Name: Isolamento e purificazione dei Periciti Cardiaci Murine (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-16T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 49 s
Description: Impara un protocollo ottimizzato per isolare e purificare periciti cardiaci murini utilizzando digestione con collagenasi e FACS. Questo metodo supporta la ricerca sulla biologia vascolare cardiaca e potenziali applicazioni terapeutiche.

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Gli autori desiderano ringraziare amgen Flow Cytometry Core per il loro aiuto con la progettazione del pannello fluoroforo, la risoluzione dei problemi e lo smistamento delle celle.

Tutti gli animali sono stati ospitati e utilizzati in una struttura accreditata dell'Associazione per la valutazione e l'accreditamento della scuola di laboratorio per la cura degli animali (AAALAC) e tutto il lavoro degli animali è stato condotto sotto un'adeguata supervisione veterinaria e sotto l'ambito dell'Organizzazione Care and Use Committee (IACUC) ha approvato il protocollo di Amgen Inc.
1. Preparazione di strumenti e mezzi di coltura
<ol><li>Autoclave chirurgica 9 cm dritto punta forbici fine punta e 10 cm pinze seghettate angolate.</li>
	<li>Aggiungere 25 mL di 5% di siero bovino fetale (FBS) e 5 mL di 1% streptomicina di penicillina (P/S) in una bottiglia da 500 mL di calcio senza glutei Dulbecco's fosfata-buffered salina (CMF-DPBS). Mettere la soluzione in un bagno di ghiaccio per assicurarsi che sarà freddo al momento dell'uso. Aliquota 50 mL in un tubo conico da 50 mL per l'isolamento del cuore. Aggiungere nella soluzione di sodio di eparina 250 unità/mL dell'aliquota di eparina. Questo sarà indicato come eparinizzato CMF-DPBS.</li>
	<li>Aggiungere il 20% di FBS (100 mL) e 1% P/S (5 mL) in una bottiglia da 500 mL di medio dell'aquila modificata (DMEM) di 500 mL. Questo sarà indicato come i mezzi di coltura senza enzimi. Aliquota di 20 mL di DMEM - 20% FBS - 1% P/S e aggiungere 500 g/mL di collagene B. Questo sarà indicato come la soluzione enzimatica. Mantenere caldi sia i mezzi di coltura senza enzimi che la soluzione enzimatica a 37 gradi centigradi in un'incubatrice o in un bagno d'acqua.</li>
</ol>2. Preparazione dell'animale e approvvigionamento di tessuti cardiaci
<ol><li>Intraperitonealmente iniettare un topo con 250 unità di soluzione di sodio di eparina con una siringa ad ago 31 G. Poi aspetta per un tempo, mentre il topo rimane attivo nella sua gabbia di casa. NOT:</</c0> I dati rappresentativi di questo studio sono stati ottenuti da un topo C57BL/6 di 4 mesi. Tuttavia, questo protocollo può essere utilizzato su qualsiasi mouse indipendentemente da deformazione, età, sesso, peso, ecc.</li>
	<li>Anestesizzare il topo con 5% isoflurane. Controllare la profondità di anestesia del mouse pizzicando il riflesso.</li>
	<li>Posizionare il topo anetizzato in posizione supina e nastro adesivo verso il basso gli arti anteriori. Aprire con attenzione la cavità toracica e cannulare l'aorta discendente utilizzando un ago a farfalla da 25 G.</li>
	<li>Fare un nick nell'atrio destro e perfondere il cuore con almeno 20 mL di 250 unità/mL eparinizzato CMF-DPBS a 2 mL/min con una pompa peristaltica a flusso variabile. Quando il PBS esce dall'atria destra pulito, la perfusione è completa.</li>
	<li>Tagliare il cuore all'aorta e metterlo nel gelido CMF-DPBS.</li>
</ol>3. Dissociazione del tessuto cardiaco
<ol><li>Trasferire il cuore in un piatto Petri 15 cm x 15 cm. Tagliare il cuore a pezzettini minuscoli (1 mm/pezzo) utilizzando forbici a molla e pinze a punto fine con soluzione enzimatica sufficiente a coprire i pezzi (10-15 mL).</li>
	<li>Trasferire i pezzi e la soluzione in un tubo conico da 50 mL, sigillare con pellicola di plastica di paraffina e incubare a 37 gradi centigradi su uno shaker orbitale a 120 giri/mper per 75 min.</li>
	<li>Dopo la digestione del collagenasi con la soluzione enzimatica, decantare il liquido attraverso un colino cellulare di 100 m in un nuovo tubo da 50 mL, ma lasciare abbastanza soluzione per assicurarsi che i pezzi non si asciughino.</li>
	<li>Utilizzando pinze punto fine, estrarre il tessuto dal tubo e posizionare alcuni pezzi su un vetrino del microscopio. Quindi macinare il tessuto tra due vetrini al microscopio per rompere il tessuto. Sciacquare le diapositive con un enzima senza enzimi in un nuovo tubo conico da 50 mL.</li>
	<li>Ripetere il passaggio 3.4 fino a dissociare tutti i pezzi di tessuto.</li>
	<li>Combinare le soluzioni dei passaggi 3.3.3.5 in un unico tubo. Filtrare la sospensione risultante attraverso un colino cellulare di 100 m in un nuovo tubo conico da 50 mL.</li>
	<li>Centrifuga a 220 x g, 4 gradi centigradi, per 5 min. Aspirate fuori soluzione precedente e remettere delicatamente pellet cellulare in supporti di coltura fresco esente da enzimi.</li>
	<li>Contare le celle e verificare la fattibilità utilizzando un contatore di celle. Diluire le celle a 1 x 106/mL con buffer di colorazione FACS freddo contenente 500 mL di DPBS e 10-25 mL di 2-5% di albumina di siero bovino (BSA). Le cellule sono pronte per essere macchiate e ordinate.</li>
</ol>4. Purificazione dei Periciti dalla miscela cellulare grezza utilizzando FACS
<ol><li>Preparare ed etichettare tubi FACS da 5 mL per tutti i controlli e i campioni di cellule. Celle fuori aliquota (1 mL di cellule per tubo) per un campione non colorato, controlli di fluorescenza meno uno (FMO) e controlli con corrispondenza isotipo. Utilizzare le celle rimanenti per l'ordinamento. Tutti i controlli e i campioni possono essere preparati e macchiati allo stesso tempo. nota:Un totale di 13 mL a 0,5 x 106cellule/mL sono state utilizzate per il tipo rappresentativo da un cuore. Tuttavia, il volume dipende da quante cellule l'investigatore ottiene dal loro isolamento, quanti cuori usano e quanto bene il tessuto cardiaco viene digerito; la dimensione di ogni cuore è anche una variabile che può alterare il volume.<ol><li>Utilizzare perline di compensazione (Tabella dei materiali) per ottimizzare i controlli di compensazione della fluorescenza. Preparare un controllo di compensazione per ogni fluorocro nell'esperimento in un tubo FACS da 5 mL etichettato. Per questo esperimento, prepara un totale di 9 controlli di compensazione: 2 tipi di perline instainate più 7 diversi fluorocro dal pannello dei marcatori, tra cui NG2-FITC, CD31-APC, CD140b-PE, CD146-BV605, CD34-BV421, CD45-PE-Cy7 e viabilità cellulare-APC-Cy7 ( Tabella dei materiali).<ol>
<li>Aggiungete una goccia di perline di compensazione dalla fiala di compressione ad ogni tubo. Quindi aggiungere 1 - L di anticorpo alle perline. Ripetere l'operazione per ogni anticorpo dal pannello marcatore. Mescolare vigorosamente con pulsazione. Incubare per 30 minuti a 4 gradi centigradi protetto dalla luce ad eccezione delle perline di sopravvivenza cellulare che possono essere lasciate a temperatura ambiente protetta dalla luce.</li>
			<li>Aggiungete quindi 3 mL di tampone di colorazione FACS ad ogni tubo e centrifugate a 300 x g per 5 min a 4 gradi centigradi. Aspirare la soluzione e risospendere ogni pellet di perline in 400 l di tampone di colorazione FACS. I controlli di compensazione sono pronti per essere utilizzati. Tieniti sul ghiaccio.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Utilizzare i controlli FMO per ottimizzare la colorazione dello sfondo a causa della sovrapposizione spettrale.<ol>
<li>Preparare i controlli FMO utilizzando 1 mL di cellule che è stato composto dalla sezione 4.1 in un tubo FACS da 5 mL e aggiungendo tutti gli anticorpi dal pannello marcatore descritto nel passaggio 4.1.1 con una diluizione 1:100 ma escludendo un anticorpo. Ad esempio, preparare un FMO NG2-AF488 includendo anticorpi per CD31-APC, CD140b-PE, CD146-BV605, CD34-BV421, CD45-PE-Cy7, colorante per la vitalità cellulare ma non l'anticorpo NG2-AF488. Mescolare delicatamente con pulsazioni. Ripetere l'operazione per ogni anticorpo per un totale di 7 controlli. Incubare per 30 min a 4 gradi centigradi protetto dalla luce.</li>
			<li>Aggiungete quindi 3 mL di tampone di colorazione FACS ad ogni tubo e centrifugate a 300 x g per 5 min a 4 gradi centigradi. Aspirare la soluzione e risospendere ogni pellet cellulare in 400 l di tampone di colorazione FACS. I controlli FMO sono pronti per essere utilizzati. Tieniti sul ghiaccio.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Utilizzare anticorpi di controllo associati all'isotipo (Tabella dei materiali) per la colorazione non specifica.<ol>
<li>Preparare i controlli isotipi aggiungendo l'anticorpo di controllo corrispondente all'isotipo (Table of Materials) a 1 mL di campione di cellule preparato dalla sezione 4.1 a una diluizione 1:100 ciascuno in un tubo FACS da 5 mL. Mescolare delicatamente con pulsazioni. Incubare per 30 min a 4 gradi centigradi protetto dalla luce.</li>
			<li>Aggiungete quindi 3 mL di tampone di colorazione FACS ad ogni tubo e centrifugate a 300 x g per 5 min a 4 gradi centigradi. Aspirare la soluzione e risospendere ogni pellet cellulare in 400 l di tampone di colorazione FACS. I controlli isotipi sono pronti per essere utilizzati. Tieniti sul ghiaccio.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparare le cellule da ordinare aggiungendo un cocktail anticorpale a cellule appena isolate.<ol>
<li>Preparare il campione cellulare dalla sezione 4.1 aggiungendo un cocktail anticorpale contenente anti-mouse NG2-AF488, CD31-APC, CD140b-PE, CD146-BV605, CD34-BV421, CD45-PE-Cy7 a 1:100 diluizione ciascuno e colorante vibilità cellulare a 1:1,0000 diluizione. Vortice delicatamente per mescolare. Incubare campioni a 4 gradi centigradi per 30 min protetti dalla luce.</li>
			<li>Dopo la colorazione, lavare le cellule con tampone di colorazione FACS con centrifugazione a 300 x g per 5 min 4 gradi centigradi. Aspirare fuori soluzione e risospendere il pellet cellulare nel buffer di colorazione FACS a 0,5 x 106 celle / mL.</li>
			<li>Utilizzando nuovi tubi FACS che hanno 35 piani di filtro, pipette macchiati campioni di cellule sui coperchi e filtrazione di gravità per ottenere sospensioni a cella singola. Tieniti sul ghiaccio.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Utilizzare una selezionatrice di celle per purificare le cellule.
	<ol>
<li>Eseguire le celle incontaminate sulla selezionatrice di celle per impostare le tensioni e correggere il segnale di fondo (ad esempio, impostare le tensioni per la dispersione in avanti a 490-560 e per la dispersione laterale a 180-250).</li>
		<li>Eseguire ogni campione di perline di compensazione a colore singolo uno alla volta per regolare le tensioni per ogni canale e regolare i cancelli per il segnale positivo. Raccogliere dati. Utilizzare il software per calcolare la sovrapposizione spettrale calcolando la matrice di compensazione. Tutte le tensioni sono pronte e impostate.</li>
		<li>Eseguire ogni controllo isotipo uno alla volta e questi dati possono essere utilizzati per regolare i gate per l'associazione non specifica, se presenti.</li>
		<li>Eseguire ogni campione FMO uno alla volta e regolare le tensioni per ogni canale per correggere la smorvere spettrale a causa di un pannello multicolore.</li>
		<li>Eseguire i campioni di cellule colorate nella selezionatrice di cellule e raccogliere le cellule in supporti di coltura senza enzimi da 10 mL (DMEM - 20% FBS - 1% P/S) in un tubo di raccolta conica da 15 mL. Utilizzare la seguente strategia di gating: cancello per le singole celle, cancello per le celle vive, cancello per le celle negative CD45, cancello per le celle negative CD34 e CD31, cancello per le cellule positive NG2, e infine cancello per le cellule positive CD146 e CD140b.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Coltura di Periciti
<ol><li>Coprire una piastra di 24 pozzetti con 0,2% di gelatina per 5 min e aspirare la soluzione di gelatina. Seme appena ottenuto cellule dal passo 4.2.5 in DMEM - 20% FBS - 1% P / S fino a 2 x 104 cellule / cm2. Cellule di coltura in un'incubatrice cellulare fissate a 37 gradi centigradi, 5% CO2 e 95% O2.</li>
	<li>Passaggio di periciti</li>
	<li>Una volta che le cellule sono confluenti al 95%, lavare le cellule con 1x di DPBS caldi e sollevare le cellule con 200 -L di 0,1% di metapsina in ogni pozzo a temperatura ambiente per 3-5 min.</li>
	<li>Toccare delicatamente la piastra per allentare le cellule.</li>
	<li>Neutralizzare la metapina con un numero di supporti di coltura pari a 3,5 volte la quantità di supporti di coltura (700 DMEM , 20% FBS , 1% P/S) e il passaggio del seme a due celle (P2) su una piastra di 6 pozzetti non rivestita a 2 x 104 celle/cm2.</li>
	<li>Ogni pozzo, quando confluente, può essere spostato in una singola fiaschetta T-75 come cellule P3 che poi possono essere divise con un rapporto 1:6.</li>
</ol>6. Caratterizzazione dei Periciti
<ol><li>
Analisi della citometria di flusso
	<ol>
<li>Utilizzare lo stesso protocollo di colorazione FACS e la stessa strategia di gating come descritto in precedenza nella sezione 4.</li>
		<li>Eseguire controlli e campioni macchiati sul citometro di flusso. Raccogliere dati e analizzare i dati utilizzando il software di analisi (Tabella dei materiali).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per raccogliere immagini luminose, far crescere le cellule in un pallone in un'incubatrice cellulare impostata a 37 , 5% CO2 e 95% O2. Acquisire immagini su un microscopio dopo l'associazione delle cellule alla superficie.</li>
	<li>
Immunocitochimica
	<ol>
<li>Coltivare le cellule in una piastra di 96 pozze fino al 90% confluente. Lavare le cellule con 1x DI DPBS caldi e fissare con 4% paraformaldeide per 30 min a temperatura ambiente.</li>
		<li>Lavare le cellule 3x con 1x DPBS e permeabilizzare con detergente dello 0,1% per 10 min a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubare celle con buffer di blocco per 1 h a temperatura ambiente. Dopo il blocco, aggiungere gli anticorpi primari (un anticorpo per pozzo) diluiti 1:100 nel buffer di blocco e incubare a 4 gradi durante la notte. Gli anticorpi primari sono: anti-NG2, anti-CD140b, anti-CD31, anti-vimentina, anti-desmin, e anti-alfa liscia actina muscolare.</li>
		<li>Il giorno dopo, lavare le cellule 3x con tampone di lavaggio (Tabella dei materiali). Aggiungere l'anticorpo secondario diluito 1:1,000 nel buffer di blocco e incubare per 2 h a temperatura ambiente al buio. Anticorpo secondario è un anti-coniglio coniugato al FITC.</li>
		<li>Lavare le cellule 3x con tampone di lavaggio. Aggiungere 300 macchie nucleari diluite a 1:1.000 per 5 min a temperatura ambiente.</li>
		<li>Lavare le celle 3x con 1x DPBS e montare con supporti di montaggio.</li>
		<li>Cellule di immagine con un microscopio confocale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Armulik, A., Abramsson, A., Betsholtz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial%2Fpericyte+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Endothelial/pericyte interactions.</a> Circulation Research. 97 (6), 512-523 (2005).</li>
<li>Armulik, A., Genove, G., Betsholtz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pericytes%3A+developmental%2C+physiological%2C+and+pathological+perspectives%2C+problems%2C+and+promises%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Pericytes: developmental, physiological, and pathological perspectives, problems, and promises.</a> Developmental Cell. 21 (2), 193-215 (2011).</li>
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<li>Avolio, E., Madeddu, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discovering+cardiac+pericyte+biology%3A+From+physiopathological+mechanisms+to+potential+therapeutic+applications+in+ischemic+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Discovering cardiac pericyte biology: From physiopathological mechanisms to potential therapeutic applications in ischemic heart disease.</a> Vascular Pharmacology. 86, 53-63 (2016).</li>
<li>Dore-Duffy, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+cerebral+microvascular+pericytes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of cerebral microvascular pericytes.</a> Methods in Molecular Medicine. 89, 375-382 (2003).</li>
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<li>Maier, C. L., Shepherd, B. R., Yi, T., Pober, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Explant+outgrowth%2C+propagation+and+characterization+of+human+pericytes%5BTitle%5D)+AND+%22Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Explant outgrowth, propagation and characterization of human pericytes.</a> Microcirculation. 17 (5), 367-380 (2010).</li>
<li>Crisan, M., Corselli, M., Chen, W. C., Peault, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perivascular+cells+for+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Perivascular cells for regenerative medicine.</a> Journal of Cellular Molecular Medicine. 16 (12), 2851-2860 (2012).</li>
<li>Crisan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+and+long-term+culture+of+multipotent+progenitor+cells+affiliated+with+the+walls+of+human+blood+vessels%3A+myoendothelial+cells+and+pericytes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Cellular+Biology%22%5BJournal%5D)">Purification and long-term culture of multipotent progenitor cells affiliated with the walls of human blood vessels: myoendothelial cells and pericytes.</a> Methods in Cellular Biology. 86, 295-309 (2008).</li>
<li>Nees, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+bulk+cultivation%2C+and+characterization+of+coronary+microvascular+pericytes%3A+the+second+most+frequent+myocardial+cell+type+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+Heart+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Isolation, bulk cultivation, and characterization of coronary microvascular pericytes: the second most frequent myocardial cell type in vitro.</a> American Journal of Physiology Heart Circulatory Physiology. 302 (1), H69-H84 (2012).</li>
<li>Avolio, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expansion+and+characterization+of+neonatal+cardiac+pericytes+provides+a+novel+cellular+option+for+tissue+engineering+in+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Expansion and characterization of neonatal cardiac pericytes provides a novel cellular option for tissue engineering in congenital heart disease.</a> Journal of the American Heart Association. 4 (6), e002043(2015).</li>
<li>Chen, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+myocardial+pericytes%3A+multipotent+mesodermal+precursors+exhibiting+cardiac+specificity%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Human myocardial pericytes: multipotent mesodermal precursors exhibiting cardiac specificity.</a> Stem Cells. 33 (2), 557-573 (2015).</li>
<li>Baily, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Perivascular+Multipotent+Precursor+Cell+Populations+from+Human+Cardiac+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isolation of Perivascular Multipotent Precursor Cell Populations from Human Cardiac Tissue.</a> Journal of Visualized Experiments. (116), e54252(2016).</li>
<li>Murray, I. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+and+cardiac+muscle+pericytes%3A+Functions+and+therapeutic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacology+%26+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Skeletal and cardiac muscle pericytes: Functions and therapeutic potential.</a> Pharmacology & Therapeutics. 171, 65-74 (2017).</li>
<li>Birbrair, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+pericytes+in+skeletal+muscle+regeneration+and+fat+accumulation%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Development%22%5BJournal%5D)">Role of pericytes in skeletal muscle regeneration and fat accumulation.</a> Stem Cells Development. 22 (16), 2298-2314 (2013).</li>
<li>Birbrair, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+pericyte+subtypes+differ+in+their+differentiation+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle pericyte subtypes differ in their differentiation potential.</a> Stem Cell Research. 10 (1), 67-84 (2013).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Poiché gli studi sui periciti cardiaci sono relativamente nuovi, il ruolo dei periciti nella fisiologia cardiovascolare e nella fisiopatologia deve ancora essere definito. In altri organi, hanno dimostrato di svolgere ruoli chiave nell'omeostasi del vaso e nella perfusione1,2. Rispetto alla letteratura dei periciti di altri organi come il cervello, ci sono significativamente meno pubblicazioni sui periciti cardiaci. L'isolamento dei periciti cardiaci è fondamentale per la comprensione delle loro caratteristiche funzionali e dei meccanismi di segnalazione. Pertanto, questo protocollo fornirà agli sperimentatori un modo più semplice per accedere ai periciti cardiaci da una fonte tissutale più prontamente disponibile e promuovere gli studi sulla loro biologia. Aiuterà a rispondere a domande su come i periciti cardiaci contribuiscono all'omeostasi cardiaca e alla fisiofisiologia, nonché a studiare il loro potenziale terapeutico.
La popolazione pericita isolata dal cuore murino e caratterizzata da CD31-CD34-CD45-CD140b-NG2-CD146- è stata passata più volte (fino a P12 e stava ancora andando forte), il che non diminuzione della redditività e propaga rapidamente (Figurasupplementare 2). Le cellule sono state anche criocongelate e recuperate con almeno il 95% di redditività. Tuttavia, preferiamo usare le cellule P7 o più giovani per i nostri esperimenti. Confrontando le immagini luminose dei nostri periciti con i periciti del cervello umano, le due linee cellulari hanno morfologia cellulare comparabile (Figura 4A) mentre differiscono nella morfologia dalle cellule muscolari lisce (Figura 4A). Le nostre cellule P7 sono state caratterizzate da immunocitochimica per i marcatori di pericito, alcune del nostro pannello FACS (NG2 e CD140b), e alcune non nel pannello (vimentin, desmin, sMA) e abbiamo scoperto che le cellule espresse marcatori periciti omogeneamente (Figura 4B). Inoltre, le nostre cellule P7 sono state analizzate dalla citometria di flusso di nuovo con lo stesso pannello marcatore per valutare le modifiche nell'espressione del marcatore a causa del passaging e abbiamo scoperto che non ci sono state modifiche (Figura 4C). Pertanto, sia fenotipicamente che morfologicamente, le nostre cellule sono periciti.
Gli studi di Nees et al.10, Avolio et al.11, Chen et al.12e Baily et al.13 hanno mostrato immiciti cardiaci periciti di successo. Tuttavia, l'uso di un'apparecchiatura costruita su misura interna per staccare i periciti dalle microvessels di Nees et al.10 prevedeva due camere con pompe che perfusavano soluzione proteasi avanti e indietro attraverso una pila di reti a rete, che era difficile da replicare in quanto non ha fornito uno schema e/o un'immagine dell'apparecchio e di come è stato costruito. Anche se Nees et al.10 hanno isolato con successo periciti cardiaci di molte specie, non siamo mai stati in grado di riprodurre il loro metodo. La nostra fase di distacco pericito nel nostro protocollo utilizza semplicemente uno shaker orbitale (per dissociare tutte le cellule) che è disponibile nella maggior parte, se non in tutti i laboratori, con la soluzione tissutale ed enzimatica in un tubo conico seguito da una fase di dissociazione meccanica. Non è richiesto alcun apparato personalizzato. In secondo luogo, i restanti protocolli prevedono l'uso di tessuti umani e quindi l'approvvigionamento di tessuto umano limita agli investigatori. Il nostro protocollo è unamodifica e ottimizzazione degli attuali protocolli 9,12 utilizzando modelli murini (tipo selvaggio, geneticamente modificato, malato) e materiali che sono prontamente disponibili a tutti gli investigatori.
Poiché le cellule perivascolari in generale sono sensibili, la vitalità delle cellule è fondamentale per ottenere una buona resa. Durante l'approvvigionamento del tessuto cardiaco e la colorazione delle cellule, il tessuto/cellule deve essere mantenuto freddo ghiaccio. In secondo luogo, la digestione enzimatica del tessuto può richiedere l'ottimizzazione su base individuale. A seconda delle unità di attività sulle proprie fiale di enzimi, concentrazione e tempo di digestione potrebbe essere necessario ottimizzare. Assicurarsi che la soluzione ezimatica viene preparata fresco ogni volta altrimenti la resa diminuirà. In terzo luogo, la miscela grezza contiene un sacco di cellule, alcune morti e / o morenti, è meglio abbassare la concentrazione di FBS nel buffer di colorazione dal 5% al 2%. Se hai problemi con le cellule che intasano l'ugello durante l'ordinamento, arricchisci prima le cellule utilizzando un kit di rimozione delle cellule morte. È inoltre possibile aggiungere il buffer EDTA/HEPES o il trattamento DNase al pre-sort e-nicore cellulare per evitare l'agglomerazione delle cellule. Infine, poiché il nostro gruppo di anticorpi è piuttosto grande e utilizza molti fluorofori, assicurati che i controlli FMO e i controlli di compensazione siano eseguiti correttamente.
Una limitazione a questo metodo è la quantità di periciti cardiaci che possono essere ottenuti per cuore. Nel nostro caso, solo l'1,1% della nostra miscela grezza da un cuore di topo erano periciti che è paragonabile alla percentuale negli isolamenti del cuore umano, ma il numero di cellule è significativamente inferiore a causa della quantità di tessuto cardiaco che un topo fornisce. Poiché il numero iniziale di cellule è così basso dopo FACS, sarebbe meglio isolare da più cuori contemporaneamente. Tuttavia, il problema con questo è il gran numero di celle che è necessario ordinare in un giorno. Se hai più di 30 milioni di cellule, sarà difficile superare il tipo senza influire sulla vitalità delle cellule. Se l'investigatore avesse più selezionatrici cellulari, isolarsi da più cuori in un giorno sarebbe fattibile. Un'altra limitazione è che perché non sappiamo se ci sono sottopopolazioni di periciti nel cuore come se ci fosse muscolo scheletrico15,16, non sappiamo se stiamo eliminando un sottotipo nella nostra strategia di gating. Siamo in procinto di caratterizzare i nostri periciti cardiaci e finora nei nostri dati inediti, sono funzionalmente come altri periciti in letteratura.
Il nostro protocollo consentirà agli sperimentatori di rispondere a domande sulle proprietà cardiache dei periciti, le caratteristiche, la funzionalità e altri aspetti che aiuteranno a definire il loro contributo all'omeostasi cardiaca e all'emodinamica. Queste cellule potrebbero avere un potenziale terapeutico per le malattie cardiovascolari una volta che la loro biologia è meglio compresa.

Le cellule perivascolari note come periciti circondanoi microvasi e i capillari dell'albero vascolare 1,2. Fisiologicamente, sono noti per promuovere e svolgere un ruolo nell'angiogenesi, aumentare l'integrità della barriera a causa della loro stretta relazione con le cellule endoteliali, nonché stabilizzare e maturi vasi1,2. Inoltre, la disfunzione e/o la perdita di queste cellule sono state implicate in malattie come il morbo di Alzheimer2,3 e varie malattie cardiovascolari4. Queste cellule si trovano in tutto il corpo, ma i numeri delle cellule sono dipendenti dal tessuto. I periciti sono stati studiati in particolare nel cervello a causa dell'elevata vascolarizzazione della barriera emato-encefalica1,2. Tuttavia, nel cuore, la biologia dei periciti è poco studiata.
Recentemente, ci sono maggiori interessi nel campo per i periciti cardiaci, ma attualmente non esiste un protocollo semplificato disponibile per il loro isolamento da uno degli strumenti più utilizzati in biologia: il topo. Ci sono protocolli nella letteratura sull'isolamento dei periciti dal cervello5, retina6, placenta7e muscolo scheletrico8,9; tuttavia, pochi protocolli sono sull'isolamento dei periciti dal cuore. Ci sono diversi gruppi che hanno isolato i periciti cardiaci. Nees e altri sono stati in grado di isolare un'abbondante quantità di periciti cardiaci da più specie tra cui il topo; tuttavia, i loro metodi utilizzavano specifiche attrezzature costruite internamente che riducono la riproducibilità10. Avolio et al.11, Chen et al.12e Baily et al.13 hanno anche isolato con successo i periciti cardiaci isolati dal tessuto cardiaco umano, ma i tessuti umani non sono sempre disponibili e difficili da ottenere per alcuni ricercatori. Qui, abbiamo sviluppato un metodo di isolamento per ottenere periciti cardiaci dai modelli murini per i ricercatori per studiare ulteriormente la loro biologia con materiali prontamente disponibili.
Utilizzando la digestione enzimatica e la fluorescenza activated cell sorting (FACS) con noti marcatori chiave periciti14, il nostro protocollo ci permette di isolare e purificare una popolazione di periciti che sono caratterizzati da CD31-CD34-CD45- CD140b:NG2,CD146,. Il nostro pannello di marcatori contiene sia marcatori di inclusione che di esclusione. CD45 è usato come marcatore per escludere le cellule ematopoietiche. CD31 viene utilizzato come marcatore per escludere le cellule endoteliali. CD34 è usato come marcatore per escludere cellule progenitrici ed ematopoietiche ed endoteliali. CD146 è un marcatore per le cellule perivascolari. Infine, NG2 e CD140b (noto anche come platelet derived growth factor recettor beta - PDGFR) sono entrambi marcatori accettati per i periciti14. La cultura primaria ottenuta può essere coltivata e scolata più volte senza cambiamenti nella morfologia o nell'espressione dei marcatori. Inoltre, queste cellule possono essere co-coltivate con cellule endoteliali per studiare le loro interazioni e incrociare tra loro. Questo metodo di isolamento cellulare permetterà agli sperimentatori di studiare la biologia e la fisiofisiologia dei periciti cardiaci da modelli di topo selvatici, malattie e geneticamente varianti.

<table><tbody><tr><td>0,25% di tripsina-EDTA</td><td>Corning</td><td>25-053-Cl</td><td>diluito con 1x DPBS per ottenere 0,1%</td></tr><tr><td>100 &mu; Filtro cellulare M</td><td>FisherSci</td><td>22363549</td><td></td></tr><tr><td>Provette coniche Falcon da 15 mL</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Piastra a 24 pozzetti</td><td>Corning</td><td>CLS3527</td><td></td></tr><tr><td>Ago a farfalla da 25 G</td><td>FisherSci</td><td>22-253-146</td><td></td></tr><tr><td>Siringa ad ago da 31 G</td><td>FisherSci</td><td>B328446</td><td></td></tr><tr><td>Provette coniche Falcon da 50 mL</td><td>BD</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>Piastra a 6 pozzetti</td><td>Corning</td><td>CLS3516</td><td></td></tr><tr><td>anti-alfa actina muscolare liscia mAb di coniglio</td><td>abcam abcam ab32575</td><td>Anticorpo utilizzato in ICC Diluizione 1:100</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD140b mAb di coniglio</td><td>Segnalazione cellulare</td><td>28E1</td><td>Anticorpo utilizzato in ICC Diluizione 1:100</td></tr><tr><td>anti-CD31 pAb di coniglio</td><td>abcam abcam</td><td>ab28364</td><td>Anticorpo utilizzato in ICC 1:100 diluizione</td></tr><tr><td>anti-desmina pAb</td> <td>di coniglioabcam</td><td>ab8592</td><td>Anticorpo utilizzato nella diluizione ICC 1:100</td></tr><tr><td>anti-NG2 coniugato a AF488</td><td>Millipore</td><td>MAB5384A4</td><td>Anticorpo utilizzato nella diluizione ICC 1:100</td></tr><tr><td>anti-vimentina mAb</td><td>abcam ab2547</td><td>Anticorpo utilizzato nella diluizione ICC 1:100</td><td></td></tr> Kit di <tr><td>perline di compensazione reattiva ArC Amine</td><td>Invitrogen</td><td>A10346</td><td>perline di compensazione per colorante IR vivo/morto</td></tr><tr><td>Brightfield Fotocamera per microscopio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD140b-PE (clone APB5)</td><td>eBioscience</td><td>12-1402-81</td><td>Anticorpo utilizzato in FACS diluizione 1:100</td></tr><tr><td>CD146-BV605 (clone ME-9F1)</td><td>BD</td><td>740434</td><td>Anticorpo utilizzato in FACS diluizione 1:100</td></tr><tr><td>CD31-APC (clone MEC 13.3)</td><td>BD</td><td>551262</td><td>Anticorpo utilizzato in FACS diluizione 1:100</td></tr><tr><td>CD34-BV421 (clone RAM 34)</td><td>BD</td><td>56268</td><td>Anticorpo utilizzato nella diluizione FACS 1:100</td></tr><tr><td>CD45-PE-Cy7 (clone 30-F11)</td><td>BD</td><td>552848</td><td>Anticorpo utilizzato nella diluizione FACS 1:100</td></tr><tr><td>Centrifuga</td><td>eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Collagenasi B</td><td>Roche</td><td>11088815001</td><td>0,226 U/mg lyo.</td></tr><tr><td>Microscopio</td><td></td><td></td><td></td>confocale</tr><tr><td>DAPI</td><td>ThermoFisher</td><td>D1306</td><td>colorazione nucleare</td></tr><tr><td>DMEM con 4,5 g/L di glucosio, L-glutammina e piruvato di sodio</td><td>Corning</td><td>10-013-CV</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>forbici Dowell</td><td>FST</td><td>15040-11</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con fosfato di Dulbecco (DPBS)</td><td>Corning</td><td>21-030-CV</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con fosfato di Dulbecco senza Ca e Mg (CMF-DPBS)</td><td>Corning</td><td>21-031-CV</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>Dumont #5 Fine Forceps</td><td>FST</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>FACSArtore cellulare a base di</td> fosfato <td>BD</td><td></td><td>Laser: 405 nm 50 mW, 488 nm 100 mW, 561 nm 50mW, 633 nm 11 mW</td></tr><tr><td>Software FACSAria</td> Tubo <td>Falcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>a fondo tondo in polipropilene, 5 mL</td><td>BD</td><td>38057</td><td></td></tr><tr><td>Provetta Falcon con tappo filtrante, 5 mL</td><td>BD</td><td>08-771-23</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino Corning</td><td></td><td>35-015-CV</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>Forbici fini</td><td>FST</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Software FlowJo FlowJo</td><td>LLC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Citometro a flusso Fortessa LSR</td><td>BD</td><td></td><td>Laser: 405 nm 50 mW, 488 nm 100 mW, 561 nm 50mW, 633 nm 11 mW</td></tr><tr><td>Rivestimento a base di gelatina</td><td>Cell Biologics</td><td>6950</td><td></td></tr><tr><td>Capra anti-coniglio IgG (H+L) Cross-Absorbed Anticorpo secondario, Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A-11008</td><td>Anticorpo utilizzato in ICC 1:1000 diluizione</td></tr><tr><td>Graefe Pinze</td><td>FST</td><td>11049-10</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione di eparina sodica</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-2720-02</td><td>10.000 unità USP/10 mL; da intestino suino Incubatore</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>impostato a 37 &deg; C, 5% CO2, 95% O2&nbsp;</td></tr><tr><td>Live/Dead-Near IR</td><td>Life Technologies</td><td>L10119</td><td></td></tr><tr><td>Vetrini per microscopio</td><td>FisherSci</td><td>12-550-343</td><td></td></tr><tr><td>NG2-FITC</td><td>Anticorpo</td><td>AB5320A4</td><td>milliporo utilizzato nella diluizione FACS 1:100</td></tr><tr><td>Agitatore oribital</td><td>VWR</td><td></td><td>Inside 37 &deg; C incubatore o camera</td></tr><tr><td>Paraformaldeide</td><td>FisherSci</td><td>50-980-487</td><td>diluire con 1x DPBS per ottenere il 4%</td></tr> <tr><td>di penicillina-streptomicina</td><td>Corning</td><td>30-002-CI</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Piastra di Petri</td><td>FisherSci</td><td>FB0875714</td><td></td></tr><tr><td>Pipetta e puntali</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Terreno di montaggio</td><td>ProLong Diamond</td><td>ThermoFisher</td><td>P36965</td></tr><tr><td>Ioduro di propido</td><td>Colorante</td><td>per la vitalità cellulare</td>ThermoFisher <td></td> per figura supplementare 2</tr><tr><td>IgG di coniglio FITC</td><td>eBiosciences</td><td>11-4614-80</td><td>Anticorpo per il controllo dell'isotipo - FITC</td></tr><tr><td>Rat IgG2a APC</td><td>Biolegend</td><td>400512</td><td>Anticorpo per il controllo dell'isotipo - APC</td></tr><tr><td>Rat IgG2a BV421</td><td>Biolegend</td><td>400536</td><td>Anticorpo per il controllo dell'isotipo - BV421</td></tr><tr><td>Rat IgG2a BV605</td><td>BD</td><td>563144</td><td>Anticorpo per il controllo dell'isotipo - BV605</td></tr><tr><td>Rat IgG2a PE</td><td>Biolegend</td><td>400308</td><td>Anticorpo per il controllo dell'isotipo - PE</td></tr><tr><td>Rat IgG2b PE-Cy7</td><td>Biolegend</td><td>400617</td><td>Controllo dell'isotipo anticorpo - PE-Cy7</td></tr><tr><td>SuperBlock</td><td>ThermoFisher</td><td>37515</td><td>tampone bloccante</td></tr><tr><td>T75</td><td>ThermoFisher</td><td>156499</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>X100</td><td>detergente, diluire con x DPBS per ottenere lo 0,1%</td></tr> <tr><td>di perline UltraComp</td><td>Invitrogen</td><td>01-2222-42</td><td>perline di compensazione</td></tr><tr><td>Pompa peristaltica a portata variabile</td><td>FisherSci</td><td>13-876-1</td><td></td></tr><tr><td>ViCell Contatore di celle</td><td>Beckman</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wash tampone</td><td></td><td></td> 1<td>:10 diluizione di Superblock in 1x DPBS</td></tr></tbody></table>

isolamento e purificazione dei periciti cardiaci murine

Isolation and Purification of Murine Cardiac Pericytes

Periciti, cellule perivascolari di microvessels e capillari, sono noti per svolgere un ruolo nell'angiogenesi, stabilizzazione del vaso, e l'integrità della barriera endoteliale. Tuttavia, le loro funzioni specifiche del tessuto nel cuore non sono ben comprese. Inoltre, attualmente non esiste un protocollo che utilizzi materiali facilmente accessibili per isolare e purificare i periciti di origine cardiaca. Il nostro protocollo si concentra sull'utilizzo del modello di mammifero ampiamente utilizzato, il mouse, come fonte di cellule. Utilizzando la digestione enzimatica e la dissociazione meccanica del tessuto cardiaco, abbiamo ottenuto una miscela di cellule grezze che è stata ulteriormente purificata dalla fluorescenza attivando lo smistamento cellulare (FACS) da una pletora di marcatori. Poiché non esiste un singolo marcatore inequivocabile per i periciti, abbiamo annullato le celle che erano CD31-CD34-CD45 - CD45-CD140b,NG2eCD146. Dopo la purificazione, queste cellule primarie sono state coltivate e passaggiate più volte senza alcuna modifica nella morfologia e nell'espressione dei marcatori. Con la capacità di ottenere regolarmente periciti cardiaci murini primari utilizzando il nostro protocollo, speriamo di comprendere ulteriormente il ruolo dei periciti nella fisiologia cardiovascolare e il loro potenziale terapeutico.

Dopo la digestione enzimatica e la dissociazione di tutto il cuore e prima della purificazione FACS delle cellule, le cellule sono una miscela grezza che contiene molti tipi di cellule diverse dal cuore (Figura 1A). Dopo la purificazione e la coltura FACS, le cellule sono omogenee. Sono singoli nucleati, abbastanza piatti, e hanno la tipica morfologia romboide pericite (Figura 1B).
Utilizzando FACS, le cellule vengono purificate all'omogeneità. Il campione di celle di controllo non instanelle viene utilizzato per mostrare la strategia di gating (Figura 2). In primo luogo, i detriti e le doppiettosono sono stati recintati in base alle distribuzioni a dispersione in avanti e laterali. Poi le cellule morte sono state recintate a causa della loro reazione di ammine con il tallone che produce un segnale maggiore e più intenso delle cellule vive. Delle cellule vive, le cellule ematopoietiche sono state sbarrate dall'essere CD45. Per rimuovere ulteriormente le cellule ematopoietiche ed endoteliali, lecellule CD34 e CD31 sono state sbarrate. Infine, sono state selezionatecellule NG2 e CD140b /CD146 per essere cellule perivascolari con espressione dei tipici marcatori periciti (Figura 3). Il pannello marcatore è stato testato anche sulle cellule endoteliali coronariche del topo come controllo (Figura supplementare 1). Solo circa l'1% della miscela di cellule grezze consisteva di periciti dopo lo smistamento.
Per verificare che le cellule fossero effettivamente periciti, abbiamo passaggiato le cellule per un'ulteriore caratterizzazione. Le cellule sono cresciute rapidamente una volta raggiunto il P3 nelle flaconi T-75 senza cambiamenti di vitalità man mano che diventavano più grandi (Figura supplementare2). Rispetto ai periciti cerebrali umani, le cellule avevano una morfologia simile (Figura 4A). Rispetto alle cellule muscolari lisce e del topo e umano, le cellule avevano una morfologia diversa (Figura 4A). Non sono stati osservati cambiamenti nella morfologia o nell'espressione dei marcatori al P7 quando sono immunostained o per analisi della citometria di flusso dopo il passaggio (Figura 4B,C).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59571/59571fig1.jpg"> Figura 1 : Cellule grezze contro cellule purificate. (A) L'immagine del campo luminoso della miscela cellulare grezza post digestione e dissociazione enzimatica del cuore intero che è stata coltivata in un flacone T25 per 14 giorni. (B) L'immagine dal campo luminoso di una popolazione omogenea di periciti cardiaci dopo lo smistamento e la coltura dopo 14 giorni. Barra di scala: 100 m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59571/59571fig1large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59571/59571fig2v2.jpg"> Figura 2 : Immagini rappresentative dell'analisi FACS delle cellule non colorate. Rappresentazione schematica della strategia di gating utilizzata per purificare la miscela cellulare grezza. Cancello per le celle single, live, CD45-, CD31-, CD34-, NG2,CD146 , e CD140b. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59571/59571fig2v2large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59571/59571fig3.jpg"> Figura 3 : Immagini rappresentative dell'analisi FACS delle cellule grezze. Rappresentazione schematica dello smistamento utilizzato per ottenere una popolazione omogenea di periciti cardiaci. Circa l'1% delle cellule grezze è CD31-CD34-CD45-CD140b-NG2,CD146. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59571/59571fig3large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59571/59571fig4.jpg"> Figura 4 : caratterizzazione dei periciti cardiaci isolati primari (A) Le immagini di cellule coltivate provenienti da corpi umani (hPC) e cuori murini (mPC) mostrano una morfologia delle cellule pericite simile ma una morfologia diversa dalle cellule muscolari lisce umane hSMC) e cellule muscolari lisce del topo (mSMC). Barra di scala - 100 m. (B) Caratterizzazione fenotipica delle cellule a P7 per immunocitochimica per i marcatori di pericite. Barra di scala (C) Analisi per citometria di flusso dei periciti a P7 dove sono stati recintati per marcatori negativi CD31, CD34, CD45 e marcatori positivi NG2, CD140b e CD146. La popolazione rimane omogenea. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59571/59571fig4large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Figura supplementare 1: Immagini rappresentative dell'analisi della citometria di flusso delle cellule endoteliali utilizzando il pannello marcatore. Una linea cellulare coronarica del topo è stata utilizzata come controllo per la specificità di legame per i marcatori. Utilizzando la stessa strategia di gating che è stata utilizzata nel tipo ad eccezione di un cancello positivo per CD31 invece di un cancello negativo, le cellule endoteliali erano negative per CD45, CD34, NG2, CD140b e CD146 ma positive per CD31 come previsto. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59571/JOVE_Suppl_Figure_1.tif" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa figura.</a>
Figura 2 supplementare: Immagini rappresentative dell'analisi della citometria di flusso di diversi passaggi di mPC. I periciti cardiaci isolati primari sono stati coltivati e sono stati passaggi fino al passaggio 12. Le cellule sono state macchiate con iodio propidio e analizzate su un citometro di flusso. La popolazione di controllo è una miscela di cellule morte e cellule vive. Non c'erano differenze significative nel numero di cellule vitali tra i passaggi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59571/JOVE_Suppl_Figure_2.tif" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa figura.</a>

Abbiamo ottimizzato un protocollo per isolare e purificare i periciti cardiaci murini per la ricerca di base e lo studio del loro potenziale di biologia e terapia.

Isolamento e purificazione dei Periciti Cardiaci Murine

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier ...

Il nostro protocollo è ottimizzato per il modello di mouse e utilizza materiali prontamente disponibili per tutti gli investigatori. Questa tecnica può essere applicata a modelli di topo sani, disease o geneticamente alterati. Il nostro protocollo consentirà agli investigatori di rispondere a qualsiasi domanda sulla biologia dei periciti cardiaci da qualsiasi modello di malattia o variazione genetica del topo.Questa procedura fornirà informazioni sulla biologia dei periciti cardiaci e ci aiuterà a comprendere il loro contributo all'omeostasi cardiaca e all'emodinamica sia nella salute che nelle malattie. Posizionare il mouse anestetizzato in posizione supina e rastrettare gli arti anteriori. Aprire con cura la cavità toracica e cannulate l'aorta discendente usando un ago a farfalla calibro 25.Fai un graffio nell'atrio destro. Quindi, perfondere il cuore con almeno 20 millilitri di 250 unità per millilitro eparinizzato, privo di calcio-magnesio, dulbecco tamponato salina a due millilitri al minuto con una pompa peristaltica a flusso variabile. La perfusione è completa quando il PBS pulito esce dall'atri destro.Tagliare il cuore all'aorta e posizionarlo nel DPBS privo di calcio-magnesio ghiacciato. Quindi, trasferisci il cuore in una piastra di Petri di 15 per 15 centimetri. Tagliare il cuore a pezzetti usando forbici a molla e forcep a punta fine con una soluzione enzimatica sufficiente a coprire i pezzi.Ora, trasferire i pezzi e la soluzione in un tubo conico da 50 millilitri e sigillare con pellicola di plastica paraffina. Incubare a 37 gradi Celsius su uno shaker orbitale a 120 giri/min per 75 minuti. Dopo la digestione della collagenasi con la soluzione enzimatica, decantare il liquido attraverso un colino cellulare da 100 micron in un nuovo tubo da 50 millilitri, lasciando una soluzione sufficiente in modo che i pezzi non si asciughino.Utilizzando forcep a punto fine, prendere il tessuto dal tubo e posizionare alcuni pezzi su uno scivolo al microscopio. Quindi, macinare il tessuto tra due vetrini del microscopio per rompere il tessuto. Risciacquare le diapositive con mezzi di coltura senza enzimi in un nuovo tubo conico da 50 millilitri.Ripetere questo passaggio fino a quando tutti i pezzi di tessuto non vengono dissociati. Unire la soluzione tesa e il tessuto macinato in un unico tubo. Filtrare la sospensione risultante attraverso un filtro cellulare da 100 micron in un nuovo tubo conico da 50 millilitri.Centrifugare il campione a 220 volte g e quattro gradi Celsius per cinque minuti. Aspirare la soluzione precedente e rimpignare delicatamente il pellet cellulare in tampone di colorazione FACS freddo contenente DPBS e albumina di siero bovino. Contare le celle e verificare la vitalità utilizzando un contatore di celle.Diluire le cellule a un milione di cellule per millilitro con tampone di colorazione FACS freddo contenente DPBS e albumina di siero bovino. Le celle sono ora pronte per essere macchiate e ordinate. Preparare ed etichettare tubi FACS da cinque millilitri per tutti i controlli e campioni di cellule.Aliquota di un millilitro di celle per tubo per un campione non macchiato, fluorescenza meno un controllo e controlli abbinati all'isotipo. Utilizzare le celle rimanenti per l'ordinamento. Tutti i controlli e i campioni possono essere preparati e macchiati contemporaneamente.Inoltre, preparare ed etichettare tubi FACS a cinque millilitri per un totale di nove controlli di compensazione, due tipi di perline non macchiate più sette diversi fluorocromi dal pannello marcatore. Per ottimizzare i controlli di compensazione della fluorescenza, aggiungere una goccia di perline di compensazione dalla fiala di compressione a ciascun tubo. Quindi, aggiungere un microlitro di anticorpo alle perline.Ripetere per ogni anticorpo dal pannello marcatore. Utilizzare i controlli FMO per ottimizzare la colorazione dello sfondo a causa della sovrapposizione spettrale. Alle cellule nei tubi di controllo FMO, aggiungere tutti gli anticorpi dal pannello marcatore a una diluizione uno-a-100, ma escludere un anticorpo.Ripetere per ogni anticorpo per un totale di sette controlli. Utilizzare anticorpi di controllo abbinati all'isotipo per la colorazione non specifica. Alle cellule nei tubi etichettati abbinati all'isotipo, aggiungere l'anticorpo di controllo abbinato all'isotipo a una diluizione uno-a-100.Preparare quindi le celle da ordinare. Alle cellule appena isolate, aggiungere un cocktail di anticorpi a una diluizione uno a 100. Inoltre, aggiungere il colorante di vitalità cellulare a una diluizione uno-a-1.000.Mescolare vigorosamente i controlli di compensazione con il vortice a impulsi. Incubare per 30 minuti a quattro gradi Celsius, protetti dalla luce, ad eccezione delle perline di vitalità cellulare, che possono essere lasciate a temperatura ambiente, protette dalla luce. Mescolare delicatamente i controlli FMO, i controlli abbinati all'isotipo e le celle da ordinare per vortice di impulsi.Incubare per 30 minuti a quattro gradi Celsius, protetti dalla luce. Aggiungere tre millilitri di buffer di colorazione FACS a ciascun controllo di compensazione, controllo FMO e controllo isotipo. Centrifugare i tubi a 300 volte g per cinque minuti a quattro gradi Celsius.Aspirare la soluzione e rimospendare ogni pellet in 400 microlitri di tampone di colorazione FACS. I controlli di compensazione, i controlli FMO e i controlli isotipo sono ora pronti per essere utilizzati. Dopo la colorazione, lavare le cellule con tampone di colorazione FACS per centrifugazione a 300 volte g per cinque minuti a quattro gradi Celsius.Aspirare la soluzione e resospendare il pellet cellulare nel tampone di colorazione FACS a 0,5 milioni di cellule per millilitro. Utilizzando nuovi tubi FACS con piani filtranti da 35 micron, pipettare i campioni di celle macchiate sui coperchi e filtrare la gravità per ottenere sospensioni a cella singola. Tieniti sul ghiaccio.Utilizzare uno smistatore di celle per purificare le celle. Eseguire le celle non macchiate sullo smistatore di celle per impostare tensioni e correggere il segnale di fondo. Eseguire ogni campione di perline di compensazione a singolo colore uno alla volta per regolare le tensioni per ogni canale e regolare i cancelli per il segnale positivo.Raccogliere i dati. Utilizzare il software per calcolare la sovrapposizione spettrale calcolando la matrice di compensazione. Tutte le tensioni sono pronte e impostate.Eseguire ogni controllo isotipo uno alla volta. Questi dati possono essere utilizzati per regolare i gate per l'associazione non specifica, se presente. Eseguire ogni campione FMO uno alla volta.Regolare le tensioni per ogni canale per correggere la smarrimento spettrale grazie a un pannello multicolore. Eseguire i campioni di celle macchiate nello smistatore di celle. Raccogli le cellule in mezzi di coltura senza enzimi da 10 millilitri in un tubo di raccolta conico da 15 millilitri.Utilizzare la seguente strategia gating. In primo luogo, cancello per singole celle. Quindi, cancello per le cellule vive.Quindi, gate per le celle NEGATIVE CD45. Gate per celle CD34 e CD31-negative. Quindi, cancello per le cellule NG2-positive.E infine, gate per le cellule cd146 e CD140b-positive. Per coltura dei periciti, seminare le cellule appena ottenute in mezzi di coltura senza enzimi su una piastra rivestita da 24 potte. Coltura delle cellule in un incubatore di cellule impostato a 37 gradi Celsius, 5% anidride carbonica e 95% ossigeno.Dopo la digestione enzimatica e la dissociazione di tutto il cuore e prima della purificazione FACS delle cellule, le cellule sono una miscela grezza che contiene molti tipi di cellule diverse dal cuore. Dopo la purificazione e la coltivazione facs, le cellule sono omogenee. Sono nucleati singoli, abbastanza piatti e hanno la tipica morfologia romboide pericite.Utilizzando FACS, le cellule vengono purificate all'omogeneità. In primo luogo, detriti e doppietti sono stati recintati in base alle distribuzioni di dispersione avanti e laterale. Quindi, le cellule morte sono state recintate a causa della loro reazione ammina con il colorante, che produce un segnale maggiore e più intenso delle cellule vive.Delle cellule vive, le cellule ematopoietiche sono state gated out essendo cd45-positive. Per rimuovere ulteriormente le cellule ematopoietiche ed endoteliali, le cellule CD34-positive e CD31-positive sono state gated out. Infine, le cellule NG2-positive e CD140b/CD146-positive sono state selezionate per essere cellule perivascolari con espressione di marcatori periciti tipici.Rispetto ai periciti cerebrali umani, le cellule avevano una morfologia simile. Rispetto alle cellule muscolari lisce del topo e dell'uomo, le cellule avevano una diversa caratterizzazione fenotipica morfologica delle cellule al passaggio sette per immunocitochimica per marcatori di periciti che non mostravano cambiamenti osservati nella morfologia o nell'espressione marcatore. Allo stesso modo, l'analisi per citometria del flusso dei periciti al passaggio sette confermò che la popolazione rimase omogenea.La vitalità cellulare è fondamentale per ottenere una buona resa. Mantenere i tessuti freddi durante l'approvvigionamento e mantenere le celle fredde durante la colorazione cellulare. Inoltre, assicurarsi che la soluzione enzimatica sia preparata fresca ogni volta.Per garantire l'isolamento delle cellule corrette dopo la coltazione, caratterizzarle con citometria a flusso e colorazione immunofluorescente. Queste cellule possono essere utilizzate in esperimenti di cocoltura con cellule endoteliali per studi di barriera funzionale, nonché test per studiarne la funzione e le caratteristiche biologiche e fisiologiche. I periciti cardiaci svolgono un ruolo fondamentale nell'integrità e nella stabilità vascolare e la loro disfunzione è consequenziale alla funzione cardiaca globale.Con la nostra tecnica, i ricercatori possono esplorare il potenziale terapeutico dei periciti cardiaci.

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Qui, descriviamo un protocollo per l'isolamento e la coltura di cellule murine endoteliali polmonari. Questo metodo comprende meccanico e dissociazione enzimatica tessuto polmonare e una 2-step processo di purificazione con anti-PECAM-1 e anti-ICAM-2 anticorpi coniugati a sfere magnetiche, che produce una popolazione pura di cellule endoteliali di origine per lo più microvascolare.

Isolamento e la coltura di cellule endoteliali polmonari da topi neonati

Questo video dimostra un metodo per isolare i periciti cerebrali dal cervello di un topo. Le cellule isolate vengono coltivate in terreni specifici per i periciti per promuovere la proliferazione dei periciti.

Isolamento e coltura di periciti cerebrali di topo

Lo scopo di questo protocollo è quello di dimostrare l'isolamento e coltura tecniche di cellule muscolari murine primarie lisce vascolari (VSMC) dalla circolazione coronarica. Una volta VSMC sono stati isolati, essi possono essere utilizzati per vari tecniche di coltura standard.

L&#39;isolamento di Murine coronarica vascolari cellule muscolari lisce

tessuto cardiaco umano alberga popolazioni di cellule precursore perivascolari multipotenti che possono essere adatti per la rigenerazione del miocardio. La tecnica qui descritta permette l'isolamento e la purificazione simultanea di due popolazioni di cellule stromali multipotenti associati con i vasi sanguigni nativi, cioè CD146 + CD34 - periciti e CD34 + CD146 - cellule avventiziale, dal miocardio umano.

Isolamento di perivascolare Multipotent precursori delle cellule popolazioni dal cardiache umane Tissue

Questo lavoro descrive un protocollo basato su FACS che consente l'isolamento facile e simultaneo di periciti tipo I e II di tipo muscolare scheletrico.

Isolamento delle pericelle di tipo I e II di muscoli scheletrici del mouse

Cellule endoteliali microvascolari dei muscoli scheletrici (MMEC) forma la parete interna dei vasi capillari del muscolo e regolano entrambi, scambio di fluidi/molecole e migrazione delle cellule (immuni) tra sangue e tessuto muscolare. Isolamento di MMEC murino primario, come descritto qui, consente indagini complete in vitro del "unità myovascular".

Isolamento di cellule endoteliali microvascolari murino primario del muscolo scheletrico

Vi presentiamo un protocollo per l'estrazione di murini periciti cerebrali. Basato su un'estrazione pericito orientata all'arricchimento senza antibiotici, questo protocollo è uno strumento prezioso per gli studi in vitro che forniscono un'elevata purezza e un'alta resa, diminuendo così il numero di animali sperimentali utilizzati.

Un metodo ad alta uscita per isolare i periciti cerebrali dal mouse

Abbiamo sviluppato un metodo semplicie per isolare le singole cellule cardiache del topo di alta qualità con la tecnica della perfusione antegrada. Questo metodo è privo di Langendorff e utile per isolare miociti ventricolari e atriali o cellule interstiziali, come fibroblasti cardiaci o progenitori.

Un metodo di perfusione antegrada per l'isolamento dei cardiomiociti dai topi

Il gold standard in cardiologia per esperimenti funzionali cellulari e molecolari sono i cardiomiociti. Questo articolo descrive gli adattamenti alla tecnica non-Langendorff per isolare i cardiomiociti di topo.

Un metodo semplice ed efficace per isolare in modo coerente i cardiomiociti di topo

Per ottenere periciti corticali cerebrali di topo che soddisfano le esigenze dello scRNA-seq, presentiamo un protocollo FACS ottimizzato in modo critico basato sulla selezione CD13⁺/CD31⁻. I nostri principali perfezionamenti migliorano significativamente la vitalità cellulare e l'integrità dell'RNA, consentendo un profiling trascrittomico affidabile.

Isolamento dei periciti dal tessuto corticale del topo tramite FACS per il sequenziamento a singola cellula

Impara un protocollo ottimizzato per isolare e purificare periciti cardiaci murini utilizzando digestione con collagenasi e FACS. Questo metodo supporta la ricerca sulla biologia vascolare cardiaca e potenziali applicazioni terapeutiche.

Isolamento e purificazione dei Periciti Cardiaci Murine

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