Name: Modello preclinico di ischemia degli arti posteriori nei conigli diabetici (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-06-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Scopri come indurre l'ischemia periferica nei conigli diabetici e iperlipidemici per creare un modello preclinico avanzato. Questo metodo consente di testare nuove terapie per l'arteriopatia periferica con maggiore accuratezza.

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Gli autori riconoscono con gratitudine il finanziamento attraverso il dipartimento di difesa Congressionalmente diretto programma di ricerca (DOD CDMRP; W81XWH-16-1-0582) a ABB e RS. Gli autori riconoscono anche il finanziamento attraverso l'American Heart Association (17IRG33410888), il DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) e gli istituti nazionali di sanità (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) ad ABB.

Gli studi che coinvolgono gli animali sono stati condotti con l'approvazione dell'Università del Texas ad Austin e il centro scientifico Utheivita presso il Comitato istituzionale di cura e uso degli animali di Houston (IACUC), l'ufficio di revisione degli animali e dell'uso (ACURO) dell'esercito degli Stati Uniti Ricerca medica e Materiel comando ufficio di protezioni di ricerca, e in conformità con le linee guida NIH per la cura degli animali.
1. induzione del diabete e iperlipidemia
<ol><li>Transizione i conigli neozelandesi (4 – 6 mesi) da una tazza di erba medica standard a 0,1% di colesterolo Chow nel corso di quattro giorni. Per i giorni 1 – 5, utilizzare il Chow standard a rapporto di colesterolo Chow di 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, e 0:1, rispettivamente. Dopo due settimane sul 0,1% di colesterolo Chow, indurre i conigli ad avere il diabete usando l'iniezione di allossana come descritto nei seguenti passaggi</li>
	<li>Sedate i conigli con 35 – 75 mg/mL di chetamina e 1 – 2 mg/mL di acepromazina per iniezione sottocutanea e preparate un'iniezione endovenosa introducendo un catetere nella vena marginale sinistra con un catetere da 22 g.</li>
	<li>Raccogliere una goccia di sangue dai conigli attraverso il mozzo del catetere della vena dell'orecchio per la misurazione del livello basale di glucosio nel sangue (BGL). È possibile utilizzare qualsiasi glucometro standard. I livelli normali di glucosio per un coniglio sono tipicamente nell'intervallo di 80 a 150 mg/dL.</li>
	<li>Iniettare allossana a 100 mg/kg ricostituito in soluzione salina ad un volume di 8 ml attraverso il catetere auricolare lentamente per un periodo di 8 minuti utilizzando una pompa a siringa.</li>
	<li>Controllare il BGL ogni ora per le prossime 12 h utilizzando un glucometro standard per monitorare per l'ipoglicemia.<ol>
<li>Mettere il coniglio in un trattenitore.</li>
		<li>Anestetizzare l'orecchio con 2,5% lidocaina/2.5% crema di prilocaina.</li>
		<li>Prenda il sangue dalla vena dell'orecchio laterale utilizzando un ago da 27 G e misuri BGL utilizzando un misuratore standard.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Misurare il BGL due volte al giorno per i primi 7 giorni. Dare ai conigli un'iniezione di insulina se il BGL raggiunge o supera 350 mg/dL.</li>
	<li>Preparare una sfera in acciaio inossidabile di 3 mm per l'impianto come marcatore di dimensioni durante gli angiogrammi prima del giorno dell'intervento chirurgico.<ol>
<li>Tagliare un pezzo circolare di 10 mm di pellicola silastica da un foglio più grande utilizzando un pugno biopsia.</li>
		<li>Montare la sfera al centro del foglio utilizzando un sigillante in silicone trasparente.</li>
		<li>Coprire completamente la palla con il sigillante. Lasciar curare il sigillante per un minimo di 24 ore.</li>
		<li>Posizionare la palla in un sacchetto di polietilene a bassa densità da 2 pollici x 3 pollici aperto e posizionarlo in una sacca di sterilizzazione da sterilizzare con gas di ossido di etilene.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preparazione del coniglio per la chirurgia
<ol><li>Anestetizzare il coniglio con 20 – 40 mg/kg di chetamina e 2 mg/kg di midazolam tramite iniezione sottocutanea. Posizionare il coniglio sull'1,5% – 3% isoflurano (tipicamente 2%) durante la sedazione iniziale utilizzando una maschera. Somministrare un'iniezione di Alfaxalone per mantenere l'anestesia attraverso un'iniezione intramuscolare di 3 mg/kg.</li>
	<li>Una volta anestetizzato, rimuovere la maschera e inserire un tubo endotracheale ammanicato, nelle vie respiratorie e collegare ad un ventilatore. Continuare a somministrare isoflurano all'1,5% – 3%.</li>
	<li>Raccogli il sangue dall'arteria centrale da entrambe le orecchie per un pannello chimico di base.</li>
	<li>Posizionare un catetere per la vena dell'orecchio di 22 G nella vena laterale per la soluzione di Ringer lattato in tutta la procedura chirurgica. In alternativa, è possibile utilizzare una soluzione salina normale (0,9% cloruro di sodio).</li>
	<li>Utilizzando la vena laterale nell'orecchio opposto, posizionare un catetere nella vena e consegnare Alfaxalone a 6 mg/kg/h. aumentare gradualmente l'Alfaxalone a 8 mg/kg/h diminuendo l'isoflurano a 0,6% durante il periodo di preparazione.</li>
	<li>Per limitare il dolore e il rischio di infezione, somministrare buprenorfina (0,01 mg/kg) e enrofloxacina (5 mg/kg) utilizzando un'iniezione sottocutanea con un ago da 25 G.</li>
	<li>Tagliare i capelli sul collo, le cosce interne destra e sinistra, e indietro utilizzando Clippers (#40 lama). I capelli vengono rimossi dal retro per mantenere il contatto con il tampone di messa a terra.</li>
	<li>Posizionare un polsino della pressione sanguigna su ciascuno degli arti posteriori e misurare la pressione sanguigna iniziale. Posizionare il polsino appena sotto il ginocchio con la sonda appena sopra il Hock sulla superficie laterale.</li>
	<li>Posizionare il coniglio sul tavolo di chirurgia sulla schiena e strofinare e drappe i siti di chirurgia. Questo include il collo per l'accesso all'arteria carotide e la coscia destra interna per l'accesso all'arteria femorale. Eseguire lo scrub di sterilizzazione con scrub alternati al 2% di clorexidina e 70% di alcol etilico. Ripetere questo tre volte, quindi applicare uno spray finale con 2% soluzione di clorexidina.</li>
	<li>Posizionare una sfera in acciaio inossidabile di 3 mm che è stata sterilizzata all'interno di un sacchetto di polietilene a bassa densità sulla parte superiore della gamba destra (strofinato) vicino alla parte superiore della coscia per servire come riferimento di dimensione durante le misurazioni angiogramma. Posizionare un drappo sterile sulla gamba fino al momento dell'intervento chirurgico. Lasciare la palla all'interno del sacchetto di plastica sterile durante il primo angiogramma.</li>
</ol>3. l'angiografia
<ol><li>Esporre la giusta arteria carotide comune<ol>
<li>Fare un'incisione di 4 – 5 cm di lunghezza solo laterale alla trachea utilizzando un bisturi con una lama #15.</li>
		<li>Utilizzare la dissezione smussata per esporre l'arteria carotide e aprire l'incisione utilizzando piccoli retrattori Weitlaner. Isolare accuratamente l'arteria carotidea dalla vena giugulare e dal nervo vago. Tipicamente, una curva Metzenbaum forbici e un emostatico di zanzara curvo sono utilizzati per la dissezione smussata. Assicuratevi di ottenere la piena separazione dell'arteria carotide dal nervo e dalla vena giugulare per rendere le legature solo legare l'arteria.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare una legatura utilizzando una sutura di seta 4-0 alle estremità prossimali e distali dell'arteria esposta. Legare l'estremità distale della carotide con il nodo di un chirurgo seguito da quattro nodi quadrati. Sull'estremità prossimale, utilizzare un ligaloop per consentirgli di essere serrato o allentato secondo necessità. L'uso di un ligaloop posto all'estremità prossimale dell'arteria esposta può aiutare a fissare l'introduttore e il catetere.</li>
	<li>Somministrare 500 UI di eparina attraverso la IV. Utilizzare circa 0,5 mL di lidocaina 1% applicato lungo la carotide esposta per dilatare la nave. Un trattamento è di solito sufficiente, ma può essere ripetuto se necessario. Tagliare approssimativamente a metà strada attraverso l'arteria carotide utilizzando un bisturi o iris forbici, quindi posizionare lo strumento di inserimento filo 4-inch nell'arteria.</li>
	<li>Alimentare un filo guida da 0,014 pollici x 185 cm attraverso lo strumento di inserimento alla biforcazione aortica sulla cresta iliaca nell'aorta discendente. Rimuovere lo strumento di inserimento e inserire un catetere angiografico a codino 3F sul filo.</li>
	<li>Avanzare il catetere codino per essere 2 cm prossimale alla biforcazione aortica sulla cresta iliaca nell'aorta discendente.</li>
	<li>Posizionare la punta del catetere tra la settima vertebra lombare e la prima vertebrale sacrale. Testare la posizione del catetere iniettando manualmente un 2 – 4 mL di agente di contrasto.</li>
	<li>Somministrare un'iniezione intra-arteriosa di 100 μg di nitroglicerina attraverso il catetere per aumentare la vasodilatazione.</li>
	<li>Somministrare 0,8 mL di lidocaina 1% al coniglio attraverso il catetere per aiutare con vasodilatazione durante l'angiogramma. Fissare il tubo per l'iniettore al catetere e rimuovere eventuali bolle d'aria nella linea. Iniettare 8-9 mL di mezzo di contrasto utilizzando un iniettore angiografico automatizzato attraverso il catetere.</li>
	<li>Registrare le immagini seriali degli arti posteriori usando l'angiografia.<ol>
<li>Impostare l'iniettore di potenza per iniettare il contrasto a 3 mL/sec per un totale di 8-9 mL. Eseguire l'angiografia digitale a sottrazione a 6 fotogrammi al secondo.</li>
		<li>Selezionare le immagini seriali create e modificare una foto di ogni angiogramma utilizzando circa-40% impostazione per minimizzare l'aspetto dell'osso e catturare un quadro completo della perfusione vaso con contrasto. Un esempio angiogramma del flusso vascolare dopo la legazione/escissione dell'arteria femorale è mostrato in Figura 1.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. isolamento dell'arteria femorale
<ol><li>Fare un'incisione longitudinale nella pelle sopra l'arteria femorale destra utilizzando un bisturi (#15 lama). Assicurarsi che l'incisione si estenda inferiormente dal legamento inguinale che termina nella zona appena prossimale alla rotula (circa 6 cm).</li>
	<li>Utilizzare la dissezione smussata con le forbici curve Metzenbaum o un emostatico di zanzara curvo per esporre l'arteria femorale.</li>
	<li>Usare i retrattori Weitlaner per tenere aperta l'incisione.</li>
	<li>Aggiungere 0,5 mL di lidocaina 1% localmente per ridurre l'irritazione del nervo e promuovere la vasodilatazione.</li>
	<li>Continuare la dissezione smussata dei tessuti per liberare l'intera lunghezza dell'arteria femorale insieme a tutti i rami dell'arteria femorale, tra cui l'epigastrica inferiore, femorale profonda, circumflessione laterale, e le arterie epigastriche superficiali (Figura 2a) .</li>
	<li>Dissezionare ulteriormente lungo le arterie poplitee e safene così come l'arteria iliaca esterna (Figura 2a). Inumidire periodicamente l'area con soluzione salina per proteggere dal danno tissutale. Se la dissezione smussata viene eseguita lungo la scanalatura femorale (tra i muscoli) non c'è bisogno di tagliare il muscolo.</li>
	<li>Separare accuratamente l'arteria dalla vena e dal nervo come mostrato nella Figura 2B, C. Ligare le arterie indicate dal diagramma con 4,0 suture di seta mettendo due legami con abbastanza spazio tra di loro per tagliare l'arteria. Questi legami vengono eseguiti con un nodo del chirurgo seguito da quattro nodi quadrati.</li>
	<li>Tagliare tra i due legami sulle arterie ligate utilizzando le piccole forbici Metzenbaum. Accisa l'arteria femorale dalla sua origine prossimale come un ramo dell'arteria iliaca esterna al punto distalmente dove si biforcazione per formare le arterie safena e poplitea.</li>
</ol>5. Ripeti angiografia
<ol><li>Utilizzare 4-0 sutura di seta per attaccare il foglio silastico, con sfera in acciaio inossidabile di 3 mm alla parte superiore del muscolo quadricipite. Tirare la pelle sopra la palla dopo che è in posizione.</li>
	<li>Somministrare un'iniezione intra-arteriosa di 100 μg di nitroglicerina attraverso il catetere per aumentare la vasodilatazione.</li>
	<li>Se necessario, somministrare un altro 0,8 mL di lidocaina 1% al coniglio attraverso il catetere per assistere con vasodilatazione durante l'angiogramma.</li>
	<li>Iniettare 8-9 mL di mezzo di contrasto utilizzando un iniettore angiografico automatizzato.</li>
	<li>Eseguire l'angiografia come descritto nel passaggio 3,9.</li>
</ol>6. chiusura e recupero delle ferite
<ol><li>Rimuovere il catetere dall'arteria destra. Legare l'arteria utilizzando la sutura di seta 4-0 che è già in atto intorno all'arteria.</li>
	<li>Suture entrambe le ferite chiuse. Chiudere gli strati muscolari e subcuticolari utilizzando 4-0 polidiossanone o 3-0 poliglactina 910 su un ago conico (vedere tabella dei materiali) in un modello di sutura continua. Chiudere la pelle utilizzando 4-0 polidiossanone o 4-0 poliglactina 910 su un ago da taglio inverso (vedere tabella dei materiali) in un modello di sutura subcuticolare continua sepolta. Nota: se disponibile, polidiossanone è preferibile per entrambi.</li>
	<li>Somministrare iniezioni intradermiche di 0,25% di bupivacaina vicino alle incisioni utilizzando una siringa con un ago da 25 G. Inserire l'ago e iniettare 0,5 mL mentre l'ago viene tirato indietro. Dare una iniezione per lato della ferita per l'incisione sul collo (due iniezioni sul collo) e due iniezioni per lato della ferita per l'incisione sulla gamba (quattro iniezioni sulla gamba; sei iniezioni in totale). Il volume totale iniettato è di 3 mL (0,5 mL x 6 iniezioni).</li>
	<li>Somministrare iniezioni sottocutanee di 0,5 mg/kg di meloxicam e di buprenorfina a rilascio prolungato a 0,12 mg/kg.</li>
	<li>Monitorare il coniglio come si recupera dall'anestesia. Il coniglio inizierà automaticamente a deglutire come si sveglia dall'anestesia. Una volta che la risposta deglutizione si verifica, rimuovere il tubo endotracheale. Fornire un attento monitoraggio e supporto termico fino a quando il coniglio è in grado di mantenere la funzione cardiovascolare e la temperatura corporea. Riportare il coniglio nel suo recinto una volta che è in grado di ambulare.</li>
	<li>Impiegare verdure fresche e/o l'alimentazione della siringa di una dieta di cura critica insieme a iniezioni saline sottocutanee se il coniglio non tollera il Chow dopo l'intervento chirurgico. Cavolo, broccoli, cavolfiore, carote, o altro in verdure di stagione possono essere utilizzati. Shred le verdure e mescolare insieme per aiutare nel coniglio di ritorno a mangiare.</li>
</ol>7. monitoraggio delle
<ol><li>Anestetizzare i conigli ogni due settimane per acquisire la pressione sanguigna su entrambe le gambe come descritto nel passaggio 2,8. Raccogliere il sangue dall'arteria centrale dell'orecchio per l'uso nei saggi di chimica del sangue. In alternativa, prendere il sangue dalla vena safena o dalla vena cefalica. Prendere approssimativamente 2 mL ad ogni punto temporale. Utilizzare un pannello di chimica del sangue standard per l'analisi. Se necessario, aggiungere test per lipoproteina a bassa densità (LDL), lipoproteina ad alta densità (HDL), o emoglobina Hba1c (HbA1c).</li>
	<li>Prendere una piccola quantità di sangue per le misurazioni BGL.</li>
</ol>8. il trattamento
<ol><li>Preparare dieci siringhe con trattamento, Carrier e CROSSLINKER. Riempire ogni siringa appena prima dell'uso con 100 μL di liquame di solfato di calcio e poi 100 μL di alginato di sodio al 2% con fattori di crescita o altri trattamenti in modo che l'alginato sia più vicino alla punta della siringa.</li>
	<li>Somministrare una iniezione preparata nel muscolo prima di preparare il successivo. Questo riduce il tempo che l'alginato interagisce con il solfato di calcio nella siringa. Lo spazio le iniezioni uniformemente lungo entrambi i lati dell'arteria femorale sulla coscia. Per ottenere iniezioni uniformi, creare un foglio di silicone con fori per guidare l'iniezione, come descritto in altri studi19. Questo può essere facilmente preparato utilizzando un punzone per biopsia per creare fori in fogli di silicone disponibili in commercio.</li>
</ol>9. angiografia endpoint, eutanasia, fissazione della perfusione e raccolta dei tessuti
<ol><li>Alla data dell'endpoint, eseguire l'angiografia come descritto nel passaggio 3, ma utilizzare l'arteria carotide sinistra per l'accesso.</li>
	<li>Dopo angiografia, spostare l'animale al tavolo necroscopia ed eseguire la fissazione di perfusione per preservare i tessuti degli arti posteriori:<ol>
<li>Aumentare l'isoflurano al 3% – 4% ed eseguire un pizzico di punta per confermare che l'anestesia è sufficientemente profonda.</li>
		<li>Somministrare 1000-2000 UI di eparina per via endovenosa.</li>
		<li>Crea un'incisione lungo la linea mediana della gabbia toracica e attraversa la lunghezza del diaframma usando un bisturi con una lama #20.</li>
		<li>Con la gabbia toracica esposta, tagliare le costole appena a sinistra della linea mediana con frese a costine. USA i retrattori Weitlaner per esporre il cuore.</li>
		<li>Impostare la pompa con tubo di uscita con un diametro interno di 1/8 pollici e un ago 18G alla fine. Precaricare la linea con soluzione salina e avere almeno 600 mL di soluzione salina e formalina preparata in contenitori separati per la perfusione.</li>
		<li>Inserire l'ago da 18 G collegato alla pompa nel ventricolo sinistro tramite l'apice del cuore. Inserisci un altro ago da 18 G (non attaccato a nulla) nell'atrio destro e Consenti al sangue di fluire nel downdraft della tabella del necroscopia.</li>
		<li>Utilizzare una pompa di perfusione per controllare il flusso di circa 500 mL di soluzione salina nel cuore. Utilizzare un settaggio pompa per flusso 110 mL/min.</li>
		<li>Una volta che il fluido proveniente dal cuore è limpido, spostare il tubo dal serbatoio salino a uno riempito con una soluzione di formalina al 10%. Il contrattacco avverrà in tutti e quattro gli arti se la perfusione funziona correttamente. Pompare circa 500 mL di soluzione di formalina nel ventricolo sinistro.</li>
		<li>Spegnere la pompa e togliere gli aghi dal cuore.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rimuovere entrambi gli arti posteriori all'anca tagliando intorno all'articolazione dell'anca con un bisturi con #20 lama. Utilizzare una piccola fresa a costine per rimuovere gli arti. Utilizzare l'arto non ischemico come controllo.</li>
	<li>Conservare gli arti in formalina per 24 h a 4 ° c e poi immagazzinato in 70% etanolo a 4 ° c.</li>
	<li>Per l'analisi istologica, prendere biopsie multiple dagli arti. Abbiamo usato otto biopsie da 6 mm prese nelle regioni della coscia e del vitello in entrambi gli arti. Nota: mentre la misurazione della pressione sanguigna della caviglia e l'angiografia sono i metodi più comunemente utilizzati per misurare il recupero del flusso sanguigno, altri metodi possono essere utilizzati per tenere traccia del recupero degli animali, tra cui ultrasuoni Doppler, Imaging doppler laser, infrarossi termografia62, microsfera determinata perfusione63,64, tomografia computerizzata (CT) Imaging, e risonanza magnetica Imaging (MRI)65.</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Abbiamo presentato un modello preclinico per indurre l'ischemia degli arti posteriori nei conigli con diabete e iperlipidemia. In molti studi, c'è ambiguità alla tecnica utilizzata per creare l'ischemia degli arti posteriori nei conigli. Nei topi, la gravità e il recupero dall'ischemia degli arti posteriori dipendono fortemente dalla posizione della legatura e della tecnica utilizzata per indurre l'ischemia. Il significato della tecnica presentata in questo lavoro è che permette l'induzione costante di ischemia che non s...

La malattia arteriosa periferica (PAD) è un disturbo circolatorio comune in cui la progressione della formazione di placca aterosclerotica porta ad un restringimento dei vasi sanguigni negli arti del corpo. Il recente aumento dei fattori di rischio per l'aterosclerosi, compreso il diabete, l'obesità e l'inattività, ha portato ad aumentare la prevalenza della malattia vascolare1. Attualmente, si stima che il 12% – 20% della popolazione generale oltre 60 anni ha una malattia arteriosa periferica2. Una delle principali conseguenze della malattia arteriosa periferica è lo sviluppo dell'ischemia periferica, più comunemente trovata negli arti inferiori. Nei casi più gravi, i pazienti possono sviluppare ischemia critica degli arti, uno stato in cui c'è dolore costante a causa di una mancanza di flusso sanguigno. I pazienti con ischemia critica degli arti hanno una probabilità 50% di avere un arto amputato entro un anno dalla diagnosi. Inoltre, i pazienti con diabete hanno una maggiore incidenza di arteriopatia periferica e risultati più poveri dopo interventi per la rivascolarizzazione3,4. Le attuali terapie per l'ischemia periferica includono interventi percutanei come aterectomia e stenting o bypass chirurgico. Tuttavia, per molti pazienti questi trattamenti forniscono solo benefici a breve termine e molti non sono abbastanza sani per le principali procedure chirurgiche. In questo lavoro, descriviamo un modello animale preclinico per testare nuovi trattamenti mirati alla malattia vascolare periferica che incorpora la generazione di ischemia periferica nei conigli attraverso la legazione chirurgica nel contesto dello stato di malattia diabetica.
Il modello di ischemia degli arti posteriori nei conigli è stato utilizzato come modello fisiologico per la malattia vascolare ostruttiva e precursore preclinico di studi umani per oltre mezzo secolo5,6. I conigli sono spesso una specie preferita per gli studi sull'ischemia periferica a causa della muscolatura sviluppata del muscolo della caviglia e del vitello, in contrasto con i comuni modelli animali di grandi dimensioni che sono ungulati (animali con zoccoli). Diverse recensioni recenti hanno affrontato l'uso di questo modello e altri nella modellazione della malattia vascolare periferica in esseri umani7,8. Modelli simili che utilizzano l'ischemia degli arti posteriori nei conigli sono stati usati negli studi preclinici sui fattori di crescita9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, terapia genica21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44e cellule staminali45,46,47,48,49,50 ,51per la neovascolarizzazione terapeutica negli arti. Sfortunatamente, le sperimentazioni cliniche che hanno seguito questi studi animali di successo non hanno mostrato benefici significativi per i pazienti52.
Una spiegazione suggerita della ragione di questo fallimento traslazionale è che la condizione dell'ischemia periferica nei pazienti umani è quella che include la resistenza ai segnali angiogenici53,54,55, 56 a , 57 a , 58 a , 59. diversi studi hanno evidenziato difetti nelle vie di segnalazione angiogenica nel diabete e nell'iperglicemia. Il diabete e l'iperlipidemia portano ad una perdita di proteoglicani eparan solfato e un aumento degli enzimi che tagliano il solfato di eparan, presentando un potenziale meccanismo per la resistenza all'angiogenesi terapeutica/arteriogenesi con fattori di crescita60 , 61. Pertanto, una caratteristica fondamentale di un modello per l'ischemia periferica dovrebbe includere un aspetto della resistenza terapeutica in modo che le terapie possano essere valutate nel contesto dello stato di malattia presente nei pazienti umani.
In questo lavoro, descriviamo un modello di coniglio di ischemia periferica attraverso la legazione chirurgica delle arterie femorali. Un periodo di piombo con l'induzione del diabete e dell'iperlipidemia è incorporato nel modello. Abbiamo confrontato questo modello con un altro modello che incorpora una dieta grassa più alta senza diabete e ha scoperto che il modello con diabete e basso livello di iperlipidemia era più efficace nel ridurre la crescita dei vasi sanguigni. Il nostro modello combina i progressi che sono stati utilizzati da gruppi separati, con l'obiettivo di fornire un metodo pratico e standardizzato per ottenere risultati coerenti nella ricerca sulle malattie vascolari periferiche.

<table><tbody><tr><td>0,9% Cloruro di sodio</td><td>Henry Schein Medical</td><td>1537468 / 1531434</td><td>Sacca da 250 mL / 1000 mL di irrigazione btl</td></tr><tr><td>Siringa</td><td>VWR</td><td>da</td> 1 mL BD309628 <td></td></tr><tr><td>Siringa da 10 mL</td><td>VWR</td><td>BD309695</td><td></td></tr><tr><td>10% Formalina</td><td>Fisher-Scientific</td><td>23-245684</td><td></td></tr><tr><td>Ago da 18 G</td><td>VWR</td><td>89219-294</td><td></td></tr><tr><td>Ago da 20 G</td><td>VWR</td><td>89219-340</td><td></td></tr><tr><td>Ago 25G</td><td>VWR</td><td>89219-290</td><td></td></tr><tr><td>Ago 27G</td><td>VWR</td><td>89219-288</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 5 ml</td><td>VWR</td><td>BD309646</td><td></td></tr><tr><td>5% Destrosio</td><td>Patterson Veterinario</td><td>07-800-9689</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazina</td><td>Patterson Veterinario</td><td>VEDC207</td><td></td></tr><tr><td>Alfaxalone</td><td>Patterson Veterinario</td><td>07-891-6051</td><td></td></tr><tr><td>Alginato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PHR1471-1G</td><td></td></tr><tr><td>Alloxan monoidrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7413</td><td></td></tr><tr><td>Apparecchiature per angiografia</td><td>Toshiba</td><td>Infinix-i</td><td></td></tr><tr><td>Iniettore per angiografia</td><td>Medrad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse Ab Alexa 594</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A-11032</td><td>Anticorpo secondario per IHC</td></tr><tr><td>Anti-Rabbit Ab Alexa 488</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A-11008</td><td>Anticorpo secondario per IHC</td></tr><tr><td>a-SMA Anticorpo</td><td>Abcam</td><td>ab5694</td><td>Anticorpo primario per IHC</td></tr><tr><td>Baytril</td><td>Bayer Animal Health</td><td>724089904201</td><td>Enrofloxacina</td></tr><tr><td>Pannello ematochimico</td><td>IDEXX</td><td>2616</td><td>Rabbit Panel</td></tr><tr><td>Bracciale per la pressione sanguigna</td><td>WelchAllyn</td><td></td><td>Flexiport Bracciale BP monouso per neonati 7</td></tr><tr><td>Misuratore di pressione sanguigna</td><td>Tecnologia Vmed</td><td></td><td>Vmed Vet-Dop2</td></tr><tr><td>Bupivacaina</td><td>Henry Schein Medical</td><td>6023287</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Patterson Veterinario</td><td>42023017905</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina SR</td><td>ZooPharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solfato di calcio</td><td>CB Minerali</td><td></td><td>Scrub alla clorexidina USP e FCC per uso alimentare e farmaceutico</td></tr><tr><td></td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-888-4598</td><td></td></tr><tr><td>Cloroformio</td><td>Fisher-Scientific</td><td>C298-4</td><td></td></tr><tr><td>Colesterolo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8503</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>62248</td><td></td></tr><tr><td>Catetere venoso auricolare</td><td>Patterson Veterinary</td><td>SR-OX165</td><td>Surflo cateteri IV</td></tr><tr><td>Tubo endotracheale</td><td>Patterson Veterinary</td><td></td><td>Sheridan Marca, dipende dal glucometro delle dimensioni del coniglio</td></tr><tr><td></td><td>Amazon</td><td>B001A67WH2</td><td>Accu-Chek</td></tr><tr><td>Aviva Glucometro Strisce reattive</td><td>McKesson medico-788222 chirurgico</td><td></td><td>Accu-Chek Aviva Plus</td></tr><tr><td>Guidewire</td><td>Boston Scientific</td><td>39122-01</td><td></td></tr><tr><td>Tagliacapelli</td><td>Amazon</td><td>B000CQZI3Q</td><td>Oster #40</td></tr><tr><td>lama Pad riscaldante</td><td>Cincinnati Subzero</td><td>273</td><td></td></tr><tr><td>Pompa per pad riscaldante</td><td>Gaymar</td><td></td><td>Gaymar T / Pompa</td></tr><tr><td>emostatica</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td>Emostatico per zanzare curvo</td></tr><tr><td>Eparina</td><td>Patterson Strumento di inserimento veterinario</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Merit Medical Systems</td><td>MAP550</td> filo <td>metallico strumento di inserimento</td></tr><tr><td>Insulina</td><td>HPB Farmacia</td><td></td><td>Novalin R & Novalin N</td></tr><tr><td>Siringhe da Insulina</td><td>McKesson Introduttore 942674</td><td></td><td></td>Medico-Chirurgico</tr><tr><td></td><td>Cook Medical</td><td>G28954</td><td>3F Check Flo Performer Introduttore</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Henry Schein Medical</td><td>1100734</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Patterson Veterinario</td><td>856440301</td><td></td></tr><tr><td>Ringer Lattato</td><td>McKesson 186662</td><td></td> <td>Medico-Chirurgico</td></tr><tr><td>Lidocaina</td><td>McKesson Medico-Chirurgico</td><td>239936</td><td></td></tr><tr><td>Crema Lidocaina/Prilocaina</td><td>McKesson Medico-Chirurgico</td><td>761240</td><td></td></tr><tr><td>Ligaloop</td><td>V. Mueller</td><td>CH117 / CH116</td><td>Bianco Mini / Giallo Mini</td></tr><tr><td>Mazola Olio di Mais</td><td>Amazon</td><td>B0049IIVCI</td><td></td></tr><tr><td>Medrad Siringa</td><td>McKesson Medico-Chirurgico</td><td>346920</td><td>150 mL</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Patterson Suture</td> a sfera in metallo veterinario <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Ethicon-Johnson & Johnson</td><td>K891H</td><td>4-0 seta C-1 30 "</td></tr><tr><td>Forbici Metzenbaum</td><td>Strumenti di scienza fine</td><td>14019-13</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Henry Schein Medical</td><td>1215470</td> Nitroglicerina McKesson 927528 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>medico-chirurgico</td></tr><tr><td>Anticorpo</td><td>PECAM Novus Biologicals</td><td>NB600-562</td><td>Anticorpo primario per</td></tr><tr><td>pompa</td> <td>di perfusione IHC</td> Catetere a spirale Masterflex <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Merit Medical Systems</td><td>1310-21-0053</td> Sutura <td>a spirale 3F</td></tr><tr><td>Sutura in polidiossanone (PDS II)</td><td>McKesson Medical-Surgical</td><td>129271</td><td>cono 4-0 RB-1 (l'ago viene fornito sulla sutura)</td></tr><tr><td>Sutura in polidiossanone (PDS II)</td><td>McKesson Medical-Surgical</td><td>129031</td><td>4-0 taglio inverso FS-2</td></tr><tr><td>Sutura Polyglactin 910 (Vicryl)</td><td>Butler</td><td>7233-41</td><td>3-0 cono RB-1</td></tr><tr><td>Polyglactin 910 (Vicryl) sutura</td><td>McKesson</td><td>104373</td><td>4-0 taglio inverso FS-2</td></tr><tr><td>Rabbit Chow (Alfalfa)</td><td>LabDiet</td><td>5321</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit Resrain VWR</td><td></td><td>10718-000</td><td></td></tr><tr><td>Tagliacostole</td><td>V. Mueller</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Lama per bisturi</td><td>Fine Science Tools</td><td>10015-00</td> <td># 15 lama</td></tr><tr><td>Suture di seta</td><td>Ethicon-Johnson & Johnson</td><td>A183H</td><td>4-0 cravatte in seta 18"</td></tr> <tr><td>sfera in acciaio inossidabile</td><td>McMaster-Carr</td><td>1598K23</td> Teli chirurgici da <td>3 mm di diametro</td></tr><tr><td></td><td>Gepco</td><td>8204S</td><td></td></tr><tr><td>Pompa a siringa</td><td>DRE Veterinario</td><td></td><td>Versaflow VF-300</td></tr><tr><td>Visipaque mezzi di contrasto</td><td>McKesson Medico-Chirurgico</td><td>509055</td><td></td></tr><tr><td>Weitlaner Retractor</td><td>Fine Science Utensili</td><td>17012-13</td><td></td></tr></tbody></table>

modello preclinico di ischemia degli arti posteriori nei conigli diabetici

Preclinical Model of Hind Limb Ischemia in Diabetic Rabbits

La malattia vascolare periferica è un problema clinico diffuso che colpisce milioni di pazienti in tutto il mondo. Una delle principali conseguenze della malattia vascolare periferica è lo sviluppo di ischemia. Nei casi più gravi, i pazienti possono sviluppare ischemia critica degli arti in cui sperimentano dolore costante e un aumento del rischio di amputazione degli arti. Le attuali terapie per l'ischemia periferica includono la chirurgia di bypass o interventi percutanei come angioplastica con stenting o aterectomia per ripristinare il flusso sanguigno. Tuttavia, questi trattamenti spesso non riescono a progressione continua della malattia vascolare o ristenosi o sono controindicati a causa della scarsa salute generale del paziente. Un promettente approccio potenziale per il trattamento dell'ischemia periferica comporta l'induzione della neovascolarizzazione terapeutica per consentire al paziente di sviluppare vascolarizzazione collaterale. Questa rete appena formata allevia l'ischemia periferica ripristinando la perfusione all'area interessata. Il modello preclinico più frequentemente impiegato per l'ischemia periferica utilizza la creazione di ischemia degli arti posteriori nei conigli sani attraverso la legazione dell'arteria femorale. In passato, tuttavia, c'è stata una forte disconnessione tra il successo degli studi preclinici e il fallimento di sperimentazioni cliniche riguardanti trattamenti per l'ischemia periferica. Gli animali sani in genere hanno una solida rigenerazione vascolare in risposta a ischemia indotta chirurgicamente, in contrasto con la ridotta vascolarizzazione e rigenerazione in pazienti con ischemia periferica cronica. Qui, descriviamo un modello animale ottimizzato per l'ischemia periferica nei conigli che include iperlipidemia e diabete. Questo modello ha ridotto la formazione collaterale e il recupero della pressione sanguigna in confronto ad un modello con una dieta di colesterolo superiore. Così, il modello può fornire una migliore correlazione con i pazienti umani con angiogenesi compromessa dalle commorbilità comuni che accompagnano la malattia vascolare periferica.

Dopo l'induzione del diabete e l'inizio della dieta di colesterolo 0,1%, il colesterolo totale per i conigli con diabete e dieta di colesterolo è stato 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 conigli maschi) media dei punti di tempo complessivi e conigli. Il livello BGL per questi conigli è stato di 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 conigli maschi). Un corso di tempo per le sostanze chimiche del sangue e i rapporti di pressione sanguigna delle gambe in un coniglio tipico è mostrato nella Figura 3</stro...

Descriviamo una procedura chirurgica utilizzata per indurre l'ischemia periferica nei conigli con iperlipidemia e diabete. Questo intervento chirurgico agisce come un modello preclinico per le condizioni sperimentate nella malattia dell'arteria periferica nei pazienti. L'angiografia è anche descritta come un mezzo per misurare l'entità dell'ischemia introdotta e il recupero della perfusione.

Modello preclinico di ischemia degli arti posteriori nei conigli diabetici

Peripheral vascular disease is a widespread clinical problem that affects millions of patients worldwide. A major consequence of peripheral vascular ...

Un trattamento rigenerativo per le malattie arteriosa periferiche sarebbe estremamente vantaggioso e questo modello animale potrebbe essere in grado di testare meglio se i trattamenti sperimentali potrebbero funzionare in pazienti umani. La nostra procedura mira a presentare un modello migliore. Uno che replica più accuratamente la resistenza terapeutica riscontrata nei pazienti con diabete o iperlipidemia.Questo modello animale può essere utilizzato per testare nuove terapie per l'ischemia periferica e fornisce un modello pre-clinico che ha compromesso la neovascolarizzazione all'ischemia. Dopo aver confermato la mancanza di risposta al pizzico della zampa posteriore in un coniglio diabetico e iperlipidemico anestetizzato di quattro-sei mesi, usa un bisturi con una lama numero 15 per fare un'incisione lunga da quattro a cinque centimetri appena laterale sul lato destro della trachea e usa la dissezione smussata per esporre la giusta arteria carotide comune. Utilizzare piccoli retrattori Weitlaner per aprire l'incisione e isolare accuratamente l'arteria carotide dalla vena giugulare e dal nervo vago.Quando l'arteria carotide è stata completamente separata dal nervo e dalla vena giu

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La procedura chirurgica per l'induzione di ischemia degli arti posteriori unilaterale è dimostrato, con la conferma di ischemia da imaging laser Doppler perfusione.

Modello murino di ischemia degli arti posteriori

Abbiamo sviluppato una tecnica minimamente invasiva per creare un modello di lesione ischemica coniglio orecchio dividendo l'arteria centrale, nervi e il fascio neurovascolare cranica. Un tunnel sottocutaneo quindi taglia tutti i tessuti sottocutanei. Questa procedura provoca un'interruzione minima pelle e può essere tranquillamente utilizzato in animali diabetici.

Una tecnica semplificata per produrre un modello di lesione ischemica

Questo video descrive la tecnica per eseguire l'angiografia iniettando un agente di contrasto nell'aorta discendente per visualizzare la perfusione dei vasi sanguigni in un modello di coniglio. Questa tecnica aiuta a comprendere la perfusione nei vasi sanguigni con ostruzioni e dopo il trattamento durante il recupero.

Valutazione della perfusione dei vasi sanguigni tramite angiografia: una tecnica per introdurre un mezzo di contrasto nell'aorta discendente per visualizzare la perfusione dei vasi sanguigni nel modello di coniglio

In questo video, dimostriamo una procedura chirurgica per indurre l'ischemia periferica attraverso la legatura dell'arteria femorale in un coniglio. Questo metodo fornisce un modello sperimentale efficace per la ricerca sulle malattie vascolari periferiche.

Un modello sperimentale di ischemia periferica: una procedura per generare ischemia periferica tramite legatura dell'arteria femorale in un coniglio

L'induzione chirurgica dell'ischemia degli arti posteriori nel topo è utile per esaminare l'angiogenesi, tuttavia questa è compromessa in alcuni ceppi di topi consanguinei che mostrano una marcata necrosi tissutale indotta da ischemia. Vengono descritti metodi per indurre l'ischemia subacuta degli arti utilizzando costrittori ameroidi per aggirare questo problema attraverso l'induzione di un'occlusione arteriosa graduale.

Metodi di acuta e subacuta murino arti posteriori ischemia

Modelli animali di aterosclerosi sono essenziali per capire il meccanismo e per indagare più recenti approcci per prevenire lo sviluppo della placca o rottura, delle cause principali di morte nel mondo industrializzato. Questo protocollo utilizza una combinazione di lesioni palloncino e dieta ricca di colesterolo per indurre placche aterosclerotiche nell'arteria iliaca coniglio.

Il modello del coniglio di aterosclerosi accelerata: una prospettiva metodologica della ferita dell'aerostato dell'arteria iliaca

Il presente protocollo mira a creare sperimentalmente iperplasia intima venosa sottoponendo le vene alla pressione arteriosa per lo sviluppo di strategie per attenuare l'iperplasia intimave venosa a seguito di chirurgia di rivascolazione utilizzando innesti vena.

Un modello di interposizione venosa di coniglio che imita la chirurgia di rivascolarizzazione usando grafts di venina per valutare l'iperplasia intima sotto la pressione sanguigna arteriosa

Questo articolo dimostra un approccio chirurgico efficiente per stabilire l'ischemia acuta nei topi con una piccola incisione. Questo approccio può essere applicato dalla maggior parte dei gruppi di ricerca senza aggiornamenti di laboratorio.

Un modello chirurgico modificato di ischemia dell'arto posteriore in ApoE-/- Topi utilizzando un'incisione in miniatura

La registrazione continua della pressione arteriosa consente l'indagine degli impatti di vari parametri emodinamici. Questo rapporto dimostra l'applicazione del monitoraggio continuo della pressione arteriosa in un ampio modello animale di ictus ischemico per la determinazione della fisiopatologia dell'ictus, l'impatto di diversi fattori emodinamici e la valutazione di nuovi approcci terapeutici.

Monitoraggio in tempo reale e modulazione della pressione sanguigna in un modello di coniglio di ictus ischemico

Il presente studio dimostra un modello animale altamente riproducibile di ischemia miocardica regionale acuta e danno da riperfusione nei conigli utilizzando una mini-toracotomia sinistra per i casi di sopravvivenza o una sternotomia della linea mediana per i casi di non sopravvivenza.

Modello di danno da ischemia e riperfusione nei conigli

Scopri come indurre l'ischemia periferica nei conigli diabetici e iperlipidemici per creare un modello preclinico avanzato. Questo metodo consente di testare nuove terapie per l'arteriopatia periferica con maggiore accuratezza.

Modello preclinico di ischemia degli arti posteriori nei conigli diabetici

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