Name: Indagare sulle alterazioni nel caecum Microbiota dopo una lesione cerebrale traumatica nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 29 s
Description: Scopri come indurre lesioni cerebrali traumatiche nei topi e analizzare le alterazioni del microbiota del cieco. Questo metodo utilizza il dispositivo a percussione fluida laterale e il sequenziamento 16S rDNA per studiare l'asse intestino-cervello.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Tutte le procedure eseguite sono state approvate dal Comitato Sperimentale di Etica Animale dell'Università di Hejiang. Tutti gli strumenti e i materiali utilizzati in chirurgia sono sterili. Il processo di proceudre TBI dura circa 20 minuti.
1. Cura degli animali
<ol><li>Utilizzare topi C57BL/6J maschi da 5 a 6 settimane (20-25 g di peso) in questo esperimento.</li>
	<li>Mantenere i topi su un ciclo di luce/buio di 12 h/12 h e assicurarsi che ricevano cibo e acqua al libitum. Fornire le stesse quantità di cibo e acqua a entrambi i gruppi farsa e TBI durante lo studio.</li>
	<li>Fai tutti gli sforzi per ridurre al minimo il dolore e il disagio degli animali.</li>
</ol>2. Induzione di lesioni cerebrali traumatiche
<ol><li>Iniettare Ketamina (80-100 mg/kg)/Xylazine (10 mg/kg) IP per l'anestesia. Testare la profondità dell'anestesia utilizzando un riflesso o dolore. Utilizzare lacrime artificiali o lubrificante unguento per mantenere gli occhi da asciugare.</li>
	<li>Dopo l'anestesia, mettere il topo in posizione prona. Utilizzare una piastra di riscaldamento a temperatura controllata per mantenere la temperatura a 37 gradi centigradi durante l'intervento chirurgico e per 30 min dopo TBI.</li>
	<li>Rasare i capelli dell'area di incisione.</li>
	<li>Disinfettare il cuoio capelluto con il 70% di etanolo utilizzando tre scrub alternati, quindi incise il cuoio capelluto in un piano sagittale.</li>
	<li>Utilizzare pinze per ritrarre l'incisione su entrambi i lati e separare leggermente il periosteo.</li>
	<li>Utilizzare un marcatore per disegnare un cerchio (3 mm di diametro) sull'area parietale destra del cranio, a 2 mm di distanza dalla linea mediana.</li>
	<li>Forare il cranio con un trapano elettrico. Assicurarsi che questo passaggio sia azionato con attenzione per proteggere la dura da essere danneggiata.</li>
	<li>Rimuovere il lembo osseo ed esporre una piccola finestra ossea (3 mm di diametro).</li>
	<li>Mettere una cannula di lesione plastica (diametro interno - 2,5 mm, lunghezza 8 mm) sopra la craniotomia e cementare la cannula al cranio utilizzando un acrilico dentale.</li>
	<li>Riempire la cannula con sterile 0.9% NaCl (normale salina) utilizzando una siringa (5 mL) per garantire che non ci siano bolle nella cannula.</li>
	<li>Accendere l'oscilloscopio e l'amplificatore e assicurarsi che il tubo ad alta pressione del dispositivo di lesione a percussione del fluido laterale (LFPI) sia privo di bolle d'aria. Testare il dispositivo fornendo circa 10 impulsi fino a quando non dà un segnale costante. Regolare l'angolo della posizione iniziale del pendolo per raggiungere un'intensità dell'impulso di circa 2,0 atm.</li>
	<li>Collegare la cannula lesione al dispositivo LFPI. Indurre lesioni cerebrali tirando il grilletto e rilasciando il pendolo. Quindi, ottenere un impulso e trasmetterlo alla dura attraverso l'intero sistema di tubing pieno di liquido chiuso.</li>
	<li>Operare i topi nel gruppo farsa con la stessa procedura chirurgica. Non eseguire il LFPI.</li>
</ol>3. Trattamento post-chirurgico
<ol><li>Dopo aver indurso la lesione cerebrale, rimuovere la cannula di plastica e suturare l'incisione. Durante l'intervento somministrato buprenorphine (2mg/kg) SQ o IP e successivamente ogni 6-12 h per tre giorni.</li>
	<li>Posare il mouse su una piastra di riscaldamento fino a quando non è ambulatoriale. Impostare la temperatura della piastra di riscaldamento a 37 gradi centigradi per accelerare la rianimazione anestetica.</li>
	<li>Rimettere il mouse nella gabbia e somministrare cibo e acqua ad libitum.</li>
</ol>4. Laparotomia e raccolta di campioni dal caecum
<ol><li>Eutanasia i topi da CO2 seguiti da lussazione cervicale nei punti temporali corrispondenti. NOTA: In questo esperimento, i punti temporali scelti erano 1 h, 6 h, 1 d, 3 d e 7 d lesione cerebrale post-traumatica per analizzare l'evoluzione dinamica del microbiota intestinale.</li>
	<li>Rimuovere i capelli dalla superficie dell'addome. Disinfettare l'addome con il 70% di etanolo.</li>
	<li>Posizionare un drappo sterile sul mouse. Fare un'incisione dalla linea mediana dell'addome inferiore, appena sopra il prepuzio nei topi maschi.</li>
	<li>Dopo che gli intestini sono esposti, individuare il cecum e separarlo delicatamente da altri tratti intestinali. Evitare di afferrare il cecum con pinze dentate o affilate. Utilizzare pinze atraumatiche, come pinze Adson con seghettature.</li>
	<li>Tagliare il caecum con le forbici affilate.</li>
	<li>Estrarre manualmente il contenuto di caecum su una medicazione sterile e conservare il contenuto in tubi di microcentrifuga da 1,5 mL.</li>
	<li>Conservare il contenuto di caecum a -80 gradi centigradi fino all'analisi del microbioma.</li>
</ol>5. Estrazione del DNA e sequenziamento e analisi dei dati 16S-rDNA
<ol><li>
Isolamento del DNA dalle feci NOTA: per questo esperimento è stato utilizzato un kit di isolamento del DNA disponibile in commercio (Tabella dei materiali).<ol>
<li>Utilizzare un bisturi per raschiare 300 mg di feci in un tubo di microcentrifuga da 2 mL e posizionare il tubo sul ghiaccio.</li>
		<li>Aggiungere 1 mL di buffer di inibizione ad ogni campione. Vortice continuo per 1 min o fino a quando il campione feci è accuratamente omogeneizzato.</li>
		<li>Centrifugare il campione alla velocità massima di 1 min per pellet le particelle feci.</li>
		<li>Pipette 2 - L di proteinasi K in un nuovo tubo di microcentrifuga da 2 mL. Tubo 600 -L del supernatante dal passo 5.1.3 nel tubo di microcentrifuga da 2 mL contenente proteinasi K. Quindi, aggiungere 600 l di Buffer 1 e vortice per 15 s.</li>
		<li>Incubare il campione a 70 gradi centigradi per 10 min.</li>
		<li>Aggiungere al lisa (rapporto 1:1) 600 luna del 100% e mescolare mediante vortice. Centrifuga alla massima velocità brevemente per rimuovere le gocce dall'interno del coperchio del tubo.</li>
		<li>Applicare 600 l ofthe alla colonna di spin. Centrifuga alla velocità massima per 1 min. Scartare il flusso attraverso. Ripetere questo passaggio ancora una volta. Quindi, trasferire la colonna in un nuovo tubo di raccolta 2 mL.</li>
		<li>Aprire la colonna di selezione e aggiungere 500 l of Buffer 2. Centrifuga alla velocità massima per 1 min. Rimuovere la colonna e posizionarla in un nuovo tubo di raccolta da 2 mL.</li>
		<li>Aggiungere 500 l di Buffer 3 nella colonna. Centrifuga alla velocità massima per 3 min. Scartare il flusso attraverso. Ripetere il processo di centrifugazione una volta per assicurarsi che il Buffer 3 sia completamente eluito.</li>
		<li>Posizionare la colonna di spin in un nuovo tubo da 2 mL e pipetta 200 -L di Buffer 4 direttamente sulla membrana. Incubare per 1 min a temperatura ambiente (RT), quindi centrifugare alla velocità massima per 1 min per eluire il DNA.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sequenziamento e analisi dei dati 16S-rDNA
	<ol>
<li>Utilizzare 20-30 ng di DNA per generare amplicons.</li>
		<li>Utilizzare primer disponibili in commercio progettati per le regioni relativamente conservate confinanti con le regioni ipervariabili V3 e V4 dei batteri 16S rDNA. Nel presente studio sono stati utilizzati i primer a termine contenenti la sequenza "CCTACGGRRBGCASCAGKVRVGAAT" e i primer invertiti contenenti la sequenza "GGACTACNVGGGTWTCTAATCC".</li>
		<li>Apportare la miscela di reazioni PCR aggiungendo 2,5 l of Buffer 1, 2 - L di dNTP, 1 L di ogni primer, 0,5 l di polimerasi di DNA e 20 ng di DNA modello in un tubo. Utilizzare ddH2O per regolare il sistema di reazione a 25.</li>
		<li>Impostare i parametri di reazione PCR come segue: eseguire la pre-denaturazione a 94 gradi centigradi per 3 min una sola volta. Eseguire la denaturazione a 94 gradi centigradi per 5 s, anneal a 57 gradi per 90 s, estendere a 72oC per 10 s, e ripetere questo 24x.</li>
		<li>Eseguire il sequenziamento di estremità accoppiate PE250/300 in base alle istruzioni del produttore e utilizzare il pacchetto di analisi dei dati QIIME per l'analisi dei dati rRNA 16S. NOTA: In questo esperimento, il sequenziamento del DNA e l'analisi dei dati sono stati eseguiti principalmente da una società di sequenziamento professionale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Cheng, P., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCheng%2C+P+%22Trends+in+traumatic+brain+injury+mortality+in+China%2C+2006-2013%3A+A+population-based+longitudinal+study%22">Trends in traumatic brain injury mortality in China, 2006-2013: A population-based longitudinal study</a>. 14, e1002332(2017).</li>
<li>Maas, A. I. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury%3A+integrated+approaches+to+improve+prevention%2C+clinical+care%2C+and+research%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury: integrated approaches to improve prevention, clinical care, and research.</a> The Lancet Neurology. 16, 987-1048 (2017).</li>
<li>Gaddam, S. S., Buell, T., Robertson, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+manifestations+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+Clinical+Neurology%22%5BJournal%5D)">Systemic manifestations of traumatic brain injury.</a> Handbook of Clinical Neurology. 127, 205-218 (2015).</li>
<li>Kabadi, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid-percussion-induced+traumatic+brain+injury+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Fluid-percussion-induced traumatic brain injury model in rats.</a> Nature Protocols. 5, 1552-1563 (2010).</li>
<li>Fung, T. C., Olson, C. A., Hsiao, E. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+the+microbiota%2C+immune+and+nervous+systems+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Interactions between the microbiota, immune and nervous systems in health and disease.</a> Nature Neuroscience. 20, 145-155 (2017).</li>
<li>Collins, S. M., Surette, M., Bercik, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interplay+between+the+intestinal+microbiota+and+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The interplay between the intestinal microbiota and the brain.</a> Nature Reviews Microbiology. 10, 735-742 (2012).</li>
<li>Cryan, J. F., Dinan, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mind-altering+microorganisms%3A+the+impact+of+the+gut+microbiota+on+brain+and+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mind-altering microorganisms: the impact of the gut microbiota on brain and behaviour.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13, 701-712 (2012).</li>
<li>Nicholson, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Moderate+Traumatic+Brain+Injury+Alters+the+Gastrointestinal+Microbiome+in+a+Time-Dependent%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Moderate Traumatic Brain Injury Alters the Gastrointestinal Microbiome in a Time-Dependent.</a> Shock. , (2018).</li>
<li>Houlden, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+injury+induces+specific+changes+in+the+caecal+microbiota+of+mice+via+altered+autonomic+activity+and+mucoprotein+production%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Brain injury induces specific changes in the caecal microbiota of mice via altered autonomic activity and mucoprotein production.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 57, 10-20 (2016).</li>
<li>Treangen, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+Brain+Injury+in+Mice+Induces+Acute+Bacterial+Dysbiosis+Within+the+Fecal+Microbiome%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Traumatic Brain Injury in Mice Induces Acute Bacterial Dysbiosis Within the Fecal Microbiome.</a> Frontiers in Immunology. 9, 2757(2018).</li>
<li>Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+fluid+percussion%3A+model+of+traumatic+brain+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. , (2011).</li>
<li>Thompson, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+fluid+percussion+brain+injury%3A+a+15-year+review+and+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation.</a> Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).</li>
<li>Pang, W., Vogensen, F. K., Nielsen, D. S., Hansen, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Faecal+and+caecal+microbiota+profiles+of+mice+do+not+cluster+in+the+same+way%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Faecal and caecal microbiota profiles of mice do not cluster in the same way.</a> Laboratory Animals. 46, 231-236 (2012).</li>
</ol>

Gli autori ringraziano sinceramente Baohong Wang per la sua guida tecnica.

Presentato qui è un protocollo semplice ed efficiente per determinare i cambiamenti nel microbiota cecale dopo il TBI nei topi. L'induzione di lesioni cerebrali e la raccolta di campioni di contenuto di caecum sono parti critiche del protocollo.
Nonostante i ricercatori abbiano studiato i cambiamenti del microbiota intestinale dopo la TBI, la lesione cerebrale utilizzata in questi studi era CCI-8 e modelli di goccia/impatto indotti9. Tuttavia, il...

La lesione cerebrale traumatica (TBI) è un problema di salute pubblica globale e la principale causa di morte e disabilità nei giovani adulti1,2. TBI causa molti decessi ogni anno, e i sopravvissuti sperimentano una varietà di disabilità fisiche, psichiatriche, emotive e cognitive. Pertanto, la TBI è un pesante fardello per la famiglia e le risorse sociali di un paziente. TBI coinvolge sia la lesione cerebrale primaria che si verifica al momento del trauma e qualsiasi lesioni cerebrali secondarie che sviluppano ore a mesi dopo la lesione iniziale. Lesione cerebrale secondaria è mediata da diverse cascate biochimiche, che non sono solo dannose per il cervello, ma hanno anche effetti negativi significativi su vari sistemi di organi, tra cui il sistema gastrointestinale3.
Attualmente, ci sono tre modelli per indurre La TBI negli esperimenti sugli animali: lesione da percussione fluida, l'impatto corticale di controllo (CCI) e l'accelerazione della caduta di peso. Lesione di percussioni fluide laterali (LFPI) è il modello più comunemente usato per stabilire lesioni cerebrali diffuse (DAI)4. Il dispositivo produce lesioni cerebrali attraverso una craniectomia applicando un breve impulso di pressione del fluido alla dura intatta. Questo impulso è creato dallo sciopero del pendolo. LFPI è un metodo di modellazione riproducibile e controllabile per la ricerca TBI.
Il microbioma è definito come i genomi collettivi di tutti i microrganismi che risiedono nel corpo umano. I microbi intestinali, in particolare, non solo svolgono un ruolo importante nell'omeostasi intestinale e nella funzione, ma regolano anche molti aspetti della fisiologia dell'ospite e del funzionamento di altri organi5. Negli ultimi anni, ci sono prove crescenti che indicano che il microbiota intestinale regola lo sviluppo e la funzione del cervello tramite assi cervello-gut6. L'interruzione del microbiota intestinale è stata collegata a diversi disturbi della funzione cerebrale, tra cui il morbo di Parkinson, disturbi dell'umore e autismo7. Recentemente, studi preclinici hanno anche riferito che la lesione cerebrale acuta può indurre cambiamenti nel microbiota intestinale8,9.
Uno studio di Treangen et al.10 ha rilevato diminuzioni significative in tre specie microbiche e aumenti in due specie microbiche dopo il TBI indotto dal CCI. Questa evidenza indica che la modulazione del microbiota intestinale può essere un metodo terapeutico nella gestione TBI. Tuttavia, i meccanismi alla base dei cambiamenti del microbiota intestinale indotti da lesioni cerebrali rimangono sconosciuti. Per questo motivo, è necessario un modello relativamente semplice ed efficiente di studiare i cambiamenti nel microbiota intestinale dopo che è richiesto tè. Pertanto, il presente studio presenta un protocollo per esaminare le alterazioni nel microbiota intestinale dopo la TBI nei topi.

<table><tbody><tr><td>Kit di isolamento del DNA&nbsp;</td><td>QIAGEN</td><td>51604</td><td>Per una rapida purificazione del DNA genomico da campioni di feci</td></tr><tr><td>Servizio di analisi genetica</td><td>GENEWIZ</td><td></td><td>Servizio di analisi genica</td></tr><tr><td>Pad riscaldante</td><td>Shanghai SAFE Biotech Co.</td>Iniettore di <td>termoforo</td> <td>TR-200</td></tr><tr><td></td><td>Il primo ospedale affiliato, Scuola di Medicina, Dispositivo LFPI iniettore dell'Università</td><td></td><td></td>di Zhejiang</tr><tr><td></td><td>Virginia Dispositivo LFPI dell'Università del Commonwealth</td><td>FP302</td><td></td></tr><tr><td>Micro trapano cranico</td><td>RWD Life Science</td><td>78061</td><td>Micro trapano cranico</td></tr><tr><td>Iodio povidone</td><td>Il primo ospedale affiliato, Scuola di Medicina, Università</td><td></td> di Zhejiang <td>Iodio Povidone</td></tr></tbody></table>

indagare sulle alterazioni nel caecum microbiota dopo una lesione cerebrale traumatica nei topi

Investigating Alterations in Caecum Microbiota After Traumatic Brain Injury in Mice

Sempre più prove dimostrano che l'asse microbiota-gut-cervello svolge un ruolo importante nella patogenesi delle malattie cerebrali. Diversi studi dimostrano anche che le lesioni cerebrali traumatiche causano cambiamenti al microbiota intestinale. Tuttavia, i meccanismi alla base della regolazione bidirezionale dell'asse cervello-gut rimangono sconosciuti. Attualmente, esistono pochi modelli per studiare i cambiamenti nel microbiota intestinale dopo lesioni cerebrali traumatiche. Pertanto, lo studio presentato combina protocolli per indurre lesioni cerebrali traumatiche utilizzando un dispositivo di percussioni fluide laterale e l'analisi di campioni di caecum in seguito alla lesione per studiare le alterazioni nel microbioma intestinale. Le alterazioni della composizione del microbiota intestinale dopo lesioni cerebrali traumatiche sono determinate utilizzando il sequenziamento 16S-rDNA. Questo protocollo fornisce un metodo efficace per studiare le relazioni tra microrganismi enterici e lesioni cerebrali traumatiche.

La creazione di TBI è illustrata nella Figura 1. Dopo l'anestesia e la disinfezione, il cuoio capelluto è stato inciso sagittally (Figura 1A). Una craniotomia (3 mm di diametro) è stata trafitta nel cranio sopra la corteccia parietale destra con un trapano elettrico, la dura è stata mantenuta intatta (Figura 1B,C). Una cannula di lesione plastica è stata posta sopra la finestra ossea...

Presentato qui è un protocollo per indurre lesioni cerebrali traumatiche diffuse utilizzando un dispositivo a percussione fluida laterale seguito dalla raccolta del contenuto di caecum per l'analisi del microbioma intestinale.

Indagare sulle alterazioni nel caecum Microbiota dopo una lesione cerebrale traumatica nei topi

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also ...

La simultaneità e le interazioni delle linee tra il cervello e il microbiota intestinale rimangono sconosciute. Utilizzare questa tecnica, è possibile esaminare le alterazioni del microbiota intestinale dopo lesioni cerebrali traumatiche nei topi. Il vantaggio principale di questa tecnica è che è relativamente semplice ed efficiente.A dimostrare la procedura sarà Wendong You, uno studente laureato del mio laboratorio. Per l'induzione traumatica di lesioni cerebrali, confermare una mancanza di risposta al dito del piede in un topo anestetizzato e applicare un unguento agli occhi dell'animale. Dopo la rasatura, disinfettare la pelle esposta del cuoio capelluto con il 70% di etanolo prima di incisione del cuoio capelluto in un piano sagittale.Usando le forcep, ritrarre l'incisione su entrambi i lati e separare leggermente il periosteo. Utilizzare un marcatore per disegnare un cerchio di tre millimetri di diametro sull'area parietale destra del cranio a due millimetri di distanza dalla linea mediana. Utilizzare un trapano elettrico per penetrare attentamente nel cranio senza danneggiare la dura.Rimuovere il lembo osseo per esporre una finestra ossea di tre millimetri e posizionare una cannula di plastica sulla craniotomia. Dopo aver cementato la cannula al cranio con acrilico dentale, utilizzare una siringa da cinque millilitri per riempire la cannula con una soluzione salina sterile dello 0,9%, facendo attenzione ad evitare bolle. Accendere l'oscilloscopio e l'amplificatore.Verificare che il tubo ad alta pressione del dispositivo di lesione a percussione del fluido laterale sia privo di bolle d'aria e fornire circa 10 impulsi di prova, fino a quando il dispositivo non fornisce un segnale costante. Regolare l'angolo della posizione iniziale del pendolo per raggiungere un'intensità dell'impulso di circa due atmosfere standard e collegare la cannula della lesione al dispositivo di lesione a percussione del fluido laterale. Premere il grilletto per rilasciare il pendolo, inducendo la lesione cerebrale.Quindi ottenere e trasmettere un impulso alla dura attraverso l'intero sistema di tubi chiuso e riempito di fluido. Dopo l'induzione di lesioni cerebrali, rimuovere la cannula e suturare l'incisione. Quindi posizionare il mouse su una pastiglia riscaldante con monitoraggio fino a quando non è ambulatorio, prima di riportare l'animale nella sua gabbia di casa con accesso ad libitum a cibo e acqua.Nei punti di tempo sperimentali indicati, esporre l'intestino secondo protocolli standard e utilizzare pinze atraumatiche per separare delicatamente il feco dagli altri tratti intestinali. Quando il tessuto è stato localizzato, tagliare il feco con forbici affilate ed estrarre manualmente il contenuto di caecum su una medicazione sterile. Quindi trasferire il contenuto in un tubo di microcentrifugo da 1,5 millilitri, per una conservazione di meno 80 gradi Celsius fino all'analisi del microbioma.Il sequenziamento del DNA ricombinante 16S dimostra una ridotta diversità nel caecum microbiota nei topi tre giorni dopo una lesione cerebrale traumatica, con i taxa più abbondanti all'interno del contenuto di caecum dei gruppi di lesioni cerebrali fittizie e traumatiche mostrati nella figura. Inoltre, il ridimensionamento multidimensionale non metrico rivela cambiamenti nella composizione del caecum microbiota dopo una lesione cerebrale traumatica. Ricorda di mantenere dura intatta durante la perforazione del cranio e di essere gentile quando localizza e separa il caecum da altri tratti intestinali.Seguendo questa procedura, la colorazione e l'analisi dell'ematossilina e dell'eosina possono essere eseguito per esaminare il cambiamento istologico e la risposta infiammatoria all'interno dei tratti intestinali dopo una lesione cerebrale traumatica.

investigating-alterations-caecum-microbiota-after-traumatic-brain

Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Un approccio multi-angolare per indagare cambiamenti funzionali al circuito ippocampale è spiegato. Tecniche elettrofisiologiche sono descritte con il protocollo infortunio, test comportamentali e metodo di dissezione regionale. La combinazione di queste tecniche possono essere applicate in modo simile ad altre regioni del cervello e domande scientifiche.

Indagini su Alterazioni della funzione del circuito ippocampale seguito lieve trauma cranico

Il video dimostra un metodo per generare un modello murino di lesione cerebrale traumatica (TBI) utilizzando un dispositivo a percussione fluida laterale (LFPI). Dopo aver anestetizzato il topo, il cervello viene esposto creando una finestra sul cranio. Una cannula riempita di soluzione salina viene attaccata alla finestra e quindi collegata all'LFPI. Il pendolo del dispositivo viene rilasciato per creare un impulso di pressione che infligge una lesione cerebrale traumatica.

Generazione di un modello murino di lesione cerebrale traumatica utilizzando un dispositivo a percussione fluida laterale

Fonte: Macheda, T., et. al. Modello a testa chiusa controllato elettromagneticamente di lieve lesione cerebrale traumatica nei topi. J. Vis. Exp. (2022)Questo video mostra la procedura per indurre una lesione alla testa chiusa in un modello murino utilizzando un frame stereotassico. L'impatto controllato replica la lesione cerebrale traumatica lieve, consentendo ai ricercatori di studiare gli effetti neurologici e il recupero misurando i riflessi e il comportamento post-infortunio.

Induzione di una lieve lesione cerebrale traumatica in un modello murino

Fonte: Braeckman, K., et. al. Imaging avanzato di diffusione nell'ippocampo di ratti con lieve lesione cerebrale traumatica. J. Vis. Exp. (2019)Questo video dimostra l'uso dell'imaging ponderato in diffusione per valutare cambiamenti microstrutturali in un ippocampo di ratto a seguito di lieve lesione cerebrale traumatica (mTBI), evidenziando la lesione assonale attraverso una precisa scansione MRI e analisi della diffusione.

Imaging pesato in diffusione dell'ippocampo del ratto con lieve lesione cerebrale traumatica

Trauma acuto cerebrale è una lesione grave che non ha alcun trattamento adeguato ad oggi. La microscopia multiphoton permette lo studio longitudinalmente il processo di sviluppo acuto trauma cerebrale e sondando strategie terapeutiche nei roditori. Due modelli di trauma cerebrale acuto studiato con in vivo a due fotoni di imaging del cervello sono dimostrate in questo protocollo.

Acuta cerebrale Trauma nei topi Seguito By longitudinale a due fotoni di imaging

Le lesioni cerebrali traumatiche (TBI) rimangono un serio problema di salute. Utilizzando il modello di chirurgia a impatto corticale controllato, possono essere eseguite ricerche sugli effetti del trauma cranico e sui possibili metodi di trattamento.

Controllata corticale modello Impact per trauma cranico

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di ottenere informazioni microstrutturali quantitative dell'ippocampo in un ratto con lieve lesione cerebrale traumatica. Questo viene fatto utilizzando un protocollo avanzato di imaging a risonanza magnetica ponderata per la diffusione e un'analisi basata sulla regione di interesse delle mappe di diffusione parametrica.

Advanced Diffusion Imaging nell'ippocampo di ratti con lievi lesioni cerebrali traumatiche

Qui, presentiamo un protocollo per stabilire il modello murino di colite indotta da sodio con destrano solfato pseudo-germe indotto da antibiotici per studiare il ruolo del microbiota intestinale nella regolazione degli effetti positivi del Bacillus cereus sulla colite.

Indagine sugli effetti attenuanti della somministrazione di Bacillus cereus sulla colite attraverso la modulazione del microbiota intestinale

I metaboliti microbici derivati dall'intestino hanno effetti sfaccettati che portano a comportamenti complessi negli animali. Miriamo a fornire un metodo passo-passo per delineare gli effetti dei metaboliti microbici derivati dall'intestino nel cervello attraverso la somministrazione intracerebroventricolare tramite una cannula guida.

Somministrazione intracerebroventricolare di metaboliti microbici derivati dall'intestino in topi che si muovono liberamente

Il protocollo descrive una lieve lesione cerebrale traumatica in un modello murino. In particolare, viene spiegato un protocollo passo-passo per indurre un lieve trauma cranico chiuso della linea mediana e la caratterizzazione del modello animale.

Modello elettromagnetico controllato a testa chiusa di lieve lesione cerebrale traumatica nei topi

Questo protocollo presenta un modello murino modificato di lesione cerebrale traumatica lieve ripetitiva (rmTBI) indotta tramite un metodo di lesione cranica chiusa (CHI). L'approccio presenta una finestra cranica assottigliata e una percussione fluida per ridurre l'infiammazione comunemente causata dall'esposizione alle meningi, insieme a una migliore riproducibilità e accuratezza nella modellazione dell'rmTBI nei roditori.

Modello murino modificato di lesione cerebrale traumatica lieve ripetitiva che incorpora finestra cranica assottigliata e percussione fluida

Scopri come indurre lesioni cerebrali traumatiche nei topi e analizzare le alterazioni del microbiota del cieco. Questo metodo utilizza il dispositivo a percussione fluida laterale e il sequenziamento 16S rDNA per studiare l'asse intestino-cervello.

Indagare sulle alterazioni nel caecum Microbiota dopo una lesione cerebrale traumatica nei topi

Esplora altri video