Stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) in topi

La procedura Alvar Gaaud è applicare la stimolazione della corrente continua transcranica nei topi. Ciò si ottiene generando basse correnti intense da un generatore di corrente diretta e inviandolo direttamente all'animale attraverso elettrodi. tDCS è stato studiato come alternativa terapeutica non farmacologica per i principali disturbi psichiatrici nell'uomo, come depressione, schizofrenia, morbo di Alzheimer, AHDH e autismo.

Inoltre, tDCS è una tecnica unica grazie al suo basso costo, facilità d'uso e profilo non invasivo. Tuttavia, gli effetti biologici del tDCS non sono completamente compresi, e non c'è consenso riguardo ai parametri di stimolazione, come l'intensità attuale, la durata e la piastrella delle aree cerebrali. Pertanto, l'uso di ordini minimi è essenziale per uno studio approfondito di tali meccanismi, che porterà a una migliore comprensione dell'efficacia clinica del tDCS attraverso l'acquisizione e l'analisi dei dati cellulari e molecolari comportamentali.

Attualmente ci sono due configurazioni di elettrodi per tDCS, indicate come stimolazione anodale e catodale. Nella stimolazione anodale, le correnti vengono consegnate direttamente alla testa dell'animale, attraverso il corpo dell'animale e nel catodo posizionato sul torace dell'animale. Mentre nella stimolazione catodale la corrente entra attraverso il torace dell'animale, viaggia fino alla sua testa e nel catodo.

In entrambe le situazioni un generatore di corrente controlla l'intensità di corrente e la durata della stimolazione. Durante la produzione di una qualità di contatto e l'inferenza di feedback. Esistono molte configurazioni diverse per il posizionamento attivo.

Pertanto, tutti gli assi tridimensionali dovrebbero essere presi in considerazione. In questo protocollo un elettrodo a testa è stato impiantato di un millimetro in bregma radicato, sulla linea laterale e centrale del cranio, e l'elettrodo del corpo è stato posizionato sul petto dell'animale. A causa di una simulazione di breve periodo, è stato raccomandato di utilizzare un'azione rapida e un'anestesia a breve termine, come l'isoflurane vaporizzato.

Questa procedura si articole in due fasi critiche. Posizionamento degli elettrodi e stimolazione della corrente continua transcranica. Gli strumenti chirurgici sono stati sterilizzati con pre-manutenzione a 440 gradi Celsius.

I tamponi di cotone sono stati autoclavati a 20 libbre per pollice quadrato a 121 gradi Celsius per 20 minuti. Ruotare il controller della piattaforma termica a 37 gradi Celsius. Pesare l'animale e calcolare la dose appropriata per l'induzione dell'anestesia.

Utilizzare una miscela di chetamina e xiloazina a una dose di 100 milligrammi per chilogrammo di ketamina e 8 milligrammi per chilogrammo di xiloazina. Ago taglia 31G. L'animale dovrebbe addormentarsi entro 2-3 minuti.

Utilizzare un rasoio elettrico o un rasoio per radere il sito chirurgico. Posizionare l'animale sull'apparato stereotassico sopra la piastra di riscaldamento preriscaldata. Tieni la testa dell'animale e inserisci le barre dell'orecchio della punta in ciascuna delle orecchie dell'animale, per fissarlo alla piattaforma sterotaxica.

Verifica che non ci sia uno spostamento laterale della testa e poco movimento verticale spostando lentamente la testa dell'animale. Far scorrere delicatamente la maschera di anestesia sul naso del mouse e fissare in posizione stringendo la vite. Applicare un unguento per gli occhi sugli occhi dell'animale per evitare l'essiccazione corneale durante l'intervento chirurgico.

Utilizzare un batuffolo di cotone per preparare il sito chirurgico con tre scrub alternati di iodio di povidone, o 2%cloroesidina e 70% etinolo. Usa un paio di pinzette per verificare l'anestesia adottare schiacciando leggermente le dita dei piedi dell'animale e verificando le leggi del riflesso generale del pizzico di ritiro del pedo animale. Fai un'incisione di circa tre millimetri posteriore alla linea dell'orecchio dell'animale e fermati nella linea degli occhi.

Il sito di incisione deve avere una lunghezza di circa un centimetro per essere abbastanza grande da ricevere l'impianto. Raschiare delicatamente il cranio con un raschietto osseo per migliorare l'aderenza alla colla e al cemento. Questo deve essere fatto leggero con l'intenzione di creare micrograffi.

Posizionare con cura ganci chirurgici sulla pelle sciolta per mantenere un campo chirurgico aperto e liberarlo da ostruzioni, come la pelle e una pelliccia. Utilizzare un batuffolo di cotone sterile per asciugare delicatamente il cuoio capelluto dell'animale. Utilizzare un microscopio a dissezione per visualizzare la parte superiore del cranio dell'animale.

Attaccare un ago al supporto sterotassico e individuare il bregma. Posizionare l'ago direttamente sopra la testa dell'animale tocca leggermente il bregma. Utilizzate il bregma come riferimento per regolare le coordinate dell'area di interesse.

Fissare l'impianto sul supporto stereotassico. Posizionare l'impianto sulla testa dell'animale e abbassarlo lentamente sulla regione di interesse. Utilizzare un ago per stendere una goccia, circa 35 microlitri, di supercolla nello spazio dell'impianto.

Spostare lentamente il supporto verso il basso fino a quando non tocca il cranio. Assicurarsi che lo spazio dell'impianto sia completamente a contatto con la superficie. Preparare il cemento chirurgico secondo le istruzioni del produttore.

Dopo un posizionamento preciso, applicare tre strati sottili e pari di cemento attraverso il cranio e sulla parte inferiore dell'impianto. Applicare drop per drop utilizzando un pennello dell'applicazione. Gli strati devono formare una struttura a forma di U per un ulteriore supporto strutturale dell'impianto.

Lasciare il filo della vite dell'impianto pulito dal cemento per consentire una connessione liscia e senza ostacoli. Lasciare asciugare ogni strato per circa quattro minuti. Dopo l'asciugatura, rimuovere con cura il supporto fino a quando non è completamente staccato dall'impianto.

Prestare sempre estrema cautela durante la manipolazione dell'impianto, poiché potrebbe essere accidentalmente distrutto dal cranio dell'animale. Idratare la pelle dell'animale e il sito di incisione con un batuffolo di cotone imbevuto salino. Tagliare la pelle sulla base dell'impianto.

Usa un paio di pinzette per riunire il tessuto e chiudi l'incisione con una goccia di colla chirurgica tissutale per punto 2 centimetri di tessuto. Infiltrarsi dall'1 al 2% di lidocaina nel sito di incisione e nei tessuti sottostanti. Idratare l'animale con 500 microlitri di suoneria di lattato contemporaneamente.

Posizionare il mouse in una gabbia per casa singola pulita di 37 gradi Celsius pre-riscaldata. Costruisci un piccolo piatto di pellet di cibo umido nella gabbia, per un facile accesso al cibo nelle ore successive. Registra il peso post chirurgico dell'animale.

L'animale deve essere somministrato con chetoprofene. 5 milligrammi per chilogrammo contemporaneamente dopo l'intervento chirurgico e nei prossimi due giorni. Assicurarsi che lo stimolatore tDCS sia completamente carico.

Collegare i cavi anodo e catodo allo stimolatore tDCS e renderli disponibili vicino al sito di simulazione. Attaccare l'elettrodo di tipo perno al supporto sterotassico. Impostare la piattaforma termica su 37 gradi Celsius.

Accendere il flussometro dell'ossigeno sul sistema di anestesia inalazione a 1 litro al minuto. Posizionare il mouse nella camera di induzione dell'anestesia. Accendere il vaporizzatore di isoflurane al 3%Consentire all'animale di subire effetti isoflurani per quattro minuti.

Mentre l'animale si trova nella camera di induzione, utilizzare una siringa sterile per riempire l'elettrodo del corpo con una soluzione salina allo 0,9%. Rimuovere l'animale dalla camera di induzione e posizionare il petto sopra l'elettrodo del corpo. Far scorrere delicatamente la maschera di anestesia sul naso del mouse e fissarla in posizione.

Abbassare l'uscita dell'isoflurane all'1,5%Riempire l'impianto e l'elettrodo di tipo pin con salina. Attaccali con cura insieme. Regolare il tempo di stimolazione e l'intensità di corrente in base al protocollo.

Verificare la qualità del contatto sul sistema tDCS in un secondo momento. Inizia la stimolazione. Osservare la corrente che aumenta per 20 secondi fino al valore selezionato.

E mantenendosi al suo posto per il tempo stabilito. Quindi, alla fine della sezione ramping di nuovo verso il basso. Attivare il pulsante dello stinco per controllare.

Osservare la corrente che aumenta per 20 secondi fino al valore selezionato. E poi giù uno per il resto del periodo di stimolazione, con una rampa finale al valore selezionato, alla fine, con una rampa consecutiva verso il basso. Una la sezione di stimolazione è completa, trasferisci attentamente l'animale in una gabbia pre-riscaldata di 37 gradi Celsius per 10 minuti.

Questo protocollo utilizza tDCS per stimolare la corteccia cerebrale del topo un millimetro anteriore al bregma. Questo grafico mostra l'espressione statistica e genica dopo il protocollo di stimolazione tDCS. Utilizzando un'intensità di corrente di 0,35 milliampere per 10 minuti al giorno.

L'impianto tCDS ha presentato self-viable dal primo al quinto giorno senza alcuna differenza significativa tra i giorni nella qualità del contatto. Ci sono una varietà di protocolli di stimolazione tCDS nel cervello modello. I protocolli devono essere scelti in base alle particolarità su cui si basa il vostro esperimento.

Area di stimolazione, intensità di corrente, durata della sessione e posizionamento degli elettrodi. In questo particolare protocollo, abbiamo mirato a modulare la corteccia motoria attraverso il nostro tDCS noto con la corrente di 350 microampere per 10 minuti. Dopo aver guardato questo video sarai in grado di eseguire tDCS nei topi.

Quando qualcuno pratica un intervento chirurgico può richiedere fino a quattro minuti per animale. È essenziale prendere in considerazione le linee guida per la cura degli animali quando si utilizzano i topi durante l'operazione e si segue la cura post-chirurgica degli animali in modo che gli animali rimangano sani durante lo studio. Si consiglia inoltre di attendere da cinque a sette giorni dopo il posizionamento dell'impianto per eseguire gli esperimenti, poiché la risposta fisiologica dell'animale al trauma può interferire con i risultati biologici.