Name: Tecniche riproduttive per il monitoraggio e il controllo ovarico negli anfibi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 37 s
Description: Impara la tecnica di ovariectomia recuperabile per ottenere ovociti da anfibi senza eutanasia, monitorando la salute riproduttiva e gestendo patologie come uova ritenute. Questo metodo preserva la vitalità degli animali per studi continui.

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Natalie Calatayud desidera ringraziare la Dott.ssa Barbara Durrant per l'addestramento e l'assistenza agli ultrasuoni e a Exploradora de Immuebles, S.A. (EISA) per aver conlto di aiuti finanziari alla mia posizione di ricerca associata a SD.G. Grazie alla dott.ssa Kylie Cane per i commenti sul manoscritto e ai revisori ufficiali (chiunque essi siano). Grazie a Jonathan Dain il nostro Summer Fellow 2018, San Diego Zoo Institute for Conservation Research per la fornitura di foto (Figura 1A, B). Monica Stoops esprime apprezzamento all'Associazione degli zoo e degli acquari Conservation Endowment Fund e al Disney Worldwide Conservation Fund per aver fornito sostegno finanziario per stabilire la popolazione in cattività di Necturus. Inoltre, il sostegno è stato ricevuto anche attraverso donazioni private da parte dell'avvocato anfibio Ms. Iris de la Motte. Grazie, viene dato al signor Christopher DeChant e al Dr. Mark Campbell per il loro contributo significativo alla ricerca.

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La movimentazione diretta, l'osservazione visiva e le misure morfometriche forniscono tecniche non invasive e sono i primi criteri di valutazione per determinare la fase riproduttiva femminile. Tuttavia, questo studio mostra che le ovaie gravide non possono sempre essere identificate in modo affidabile dalla palpazione. A seconda della specie, le ovaie gravide possono talvolta essere rilevate visivamente attraverso la pelle semi-traslucida (Figura 13A, B) o completamente traslucida sul lato ventrale dell'animale ( Figura13C). Le femmine che hanno completato l'oviposizione possono mostrare ovvi cambiamenti al loro aspetto rispetto alle femmine gravide (ad esempio, pelle sciolta e perdita fino al 30% della loro massa corporea, Figura 13D). Durante l'allevamento, maschi e femmine mostreranno alcuni comportamenti che forniscono informazioni sulla vicinanza all'ovulazione e all'oviposizione. Nel caso di R. muscosa indicazioni che una femmina è vicino alla oviposizione iniziano con la femmina che entra tribune.
L'applicazione della tecnologia a ultrasuoni agli anurani e caudate consente la diagnosi di presenza o assenza di uova e se l'oviposizione è stata associata al rilascio completo o parziale di uova sviluppate. Pertanto, questo metodo fornisce una valutazione più completa e accurata dello stato riproduttivo senza limitarsi a determinare lo stato gravido/non gravid attraverso una tecnica di visualizzazione che varia in base alla trasparenza della pelle addominale o alla coerenza epidermica tra le diverse specie di anfibi. Gli ultrasuoni possono essere eseguiti con relativa facilità e con poca sollecitazione per gli animali (Figura5 e Figura 13) e possono essere utilizzati per caratterizzare i cicli riproduttivi e per determinare lo stato riproduttivo4. È fondamentale acquisire familiarità con la specie; tuttavia, questo studio ha mostrato che Necturus e R. muscosa condividono segni di sviluppo comuni nei loro modelli riproduttivi che consentono una classificazione simile della fase riproduttiva (Figura 5). Attraverso questa tecnologia è ora dimostrato che lo sviluppo delle uova è ad alto contenuto in cattività Necturus e R. muscosa e che entrambe queste specie seguono un modello stagionale. Anche se le ragioni di questi fenomeni sono sconosciute e richiedono ulteriori indagini, senza l'uso di ultrasuoni, diverse aree di disfunzione ovarica, come la ritenzione di uova e l'oviposizione parziale, sarebbero passate inosservate. Le future applicazioni di questa tecnica saranno utilizzate per determinare se le femmine debbano essere selezionate per l'allevamento in un dato anno e se l'oviposizione sia completa.
Un protocollo di raccolta del sangue, come quello presentato in R. muscosa, che è sia efficace e provoca il disagio minimo per l'animale, è ottimale per studiare i profili ormonali in anurani in cattività e selvatici (Calatayud, inedito). Ad oggi, non esistono informazioni riguardanti i profili ormonali annuali di R. muscosa in cattività e, quindi, nessuna conoscenza su come gli ormoni influenzano la loro salute e riproduzione. Inoltre, con la prova che le femmine di questa specie potrebbero non essere allevatrici annuali, la profilazione ormonale sarà un altro metodo per tracciare i cicli ovarici. Insieme agli ultrasuoni, l'analisi ormonale può portare a una migliore previsione di ciò che le femmine saranno pronte per l'oviposizione. Inoltre, nell'ultimo anno, sono stati documentati due casi di intersessuali nella popolazione in cattività di R. muscosa. Inoltre, lo sviluppo delle pastiglie è stato notato su alcune delle femmine fondatrici più anziane. Motivi per questo sono attualmente in fase di indagine, ma i risultati iniziali suggeriscono che può riguardare i cambiamenti nei livelli di testosterone (Calatayud, inedito). Discernere i cicli ormonali nelle femmine di età diverse ci aiuterà a capire perché le femmine possono sviluppare caratteristiche sessuali secondarie associate agli uomini e se questo è prevedibile in una popolazione che invecchia.
La terapia ormonale esogena è stata utilizzata per superare le disfunzioni riproduttive frequentemente riscontrate negli anfibi in cattività. Tuttavia, per entrambe le popolazioni di R. muscosa e Necturus in questo studio, non sono state rilevate differenze significative nell'oviposizione tra le femmine trattate con ormoni e di controllo in un periodo di tempo di 2 e 5 anni, rispettivamente. Questo può indicare che il protocollo di somministrazione ormonale, dosi, priming e combinazione di ormone utilizzato non era adeguato per la specie. Un'analisi più approfondita delle singole storie riproduttive femminili suggerisce che R. muscosa potrebbe non sperimentare l'allevamento annuale, il che potrebbe anche spiegare la mancanza di effetto ormonale osservato nelle femmine trattate. Poiché una certa percentuale di femmine ha saltato costantemente l'allevamento ogni anno, comprendere la storia naturale della specie può aiutare a determinare se c'è bisogno di ormoni esogeni e quando possono essere più efficaci. Le procedure descritte in questo articolo possono essere applicate a diverse specie, (Tabella 1) e sono per gli anurani che vanno da 5 g a 150 g; animali più grandi possono richiedere siringhe e aghi diversi. La posizione dell'iniezione varia con alcuni ormoni che richiedono iniezione intramuscolare, intra-peritoneale, sottocutanea o intradermica (Figura 7).
La chirurgia ai fini dell'ovariectomia è un metodo comune utilizzato in varie specie di anfibi per ottenere gli ovociti per gli studi embrionali. L'ovariectomia può anche essere indicata per il controllo della popolazione e problemi medici come la ritenzione delle uova. Nel caso di ovariectomie parziali in cui, la raccolta degli ovociti viene eseguita per scopi di ricerca, la chirurgia deve garantire che l'animale rimanga riproduttivo. L'amministrazione del PGF2 ' ha mostrato una certa promessa nel risolvere la ritenzione di uova in R. muscosafemminile . In diversi individui, il PGF2' ha suscitato la completa deposizione di uova precedentemente conservate, ma in altri si è verificata solo una deposizione parziale che richiedeva una rimozione manuale per rimuovere tutte le uova. Mentre la PGF2 può servire come alternativa alla chirurgia per la ritenzione di uova in R. muscosa, la sua capacità di porre rimedio a condizioni patologiche simili in altri anfibi richiederà la convalida specifica della specie. Quando l'intervento chirurgico è richiesto per il paziente anurano o caudato, è necessario garantire un adeguato piano di anestesia prima che vengano effettuate incisioni. Sono necessarie capacità di osservazione astute per valutare e monitorare le risposte di induzione e recupero normative, come delineato in questo studio per ciascuno dei taxa. Una volta che si ha familiarità con l'anatomia specifica, un approccio chirurgico appropriato, l'emostasi, la manipolazione delicata dei tessuti e un'adeguata gestione postoperatoria, gli interventi chirurgici riproduttivi non pongono ostacoli travolgenti.

Gli anfibi sono stati a lungo riconosciuti come importanti modelli biologici e medici da una vasta gamma di discipline di ricerca. Dati ottenuti studiando particolari specie come Xenopus laevis e X. tropicalis, la rana leopardo (le due pipibates (ex Rana) el'axolotl (Ambystoma mexicanum) sono stati applicati a un certo numero di altre specie di vertebrati, compresi gli esseri umani. Le tecniche veterinarie, allevamento e riproduttive assistite che sono emerse dallo studio di questi e di altri anfibi forniscono assistenza a coloro che hanno il compito di sviluppare cure, manutenzioni e sostenibilità di successo delle popolazioni più rare in cattività 1 : il nome del , 2 Il nome del sistema , 3 (COM del nome , 4.
L'interesse sta guadagnando per l'uso simultaneo di approcci basati sulla conservazione in ed ex situ per invertire la marea di estinzione per molti specie di anfibi a rischio1,2. Questo articolo fornisce le metodologie attualmente disponibili per monitorare e controllare la funzione ovarica anfibia nelle specie modello di Anurans e Caudates. Inoltre, vengono presentate le tecniche esistenti per affrontare una patologia riproduttiva comune della ritenzione delle uova.
Come in molti gruppi tassonomici, il controllo ovarico anfibio comporta una serie di interazioni strettamente sincronizzate tra l'ambiente e la fisiologia. La temperatura e il fotoperiodo (noto come segnali vicini) sono decodificati dall'occhio e dal cervello dove vengono rapidamente convertiti in processi genetici, ormonali e circadiani (segnali finali)3,4. I metodi per monitorare e controllare la funzione ovarica trattati in questo articolo includono tecniche invasive e non invasive. I requisiti di ricerca e di insegnamento del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC) definiscono le tecniche non invasive come quelle che causeranno un minimo di dolore fisico o di disagio mentale e non richiedono farmaci antidolorifici5. Qui, le tecniche non invasive includono ispezione visiva e palpazione, osservazioni comportamentali, valutazioni morfometriche ed ultrasuoni. Al contrario, le tecniche di raccolta del sangue, somministrazione ormonale e chirurgia (ovariectomia e rimozione delle uova trattenute) sono classificate come invasive in quanto possono provocare un certo dolore o disagio e richiedono anestesia o terapia farmacologica post-procedurale.
Le tecniche di monitoraggio ovarico non invasivo possono essere facilmente incorporate nella routine di cura quotidiana per la maggior parte degli anfibi in cattività. A seconda della specie, la gravidità ovarica può spesso essere determinata da una semplice ispezione visiva (rana di vetro). In altri casi, la palpazione può indicare se una femmina è gravida. Sono disponibili vari indici delle condizioni del corpo (BCI) come peso, lunghezza dell'urostile del muso (SUL), lunghezza snout-vent (SVL) e indice di massa standard (SMI) per prevedere la presenza o l'assenza di uova4,6,7, 8,9. Tuttavia, attenzione dovrebbe essere presa con l'interpretazione dei risultati in quanto la maggior parte non considera l'età, la forma del corpo o la composizione (ad esempio, l'acqua trattenuta contro la massa ovarica o grasso)6. Le diagnosi riproduttive definitive possono essere ottenute tramite ultrasuoni con conoscenze più approfondite acquisite per quanto riguarda lo sviluppo delle uova e la messa in scena del ciclo ovarico4,7. L'ecografia fornisce anche un mezzo per confermare e monitorare le patologie riproduttive e le condizioni fisiologiche associate4,8.
Oltre a fornire informazioni riguardanti lo stato di salute, il campionamento del sangue può essere utilizzato per misurare gli ormoni riproduttivi. Se l'obiettivo dell'ormone è l'obiettivo finale, è importante evitare influenze legate allo stress che possono confondere i dati di steroidi sistemici. Mentre uno strumento di monitoraggio potenzialmente potente, C'è ancora da uno studio che dimostra risposte endocrinologiche innate alla somministrazione di ormoni esogeni in qualsiasi specie di anfibia. Il sangue può essere tranquillamente prelevato da diversi siti; nelle rane questo include la vena addominale ventrale, il plesso linguale, la vena femorale e il cuore9,10. In Caudates, il sangue viene raccolto dalla vena ventrale della coda. Il grado di invasività, la quantità di moderazione richiesta, la necessità di anestetico, la delicatezza dell'organo da prendere di mira e la dimensione dell'animale sono fattori da considerare quando si sceglie una tecnica di raccolta per il paziente anfibio. Questo articolo presenterà la tecnica di raccolta del sangue dalla vena mascellare facciale o muscolo-cutanea delle rane come originariamente descritto da Forzan et al.9.
Il controllo ovarico è specifico della specie e, in quanto tale, i protocolli ormonali devono essere testati e ottimizzati. Oltre alla stagionalità e all'ambiente ormonale circolante associato, il controllo ovarico può anche essere strettamente legato all'età, al tempo trascorso in cattività e all'esposizione alla somministrazione ripetuta degli ormoni, per la quale ci sono poche informazioni nella letteratura11 , 12 mila , 13.L'attuazione di terapie ormonali per suscitare comportamenti riproduttivi, produzione di gameti, maturazione e oviposizione è diventata un approccio ampiamente riportato per risolvere i problemi riproduttivi comuni associati alla cattività4, 8,14,15,16. Poiché i meccanismi che controllano la riproduzione nei vertebrati sono altamente conservati, ci sono una serie di ormoni, neuropeptidi e farmaci disponibili in commercio utilizzati terapeuticamente in altri gruppi tassonomici che possono anche essere utilizzati in modo affidabile in un certo numero di specie anfibie (Tabella 1). Gonadotropina rilascio di ormone (GnRH) e gonadotropina cirionica umana (hCG) (o variazioni di esso, cioè, PMSG e eCG)17,18, singolarmente o in combinazione, sono stati ampiamente utilizzati in cattività anfibia programmi di allevamento tra cui: il boreale delle Montagne Rocciose Meridionali (Anaxyrus boreas boreas)4,19,20; il rospo, ducido gopher rana, Rana sevosa (Langhorne et al., inedito)7; il cane acquatico della costa del Golfo, Necturus beyeri20; Rospo del Wyoming, Anaxyrus baxteri18; rana, Rana catesbiana21; il rospo americano, Anaxyrus americanus22; la rana erba, Lymnodyaster tasmaniensis23; il Coqui, Eleutherodactylus coqui24; lo Xenopus, Xenopus laevis25; il rospo del Gunther, Pseduophryne guentheri26; la rana leopardo settentrionale, Lithobates pipiens; l'argentino corna-rana, Ceratophrys ornato; cornuto-rana, C. cranwelli; la rana terrestre americana, Odontophrynuus americanus27; e la salamandra del fuoco (Salamandra)228. Ormoni steroidei, come il progesterone (P4), sono meno comunemente segnalati, ma hanno dimostrato una buona efficacia nel suscitare ovulazione e oviposizione in alcune specie di anurani16,18,29. I Prostaglandins (in particolare prostaglandina 2-alfa (PGF2 )) sono coinvolti nell'ovulazione insieme ai corticosteroidi30,31,32,34 e raggiungono livelli elevati durante la fase ovulatoria31.
Negli studi in vitro, pgF2 è un potente induttore di ovulazione31, mentre in vivo può indurre l'oviposizione di uova trattenute in Rana muscosa4,30,32. Estratti pituitari sono anche efficaci induttori di ovulazione15,16,34; tuttavia, le preoccupazioni relative alla biosicurezza e al potenziale di trasmissione della malattia sono spesso un deterrente per le colonie riproduttive in cattività quando si considera questo approccio35.
L'ultima sezione di questo articolo descrive in dettaglio le procedure chirurgiche e fornisce approcci alternativi per espandere gli studi ovarici o aiutare con la risoluzione di patologie riproduttive. Le ovariectomie sono più comunemente eseguite negli anfibi per ottenere gli ovociti per la ricerca embrionale. Tuttavia, può anche fornire un rimedio per le uova trattenute quando un'altra opzione fallisce. Anche se questa procedura è invasiva, che richiede anestesia completa e incisioni per esporre le masse di uova, non richiede eutanasia. Inoltre, dopo l'ovariectomia parziale, gli animali possono fare un pieno recupero e continuare ad essere riproduttivamente attivi post-chirurgia8,36.
I protocolli descritti di seguito delineano i metodi invasivi e non invasivi di controllo e monitoraggio ovarico negli Anurans e Caudate. Le specie specifiche scelte per illustrare le tecniche in anurans includono R. mucosa e X. laevis. Necturus maculosus, N. beyeri, N. alabamensise A. mexicanum comprendono la specie utilizzata per descrivere in modo simile le tecniche in Caudates.

<table><tbody><tr><td>GE logiq Book XP e sonda 8C-RS 4e10 MHz GE Medical Systems</td><td>GE medical systems</td><td>GE logiq Book XP</td><td>Ultrasound</td></tr><tr><td>Aloka 500 7,5mHz lineare o IBEX multi-frequenza (10-6mHz) micro-convesso</td><td>GE medical systems</td><td>8C-RS (10 MHz)</td><td>Sonda ecografica</td></tr><tr><td>BD monouso U-100 siringa da insulina (ago da 28-29 G)</td><td>Mettler Electronics Corp CA</td><td>Sonigel</td><td>Ultrasound gel (solubile in acqua, senza sale)</td></tr><tr><td><forte>Ormone</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ormone di rilascio delle gonadotropine</td><td>BACHEM</td><td>4012028</td><td><forte>sinonimo:</forte> [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-GnRH acetato <forte>abbreviazione:</forte> GnRH</td></tr><tr><td>Ormone di rilascio dell'ormone luteinizzante</td><td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td><td>4033013; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; L1898</td><td><forte>sinonimo:</forte> Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 sale acetato; [D-Ala6}-LHRH acetato sale idrato <forte>abbreviazione:</forte> LHRH</td></tr><tr><td>Gonadotropina corionica umana</td><td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td><td>4030270, 4018894; C1063, CG5, CG10</td><td>sinonimo: Gonadotropina corionica-&beta; (109-145)(109-119); Coriogonina, HCG (2.500UI, 5.000UI, 10.000UI) abbreviazione:</td></tr><tr><td>hCG Prostaglandina 2&alfa;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P40424;</td><td><forte>sinonimo:</forte> (5Z,9&alfa;,11&alfa;,13E,15S)-9,11,15-Triidrossiprosta-5,13-acido dienoico tris sale, PGF2&alfa; &meno; Tris; abbreviazione: PGF2&alpha;</td></tr><tr><td>Ormone follicolo-stimolante</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F4021, F8174<</td><td>strong>sinonimo: suino, sheep abbreviazione:</td></tr><tr><td>FSH Progesterone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>46665; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; P7556</td><td>sinonimo di Vetranal; P4 solubile in acqua <forte>abbreviazione:</forte> P4</td></tr><tr><td>Estratto ipofisario</td><td>na</td><td></td><td><forte>sinonimo:</forte> Controlla i documenti per la derivazione delle specie di anfibi <forte>abbreviazione:</forte> PE</td></tr><tr><td>Siero di cavalla incinta Gonadotropina</td><td>Prospec; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Lee Biosolutions; Sigma-Aldrich</td><td>HOR-272; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 493-10; 9002-70-4</td><td>sinonimo: Siero di cavalla gravida Gonadotropina abbreviazione: PMSG</td></tr><tr><td>Metaclopromide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0763</td><td>sinonimo: 4-Amino-5-cloro-N-[2-(dietilammino)etil]-2-metossibenzamide, Metossicloroprocainamide abbreviazione: MET</td></tr><tr><td>Lucrin</td><td>BACHEM; Sigma-Aldrich</td><td>4033014; &nbsp; &nbsp; L0399</td><td><forte>sinonimo:</forte> Acetato di leuprorelina <forte>abbreviazione:</forte> Lucrin</td></tr><tr><td>Lutalyse</td><td>Pfizer</td><td></td><td><forte>sinonimo:</forte> PGF2&alfa; - Dinoprost trometamina <forte>abbreviazione:</forte> Lut</td></tr><tr><td>Pimozide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1793</td><td><forte>sinonimo:</forte> 1-[1-[4,4-bis(4-fluorofenil)butil]-4-piperidinil]-1,3-diidro-2H-benzimidazolo-2-one <forte>abbreviazione:</forte> PZ</td></tr><tr><td>Amphiplex</td><td>vedi sopra</td><td></td><td><forte>sinonimo:</forte> Ormone di rilascio delle gonadotropine + metoclopramide <forte>abbreviazione:</forte> GnRH + MET</td></tr><tr><td>Ovopel</td><td>Ovopel</td><td>na</td><td><forte> sinonimo:</forte> GnRHa + antagonista del recettore della dopamina (somministrato 1 pellet/kg) <forte>abbreviazione:</forte> Ovo</td></tr><tr><td>Ovaprim</td><td>Pentair ecosistemi acquatici</td><td>Ova10</td><td><forte>sinonimo:</forte> Gonadotropina di salmone + domperidone <forte>abbreviazione:</forte> Ovulo</td></tr><tr><td>Domperidone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D122</td><td><forte>sinonimo:</forte> 4-(5-cloro-2-osso-1-benzimidazolinil)-1-[3-(2-ossobormidazolil)propil]piperidina <forte>abbreviazione:</forte> DOM</td></tr></tbody></table>

tecniche riproduttive per il monitoraggio e il controllo ovarico negli anfibi

Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Il controllo e il monitoraggio ovarico negli anfibi richiedono un approccio multiforme. Ci sono diverse applicazioni che possono indurre con successo comportamenti riproduttivi e l'acquisizione di gameti ed embrioni per la ricerca fisiologica o molecolare. Gli anfibi contribuiscono a un quarto a un terzo della ricerca sui vertebrati, e l'interesse in questo contesto è il loro contributo alla conoscenza dei processi riproduttivi e dello sviluppo embrionale da parte della comunità scientifica. Tuttavia, la maggior parte di questa conoscenza è derivata da un piccolo numero di specie. Negli ultimi tempi, la decimazione degli anfibi in tutto il mondo ha richiesto un intervento crescente da parte degli ambientalisti. Il recupero e la garanzia in cattività che continuano ad emergere in risposta al rischio di estinzione rendono la ricerca e le applicazioni cliniche esistenti inestimabili per la sopravvivenza e la riproduzione degli anfibi tenuti sotto la cura umana. Il successo di qualsiasi popolazione in cattività si basa sulla sua salute e riproduzione e sulla capacità di sviluppare prole vitale che portano avanti la rappresentazione genetica più diversificata della loro specie. Per i ricercatori e i veterinari, la capacità di monitorare e controllare lo sviluppo e la salute delle ovaie è quindi imperativa. L'obiettivo di questo articolo è quello di evidenziare le diverse tecniche di riproduzione assistita che possono essere utilizzate per monitorare e, se del caso o necessario, controllare la funzione ovarica negli anfibi. Idealmente, eventuali problemi riproduttivi e di salute dovrebbero essere ridotti attraverso una corretta allevamento in cattività, ma, come per qualsiasi animale, i problemi di salute e patologie riproduttive sono inevitabili. Le tecniche non invasive includono valutazioni comportamentali, ispezione visiva e misurazioni palpazioni e morfometriche per il calcolo degli indici delle condizioni del corpo e degli ultrasuoni. Le tecniche invasive includono iniezioni ormonali, campionamento del sangue e chirurgia. Il controllo ovarico può essere esercitato in diversi modi a seconda dell'applicazione richiesta e delle specie di interesse.

Lo studio della biologia anfibia fornisce preziose informazioni sui processi riproduttivi, fisiologici, embrionali e di sviluppo che guidano organismi di molti gruppi tassonomici. Qui, presentiamo una guida completa su diverse metodologie che possono essere utilizzate per studiare il controllo ovarico e il monitoraggio negli anfibi.

Tecniche riproduttive per il monitoraggio e il controllo ovarico negli anfibi

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Questa tecnica di ovariectomia utilizza una procedura chirurgica recuperabile per ottenere ovociti anfibi per la nostra ricerca medica o un'altra applicazione per superare la condizione patologica delle uova trattenute. Non richiede l'eutanasia per ottenere ovociti anfibi a scopo di ricerca. Infatti, dopo un'ovariectomia parziale, il soggetto anfibio può essere riproduttivamente attivo dopo il recupero.Dopo aver confermato una mancanza di risposta al pizzico dell'arto pelvico, posizionare un anuran femminile anestetizzato in una posizione reclinata dorsale e utilizzare una garza umida e sterile per pulire il campo chirurgico con soluzione di povidone-iodio per 10-15 secondi. Posizionare un drappo di plastica trasparente e sterile sull'area chirurgica e ridurre l'evaporazione mantenendo la pelle circostante umida, prima di utilizzare una lama bisturi numero 15 o 11 per fare un'incisione cutanea perimediana di 3 millimetri nel coelom medio tra le spalle e la cloaca. Utilizzare applicatori con punta di cotone per applicare pressione localizzata su qualsiasi piccolo recipiente intorno all'incisione, se necessario, ed elevare la membrana addominale per una successiva incisione della membrana.Utilizzare i retrattori delle palpebre per ritrarre le incisioni ceolomiche e asportare una parte della massa delle uova senza legare alcun flusso sanguigno. Per un'ovariectomia completa, cauterizzare i vasi sanguigni circostanti e utilizzare una sutura mono-filamento per chiudere l'incisione della ceoliotomia con un modello di sutura everting interrotto. Diverse specie di anfibi, come questi Necturus e la rana di vetro, mostrano vari gradi di trasparenza della pelle, influenzando la capacità di visualizzare il loro stato riproduttivo transdermicamente.In alcune specie, possono essere rilevate differenze morfologiche tra femmine gravide, rispetto agli animali recentemente ovopositati. In questo esempio, una muscosa rana femmina che ha recentemente ovoposited può essere distinta da una femmina gravida per la flaccidità della sua pelle e il suo aspetto più sottile. Le fasi comportamentali dell'ovideposizione in Rana muscosa includono il corteggiamento, in cui un maschio insegue attivamente una femmina e un amplexus, durante i quali il maschio rana muscosa monta e stringe saldamente sulla schiena della femmina.Durante l'amplexus, il maschio stringe la femmina in modo morbido. La muscosa rana femminile si muove e mostra comportamenti intermittenti del cavalletto, alla fine appoggiandosi a superfici su cui le uova possono essere attaccate, mentre il maschio pompa vigorosamente il suo addome. Subito dopo l'ovideposizione, le ovaie femminili tornano a una categoria di primo stadio.Durante questo periodo, i follicoli sono difficili da visualizzare quando si eseguono ultrasuoni. Lo stadio due è rappresentato dalla comparsa di punti ecogenici dispersi durante l'ovaio. Lo stadio tre è determinato dalla presenza di punti ecogenici più grandi e rotondi con centri scuri, indicativi di follicoli maturi e tuorli.In questa valutazione rappresentativa di quattro anni del Necturus femmina in cattività, lo sviluppo delle uova era alto, ma l'ovideposizione non era garantita. Alcune femmine con uova trattenute concomitanti con guadagno di liquido nella cavità corporea, hanno mostrato eccessiva circonferenza e gonfiore, insieme ad alcuni segni di vasi sanguigni a scoppio, come quello mostrato in questi Rana e Necturus colpiti. Sebbene l'approccio chirurgico possa essere utilizzato per la gestione della patologia ovarica, questa tecnica può anche essere coinvolta nella ricerca gamet e ombelicale.Dopo l'intervento chirurgico, il praticante può tornare al primo protocollo delineato in questo manoscritto per monitorare la salute generale in corso del soggetto anfibio.

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Esaminando la dinamica conformazionale delle proteine ​​di membrana In situ Con il sito-diretta Etichettatura fluorescenza

Descriviamo un metodo per quantificare l'attività delle ATPasi di tipo P che controtrasportano K+ mediante l'espressione eterologa degli enzimi negli ovociti di Xenopus e misurando l'assorbimento di Rb+ o Li+ nelle singole cellule mediante spettrofotometria di assorbimento atomico. Il metodo è un'alternativa sensibile e sicura agli esperimenti di flusso di radioisotopi, facilitando studi cinetici complessi.

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Manipolazione e<em&gt; In Vitro</em&gt; Maturazione di<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; ovociti, seguito da Iniezione intracitoplasmatica di spermatozoi, per studiare lo sviluppo embrionale

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Metodi per tatuare lo Xenopus laevis con una macchinetta rotativa per tatuaggi

Tecniche di Imaging Ca 2 + Segnalazione di sperma umano

Impara la tecnica di ovariectomia recuperabile per ottenere ovociti da anfibi senza eutanasia, monitorando la salute riproduttiva e gestendo patologie come uova ritenute. Questo metodo preserva la vitalità degli animali per studi continui.

Tecniche riproduttive per il monitoraggio e il controllo ovarico negli anfibi

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