloci di alternativa, per studiare la crescita e la morfologia di stoloni e rizomi di piante diverse specie24.
Vi presentiamo un esperimento effettuato nel nordest d'Italia per studiare lo sviluppo stolone e rizoma di quattro cultivar dei bermudagrass (Cynodon spp.). Lo studio ha mirato a migliorare le conoscenze sullo sviluppo di stoloni e rizomi in teste di serie ("LaPaloma" e "Yukon") e vegetativo cultivar ("Patriot" e "Tifway") dei bermudagrass. L'esperimento è stato istituito nel maggio 2013, e sono stati raccolti campioni di tappeto erboso in tre date di campionamento ogni anno, dall'autunno del 2013 all'estate del 2015 [marzo (prima il verde fino), luglio (stagione di crescita completo) e ottobre (prima della dormienza invernale)]. Per la descrizione e la spiegazione di questo metodo, abbiamo utilizzato campioni raccolti nell'estate della seconda stagione di crescita (luglio 2014), come la grande biomassa dei campioni in questo momento ha giustificato la necessità di una rapida analisi. Il WinRHIZO, uno strumento di software di analisi di immagini digitali specificamente progettato per misure di radice lavato, è stato utilizzato per determinare la densità di lunghezza stolone e medio diametro.

<table><tbody><tr><td>nastro da laboratorio</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Le etichette possono essere utilizzate per etichettare i campioni</td></tr><tr><td>sacchetti di plastica</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi sacchetto di plastica può essere utilizzato per conservare i campioni fino a quando non sono stati puliti</td></tr><tr>Sacchetti<td>di carta</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi sacchetto di carta può essere utilizzato per mantenere i campioni puliti per evitare la formazione di muffe</td></tr><tr><td>Asciugamani di carta</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Dopo che i campioni sono stati lavati con acqua e prima di pulirli con le forbici, è utile metterli su un tovagliolo di carta per assorbire l'acqua</td></tr>. <tr><td>Forbice</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi forbice con punte fini,</td></tr><tr><td>scatola di alluminio</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi scatola di alluminio abbastanza grande da contenere i</td></tr><tr><td>vassoi</td> per campioni <td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>È utile utilizzare un vassoio di plastica per contenere i campioni durante il processo</td></tr> <tr><td>di puliziasetaccio con aperture da 0,5-1,5 mm Qualsiasi</td><td></td><td>NA</td><td>Qualsiasi setaccio</td></tr><tr><td>Campionatore di carote di terreno</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Utilizziamo un campionatore di carote per la raccolta del terreno con diametro di almeno 8 cm</td></tr><tr><td>telaio quadrato</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Per raccogliere campioni di grandi dimensioni utilizziamo un telaio quadrato (10 x 10 cm, o 15 x 15 cm, o 20 x 20 cm)</td></tr><tr><td>vanga</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Usiamo la vanga per estrarre i campioni delimitati da un telaio quadrato</td></tr><tr><td>bilancia elettronica di precisione</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi forno da laboratorio per bilance elettroniche di precisione</td></tr><tr><td></td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi congelatore da laboratorio</td></tr><tr><td></td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>Qualsiasi congelatore Software</td></tr><tr><td>WinRHIZO</td><td>Regent Instruments Inc., Quebec</td><td>NA</td><td>Escluso la versione "base"</td></tr><tr><td>scanner WinRHIZO</td><td>Regent Instruments Inc., Quebec</td><td>NA</td><td>Il sistema WinRHIZO include uno scanner calibrato per il software</td></tr><tr><td>Accessori scanner WinRHIZO</td><td>Regent Instruments Inc., Quebec</td><td>NA</td><td>Il sistema WinRHIZO include accessori, come vassoio di plastica e posizionatore, da utilizzare con lo scanner</td></tr></tbody></table>

misurazione di stoloni e rizomi di agrotecniche utilizza un sistema di analisi di immagine digitale

Measuring Stolons and Rhizomes of Turfgrasses Using a Digital Image Analysis System

Lunghezza e diametro di stoloni o rizomi sono solitamente misurati mediante pinze e righelli semplici. Questa procedura è lento e laborioso, quindi è spesso usato su un numero limitato di stoloni o rizomi. Per questo motivo, questi tratti sono limitati nel loro uso per la caratterizzazione morfologica delle piante. L'uso della tecnologia software analisi di immagine digitale può superare gli errori di misura dovuti a errori umani, che tendono ad aumentare il numero e le dimensioni dei campioni anche aumentare. Il protocollo può essere utilizzato per qualsiasi tipo di coltura, ma è particolarmente adatto per foraggio o erbe, dove le piante sono piccole e numerose. Campioni di tappeto erboso sono costituiti da biomassa fuori terra e uno strato superiore del terreno fino alla profondità di sviluppo massimo Rizoma, a seconda della specie di interesse. Negli studi, i campioni vengono lavati dal terreno e stoloni/rizomi sono puliti a mano prima dell'analisi di software di analisi di immagine digitale. I campioni vengono ulteriormente essiccati in un laboratorio riscaldamento forno per misurare il peso a secco; Pertanto, per ciascun campione, i dati risultanti sono di lunghezza totale, peso totale a secco e il diametro medio. Le immagini acquisite possono essere corretti prima dell'analisi escludendo parti estranee visibili, ad esempio rimanenti radici o foglie non rimossi con il processo di pulizia. Infatti, questi frammenti hanno normalmente molto più piccoli diametri di stoloni o rizomi, quindi possono essere facilmente escluse dall'analisi fissando il diametro minimo sotto il quale gli oggetti non sono considerati. Stolone o rizoma densità per unità di superficie può quindi essere calcolata sulla base modella indossa una taglia. Il vantaggio di questo metodo è rapido ed efficiente misurazione della lunghezza e del diametro medio di un numero ampio campione di stoloni o rizomi.

Un esperimento sul campo è stato fondato nell'autunno del 2013 per confrontare lo sviluppo stolone e rizoma di quattro cultivar i bermudagrass, tra cui due tipi di teste di serie ("LaPaloma" e "Yukon") e due ibridi sterili vegetativi ("Patriot" e "Tifway"). Il disegno sperimentale era un blocco completo randomizzato con tre repliche, per un totale di 12 appezzamenti (2 x 2 m).
Quattordici stoloni e quattordici rizomi da ogni cultivar di tappeto erboso-tipo e il bermudagrass selvatici sono stati raccolti in modo casuale nelle trame, nonché da piante i bermudagrass selvatici che crescono vicino le trame, per un totale di 70 stoloni e 70 rizomi. Tutti gli stoloni e rizomi sono stati puliti come descritto nel protocollo (passaggio 2) prima di ulteriore misurazione. Lunghezza e diametro dell'internodo sono stati misurati con una pinza e righello, rispettivamente, e il numero di nodi è stato contato per ogni stolone o rizoma. Inoltre sono stati registrati i tempi necessari per pulire e misurare campioni stolone e Rizoma con il righello e compasso. Stolone e rizoma diametri sono stati calcolati come i mezzi di tutti i diametri di internodo misurati. Stolone totale e totale Rizoma lunghezze sono state calcolate come la somma di tutte le lunghezze di internodo. Inoltre, total scansionato lunghezze e diametri digitalizzati di ogni stolone e rizoma sono stati misurati utilizzando un sistema di analisi di immagine digitale, come descritto nei passaggi 3 e 5. I tempi necessari per misurare stolone e rizoma tratti dal sistema di analisi digitale sono stati registrati. Ogni stolone e rizoma poi sono stati tagliati con le forbici per separare internodi da nodi e internodi sono stati utilizzati per stimare il diametro di internodo digitalizzati come descritto nei passaggi 3 e 5. I coefficienti di correlazione di Pearson sono stati calcolati per stoloni e rizomi (n = 70 stoloni, n = 70 rizomi) tra misurata e scansionati lunghezze, misurato e digitalizzati diametri, numero di nodi e il valore assoluto della differenza tra misurata e scansionati diametri e diametri misurati e digitalizzati internodo diametri. Le lunghezze misurate con il righello sono state usate per calibrare le lunghezze stimate attraverso il sistema di analisi di immagine digitale.
L'analisi di regressione ha indicato un'alta correlazione tra lunghezza stolone scansionati e lunghezza misurata (Figura 1a), con una pendenza di 1.03 e intercetta della-4.22, nonché tra lunghezza Rizoma scansionata e lunghezza misurata (Figura 1b), con un pendenza di 1.03 e intercetta di 4,22. Pulizia a mano, 14 stoloni e 14 rizomi ha avuto un tempo medio di 21 min e 24 s e 11 min e 12 s, rispettivamente. Il tempo medio per misura di lunghezza e diametro con un righello e compasso era 14 min e 6 s per stoloni e 13 min e 35 s per rizomi. Scansione e software di analisi dei campioni utilizzando WinRHIZO ha preso una media di 11 min per stoloni e 12 min e 4 s per rizomi.
Misurato e diametri digitalizzati sono stati correlati anche significativamente in entrambi stoloni e rizomi. Le relazioni tra diametro misurato e scansionata erano vicino a 1:1, che indica un buon adattamento dei dati (Figura 2a e 2b). Tuttavia, l'intercetta hanno indicato che il sistema di analisi di immagine digitale sopravvalutato diametro misurato, soprattutto per i valori più bassi, e che valori più alti del diametro di rizoma sono stati sottovalutati. Questa sopravvalutazione può essere dovuto a nodi stolone che vengono analizzati dal software, che colpisce la superficie di proiezione totale che viene utilizzata per calcolare il diametro (rapporto tra superficie di proiezione totale e totale lunghezza) e invece sono esclusi quando le misurazioni sono fatto con la pinza. La correlazione tra il numero di nodi e la differenza tra i valori di diametro ottenuti con entrambi i metodi (misurato e analizzato) era significativa soltanto in stoloni (Figura 3a); Inoltre, variazioni del numero di nodi ha spiegato solo una piccola parte della variazione di questa differenza (R2 = 14%). La correlazione significativa trovata fra scansionato diametro internodo e misurato il diametro (piste di 1.01 e 0,98 per stoloni e rizomi, rispettivamente; intercetta di quasi zero) (Figura 4a e 4b) dimostra quello diametro internodo può essere stimato con precisione attraverso il sistema di analisi di immagine digitale, purché i nodi vengono rimossi. Pertanto, diametro di lunghezza e media totale stolone di campioni composta da numerosi stoloni o rizomi può essere facilmente ed accuratamente quantificato utilizzando il sistema di analisi di immagine digitale.
Come parte di un esperimento in corso, un campione di tappeto erboso (20 x 20 x 15 cm di profondità) è stato raccolto in ogni trama stagionalmente da autunno 2013 all'estate 2015 ed è stato gestito come descritto nel protocollo. La lunghezza stolone e Rizoma per unità di superficie (densità di lunghezza) e peso per unità di superficie (peso specifico) di campioni raccolti in luglio 2014 sono presentati nella Figura 5. Differenze nella densità di lunghezza stolone è state osservate fra le cultivar propagate per via vegetativa ("Patriot" e "Tifway") e teste di serie ("La Paloma" e "Yukon"). "Patriot" visualizzata la più alta densità di lunghezza del rizoma, seguita da "Tifway" e le cultivar senza semi. La densità di peso stolone era diversa per tutte le cultivar, con "Patriot" che mostra il valore più alto, seguito da "Tifway", "La Paloma" e "Yukon". Le cultivar propagate vegetativamente visualizzata anche una maggiore densità di peso Rizoma rispetto le cultivar seminate. Lo sviluppo di lunghezza stolone e Rizoma per unità di superficie (densità di lunghezza) e peso per unità di superficie (peso specifico) di cultivar Patriot per tutto il periodo di studio sono riportati nella Figura 6. Densità di lunghezza stolone visualizzato un aumento da marzo 2014 a luglio 2014, e non hanno variato da luglio 2014 al luglio 2015. Solo pochi rizomi sono stati trovati nei campioni raccolti in ottobre 2013 e marzo 2014. Rizoma lunghezza densità aumentata di 2104 luglio, raggiungendo i valori più alti, ma in diminuzione ancora nell'ottobre 2014. Stolone peso densità leggermente aumentata dal marzo al luglio 2014; Tuttavia, un più rapido aumento è stato osservato da luglio a ottobre 2014, con una diminuzione successiva in marzo 2015. Densità di peso Rizoma ha avuto un andamento simile alla densità di lunghezza di rizoma, con il suo valore più alto nel luglio 2014.
Il software include nell'analisi di tutti gli oggetti nell'immagine scansionata. Un esempio di un layout di analisi di immagine digitale da WinRHIZO software è presentato (Figura 7), dove linee di colore diverso sovrapporre oggetti (stoloni) di vario diametro per calcolare la lunghezza totale per classe di diametro. Possiamo osservare che l'analisi prende in frammenti di conto delle radici o foglie. Come descritto nel passaggio 3.9, è possibile limitare la larghezza e il numero di classi di diametro che vengono analizzati. L'istogramma mostra la distribuzione delle lunghezze in classi di diametro selezionato (Figura 7). Questo istogramma può essere utilizzato per valutare le classi di diametro minimo deve essere escluso. Un'osservazione visiva di questo grafico nella parte superiore della schermo immagine punti salienti che la lunghezza ha una distribuzione normale intorno a una media significa classe di diametro, fatta eccezione per le prime due classi che mostrano valori più elevati rispetto a quelli normali di montaggio distribuzione. Anche se i campioni sono stati accuratamente puliti, comprendendo queste classi più piccole, analisi dei dati può influenzare i risultati, sopravvalutando la densità di lunghezza e diametro medio di sottovalutare. I nostri risultati indicano che la lunghezza delle classi più piccole (diametro &lt; 0,2 mm) rappresentavano il 13-32% dei valori di lunghezza totale Rizoma risultanti dall'analisi software (tabella 1). Inoltre, il diametro medio è stato sottovalutato da 2-17% (tabella 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig1.jpg"> Figura 1: Analisi di regressione dei valori di lunghezza misurata con il righello contro valori stimati con il sistema di analisi di immagine digitale dei bermudagrass stoloni24 (a) e) rizomi (b). La linea tratteggiata rappresenta un rapporto di 1:1. Pannello A è stato modificato da Pornaro et al. 24. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig2.jpg"> Figura 2: Analisi di regressione dei valori di diametro misurato con la pinza rispetto ai valori stimati con il sistema di analisi di immagine digitale dei bermudagrass stoloni24 (a) e rizomi (b). La linea tratteggiata rappresenta un rapporto di 1:1. Pannello A è stato modificato da Pornaro et al. 24. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig3.jpg"> Figura 3: Analisi di regressione del numero di nodi dei bermudagrass stoloni24 (a) e rizomi (b) contro i valori assoluti di differenza tra diametro stimato con il sistema di analisi di immagine digitale e misurato con il calibro. La linea tratteggiata rappresenta un rapporto di 1:1. Pannello A è stato modificato da Pornaro et al. 24. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig4.jpg"> Figura 4: Analisi di regressione dei valori di diametro misurato con la pinza rispetto ai valori stimati con il sistema di analisi di immagine digitale dei bermudagrass stoloni24 (a) e rizomi (b) per internodi solo. La linea tratteggiata rappresenta un rapporto di 1:1. Pannello A è stato modificato da Pornaro et al. 24. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig5.jpg"> Figura 5: risultati di esempio della lunghezza e peso della densità di stoloni e rizomi da una prova sul campo confrontando quattro tappeti erbosi i bermudagrass cultivar (Patriot, Tifway, La Paloma, Yukon). Stolone lunghezza densità (a), rizoma lunghezza densità (b), stolone peso densità (c) e rizoma peso densità (d). Barre verticali rappresentano gli errori standard di sei repliche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig6.jpg"> Figura 6: risultati di esempio di lunghezza e peso densità di stoloni e rizomi da una prova sul campo mostrando stolone e rizoma sviluppo di cultivar i bermudagrass Patriot. Stolone lunghezza densità (a), rizoma lunghezza densità (b), stolone peso densità (c) e rizoma peso densità (d). Barre verticali rappresentano gli errori standard di sei repliche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58042/58042fig7.jpg"> Figura 7: schema di esempio di analisi di immagine digitale da WinRHIZO software. L'immagine acquisita in primo piano e i grafici a barre nella parte superiore dell'immagine sullo schermo mostra la distribuzione di lunghezza in classi di diametro selezionato. Le linee colorate indicano l'analisi di immagine, e ogni colore corrisponde a colori delle classi di diametro riportate nei grafici a barre. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58042/58042fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td rowspan="2">Cultivar</td>
			<td rowspan="2">Blocco</td>
			<td colspan="3">Lunghezza del rizoma (cm/dm2)</td>
			<td colspan="3">Diametro medio (mm)</td>
		</tr>
<tr>
<td>&lt; 0,2 mm</td>
			<td>totale</td>
			<td>rapportoun</td>
			<td>&lt; 0,2 mm</td>
			<td>totale</td>
			<td>rapportob</td>
		</tr>
<tr>
<td>Patriota</td>
			<td>1</td>
			<td>231</td>
			<td>278</td>
			<td>16,9</td>
			<td>1.637846</td>
			<td>1.5994</td>
			<td>97,7</td>
		</tr>
<tr>
<td>Patriota</td>
			<td>2</td>
			<td>304</td>
			<td>349</td>
			<td>12,8</td>
			<td>1.620667</td>
			<td>1.588371</td>
			<td>98,0</td>
		</tr>
<tr>
<td>Patriota</td>
			<td>3</td>
			<td>304</td>
			<td>366</td>
			<td>16,8</td>
			<td>1.649918</td>
			<td>1.621367</td>
			<td>98,3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tifway</td>
			<td>1</td>
			<td>184</td>
			<td>231</td>
			<td>20,6</td>
			<td>2.149745</td>
			<td>1.9951</td>
			<td>92,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tifway</td>
			<td>2</td>
			<td>155</td>
			<td>193</td>
			<td>19,9</td>
			<td>1.866253</td>
			<td>1.76605</td>
			<td>94,6</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tifway</td>
			<td>3</td>
			<td>119</td>
			<td>150</td>
			<td>20,9</td>
			<td>1.877386</td>
			<td>1.75865</td>
			<td>93.7</td>
		</tr>
<tr>
<td>La Paloma</td>
			<td>1</td>
			<td>17</td>
			<td>23</td>
			<td>24.4</td>
			<td>2.139019</td>
			<td>1.8904</td>
			<td>88,4</td>
		</tr>
<tr>
<td>La Paloma</td>
			<td>2</td>
			<td>26</td>
			<td>38</td>
			<td>31,6</td>
			<td>2.101385</td>
			<td>1.7455</td>
			<td>83,1</td>
		</tr>
<tr>
<td>La Paloma</td>
			<td>3</td>
			<td>34</td>
			<td>47</td>
			<td>27.5</td>
			<td>2.033729</td>
			<td>1.7354</td>
			<td>85,3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Yukon</td>
			<td>1</td>
			<td>32</td>
			<td>44</td>
			<td>28.0</td>
			<td>1.700155</td>
			<td>1.4945</td>
			<td>87,9</td>
		</tr>
<tr>
<td>Yukon</td>
			<td>2</td>
			<td>17</td>
			<td>25</td>
			<td>33.2</td>
			<td>1.68339</td>
			<td>1.4284</td>
			<td>84,9</td>
		</tr>
<tr>
<td>Yukon</td>
			<td>3</td>
			<td>67</td>
			<td>87</td>
			<td>23,6</td>
			<td>1.844721</td>
			<td>1.6774</td>
			<td>90,9</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">
una lunghezza di classi ≤ 0.2 mm/total length</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">
b diametro/Diametro totale di classi ≤ 0.2 mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 1: densità di Rizoma lunghezza e diametro medio di Rizoma con e senza classi più piccole di diametro. Densità di lunghezza con e senza includere classi di diametro inferiore a 0,2 mm e i loro rapporti (lunghezza di classi ≤ 0,2 mm/totale lunghezza); e diametro medio con e senza includere classi di diametro inferiore a 0,2 mm e i loro rapporti (comprese le classi di diametro &lt; 0.2/diametro senza includere diametro classi &lt; 0,2 mm).

Un sistema di analisi di immagine basata su software fornisce un metodo alternativo per studiare la morfologia delle specie stolonifere o rizomatosa. Questo protocollo permette la misurazione della lunghezza e del diametro di stoloni e rizomi e può essere applicato a campioni con una grande quantità di biomassa e di un'ampia varietà di specie.

Misurazione di stoloni e rizomi di agrotecniche utilizza un sistema di analisi di immagine digitale

Length and diameter of stolons or rhizomes are usually measured using simple rulers and calipers. This procedure is slow and laborious, so it is often ...

Questo metodo può rispondere a domande chiave nella crescita e nella morfologia di stoloni e rizomi di diverse colture come erba, prati e pascoli. Il vantaggio principale di questa tecnica è che la lunghezza dello stolone e del rizoma può essere misurata in campioni con una grande quantità di biomassa per la quale il peso è l'unico parametro attualmente utilizzato. Raccogliere campioni utilizzando un campionatore del nucleo del suolo.Includere la biomassa fuori terra e uno strato di terreno con una profondità appropriata, a seconda delle specie per garantire la raccolta di stoloni e rizomi. In alternativa, definite l'area di superficie da raccogliere con un telaio e raccogliete i campioni con una vanga. Etichettare ogni campione con nastro di laboratorio.Per pulire i campioni di biomassa, posizionare il campione in un grande setaccio con aperture da 0,5 a 1,5 millimetri, a seconda delle dimensioni dello stolone o del rizoma. Le aperture dovrebbero essere abbastanza piccole da trattenere tutti gli stoloni e i rizomi, ma abbastanza grandi da consentire la rimozione delle particelle del suolo. Pulire i campioni con un flusso d'acqua con abbastanza energia per rimuovere le particelle di terreno senza danneggiare le piante.Recuperare i campioni puliti e metterli in un vassoio con tovaglioli di carta, facendo attenzione a etichettare i vassoi in modo appropriato. Pulire ulteriormente i campioni rimuovendo radici e foglie con le forbici. Durante questo processo, separare gli stoloni e i rizomi se necessario e registrare informazioni aggiuntive, come il numero di piante, fresatrici e stoloni per pianta.Posizionare gli stoloni e i rizomi in sacchetti etichettati in carta. Posizionare il campione su un vassoio di plastica trasparente dell'apparecchiatura di scansione standard WinRHIZO. Posizionare manualmente gli stoloni e i rizomi utilizzando le forcep di laboratorio per ridurre al minimo la sovrapposizione.Potrebbe essere necessario suddividere campioni di grandi dimensioni in sotto-campioni. Posizionare il vassoio sulla superficie dello scanner, quindi accendere lo scanner e iniziare a eseguire il programma. Per un ulteriore controllo in un'immagine salvata, controllare il dpi immagine nel menu Immagine selezionando il comando Image Acquisition Parameter.Per una buona classificazione dei pixel appartenenti agli organi scansionati, controllare la soglia e l'analisi selezionando il comando Distinzione sfondo radice. Verificare che l'intera superficie del vassoio venga scansionata nel menu Immagine selezionando il comando Parametro acquisizione immagine. Ora controlla la classe di diametro visualizzata per la distribuzione degli organi per diametro nell'area grafica sopra l'immagine digitalizzata.Selezionare 20 classi di larghezza uguale con intervalli di 0,1 millimetri facendo clic sull'accesso orizzontale del grafico. Questa funzione consente l'esclusione di dati appartenenti a radici o piccoli organi quando stoloni o rizomi non sono stati perfettamente puliti. La letteratura riporta che la maggior parte delle radici delle specie di erba hanno un diametro inferiore a 0,2 millimetri.Eseguire la prima scansione di esempio e verificare che la modifica consenta una buona analisi. Seguire le istruzioni software per salvare l'immagine. Infine, elaborare l'analisi seguente opzione software ed etichettare l'immagine e l'analisi con l'etichetta di esempio.Procedere con la scansione di tutti i campioni. Per eseguire la misurazione del peso secco, posizionare i campioni scansionati in un vassoio di alluminio tarato su un bilanciere elettronico preciso e registrare la loro tara. Ripetere questo passaggio per tutti i campioni analizzati.Inserire tutti i campioni in un spesso impostato su 105 gradi Celsius e asciugarli per 24 ore. Il giorno successivo, rimuovere i campioni e attendere che il peso del tessuto si sia stabilizzato. Quindi, pesare tutti i campioni con la loro tara.Sottrarre la tara dal peso registrato per ottenere il peso netto di ciascun campione. Vengono mostrati i risultati di una prova sul campo che confronta la densità di lunghezza dello stolone e del rizoma di quattro cultivar Bermudagrass di tipo tappeto erboso. C'è una differenza significativa nella densità di lunghezza dello stolon tra le cultivar vegetative Patriot e Tifway e le cultivar sementi La Paloma e Yukon in campioni raccolti nel luglio 2014.Per i rizomi, Patriot mostra la densità di lunghezza più alta, seguita da Tifway, e le cultivar sementi. Lo sviluppo della densità di lunghezza dello stolon della cultivar Patriot durante tutto il periodo di studio mostra un aumento da marzo 2014 a luglio 2014 e non è variato da luglio 2014 a luglio 2015. Pochi rizomi sono stati trovati in campioni raccolti nell'ottobre 2013 e nel marzo 2014.La densità della lunghezza del rizoma aumenta nel luglio 2014, raggiungendo i valori più alti. Ma diminuisce di nuovo nell'ottobre 2014. Quando si tenta questa procedura, è importante ricordare di selezionare campioni rappresentativi, pulire meticolosamente stoloni e rizomi prima dell'analisi e selezionare la larghezza delle classi di diametro utilizzando opzioni software per includere solo stoloni e rizomi nell'analisi.

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Questo metodo di fenotipizzazione gravitazionale ad alta produttività, telemetrico e dell'intera pianta consente misurazioni dirette e simultanee in tempo reale, nonché l'analisi di più tratti fisiologici legati alla resa coinvolti nelle interazioni dinamico tra piante e ambiente.

Una piattaforma telemetrica e gravimetrica per la fenotipizzazione fisiologica in tempo reale delle interazioni pianta-ambiente

Questo protocollo presenta un flusso di lavoro per la visualizzazione 2D sub-mm di più specie di nutrienti inorganici labili e soluti contaminanti utilizzando gradienti diffusivi in pellicole sottili (DGT) combinati con l'imaging della spettrometria di massa. Il campionamento del soluto e l'analisi chimica ad alta risoluzione sono descritti in dettaglio per la mappatura quantitativa dei soluti nella rizosfera delle piante terrestri.

Visualizzazione bidimensionale e quantificazione di labile, nutrienti vegetali inorganici e contaminanti nel suolo

Il protocollo qui descrive i metodi per la valutazione dei modelli di colonizzazione micorrizica arbuscolare e la strategia nelle radici per due specie: Zea mays e Festuca rubra. L'uso del metodo MycoPatt consente il calcolo dei parametri, la conversione delle strutture micorriziche in dati digitali e la mappatura della loro posizione reale nelle radici.

Mappe micorriziche come strumento per esplorare i modelli di colonizzazione e le strategie fungine nelle radici di Festuca rubra e Zea mays

Utilizziamo semplici strumenti di laboratorio per esaminare l'architettura del sistema di root (RSA) di Arabidopsis e Medicago. Le piantine vengono coltivate idroponicamente su rete e distribuite usando un pennello artistico per rivelare la RSA. Le immagini vengono scattate utilizzando la scansione o una fotocamera ad alta risoluzione, quindi analizzate con ImageJ per mappare i tratti.

Un semplice protocollo per mappare i tratti dell'architettura del sistema di root delle piante

La valutazione delle differenze anatomiche tra le sezioni trasversali delle foglie C3 e C4 aiuta a comprendere l'efficienza della fotosintesi. Questo articolo descrive la preparazione e l'esame delle sezioni trasversali delle foglie a mano libera e semisottili, insieme alle avvertenze nella preparazione per le specie di colture Triticum aestivum e Zea mays.

Valutazione dei tratti strutturali in Triticum aestivum e Zea mays per la differenziazione fotosintetica C3 e C4 utilizzando sezioni a mano libera e semisottili

Viene presentato un metodo per l'imaging a basso costo delle piante per misurare i fenotipi, insieme alle migliori pratiche per l'acquisizione delle immagini e una pipeline di analisi delle immagini per quantificare i tratti delle piante. Questi metodi sono stati applicati per misurare i fenotipi del mais (Zea mays) in condizioni di caldo, siccità e stress abiotico combinato.

Imaging e analisi per la quantificazione dei fenotipi di stress abiotico del mais (Zea mays)

Il protocollo comprende quattro fasi integrate: indagine con veicoli aerei senza pilota (UAV), raccolta di dati di accuratezza del terreno, calcolo dell'indice di vegetazione e classificazione e mappatura assistita dall'IA delle comunità vegetali delle zone umide costiere. Il risultato è un dataset geospaziale multilivello che supporta applicazioni in ecologia, monitoraggio ambientale e decisioni per la conservazione e gestione degli habitat umidi costieri.

Metodo semi-automatizzato per mappare e classificare comunità vegetali costiere boreali di zone umide utilizzando droni e dati del suolo

Scopri un metodo di analisi delle immagini per misurare stoloni e rizomi in campioni con elevata biomassa. Questa tecnica migliora la precisione nello studio della morfologia vegetale per prati e pascoli.

Misurazione di stoloni e rizomi di agrotecniche utilizza un sistema di analisi di immagine digitale

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