Name: La pneumonectomia sinistra combinato con Monocrotaline o Sugen come un modello di ipertensione polmonare in ratti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Scopri la pneumonectomia sinistra nei ratti per studiare l'ipertensione polmonare arteriosa. Questo modello riproduce le lesioni plessiformi umane e accelera lo sviluppo di terapie innovative.

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Questo manoscritto è stato sostenuto dal NIH concedere 7R01 HL083078-10 garantisce dall'American Heart Association AHA-17SDG33370112 e da istituti nazionali di salute NIH K01 HL135474 di Y.S. e da istituti nazionali di salute R01 HL133554 a L.H.

Le procedure descritte di seguito sono state approvate dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) della scuola di medicina Icahn sul Monte Sinai. Tutti i ratti hanno ricevuto assistenza umana in conformità con il Monte Sinai "Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio".
1. preparazione per la chirurgia
<ol><li>Autoclave Cooley-Mayo curvo: le forbici (grande), forbici Iris rette (piccole forbici), McPherson-Allerød Iris: le forbici (posteriore), Wangensteen tessuto forcipe (pinza atraumatica), pinze di Gerald, speculum filo normale (autoritenuta Retrattore), cauterizzatore piccolo vascello, garza, doppia sonda, vascolari sottili aghi e pinze emostatiche zanzara di Micro-Jacobson (zanzara).</li>
</ol>2. preparazione e intubazione dei ratti
<ol><li>Somministrare un'iniezione sottocutanea di buprenorfina analgesia (0,1 mg/kg) in ratti Sprague-Dawley maschi, di 6 – 8 settimane vecchio, 30 min prima della chirurgia.</li>
	<li>Posizionare il ratto singolarmente in una camera esposta a isoflurano 4% e ossigeno (1 L/min) per 3 – 4 minuti fino a quando il ratto è adeguatamente anestetizzato (cioè, inconscio, respirare lentamente e non risponde al tocco o suono).</li>
	<li>
Intubazione di ratti
	<ol>
<li>Rimuovere il ratto dalla camera e nastro il topo a una tavola così il ratto adagiata sul dorso, con la bocca al bordo del bordo. Utilizzare stringa per contenere il ratto dai due denti davanti in modo che il collo rimane piatto/dritto.</li>
		<li>Posizionare una sorgente luminosa di fibra ottica oca sopra il collo sopra la laringe, sollevare e tenere la lingua con le dita e spostare l'epiglottide fino a visualizzare le corde vocali. La trachea dovrebbe essere illuminata dietro le corde vocali; regolare la posizione della luce fino a quando la trachea è luminosa.</li>
		<li>Intubare i ratti con l'inserimento di un catetere di 16 G nella laringe entro 60 s di rimozione ratto dalla camera come si svegliano rapidamente. Se il ratto si sveglia prima intubazione riuscita, rimettere il ratto e ripetere.</li>
		<li>Collegare immediatamente il ratto al ventilatore per riprendere il recapito di isoflurano e ossigeno. Confermare l'intubazione usando uno specchio freddo per osservare la condensazione dell'umidità in respiro esalato dal catetere. Assicurarsi che l'animale è ancora respirazione dall'espansione del torace.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Collegare il ratto al ventilatore. Impostare l'ossigeno al flusso a 1 L/min. impostata la frequenza di ventilazione su 70 respiri/min con un volume corrente di 0,35-0,45 mL. Impostare la pressione positiva di fine espirazione (PEEP) per 2 – 4 cm H2O. Reduce isoflurano al 2 – 3%.</li>
	<li>Posto il ratto sotto il microscopio in decubito destro su un rilievo di riscaldamento a 37 ° C. Le zampe anteriori del nastro verso il basso. Radere il torace di sinistra dietro la gamba anteriore fino alla fine della gabbia toracica con i clippers. Pulire l'area chirurgica con garza e 10% soluzione di povidone-iodio, seguiti da etanolo al 70% (tre volte).</li>
	<li>Posizionare il pulsossimetro sul piede del ratto e monitorare la frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno durante l'intervento chirurgico. Frequenza cardiaca dovrebbe essere tra i 200 – 500 bpm e saturazione dell'ossigeno deve essere > 95%.</li>
</ol>3. preparazione dell'ambiente Sterile
<ol><li>Visualizzare l'area chirurgica al microscopio. Questo deve essere fatto prima perché il microscopio non può essere regolato una volta che l'ambiente è sterile.</li>
	<li>Indossare guanti sterili, chirurgici. Non toccate nulla oltre a strumenti sterilizzati, teli chirurgici e l'area chirurgica del corpo del ratto.</li>
	<li>Posizionare un telino sterile sul corpo del ratto e il ripiano di strumento per creare un ambiente sterile.</li>
	<li>Con guanti sterili, collocare strumenti sterili sul vassoio strumento sterile.</li>
</ol>4. procedura chirurgica pneumonectomia sinistra
<ol><li>Consente di tagliare un piccolo foro nel telo chirurgico Cooley-Mayo forbici e pinze di Gerald. Il foro deve essere circa 2 – 3 cm di diametro per visualizzare completamente l'incisione ma non troppo grande così che solo sterilizzato pelle è esposta.</li>
	<li>Fare un'incisione lungo laterale di 2 cm nel torace sinistro utilizzando una lama chirurgica. Utilizzare la penna elettrocauterizzazione e garza per gestire sanguinamento/mantenere l'emostasi. Utilizzare le forbici di Cooley-Mayo per tagliare ogni strato di tessuto fino a quando le costole e muscoli intercostali sono esposti.</li>
	<li>
Inserimento spazio intercostale
	<ol>
<li>Utilizzare la zanzara per fare un buco attraverso il muscolo del terzo spazio intercostale.</li>
		<li>Utilizzare la sonda doppia per spostare il polmone fuori del modo di visualizzare l'arteria polmonare. Lo sperimentatore può immettere un altro spazio intercostale se l'arteria polmonare non è accessibile.</li>
		<li>Forbici iris uso e McPherson-Allerød iris: le forbici (posteriore) per aprire i muscoli intercostali a circa 1 – 2 cm. è possibile utilizzare la penna elettrocauterizzazione per bloccare qualsiasi emorragia.</li>
		<li>Posizionare un piccolo, autoritenuta riavvolgitore per contenere le costole e muscoli aprire.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aprire solo la pleura di sinistra e spostare il polmone di sinistra in basso nell'addome per consentire l'accesso all'arteria polmonare e Bronco. Caricare un hemoclip medio nell'applicatore clip legatura.</li>
	<li>
Legatura del bronco principale di sinistra e dell'arteria polmonare sinistra
	<ol>
<li>Sollevare con cura la parte superiore del polmone sinistro con la pinza atraumatica Wangensteen per esporre l'arteria polmonare.</li>
		<li>Agganciare l'arteria polmonare chiudendo la clip e applicatore intorno all'arteria. Fare attenzione a non chiudere o rottura della vena azygos sinistra. Non stringere troppo energicamente in caso contrario, la nave può rompersi.</li>
		<li>Aprire l'incisione ulteriormente utilizzando la tonsilla per separare le fibre muscolari.</li>
		<li>Caricare un altro media hemoclip nell'applicatore clip legatura in modo che è pronto.</li>
		<li>Utilizzare la pinza atraumatica per sollevare la parte inferiore del polmone fuori l'incisione fino al bronco principale di sinistra e la vena polmonare di sinistra sono visualizzati. Atraumatica deve essere utilizzato tirare per spostare il polmone e fuori l'incisione. Poiché il polmone è troppo grande per essere tirato fuori in un unico movimento senza strappare il tessuto, il forcipe di problema sono necessario per tenere il polmone in posizione mentre la pinza atraumatica vengono utilizzati con attenzione per estrarre più del polmone.</li>
		<li>Legare insieme il bronco principale di sinistra e la vena polmonare principale sinistra chiudendo l'applicatore intorno a loro. Non stringete la vena ed il Bronco troppo energicamente altrimenti, la nave può rompersi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rimuovere il polmone con le forbici. Fare attenzione a non tagliare o strappare la clip. Utilizzare un piccolo pezzo di garza sterile per assorbire qualsiasi sangue e assicurarsi che non vi è alcun sanguinamento.</li>
	<li>
Chiusura delle costole e muscoli intercostali
	<ol>
<li>Prima di chiudere i muscoli intercostali, inserire un catetere 16g nella cavità toracica lontano l'incisione chirurgica e nel settimo spazio intercostale. Verificare che lo sperimentatore può visualizzare l'ago per non forare eventuali organi vitali o vasi.</li>
		<li>Rimuovere immediatamente l'ago, lasciando il catetere in posizione. Questo fungerà da un tubo della cassa.</li>
		<li>Chiudere le costole e muscoli intercostali con una sutura in prolene 4 / 0.</li>
		<li>Chiudere la pelle e spazio sottocutaneo con un suturare corrente 5-0 (Tabella materiali).</li>
		<li>Posto un 5-0 suturare (Tabella materiali) nella pelle e intorno alla cassa del tubo così quando viene rimosso il tubo della cassa, il foro sarà legato chiuso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Evacuare l'aria dalla cavità pleurica con una siringa da 3 mL attraverso il catetere di riprendere la normale pressione negativa nel torace. Immediatamente Clampare il catetere con un porta-aghi per impedire l'aria che sta ritornando nella cavità toracica. Rimuovere il catetere rapidamente e legare la sutura per chiudere il foro.</li>
</ol>5. post-operatorio recupero
<ol><li>Mettere l'animale in posizione sternale. Spegnere l'isoflurano, ma continuare a dare l'ossigeno di ratto tramite tubo endotracheale. Non lasciare l'animale incustodito in qualsiasi momento fino a quando ha riacquistato sufficiente coscienza per deambulare e l'animale è sicuro nella sua gabbia.</li>
	<li>Somministrare per via sottocutanea 2 – 3 mL di soluzione sterile di Ringer lattato.</li>
	<li>Monitorare la frequenza cardiaca (bpm ≈ 200 – 500), la saturazione dell'ossigeno (≥ 95%) e animale di colore per confermare l'animale è respirare bene.</li>
	<li>Quando l'animale inizia a fare movimenti di respirazione spontanea e movimenti del collo e risponde a stimoli fisici (ad esempio, allargando gli occhi, naso in movimento e orecchie risponde al suono), estubare l'animale tirando fuori il catetere e scollega il ventilatore.</li>
	<li>Restituire l'animale a una gabbia vuota, dalla compagnia di altri animali. L'animale dovrebbe essere solo per almeno 3 giorni.</li>
	<li>Per il controllo del dolore, è necessario somministrare 0,1 mg/kg di buprenorfina per via sottocutanea ogni 12 h per 3 giorni.</li>
</ol>6. amministrazione del "Secondo colpo" MCT o Sugen
<ol><li>Somministrare 1 mL di MCT (60 mg/kg) o 1 mL di Sugen (25 mg/kg) tramite iniezione sottocutanea, 1 settimana dopo l'intervento chirurgico.</li>
</ol>7. terminale Harvest
<ol><li>Sette settimane dopo la somministrazione di MCT o Sugen, metti l'animale in una camera con ossigeno che scorre (1 L/min) e 4% isoflurane.</li>
	<li>Collegare l'animale al ventilatore tramite cono di naso. Mantenere il flusso di ossigeno e abbassare l'isoflurano a 2,5-3%. Posare l'animale sulla sua schiena e il nastro verso il basso tutte le membra.</li>
	<li>Radere l'animale lungo tutto l'addome.</li>
	<li>
Apertura sul petto
	<ol>
<li>Fare un'incisione lungo il petto con un bisturi dalla tacca subclavian per il xyphoid.</li>
		<li>Utilizzare le pinze per tenere il xyphoid. Tagliare lo sterno con le forbici di Cooley-Mayo fino a quando il cuore e l'arteria polmonare sono completamente accessibili. Utilizzare l'elettrocauterizzazione per fermare l'emorragia. Tenere che le costole aprire con un retrattore.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Identificare l'arteria polmonare. Se necessario, regolare l'orientamento del cuore, con l'aggiunta di garza sotto. Utilizzare un catetere IV 20 G per puntura dell'arteria polmonare fra la valvola polmonare e la biforcazione dell'arteria polmonare principale. Far avanzare solo il catetere 20g nell'arteria e rimuovere l'ago. Avanzare il catetere di pressione transonico Fr 1,2 in IV catetere in arteria polmonare. Una volta che la curva di PA è costante, registrare la pressione per almeno 10 s. Ripetere questi passaggi per registrare la pressione nel ventricolo destro.</li>
	<li>Rimuovere il cuore ed i polmoni. Posto pezzi di polmone in formalina per essere riparato in paraffina e colorati con ematossilina ed eosina.</li>
</ol>

<ol><li>Leopold, J., Maron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Mechanisms+of+Pulmonary+Vascular+Remodeling+in+Pulmonary+Arterial+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Molecular Mechanisms of Pulmonary Vascular Remodeling in Pulmonary Arterial Hypertension.</a> International Journal of Molecular Sciences. 17 (5), 761(2016).</li>
<li>Gomez-Arroyo, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monocrotaline+model+of+pulmonary+hypertension+in+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 302 (4), L363-L369 (2012).</li>
<li>van Albada, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+increased+pulmonary+blood+flow+in+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22European+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension.</a> European Respiratory Journal. 26 (3), 487-493 (2005).</li>
<li>Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A. J., Berger, R. M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+disturbed+blood+flow+in+the+development+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+lessons+from+preclinical+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: lessons from preclinical animal models.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (1), L1-L14 (2013).</li>
<li>Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+the+hope+for+etiological+discovery+and+pharmacological+cure%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297 (6), L1013-L1032 (2009).</li>
<li>Cahill, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiological+basis+of+chronic+hypoxic+pulmonary+hypertension+in+the+mouse%3A+vasoconstrictor+and+structural+mechanisms+contribute+equally%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Physiology%22%5BJournal%5D)">The pathophysiological basis of chronic hypoxic pulmonary hypertension in the mouse: vasoconstrictor and structural mechanisms contribute equally.</a> Experimental Physiology. 97 (6), 796-806 (2012).</li>
<li>Okada, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+hemodynamics+modify+the+rat+pulmonary+artery+response+to+injury.+A+neointimal+model+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension.</a> American Journal of Pathology. 151 (4), 1019-1025 (1997).</li>
<li>Happé, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pneumonectomy+combined+with+SU5416+induces+severe+pulmonary+hypertension+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (11), L1088-L1097 (2016).</li>
<li>Tanaka, Y., Schuster, D. P., Davis, E. C., Patterson, G. A., Botney, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+vascular+injury+and+hemodynamics+in+rat+pulmonary+artery+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">The role of vascular injury and hemodynamics in rat pulmonary artery remodeling.</a> Journal of Clinical Investigation. 98 (2), 434-442 (1996).</li>
<li>Nishimura, T., Faul, J. L., Berry, G. J., Kao, P. N., Pearl, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+a+surgical+aortocaval+fistula+on+monocrotaline-induced+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of a surgical aortocaval fistula on monocrotaline-induced pulmonary hypertension.</a> Critical Care Medicine. 31 (4), 1213-1218 (2003).</li>
<li>Linardi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+and+pulmonary+vascular+remodeling+induced+by+pulmonary+overflow+in+a+chronic+model+of+pretricuspid+shunt%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Ventricular and pulmonary vascular remodeling induced by pulmonary overflow in a chronic model of pretricuspid shunt.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 2609-2617 (2014).</li>
<li>White, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plexiform-like+lesions+and+increased+tissue+factor+expression+in+a+rat+model+of+severe+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Plexiform-like lesions and increased tissue factor expression in a rat model of severe pulmonary arterial hypertension.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (3), L583-L590 (2007).</li>
<li>Samson, N., Paulin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetics%2C+inflammation+and+metabolism+in+right+heart+failure+associated+with+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Pulmonary+Circulation%22%5BJournal%5D)">Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension.</a> Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nessun potenziali conflitti di interesse.

In polmoni affetti da PAH, proliferazione vascolare con formazione di neointima e l'obliterazione delle arterie polmonari causare gravi alterazioni emodinamiche, insufficienza ventricolare destra e precoce mortalità7,8. Le modifiche alle pareti del vaso aumentano la resistenza al flusso del sangue, aumento della pressione arteriosa e ventricolare destra. Nelle fasi iniziali della PAH, solitamente 3 settimane dopo la somministrazione di MCT o Sugen, ratti hanno sv...

Ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia progressiva e fatale, caratterizzata da un aumento nel flusso sanguigno polmonare, aumento della resistenza vascolare, l'infiammazione ed il ritocco di piccoli vasi sanguigni polmonari1. Questo rimodellamento solitamente provoca lesioni vascolari che ostacolano e cancellare piccole arterie polmonari, provocando vasocostrizione e aumento di postcarico ventricolo di destra2. Esistono pochi riusciti trattamenti farmacologici di IPA; di conseguenza, rimane elevato di mortalità correlata al PAH. Recentemente, il fuoco della ricerca il pathobiology di ipertensione polmonare si è spostato verso un meccanismo di angio-proliferazione in cui il ruolo di flusso sanguigno polmonare aumentato è considerato come un importante trigger nello sviluppo di polmonare vascolare rimodellamento3,4.
Modelli animali di ipertensione polmonare hanno fornito le comprensioni critiche che aiutano a spiegare la patofisiologia della malattia e hanno servito come una piattaforma per droga, cella, gene e la proteina consegna. Tradizionalmente, il modello di ipertensione polmonare indotta da ipossia cronica e il modello di lesione polmonare MCT sono stati i modelli principali usati per studiare la patofisiologia PAH5. Tuttavia, essi non sono sufficienti per produrre pattern di flusso e neointimale sanguigno polmonare aumentato del rimodellamento rispetto ad alterazioni descritte in pazienti umani. Il modello di ipossia cronica nei roditori provoca ispessimento delle pareti del vaso con vasocostrizione ipossica senza angio-obliterazione dei vasi polmonari piccolo6. Inoltre, la condizione di ipossia è reversibile. Così, il modello di ipossia non è anche sufficiente a produrre gravi PAH. Il modello di lesione polmonare MCT suscitare qualche disfunzione endoteliale, ma le lesioni obliterative vascolari complesse trovate in esseri umani con PAH primario severo non si sviluppano in ratti2. Inoltre, ratti trattati con MCT tendono a morire da tossicità MCT-indotta del polmone, malattia veno-occlusiva del fegato e miocardite anziché da PAH2. Infine, la pneumonectomia da sola non è sufficiente a produrre lesioni neointimale nei piccoli vasi polmonari in un breve periodo di tempo. Dopo pneumonectomia, c'è la minima elevazione nella pressione arteriosa polmonare7. In esseri umani, la pneumonectomia è ben tollerato se il polmone controlaterale è sano7.
Tuttavia, la procedura di pneumonectomia sinistra combinata con MCT o Sugen è vantaggiosa poiché imita flusso sanguigno polmonare aumentato e risultati nel rimodellamento vascolare polmonare paragonabile a PAH clinico severo. La pneumonectomia è effettuata sul polmone di sinistra, che ha solo 1 lobo, piuttosto che sulla destra, che ha quattro lobi. Se il polmone di destra è stato rimosso, è possibile che l'animale sarebbe in grado di compensare l'insufficienza respiratoria. Nel modello di pneumonectomia-MCT neointimale modello di rimodellamento si sviluppa in oltre il 90% di animali operati trattati7. Allo stesso modo, la combinazione di risultati Sugen e pneumonectomia in PAH severa, caratterizzata da lesioni vascolari angio-obliterative, proliferazione, apoptosi e RV disfunzione8. La procedura di pneumonectomy di sinistra è anche vantaggiosa rispetto ad altre procedure chirurgiche per indurre PAH. In precedenza modelli descritti nei ratti per aumentare il flusso sanguigno polmonare ai polmoni includono dello shunt aorto-caval o anastomosi dell'arteria succlavia-polmonare. Questi modelli sono estremamente complicati7,9,10,11. Per eseguire uno shunt aorto-cavale, addome dell'animale deve essere aperto. Lo shunt è posizionato nell'aorta addominale, che aumenta il flusso di sangue a tutti gli organi addominali invece solo i polmoni, quindi, PAH richiede molto più tempo per sviluppare. Inoltre, è difficile determinare il flusso di sangue attraverso lo shunt, considerando che con la pneumonectomia il flusso di sangue per le rimanenti doppie del polmone. L'anastomosi dell'arteria succlavia-polmonare ha anche molte complicazioni. Il flusso di sangue arterioso nella vena può condurre a trombosi di anastomosi e sanguinamento. Come lo shunt aorto-cavale, è difficile determinare il flusso di sangue attraverso l'anastomosi. Inoltre, è una tecnica costosa e difficile che richiede abilità chirurgiche vascolari. Il pneumonectomy di sinistra unilaterale raddoppia il flusso sanguigno e la sollecitazione di taglio nel polmone controlaterale e, in combinazione con MCT o Sugen, provoca i risultati emodinamici ed istopatologici tipici di PAH che è di danno delle cellule endoteliali8, 12.
La novità di questo manoscritto è presentata nel protocollo chirurgico molto dettagliato ed esauriente del pneumonectomy di sinistra nel ratto e nella discussione delle sfide tecniche e fisiologiche di questi modelli. Perché questo protocollo non è attualmente disponibile, molti ricercatori credono che il modello è troppo difficile uso. Gli investigatori che si sono esibiti il pneumonectomy di sinistra hanno affrontato alta mortalità e tassi di morbosità connessi con l'inutile perdita di animali, compromettere la valutazione scientifica. Invece, molti utilizzerà modelli classici come MCT iniezione, ipossia cronica o appena la pneumonectomia per creare PAH. Tuttavia, questi modelli sono molto meno efficaci che la combinazione di MCT o Sugen con il pneumonectomy di sinistra. Lo scopo primario di questo articolo è di fornire il protocollo chirurgico prima dettagliato e riproducibile per la pneumonectomia sinistra unilaterale in ratti e fornire il migliore modello chirurgico di IPA. Combinando questo protocollo per pneumonectomy unilaterale di sinistra con MCT o SU5416 permetterà ai ricercatori di creare un modello molto più efficace e clinicamente rilevante di grave IPA per studiare la patogenesi di questa malattia mortale.

<table><tbody><tr><td>Lama chirurgica</td><td>Bard-Parker</td><td>371215</td><td></td></tr><tr><td>Forane per incisione (isoflurano, USP)</td><td>Baxter</td><td>NDC 10019-360-40</td><td>anestesia</td></tr><tr><td>BD Angiocath 16 G</td><td>BD</td><td>381157</td><td>tubo per intubazione, tubo toracico</td></tr><tr><td>BD 1 mL Siringa per insulina</td><td>BD</td><td>329652</td><td>somministrare buprinex post-operatorio</td></tr><tr><td>Biogel Chirurghi Guanti</td><td>chirurgici Biogel</td><td>30460-01</td><td>guanti chirurgici sterili</td></tr><tr><td>Wahl BravMini+ Trimmer</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-41590 P</td><td>rasatura sito chirurgico</td></tr><tr><td>SU5416</td><td>Cayman Chemical</td><td>13342</td><td>Sugen&nbsp;</td></tr><tr><td>Illuminatore a fibre ottiche</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-41723-02</td><td>luce per intubazione</td></tr><tr><td>Surgipro II 4-0 Sutura</td><td>Covidien</td><td>VP831X</td><td>Chiusura dei muscoli intercostali</td></tr><tr><td>Polysorb 5-0 Sutura</td><td>Covidien</td><td>GL-885</td><td>Chiusura della pelle</td></tr><tr><td>Camera di induzione Medium Slide Top DRE</td><td>Veterinary</td><td>12570</td><td>erogazione di ossigeno e isoflurano</td></tr><tr><td>DRE Compact 150 Roditore Macchina per anestesia</td><td>DRE Veterinary</td><td>373</td><td>erogazione di ossigeno e isoflurano</td></tr><tr><td>Kit cauterizzatore per piccoli vasi Cauterizzatore</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-00</td><td>per ridurre al minimo il sanguinamento</td></tr><tr><td>Ventilatore per piccoli animali VentElite</td><td>Harvard Apparatus</td><td>55-7040</td><td></td></tr><tr><td>Ventilatore MouseSTAT Jr</td><td>Kent Scientific</td><td>MSTAT-JR</td><td>pulsossimetro e cardiofrequenzimetro</td></tr><tr><td>Sensore pulsossimetro a zampa di topo</td><td>Kent Scientific</td><td>SPO2-MSE</td><td>pulsossimetro e sensore di frequenza cardiaca</td></tr><tr><td>PhysioSuite RightTemp</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-02</td><td>pad di temperatura</td></tr><tr><td>Soluzione di preparazione PVP</td><td>Medline</td><td>MDS093944</td><td>Pulizia del sito chirurgico</td></tr><tr><td>Telo polifoderato</td><td>Medline</td><td>NON21002Z</td><td>coprire l'animale</td></tr><tr><td>siringa da 3 ml</td><td>Medline</td><td>SYR103010</td><td>somministrare fluidi post-operatorio</td></tr><tr><td>Kit microchirurgici, Integra&nbsp;</td><td>Strumenti chirurgici Miltex</td><td>95042-540</td><td>: speculum a filo liscio, sonda a doppia estremità, forbici per iride McPherson-Vannas dritte, forbici per iride diritte</td></tr><tr><td>Pinze emostatiche - Micro-Jacobson-Mosquito</td><td>Miltex</td><td>17-2602</td><td>zanzara</td></tr><tr><td>Buprenorfrina HCl 0,3 mg/mL</td><td>Par Pharmaceutical</td><td>NDC 42023-179-01</td><td></td></tr><tr><td>Forbici curve Cooley-Mayo</td> antidolorifico <td>Pilling</td><td>352090</td><td>Forbici grandi</td></tr><tr><td>Gerald Pinze per tessuti</td><td>Pilling</td><td>351900</td><td>pinze</td></tr><tr><td>Wangesnsteen Pinze per tessuti</td><td>Pilling</td><td>342929</td><td>pinze atraumatiche</td></tr><tr><td>Pilling Portaago vascolare sottile Pilling</td><td></td><td>354962DG</td><td>porta aghi</td></tr><tr><td>Crotaline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2401-1G</td><td>MCT</td></tr><tr><td>Surflash 20 G Catetere IV</td><td>Terumo</td><td>SR*FF2051</td><td>Per la lettura della pressione durante il prelievo di organi</td></tr><tr><td>Sistema fotovoltaico ADVantage con catetere da 1,2 Fr</td><td>Transonic Inc</td><td>ADV500</td><td>Registrazione della pressione dell'arteria polmonare e del ventricolo destro</td></tr><tr><td>Emoclip medio</td><td>Weck</td><td>523700</td><td>vasi</td></tr><tr><td>ligati Applicatore di clip di legatura aperto; Applicatore di emoclip medio e curvo</td><td>Weck Horizon</td><td>237081</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio operatorio</td><td>Zeiss OPMI MD</td><td>1808</td><td>ingrandimento</td></tr></tbody></table>

la pneumonectomia sinistra combinato con monocrotaline o sugen come un modello di ipertensione polmonare in ratti

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In questo protocollo, abbiamo dettaglio i passaggi procedurali corrette e le precauzioni necessarie per correttamente eseguire una pneumonectomia sinistra e indurre PAH in ratti con la somministrazione ulteriore di monocrotaline (MCT) o SU5416 (Sugen). Abbiamo anche confrontare questi due modelli per altri modelli PAH comunemente usati nella ricerca. Negli ultimi anni, lo stato attivo di modelli animali di PAH ha spostato verso lo studio del meccanismo di angioproliferation di lesioni plexiform, in cui il ruolo di flusso sanguigno polmonare aumentato è considerato come un importante trigger nello sviluppo di severa polmonare rimodellamento vascolare. Uno dei modelli più promettenti del roditore di flusso polmonare aumentato è il pneumonectomy di sinistra unilaterale combinato con un "secondo colpo" di MCT o Sugen. La rimozione del polmone di sinistra conduce a flusso sanguigno polmonare aumentato e turbolento e rimodellamento vascolare. Attualmente, non esiste alcuna procedura dettagliata della chirurgia pneumonectomia in ratti. Questo articolo descrive in dettaglio un protocollo passo-passo della procedura chirurgica pneumonectomia e cure post-operatorie in ratti Sprague-Dawley maschi. Brevemente, l'animale è anestetizzato e viene aperto il torace. Una volta che l'arteria polmonare di sinistra, della vena polmonare e Bronco sono visualizzati, cui sono legati e il polmone di sinistra è stato rimosso. Quindi chiuso il petto e l'animale recuperato. Il sangue è costretto a circolare solo sul polmone di destra. Questo aumento della pressione vascolare conduce ad un progressivo rimodellamento ed occlusione delle piccole arterie polmonari. Il secondo colpo di MCT o Sugen è usata una settimana dopo l'intervento per indurre disfunzione endoteliale. La combinazione di aumento del flusso sanguigno nel polmone e nella disfunzione endoteliale produce gravi PAH. Il limite principale di questa procedura è che richiede abilità chirurgiche generali.

Secondo il sistema di classificazione accettata, l'ipertensione polmonare è caratterizzata da una pressione media dell'arteria polmonare (mPAP) che superano i limiti superiori di pressione normale dell'arteria polmonare (cioè, 25 mm Hg). Nel gruppo MCT + pneumonectomia, PAH severo sviluppato da giorno 21 con un'aumentata mPAP (Figura 1). Il mPAP è calcolata mediante la formula:
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Il roditore pneumonectomy di sinistra è una tecnica importante nella ricerca di ipertensione polmonare. Qui, presentiamo un protocollo per descrivere la procedura di pneumonectomia di ratto e cura post-operatoria per garantire la mortalità e la morbosità minima.

La pneumonectomia sinistra combinato con Monocrotaline o Sugen come un modello di ipertensione polmonare in ratti

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

Questo protocollo è significativo perché produce il miglior modello possibile per l'ipertensione arteriosa polmonare. Nessun altro modello produce le lesioni plessiformi riscontrate nei pazienti con IAP umani. Il vantaggio principale è che raddoppiamo il flusso di sangue nel polmone destro e nell'arteria polmonare, causando danni endoteliali e costringendo i polmoni a lavorare il doppio.Il nostro gruppo ha sviluppato un modello altamente efficiente di ipertensione arteriosa polmonare per sviluppare terapie. Oltre all'ipertensione dell'arteria polmonare, questo metodo potrebbe essere utile nella medicina rigenerativa e potrebbe dare un'idea di altre malattie con un aumento del flusso polmonare come difetti cardiaci congeniti o pazienti post-pneumonectomia. Per qualcuno che non ha mai eseguito questa tecnica, il mio consiglio è di seguire esattamente il protocollo e di assicurarmi che il chirurgo possa vedere esattamente cosa sta facendo.Dopo aver anestetizzato il topo con il 4% di isoflurane, l'animale viene intubato utilizzando una luce d'oca in fibra ottica per illuminare la trachea. Inserire un catetere calibro 16 nella laringe e utilizzare uno specchio freddo per osservare la condensa dell'umidità nel respiro espirato dal catetere per confermare l'intubazione. Collegare il topo al ventilatore e posizionare il topo al microscopio nella posizione di decubito destro su una pastiglia riscaldante Celsius di 37 gradi.Fissare gli arti anteriori con del nastro adesivo e utilizzare i tosaerba per radere il torace sinistro da dietro la gamba anteriore fino all'estremità della gabbia toracica. Pulire la pelle esposta con tre salviette sequenziali di iodio 10%povidone e 70% di etanolo e posizionare un pulsossimetro sul piede del ratto per monitorare la frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno durante l'intervento chirurgico. Ora, regola il microscopio e porta a fuoco la vista chirurgica.Quindi, posizionare un drappo sterile sul corpo del topo e sul vassoio dello strumento per creare un ambiente sterile. E infine, posizionare strumenti sterili sul vassoio dello strumento sterile. Per eseguire una pneumonectomia sinistra, utilizzare le forbici Cooley-Mayo e le pini del tessuto Gerald per tagliare un foro da due a tre centimetri nel drappo chirurgico e utilizzare una lama chirurgica per fare un'incisione laterale lunga due centimetri nel torace sinistro.Utilizzare le forbici Cooley-Mayo per tagliare ogni strato di tessuto fino a quando le costole e i muscoli intercostali non sono esposti. Usa una zanzara per fare un buco attraverso il muscolo del terzo spazio intercostale. Usando una sonda a doppia terminazione, sposta il polmone per visualizzare l'arteria polmonare e usa le forbici McPherson-Vannas Iris per aprire i muscoli intercostali a una larghezza di circa uno o due centimetri.Posizionare un piccolo riavvolgitore autocontenente nella pleura sinistra per tenere aperte le costole e i muscoli e spostare il polmone sinistro più in basso nell'addome per consentire l'accesso all'arteria polmonare e al bronco. Per la legatura del bronco principale sinistro e dell'arteria polmonare, in primo luogo, caricare un Hemoclip medio in un applicatore a clip legante e utilizzare le forcep atraumatiche Wangensteen per sollevare con cura la parte superiore del polmone sinistro per esporre l'arteria polmonare. Chiudere la clip e l'applicatore intorno all'arteria, facendo attenzione a non chiudere o rompere la vena di azygos sinistra.E aprire ulteriormente l'incisione usando la tonsille per separare le fibre muscolari. Dopo aver caricato un altro Hemoclip medio nell'applicatore della clip legante, utilizzare le forcelle atraumatiche e le forcelle tissutali standard per sollevare la parte inferiore del polmone dall'incisione fino a visualizzare il bronco principale sinistro e la vena polmonare sinistra. Ligarare con cura il bronco principale sinistro e la vena polmonare insieme alla seconda Hemoclip e utilizzare le forbici per rimuovere il polmone senza tagliare o strappare la clip.Quindi, utilizzare un piccolo pezzo di garza sterile per assorbire qualsiasi sangue e arginare qualsiasi sanguinamento. Utilizzare il supporto dell'ago e una sutura di prolene 4-0 per chiudere le costole e i muscoli intercostali. Prima di chiudere i muscoli intercostali, inserire un catetere calibro 16 nella cavità toracica lontano dall'incisione chirurgica e nel settimo spazio intercostale e rimuovere immediatamente l'ago, lasciando il catetere in posizione.Posizionare una sutura 5-0 nella pelle e intorno al tubo toracico in modo che quando il tubo toracico viene rimosso, il foro venga legato chiuso e legare le suture per chiudere le costole. Chiudere la pelle e lo spazio sottocutaneo con una sutura 5-0 in esecuzione e utilizzare una siringa da tre millilitri per evacuare l'aria dalla cavità pleurica attraverso il catetere per ripristinare la normale pressione negativa nel torace. Utilizzare un portaaghi per bloccare immediatamente il catetere per evitare che l'aria torni nella cavità toracica.Rimuovere il catetere e legare la sutura per chiudere il foro. Nel gruppo pneumonectomia e monocrotalina, la grave ipertensione polmonare si sviluppa entro il giorno 21, come evidenziato da un aumento della pressione media dell'arteria polmonare rispetto al controllo degli animali fittizi non trattati. Nel gruppo della pneumonectomia più Sugen, la pressione media dell'arteria polmonare è tre volte superiore a quella del gruppo di controllo.La pressione sistolica ventricolare destra è anche molto più alta sia negli animali trattati con monocrotalina che in sugen, rispetto al gruppo di controllo. Nelle sezioni normali del tessuto polmonare del ratto macchiate di ematossilina ed eosina, sono evidenti spazi tra gli alveoli e le strutture alveolari e i vasi sono chiari e di spessore normale. Nel polmone di ipertensione dell'arteria polmonare, ci sono prove di rimodellamento, ispessimento delle pareti del vaso, grave costrizione dei vasi e infiammazione e arterite polmonare focale.L'animale deve compensare la perdita di un polmone, quindi è importante essere pazienti durante il periodo di recupero. Monitorare i segni vitali e dare ossigeno aggiuntivo o volume polmonare, se necessario. Sugen crea apoptosi endoteliale che è un segno clinico rilevante dell'ipertensione arteriosa polmonare.Il modello di pneumonectomia sinistra nei roditori ha spianato la strada agli scienziati per studiare le anomalie del flusso e sviluppare nuovi trattamenti per l'ipertensione arteriosa polmonare. A causa dell'uso di isoflurane, Sugen e / o MCT in questo modello, i dispositivi di protezione individuale devono essere indossati in ogni momento.

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Emodinamica Caratterizzazione di roditori modelli di ipertensione arteriosa polmonare

Questo protocollo descrive una procedura chirurgica per creare un modello per l'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) indotta dal flusso nei ratti e le procedure per analizzare i principali endpoint emodinamici e istologici in questo modello.

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