Name: Processo di stampaggio basati su bagnato-filatura di gelatina per la rigenerazione tissutale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-07T14:15:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Scopri la tecnica di stampaggio wet-spinning per biomateriali a base di gelatina nell'ingegneria tissutale. Questo metodo semplice e accessibile supporta la medicina rigenerativa senza polimeri sintetici.

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Questo studio è stato sostenuto dal Ministero della difesa nazionale (MAB-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; MAB-107-065), il Ministero della scienza e della tecnologia (la maggior parte 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, la Nazionale Difesa centro medico, Taiwan (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041) e Cheng-Hsin General Hospital e centro medico della difesa nazionale cooperazione (CH-NDMC-107-8).

I tessuti grassi sono stati ottenuti da interventi chirurgici ortopedici, come certificato da istituzionale Review Board di Tri-Service ospedale generale, Taipei, Taiwan, r.o.c. procedure che coinvolgono soggetti animali sono state approvate dal comitato di cura degli animali a livello nazionale Centro medico della difesa, Taiwan (R.O.C).
1. Inumidire il processo di filatura
<ol><li>
Preparazione della soluzione
	<ol>
<li>Sciogliere 5 g di gelatina in polvere in 100 mL di acqua bidistillata per ottenere la concentrazione della soluzione di 5% (p/v).</li>
		<li>Mescolare il composto lentamente a 60-70 ° C durante la notte per ottenere una dispersione completamente omogenea senza eventuali bolle.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bagnato di filatura
	<ol>
<li>Formazione della fibra Nota: Un disegno schematico del metodo è illustrato nella Figura 1A. Il programma di installazione di filatura è dotato di una macchina pompa peristaltica (Vedi Tabella materiali) che fornisce velocità di alta precisione e controlla la fluidità di erogazione del flusso.<ol>
<li>Collegare una siringa di 26 x 1/2 pollice (0,45 mm x 12 mm) come l'iniettore soluzione tubazione del vinile chiaro.</li>
			<li>Preparare 100 mL di soluzione di acetone 99,5% in un vetro di bicchiere da utilizzare come il bagno di coagulazione.</li>
			<li>Eseguire la macchina pompa peristaltica a 21 giri (3,25 mL/min) e lasciar riposare per alcuni secondi in soluzione di acetone prima di distribuirlo la soluzione di gelatina.</li>
			<li>Estrarre le fibre di gelatina dalla soluzione di acetone e immergerli nel 2,5% (p/v) di diclorometano/policaprolattone (PCL/DCM) con 01:20 (w/w).</li>
			<li>Lasciate che la gelatina fibre nella soluzione di PCL/DCM asciutta durante la notte, sotto il cofano a temperatura ambiente.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Formazione del tubo Nota: Un disegno schematico del metodo è illustrato nella Figura 1B.<ol>
<li>Utilizzare un catetere venoso periferico di 24 x 3/4 di pollice (0,7 mm x 19 mm) come stampo tubo.</li>
			<li>Inserire il catetere nella soluzione di gelatina e tenerlo lì per 3 s.</li>
			<li>Inserire il catetere nella soluzione di acetone e tenere premuto per 1 min.</li>
			<li>Caricare nuovamente il catetere nella soluzione di gelatina e tenerlo lì per 3 s.</li>
			<li>Ripetere questa procedura alternativa 20x.</li>
			<li>Estrarre il catetere dalla soluzione di acetone e lasciare il tubo sagomato asciugare a temperatura ambiente per 5 min.</li>
			<li>Estrarre delicatamente il tubo di gelatina dal catetere utilizzando una pinza emostatica e trasferire con cautela il tubo di gelatina in un bicchiere pipetta Pasteur con l'immersione del 2,5% (p/v) della soluzione PCL/DCM.</li>
			<li>Lasciate che la pipetta di Pasteur contenente che il tubo di gelatina e la soluzione PCL/DCM asciutto durante la notte, sotto il cofano a temperatura ambiente.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. morfologia del tubo gelatina
<ol><li>Montare il pezzo di tubo di gelatina secche su un albero mozzo del carbonio.</li>
	<li>Mettere il campione nella macchina spalmatrice Polverizzi dello ione (Vedi Tabella materiali) e rivestire il campione con l'oro per 60 s; poi, osservare la sua morfologia di microscopia elettronica a scansione (Vedi Tabella materiali).</li>
</ol>3. cultura di cellule staminali Adipose umane
<ol><li>Inserire i tessuti grassi (ottenuti dal tessuto adiposo orale di clinica chirurgica) in una capsula di Petri contenente 10 mL di soluzione di trasferimento costituita da 0.1 M tampone fosfato salino (PBS), 1% di penicillina/streptomicina e 0,1% di glucosio.</li>
	<li>Tagliare i tessuti in piccoli pezzi (meno di 1 mm2) con un bisturi.</li>
	<li>Trasferire i tessuti in un tubo di plastica da 15 mL e centrifugare a 500 g per 5 min.</li>
	<li>Rimuovere il supernatante e incubare il sedimento in un tubo di plastica contenente 10 mL di terreno dell'Aquila di Dulbecco modificato (DMEM, composto da 4 mM L-Glutammina, piruvato di sodio di 1 mM e 15 mg/L rosso fenolo) con collagenasi 0,1% a 37 ° C, in atmosfera umidificata contenente 95% aria e 5% CO2, per 1 giorni.</li>
	<li>Centrifugare la provetta in plastica a 500 x g per 5 min, scartare il surnatante con attenzione (non toccare il sedimento) e quindi, sospendere il sedimento delicatamente aggiungendo 10 mL di DMEM contenente 10% siero bovino fetale (FBS) e lasciar riposare per 1 giorno a 37 ° C , in atmosfera umidificata contenente 95% aria e 5% CO2.</li>
	<li>Centrifugare la provetta in plastica a 500 x g per 5 min e scartare il surnatante con cura; quindi, aggiungere 1 mL di mezzo di cellule staminali (consistendo del keratinocyte medium senza siero (K-SFM), 5% di FBS, N-acetil-L-cisteina, acido ascorbico-2-fosfato, streptomicina e amfotericina) di sospendere il sedimento, trasferirlo in un matraccio di cultura T25 contenente 4 mL di gambo medio delle cellule e lasciar riposare per 3 giorni a 37 ° C, in atmosfera umidificata contenente 95% aria e 5% CO2.</li>
	<li>Eliminare il supernatante, aggiungere 1 mL di acido di 0,25% tripsina-etilendiamminotetraacetico (EDTA) e incubare a 37 ° C, in atmosfera umidificata contenente aria 95% e 5% CO2 per 3,5 min, per staccare le cellule dal fondo del matraccio di cultura.</li>
	<li>Aggiungere 1 mL di FBS, sospendere la miscela e trasferirlo in una provetta da microcentrifuga.</li>
	<li>Centrifugare la sospensione a 500 x g per 3,5 min, sospendere il sedimento con 1 mL di mezzo di cellule staminali e trasferirlo nel matraccio di cultura contenente 5 mL di mezzo di cellule staminali; quindi, tenere a 37 ° C in atmosfera umidificata contenente 95% aria e 5% CO2.</li>
	<li>Mantenere la sottocultura modificando il mezzo di cellule staminali ogni 3 giorni.</li>
</ol>4. coltivazione delle cellule del tubo di gelatina
<ol><li>Sterilizzare il tubo di gelatina con luce UV per 2 h; quindi, immergerla in etanolo di 75% (v/v) e lavarlo 2x con il mezzo di cellule staminali per rimuovere il residuo dell'etanolo.</li>
	<li>
Raccogliere le cellule staminali adipose umane (hASCs) dal matraccio di cultura.
	<ol>
<li>Rimuovere il supporto dal pallone di cultura.</li>
		<li>Aggiungere 1 mL di tripsina-EDTA 0.25% e incubare a 37 ° C in atmosfera umidificata contenente 95% aria e 5% CO2 per 3,5 min, per staccare hASCs dal fondo del matraccio di cultura.</li>
		<li>Aggiungere 1 mL di FBS, sospendere la miscela e trasferirlo in una provetta da microcentrifuga.</li>
		<li>Centrifugare la provetta per microcentrifuga a 500 x g per 3,5 min; quindi, eliminare il supernatante attentamente e sospendere il sedimento con 1 mL di mezzo di cellule staminali.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare il tubo di gelatina in una piastra a 6 pozzetti contenente 3 mL di terreno di cellule staminali e seme 4 x 104 di hASCs al tubo; li Incubare per 2 settimane a 37 ° C, in atmosfera umidificata contenente 95% aria e 5% CO2.</li>
	<li>Cambiare il mezzo di cellule staminali ogni 3 giorni per fornire abbastanza nutrizione per la crescita cellulare.</li>
</ol>5. immunocitochimica
<ol><li>Rimuovere il supporto di cellule staminali e lavare bene con PBS.</li>
	<li>Fissare il tubo con le cellule con 0,1% di acido acetico glaciale per 30 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Lavare il ben 2 volte con PBS.</li>
	<li>Aggiungere un tensioattivo (0.05% NP-40) ed incubare per 10 minuti a temperatura ambiente.</li>
	<li>Lavare il ben 3 volte con PBS.</li>
	<li>Aggiungere il 2% di siero di capra normale e incubare a temperatura ambiente per 30 min.</li>
	<li>Decantare la soluzione, aggiungere anticorpo primario nestina (indicatore delle cellule progenitrici neurali) e incubare per una notte a 4 ° C.</li>
	<li>Lavare il ben 3 volte con PBS.</li>
	<li>Aggiungere anticorpo secondario asino anti-mouse-isotiocianato di fluoresceina (FITC) e mantenere il campione al buio per 2 h.</li>
	<li>Lavare il ben 3 volte con PBS.</li>
	<li>Aggiungere 1 mL di Hoechst 33342 per macchiare i nuclei ed incubare per 10 minuti a temperatura ambiente.</li>
	<li>Il pozzo di lavare delicatamente e osservarlo con un microscopio a fluorescenza.</li>
</ol>6. in Vivo Test di biocompatibilità
Nota: Ratti con un peso fra 201-225 g sono stati testati con successo utilizzando questo protocollo.
<ol><li>
Anestesia
	<ol>
<li>Indurre e mantenere l'anestesia; preferibilmente, anestetizzare un rat (ratto Sprague Dawley 8-settimana-vecchio, donna) tramite un'iniezione intramuscolare di tiletamina e zolazepam (25 mg / kg + 25mg / kg, rispettivamente) e xilazina (5 mg/kg). Eseguire una prova di stimolo di dolore premendo le dita del ratto per confermare l'amputate.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sterilizzazione del sito chirurgico
	<ol>
<li>La barba e pulire la pelle della zona trapezio di ratto (sopra la parte posteriore del collo) e pulirlo con lozione povidone-iodio per preparare la condizione asettica della pelle (100 mg/mL).</li>
		<li>Coprire il topo con teli chirurgici sterili per ridurre il trasferimento batterico e successiva contaminazione del sito chirurgico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Impianto del tubo gelatina
	<ol>
<li>Tagliare delicatamente la pelle dell'area trapezio di ratto con una forbice chirurgica.</li>
		<li>Creare una ferita di 2 cm e inserire il tubo di gelatina direttamente sullo strato tra la fascia e il muscolo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Chirurgia delle
	<ol>
<li>Chiudere la ferita con sutura in nylon e pulirlo con soluzione povidone-iodio (100 mg/mL).</li>
		<li>Indurre il ratto tramite un'iniezione intramuscolare di ketoprofene (2,5 mg/kg) e cefazolina (15 mg/kg).</li>
		<li>Mantenere il ratto in condizioni asettiche per 7 giorni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Eutanasia
	<ol>
<li>Ratto è eutanasia tramite CO2 asfissia conformemente agli orientamenti AVMA per eutanasia. Confermare la morte del ratto di pizzico di punta e coda, seguito da petto toccante per garantire il battito cardiaco.</li>
		<li>Tagliare il ratto delicatamente con un bisturi, rimuovere il tessuto impiantato e scattare foto per l'osservazione.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Abbiamo presentato lo sviluppo di biomateriali a base di gelatina utilizzando un semplice wet spinning tecnica può essere applicata nello studio dei polimeri naturali per la rigenerazione tissutale. Questo lavoro ha dimostrato la possibilità di fabbricazione di gelatina come fonte proteica grande senza l'aggiunta di altre fonti, con l'obiettivo di ottimizzare le proprietà della gelatina stessa. Lo sviluppo di biomateriali a base di gelatina è stato interamente effettuato a temperatura ambiente (22-26 ° C). Una preparazio...

L'ultimo sviluppo nella rigenerazione del tessuto comporta l'applicazione dell'ingegneria tissutale, che rappresenta una sfida per il miglioramento di nuove strategie terapeutiche nei trattamenti medici. Ad esempio, il limitato potenziale di rigenerazione del sistema nervoso, seguenti lesioni o malattia, pone un problema significativo per la salute in tutto il mondo. A causa della complessità dei processi fisiopatologici associati con il sistema nervoso, l'uso di autoinnesto tradizionale o l'esecuzione di chirurgia di stabilizzazione ha dimostrato di offrire benefici in esiti funzionali, ma non ci è prova forte per gli effetti della fissazione spinale Chirurgia1,2. Il tessuto presso l'area danneggiata è perso e sostituito con hypertrophically indotto astrociti3, alla fine formano un denso cicatrice gliale4,5. Questa matrice agisce come una barriera che blocchi il recupero del nervo funzione6,7 ed è, quindi, ostacola notevolmente rigenerazione. Pertanto, si prevede un materiale di divario di riempimento adatto per prevenire la perdita di tessuto e ridurre la formazione di cicatrice-collegato del tessuto connettivo, mantenendo l'integrità della zona danneggiata, nonché offrendo la sostituzione diretta delle cellule neurali e circuiti per promuovere la rigenerazione dell'assone.
Biomateriali polimerici sono state preferite come scaffold per la terapia di rigenerazione del tessuto, sulla base del regolamento della cella o dell'assone comportamento e tessuto progressione attraverso il sostegno naturale della matrice extracellulare (ECM). Il formato della fibra è comunemente considerato come un blocco di costruzione per vari materiali, a causa della sua struttura unidimensionale8. Le fibre si ottengono generalmente dei melt estrusione o wet spinning metodo; Tuttavia, le grandi dimensioni e il costo dell'apparecchiatura e la difficoltà di eseguire questi metodi sono impegnativi. Inoltre, la maggior parte del lavoro relazionato a fibre di polimeri è stata concentrata su materiali sintetici o compositi. Polimeri naturali come fonte di biomateriale offrono migliori proprietà di biocompatibilità per il corpo umano. Tuttavia, per ottenere l'allineamento delle fibre di polimeri naturali è relativamente più difficile che di polimero sintetico fonti9. Quindi, la conversione di un polimero naturale come una ricca fonte di proteine in fibre di biomateriale è una strategia importante — non solo possono essere direttamente le fibre di biomateriale isolato dalla materia, evitando così una trasformazione inutile ai monomeri, ma la fibre di proteine hanno anche un bell'aspetto e caratteristiche favorevoli10.
A questo proposito, descriviamo un metodo di trattamento economico per la produzione di fibre di polimeri naturali attraverso il concetto di base della filatura bagnata, che può essere implementata su scala di laboratorio per l'ingegneria tissutale. Filatura bagnata avviene mediante estrusione e la coagulazione di una soluzione di polimero in un nonsolvent di polimero adatto. Una soluzione appropriata, viscosa drogata nel mezzo di coagulazione provoca le molecole di polimero a dissolversi. Attraverso la transizione di fase, i filamenti quindi perdono la loro solubilità e sono precipitati sotto forma di un polimero solido fase11. Riferendosi a questo concetto, abbiamo quindi ampliato lo sviluppo della gelatina in forma tubo tramite un processo di stampaggio, che è considerato adeguato per l'applicazione di rigenerazione del tessuto. Inoltre, intrinsecamente, possiamo anche sviluppare qualsiasi forma di materiale dalle fibre di gelatina (ad es., condotto di gelatina arrotolato da parecchie fibre di gelatina), per altre applicazioni desiderate.
Gelatina, un polimero naturale biodegradabile, è formata da collagene denaturato ed idrolizzato, compreso qualsiasi stato semicristalline, amorfo o Tripla elicoidale di collagene12. È ben noto che il collagene è la proteina strutturale essenziale in tutti i tessuti connettivi di vertebrati e invertebrati13,14, che è simile alla struttura di proteina della ECM principale che induce la crescita del nervo e, contemporaneamente, sostituisce una grande quantità di glicosaminoglicani secernuta durante lesioni del midollo spinale. Pertanto, l'utilizzo della gelatina come fonte sarebbe un'ottima scelta per qualsiasi veicolo di intervento medico. Oltre ad essere una fonte economica, la gelatina è anche biodegradabile e citocompatibili e clinicamente dimostrato di essere un temporaneo difetto filler15. Sviluppato in una forma di tubo,, test in vitro e in vivo, descritti qui dimostrano che la gelatina ha un'eccellente biocompatibilità e idoneità per future applicazioni di tessuto. Coltivate con cellule staminali adipose umane, tubi di gelatina migliorano differenziamento in cellule progenitrici neurali utilizzando la macchiatura positiva nestina come un indicatore delle cellule neurali. Inoltre, la gelatina come materiale di riempimento gap, come prodotto dal metodo stabilito in questo studio, è previsto di essere gestibile e sicuro e di grande beneficio ingegneri di tessuto che stanno attualmente sviluppando correlativi polimeri naturali per la valorizzazione del tessuto strategie di rivitalizzazione.

<table><tbody><tr><td>Preparazione della soluzione:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gelatina di tipo B (suina)</td><td>Ferak</td><td>Art. -Nr. 10733</td><td>flaconcino da 500 g</td></tr><tr><td>Processo di filatura a umido:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompa peristaltica</td><td>Gilson</td><td>Modello M312</td><td>Minipuls*3</td></tr><tr><td>Connettore per tubo in plastica</td><td>World Precision Instruments</td><td>14011</td><td>1 scatola</td></tr><tr><td>Siringa</td><td>Sterican</td><td>5A06258541</td><td>26Gx1/2"(0,45 x 12mm)</td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Ferak</td><td>Art. -Nr. 00010</td><td>Flaconcino da 2,5 L</td></tr><tr><td>Policaprolattone CAPA 6500</td><td>Perstorp</td><td>24980-41-4-Diclorometano</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Scharlau</td><td>CL03421000</td><td>Flaconcino da 1 L</td></tr><tr><td>Pipetta in vetro Pasteur</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A-Emostatico</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Shinetec instruments</td><td>ST-B021-Catetere</td><td></td></tr> <tr><td>venoso periferico (Introcan Certo)</td><td>B. Braun</td><td>1B03258241</td><td>24Gx3/4"(0,7 x 19 mm)</td></tr><tr><td><forte>Morfologia del tubo di gelatina:</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Macchina per rivestimento per sputtering ionico&nbsp;</td><td>Hitachi</td><td>e1010-Microscopia</td><td></td></tr> <tr><td>elettronica a scansione</td><td>Hitachi</td><td>S-3000N</td><td>-</td></tr><tr><td>Coltivazione di cellule sulla provetta di gelatina:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Gibco</td><td>488625</td><td>Fiala da 100 mL</td></tr><tr><td>Siero fetale bovino</td><td>Gibco</td><td></td><td>923119 Fiala da 500 mL</td></tr><tr><td>Terreno di Eagle's modificato di Dulbecco&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>31600-034</td><td>Polvere</td></tr><tr><td>Cheratinocita-SFM medium</td><td>Gibco</td><td>10744-019</td><td>Fiala da 500 mL</td></tr><tr><td>Pallone di coltura T25</td><td>TPP</td><td>90025</td><td>Tipo VENT</td></tr><tr><td>Piastra a 6 pozzetti</td><td>Falcon</td><td>1209938</td><td>-</td></tr><tr><td>Immunocitochimica:</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con fosfato</td><td>Gibco</td><td>654471</td><td>Flaconcino da 500 mL</td></tr><tr><td>Acido acetico glaciale</td><td>Ferak</td><td>Art. -Nr. 00697</td><td>Flaconcino da 500 mL</td></tr><tr><td>Tensioattivo NP-40 (soluzione di Tergitol)</td><td>Sigma</td><td>056K0151</td><td>Flaconcino da 500 ml</td></tr><tr><td>Siero di capra normale</td><td>Vector Laboratories</td><td>S-1000-20</td><td>Fiala da 20 mL, concentrato</td></tr><tr><td>Nestina (anticorpo primario)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>SC-23927-Donkey</td><td></td></tr> <tr><td>anti-mouse-fluoresceina isotiocianato ( anticorpo secondario)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>SC-2099-Hoechst</td><td></td></tr> <tr><td>33342</td><td>Anaspec</td><td>AS-83218</td><td>fiala da 5 ml</td></tr><tr><td>In vivo test di biocompatibilità:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tiletamine+zolazepam&nbsp;</td><td>Virbac</td><td>BC91</td><td>flaconcino da 5 ml</td></tr><tr><td>Xilazina</td><td>Bayer corea</td><td>KR03227</td><td>flaconcino da 10 ml</td></tr><tr><td>Ketoprofene</td><td>Astar</td><td>1406232</td><td>flaconcino da 2 ml Soluzione</td></tr><tr><td>di iodio Povidone</td><td>Everstar</td><td>HA161202</td><td>Barile da 4 litri</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Cina Chemical & Farmaceutico</td><td>18P909</td><td>Flaconcino da 1 g</td></tr><tr><td>Lama per bisturi</td><td>Shinetec instruments</td><td>ST-B021-Forbice</td><td></td></tr> <tr><td>chirurgica</td><td>Shinetec instruments</td><td>ST-B021</td><td>-</td></tr></tbody></table>

processo di stampaggio basati su bagnato-filatura di gelatina per la rigenerazione tissutale

Wet-spinning-based Molding Process of Gelatin for Tissue Regeneration

Questo articolo presenta un metodo economico per fabbricare gelatina, come un polimero naturale, in fibre monofilamento o altre forme appropriate. Attraverso sul bagnato metodo di filatura, fibre di gelatina sono prodotte per estrusione liscia in un mezzo adatto coagulazione. Per aumentare la superficie funzionale di queste fibre di gelatina e la loro capacità di imitare le caratteristiche dei tessuti, la gelatina può essere modellato in una forma di tubo facendo riferimento a questo concetto. Esaminato dai test in vitro e in vivo, i tubi di gelatina dimostrano un grande potenziale per l'applicazione nell'ingegneria tissutale. Agendo come un materiale di riempimento adatto gap, gelatina tubi possono essere utilizzati per sostituire il tessuto nella zona danneggiata (ad esempio, nel sistema nervoso o cardiovascolare), nonché per promuovere la rigenerazione fornendo una sostituzione diretta delle cellule staminali e circuiti neurali. Questo protocollo fornisce una procedura dettagliata per la creazione di un biomateriale basato su un polimero naturale, e la sua attuazione è previsto per lo sviluppo del correlativi polimeri naturali, che aiutano a realizzare strategie di rivitalizzazione del tessuto di grande beneficio.

In questo studio, abbiamo sviluppato con successo la gelatina in fibre (Figura 2A) e tubi (Figura 2B, C) attraverso il concetto di filatura bagnata user-friendly. Questi materiali a base di gelatina possono essere utilizzati come qualsiasi strumento medico, a seconda delle loro forme. Considerando che la superficie funzionale e telaio di tali materiali sono più adatti per la rigenerazione tissuta...

Abbiamo sviluppato e descrivere un protocollo basato sul concetto di filatura bagnata, per la realizzazione di biomateriali basati su gelatina utilizzata per l'applicazione dell'ingegneria tissutale.

Processo di stampaggio basati su bagnato-filatura di gelatina per la rigenerazione tissutale

This article presents an inexpensive method to fabricate gelatin, as a natural polymer, into monofilament fibers or other appropriate forms. Through the ...

Questo protocollo migliora un concetto di base di filatura a umido per sviluppare un materiale da una singola striscia di fibra in varie strisce che possono essere utilizzate per qualsiasi applicazione medica preferita. Questa tecnica è semplice, economica e non richiede l'aggiunta di polimeri sintetici per la personalizzazione dei polimeri naturali in una risorsa proteica per materiali di interesse. Questa tecnica può essere estesa allo sviluppo di biomateriali per uccidere la terapia del freddo come il trattamento del sistema nervoso centrale o periferico, la sostituzione dei vasi sanguigni o la ricostruzione diretta delle vie urinarie.Questo metodo è destinato all'applicazione medica, inclusa una strategia per la nevralizzazione dei tessuti o la medicina rigenerativa. Questa tecnica può essere facilmente implementata dai principianti. Si noti che, dopo diverse ripetizioni di stampaggio, la qualità della soluzione deve sempre essere controllata per mantenere una formazione ottimale.Per formare il tubo rotante bagnato, immergere prima un catetere venoso periferico da 24 gauge per tre quarti di pollice in una soluzione di gelatina preparata al momento per tre secondi, seguita da immersione in soluzione di acetone preparata al momento per un minuto. Ripetere questi passaggi 20 volte. Dopo l'ultima immersione in acetone, lasciare asciugare il tubo stampato per cinque minuti a temperatura ambiente e utilizzare un emostato per trasferire con cura il tubo di gelatina dal catetere in una pipetta Pasteur in vetro con soluzione di clorometano policaprolattone al 2,5% per un'incubazione notturna sotto il cofano a temperatura ambiente.La mattina seguente, sterilizzare la gelatina per due ore sotto la luce ultravioletta prima di immergere brevemente il tubo nel 75% di etanolo. Quindi lavare il tubo due volte con il mezzo delle cellule staminali per rimuovere l'etanolo residuo. Per coltivare il tubo di gelatina con la coltura cellulare, sostituire l'estremità supinata delle cellule staminali adipose umane da un pallone da coltura con un millilitro dello 0,25% di tripside-EDTA per un'incubazione di 3,5 minuti a 37 gradi Celsius e 5% di anidride carbonica.Quando le cellule si sono staccate, arrestare la reazione con un millilitro di siero bovino fetale e trasferire la sospensione cellulare in un tubo di microcentrifugo. Raccogliere le cellule mediante centrifugazione e rimosogliere il pellet in un millilitro di mezzo di cellule staminali. Quindi posizionare il tubo di gelatina in un pozzo di una piastra di sei po 'contenente tre millilitri di mezzo di cellule staminali.Dopo aver contato le cellule, seminare quattro volte 10 al quarto delle cellule staminali adipose umane nel tubo per un'incubazione di due settimane nell'incubatore di coltura cellulare. Dopo aver confermato il livello appropriato di sedazione per mancanza di risposta al dito del dito in un topo Sprague Dawley femmina di otto settimane, radere i capelli dalla zona del trapezio e sterilizzare la pelle esposta con soluzione di povidone-iodio. Coprire il topo con tende chirurgiche sterili per ridurre la contaminazione batterica del sito chirurgico e utilizzare forbici chirurgiche per fare un'incisione cutanea superficiale lunga due centimetri.Posizionare il tubo di gelatina direttamente nello strato tra la fascia e il muscolo e utilizzare una sutura di nylon per chiudere la ferita. Quindi sterilizzare l'incisione con soluzione di povidone-iodio. Indurre il ratto attraverso un'iniezione intramuscolare di chetoprofene e cefalolina e mantenere l'animale in condizioni asettiche per sette giorni.Questo concetto di filatura bagnata di facile utilizzo può essere utilizzato per sviluppare gelatina in fibre e tubi. Le osservazioni morfologiche del tubo di gelatina mediante microscopia elettronica a scansione rivelano una superficie non molto liscia con un diametro interno superiore a 200 micrometri e uno spessore di circa 20 micrometri. La colorazione di un tubo di gelatina di coltura di cellule staminali adipose umane per l'espressione marcatore di cellule neurali dimostra una colorazione positiva per il marcatore insieme a più nuclei rilevati che suggeriscono che le cellule possono penetrare e aderire al tubo di gelatina e differenziarsi in cellule progenitrici neurali.L'impianto del tubo di gelatina nello strato di fascia conferma la sua sicurezza e biocompatibilità, poiché non si osserva alcuna indicazione di arrossamento, gonfiore o altri sintomi infiammatori all'interno del tessuto locale e il tubo è circondato da tessuto connettivo ben sviluppato. Durante il tentativo di questa procedura di due punti uno, garantire l'immersione dello stampo nel tempo di rivestimento specifico in ogni soluzione è molto importante per costruire una forma precisa del tubo. Seguendo questa procedura, i nostri esperimenti utilizzano il modello animale della malattia umana può essere eseguito per indagare con precisione l'esito dei biomateriali per la strategia di rigenerazione dei tessuti.Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ha spianato la strada ai ricercatori nello sviluppo di semplici polimeri naturali correlativi in qualsiasi tipo di materiale per un'applicazione medica decisa. In condizioni di uso normale, la soluzione di policlorometano policaprolattone è considerata un pericolo ambientale minimo, ma non dimenticare di eseguire alcun passo con questa sostanza chimica in un armadio di biosicurezza appropriato.

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Ponteggi elettrofilate possono essere trattati post-produzione per applicazioni di ingegneria tissutale. Qui si descrivono i metodi per la filatura ponteggi complessi (da spinning consecutivi), per rendere più spessi (da ponteggi multi-layering che utilizza il calore o vapore ricottura), per ottenere la sterilità (produzione asettica o di post produzione la sterilizzazione) e per il raggiungimento di adeguate proprietà biomeccaniche.

Elaborazione Postproduzione di fibre elettrofilate per l&#39;ingegneria tissutale

Un bioprinter stato usato per creare idrogel patterned basato su uno stampo sacrificale. Lo stampo poloxamer stata riempita con un secondo idrogel e quindi eluita, lasciare vuoti che sono stati riempiti con una terza idrogel. Questo metodo utilizza eluizione veloce e buona stampabilità di polossalene di generare architetture complesse di biopolimeri.

La stampa termosensibile Stampi inversa per la Creazione di Patterned idrogeli a due componenti per coltura cellulare 3D

Riportiamo una tecnica per la realizzazione di micropockets all'interno membrane elettrofilate in cui studiare il comportamento delle cellule. In particolare, si descrive una combinazione di microstereolithography e elettrofilatura per la produzione di PLGA (Poly (lattide-co-glicolico)) dispositivi biomateriale corneali dotati microfeatures.

Combinazione di Microstereolithography e Electrospinning per la Produzione di Membrane Equipaggiato con nicchie per la rigenerazione della cornea

In questo lavoro, presentiamo una tecnica per la rapida fabbricazione di tessuti vascolari viventi mediante coltura diretta di collagene, cellule muscolari lisce e cellule endoteliali. Inoltre, viene descritto un nuovo protocollo per la caratterizzazione meccanica di tessuti vascolari ingegnerizzati.

Ingegneria 3D Cellularized collagene Gel per Vascolare Rigenerazione Tissutale

Protocolli sono descritti per la realizzazione di idrogeli degradabile Hydrogel basati su idrazone cross-linking di oligomeri polimerici sulla scala di massa, microscala e su scala nanometrica, quest'ultimo per preparazione di nanoparticelle di gel e di nanofibre.

Fabbricando degradabile Hydrogel idrogeli su scale di lunghezza Multiple tramite estrusione reattiva, microfluidica, auto-assemblaggio ed elettrofilatura

Questo protocollo descrive la fabbricazione di microcryogels elastico 3D macroporosa integrando microfabbricazione con tecnologia cryogelation. Durante il caricamento con cellule, microtissues 3D vengono generati, che possono essere facilmente iniettate in vivo per facilitare la terapia rigenerativa o assemblati in matrici per in vitro screening di farmaci di alto-rendimento.

Microtissues 3D per la terapia rigenerativa iniettabile e droga di High-throughput Screening

Un protocollo per la filatura di microfluidica e caratterizzazione di microstruttura di monofilamento rigenerata seta fibroin è presentato.

A secco microfluidic-spinning e caratterizzazione delle fibre rigenerate seta Fibroin

Presentato qui è un metodo per la biostampa 3D di gelatina methacryloyl.

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Gel fluidi di agarosio formati dalla lavorazione a taglio durante la gelificazione per la bioprinting 3D sospesa

Questo articolo descrive i protocolli per la fabbricazione di microgel di gelatina metacriloile ad alta produttività utilizzando dispositivi microfluidici, la conversione di microgel in polvere risostenibile (micro-aerogel), l'assemblaggio chimico di microgel per formare scaffold di idrogel granulare e lo sviluppo di bioink granulari di idrogel con microporosità conservata per il bioprinting 3D.

Scaffold di idrogel granulare di gelatina metacrilico: fabbricazione di microgel ad alta produttività, liofilizzazione, assemblaggio chimico e bioprinting 3D

Questo studio introduce un nuovo bagno di sospensione sub-microgel di κ-carragenina, che mostra notevoli proprietà di transizione reversibile di inceppamento-sbloccaggio. Questi attributi contribuiscono alla costruzione di tessuti e organi biomimetici nel bioprinting 3D incorporato. La stampa di successo di tessuti simili al cuore/all'esofago con alta risoluzione e crescita cellulare dimostra applicazioni di bioprinting e ingegneria tissutale di alta qualità.

Bioprinting incorporato di strutture simili a tessuti utilizzando il terreno sub-microgel di κ-carragenina

Scopri la tecnica di stampaggio wet-spinning per biomateriali a base di gelatina nell'ingegneria tissutale. Questo metodo semplice e accessibile supporta la medicina rigenerativa senza polimeri sintetici.

Processo di stampaggio basati su bagnato-filatura di gelatina per la rigenerazione tissutale

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