Name: Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Impara tecniche di necropsia sicura per la rabbia in animali grandi e piccoli, riducendo i rischi di aerosol e garantendo la protezione del personale veterinario.

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Siamo grati al Dipartimento di Salute Wadsworth Center dello Stato di New York per aver sostenuto questo progetto. Vorremmo anche riconoscere il sostegno di Amy Willsey e Frank Blaisdell del Department of Health Wadsworth Center, e LL Ranch, Altamont, NY.

Tutti i metodi descritti sono stati approvati dal Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Preparazione
<ol><li>Don PPE, al minimo protezione degli occhi (occhiali o scudo viso), maschera chirurgica o N-95, e guanti non lattice.</li>
	<li>Preparare l'area di lavoro, idealmente un mobile bio-sicurezza (BSC), con una copertura di superficie di lavoro usa e getta (ad esempio, carta kraft o pastiglie assorbenti) e strumenti di necropsia puliti (Figura 1).</li>
	<li>Posizionare il campione sul piano di lavoro e utilizzare strumenti per manipolarlo per valutare lo stato del campione, comprese le prove di decomposizione, danni al cranio, potenziali pericoli (ad esempio, aculei di istrici, lame di bisturi) e la qualità della decapitazione.</li>
</ol>2. Metodo Ventrale
NOTA: Quando l'esemplare viene correttamente decapitato alla mascella, il forame magnum e il condilo occipitale saranno esposti. Il metodo ventrale è meno complicato per il recupero del cervelletto e del tronco encefalico.
<ol><li>Posizionare il campione con il lato ventrale verso l'alto e il naso dirigendo distay verso la parte posteriore della BSC.</li>
	<li>Tenere un martello/ martello ortopedico nella mano destra (se destrorso) e allo stesso tempo tenere uno scalpello dei consiglieri nella mano sinistra.</li>
	<li>Posizionare lo scalpello ad un angolo di 45 gradi con il punto d'angolo dello scalpello dirigendosi tra il lato destro dell'osso temporale e l'osso occipitale facendo un'apertura "V".</li>
	<li>Colpire la parte superiore dello scalpello con il martello fino a quando le due ossa si separano. Effettuare il taglio adiacente all'osso basisphenoide.</li>
	<li>Ripetere sul lato sinistro dell'osso temporale/occipitale (Figura 2A).</li>
	<li>Piegare l'area "V" del cranio verso il basso con lo scalpello. Esporre l'intera area del rombo del cervello (cervelletto e tronco cerebrale) (Figura 2B).</li>
	<li>Scoop fuori il tronco encefalico e cervelletto con forbici e pinze. Rimuovere eventuali pezzi rimanenti dal cranio se il tronco encefalico e il cervelletto non sono usciti in un unico pezzo.</li>
</ol>3. Metodo dorsale
NOTA: Se l'esemplare ha una scarsa decapitazione (foramen magnum non visibile) e il collo non può essere facilmente rimosso durante la necropsia o se si sospetta un danno al cervelletto, il metodo dorsale deve essere utilizzato.
<ol><li>Posizionare il campione dorsalmente con il naso dirigendo distay verso la parte posteriore di BSC.</li>
	<li>Utilizzando tenacula tumorale, afferrare il muscolo temporale sinistro con i denti di tenacula e bloccare stringendo la maniglia.</li>
	<li>Tagliare il muscolo temporale fino all'osso con coltello da intaglio affilato.</li>
	<li>Ruotare il campione di 180 gradi con tenacula e coltello (non mano) e ripetere il processo sul muscolo temporale opposto. Esporre il cranio.</li>
	<li>Posizionare uno scalpello ad un angolo di 45 gradi con il punto d'angolo dello scalpello al centro del cranio nella giunzione dell'osso parietale e intraparietale.</li>
	<li>Colpire la parte superiore dello scalpello con un martello fino a quando non viene fatta un'apertura orizzontale sulla metà superiore del cranio all'osso parietale.</li>
	<li>Ruotare il campione di 180 gradi e ripetere il processo sul lato opposto.</li>
	<li>Inserire il punto dello scalpello alla fine del taglio 1 (Figura 3A) e a 90 gradi di apertura orizzontale. Colpire con il martello fino a raggiungere l'osso occipitale (circa 10 cm a seconda delle dimensioni del campione).</li>
	<li>Rotolare il campione e ripetere sul lato opposto alla fine del taglio 2. NOTA: Con il campione dorsale e il naso posizionati verso la parte posteriore della BSC, le aperture nel cranio assomigliano a una "U" capovolta.</li>
	<li>Inserire i denti della tenacula nel cranio nella parte inferiore della "U" e pry verso se stessi. Esporre l'estremità caudale del cervello e il cervelletto (Figura 3B).</li>
	<li>Utilizzare le forbici come uno scoop e ricavare l'intero cervelletto dall'interno della cavità.</li>
	<li>Utilizzare pinze tissutali per prendere in giro il cervello derivano dal forame.</li>
</ol>4. Grande metodo animale
<ol><li>Posizionare il campione in modo che la parte dorsale del cranio sia a contatto con la superficie necroscolina con la porzione caudale del cranio e il foramen magnum rivolto verso il tecnico.</li>
	<li>Inserire il coltello a spillo modificato nel forame magnum tra il midollo spinale e le meningi spinali, per quanto possibile.</li>
	<li>Punteggio intorno al midollo spinale per separare il cervelletto e il cervello derivano dalle meningi spinali. Dopo che il coltello è stato inserito attraverso il foramen magnum, angolare delicatamente il coltello per seguire lungo il cranio il più possibile.</li>
	<li>Inserire una spatola chimica o sottile, cucchiaio lungo manico nello spazio tra il tessuto neurale e le meningi spinali.</li>
	<li>Sonda intorno al midollo spinale e cervelletto per garantire il collegamento con le meningi spinali sono stati interrotti.</li>
	<li>Tenere il tronco encefalico con le pinze. Con l'altra mano, far avanzare il cucchiaio squillo poi dorsalmente per raccogliere il cervelletto. Contemporaneamente tirare indietro sul tronco encefalico con le pinze e raccogliere il cervelletto utilizzando il cucchiaio. NOTA: Potrebbe essere necessario più di un tentativo di recupero di cervelletto adeguato per i test sulla rabbia.</li>
</ol>5. Post necropsia
<ol><li>Smaltire tutti i materiali monouso (guanti, tamponi, rivestimenti delle aree di lavoro) e i tessuti inutilizzati nei rifiuti biopericolosi.</li>
	<li>Pulire e disinfettare tutti gli strumenti con metodo disponibile (ad esempio, lavastoviglie industriale, autoclave, disinfettante chimico, ebollizione).</li>
	<li>Pulire e disinfettare tutte le superfici di lavoro con il 20% di candeggina e/o 70% di etanolo.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
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<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
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<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Le spettri presentate per la necropsia hanno spesso una storia di segni clinici compatibili con una malattia neurologica. La presenza di malattie cliniche può essere associata a una varietà di disturbi, tra cui malattie zoonotiche, aumentando il rischio per il personale di un'infezione acquisita in laboratorio. Per ridurre questi rischi, sono state implementate tecniche che riducono la manipolazione e la manipolazione dei campioni.
I metodi dimostrati rappresentano un evento di necropsia per r...

Lavorare sul pavimento della necropsia di un laboratorio di rabbia è intrinsecamente pericoloso. A volte, gli esemplari arrivano con aculei di porcospino incorporati, oggetti estranei tra cui frecce / proiettili / pellet o frammenti ossei esposti che possono penetrare l'involucro di spedizione protettivo. Un imballaggio improprio può causare perdite, mettendo in pericolo gli individui che disfare i campioni. Oltre alle lesioni fisiche, i tecnici della necropsia rischiano l'esposizione a agenti infettivi zoonotici sconosciuti provenienti dal SNC e ai fluidi corporei dei campioni. Inoltre, gli ectoparassiti trasportati dall'esemplare possono trasmettere altre malattie zoonotiche, poiché le pulci e le zecche sono comunemente viste sugli animali presentati. A seconda della posizione geografica e delle specie coinvolte, le malattie esposte variano. Arbovirus come il virus dell'encefalite equina orientale (EEEV) o il virus del Nilo occidentale (WNV), le malattie trasmesse dalle zecche tra cui la malattia di Lyme o tularemia, i batteri che causano febbre Q o tubercolosi e i prioni infettivi nominano un piccolo numero dei possibili pericoli1 , 2 Il nome del sistema , 3.
Lo scopo di questi metodi è quello di dimostrare tecniche di necroscopia sicure ed efficienti utilizzando strumenti che minimizzano il potenziale di aerosolizzazione a differenza degli utensili elettrici o delle seghe4,5. Comunemente, la necropsia dei piccoli animali nel laboratorio della rabbia richiede di tagliare i muscoli cranici e di usare un martello e uno scalpello per aprire la parte dorsale caudale del calvario6. La rimozione di quest'area di calvario espone il cervello posteriore, compreso l'intero cervelletto e il tronco cerebrale cranico. Le tecniche di necroscopia modificate possono essere eseguite sulla parte ventrale del cranio, evitando i grandi muscoli cranici e le regioni più spesse del cranio. Tuttavia, queste tecniche di necropsia modificate sono possibili solo quando il campione è senza vertebre cervicali.
Allo stesso modo, il tessuto cerebrale in grandi animali può essere rimosso separando i muscoli cranici e aprendo la parte dorsale caudale del cranio7. È necessario un notevole sforzo per esporre il cervelletto e il tronco encefalico, poiché i teschi di animali più grandi sono generalmente più spessi. Per evitare di penetrare nel cranio, la testa di un grande animale è posizionata in modo che la parte ventro-caudal del cranio sia rivolta verso il tecnico. Utilizzando strumenti modificati, il cervelletto e il tronco cerebrale vengono rimossi attraverso il forame magnum. Questo è simile al metodo di acquisizione del campione raccomandato dal TSE European Union Reference Laboratory for Transmissible Spongiform Encephalopathy (TSE) indagini8. Le vertebre craniche devono essere rimosse in anticipo per fornire l'accesso al forame magnum.
L'applicazione di queste tecniche è vantaggiosa per i tecnici adeguatamente formati nei laboratori di rabbia. Poiché il laboratorio della rabbia riceve campioni di varie dimensioni, dai pipistrelli giovani al girone adulto9, il tecnico ha diversi metodi tra cui scegliere in base alla circostanza individuale. Il metodo dimostrato per un grande animale è adatto anche per i veterinari che eseguono necroscopia sul campo, poiché il trasporto di un intero capo animale di grandi dimensioni per il test della rabbia è ingombrante e costoso. L'implementazione di una di queste tecniche migliorerà la sicurezza diminuendo il potenziale della produzione di aerosol, ridurrà la movimentazione del provino e farà risparmiare tempo di lavorazione. Tuttavia, poiché il campo non presenta gli stessi vantaggi di un laboratorio specifico per la sperimentazione della rabbia, è essenziale che qualsiasi modifica apportata a queste procedure si concentri sulla sicurezza, in particolare sull'uso di dispositivi di protezione personale (PPE).

<table><tbody><tr><td>Cucchiaio chimico</td><td>Qualsiasi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>forbice per maionese curva e affilata</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Sklar Forbici operative 5-1/2 pollici Premium O Grade Manico ad anello in acciaio inossidabile Curvo Affilato/Smussato</td></tr><tr><td>Grande coltello da intaglio affilato di qualità da ristorante</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Coltello multiuso smerlato da 8 pollici, manico bianco</td></tr><tr><td>Bloccaggio tumore-tenacula</td><td>Diamond Scientific e Chirurgici</td><td>N / A</td><td>Czerny Tenaculum Forcep</td></tr><tr><td>Coltello a spillo modificato (coltello da intaglio a lama lunga 6,5 pollici rettificato a 0,5 pollici di larghezza)</td> <td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Coltello multiuso smerlato da 8 "modificato, manico bianco</td></tr><tr><td>Martello ortopedico martello</td><td>Mortech</td><td>N / A</td><td>Martello postmortem con gancio</td></tr><tr><td>Scalpello osseo ortopedico affilato da consigliere</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Lama dello scalpello del consigliere: 2 pollici x 2,25 pollici standard 7 pollici</td></tr><tr><td>Cucchiaio affilato o altro cucchiaio a manico lungo</td><td>Qualsiasi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinze per medicazione in tessuto a punta liscia senza denti</td><td>Shandon</td><td>63-03</td><td>Shandon Broad Point Dressing Thumb Scissors</td></tr><tr><td>Guanti senza polvere senza lattice</td><td>Qualsiasi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Occhiali di sicurezza, occhiali o visiera</td><td>Qualsiasi Qualsiasi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgia o maschera N-95</td><td>Qualsiasi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>carta kraft, carta da macellaio, tampone assorbente, ecc</td><td>Qualsiasi</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

Il New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory riceve tra 6.000 e 9.000 esemplari all'anno ed esegue test sulla rabbia per l'intero stato, con l'eccezione di New York City. Il laboratorio di rabbia necropsie una varietà di animali di dimensioni che vanno da pipistrelli a bovidi. La maggior parte di questi esemplari sono animali che presentano segni neurologici, tuttavia, meno del 10% effettivamente test positivo per la rabbia; che implica traumi, lesioni o altri agenti infettivi come causa di questi sintomi. A causa del rischio di aerosolizing di agenti infettivi non diagnosticati, il Laboratorio della Rabbia non utilizza strumenti di potere o seghe. Saranno presentate tre tecniche di necroscopia per gli animali i cui teschi sono impenetrabili con le forbici. Il laboratorio ha implementato queste tecniche per ridurre la potenziale esposizione agli agenti infettivi, eliminare inutili manipolazioni del campione e ridurre i tempi di elaborazione. I vantaggi di una tecnica preferita opposta ad un'altra sono soggetti all'individuo addestrato che elabora il campione.

Tutti i campioni terrestri presentati con teschi tra il 31 gennaio 2019 e il 28 febbraio 2019 avevano informazioni sulla presenza di un collo e sul metodo di necropsia raccolto. Durante questo periodo, 170 teste sono state necropsied con 18 specie rappresentate. Il 52% (89/170) è stato correttamente decapitato. Il resto aveva almeno una vertebra attaccata, tra cui tre esemplari interi. Il metodo ventrale è stato utilizzato il 75% (128/170) del tempo, di quelli, colli erano presenti su 49....

L'obiettivo di questo protocollo è quello di dimostrare tecniche di necroscopia sicure in animali piccoli e grandi per ottenere campioni di tessuto soddisfacenti per i test sulla rabbia.

Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

La raccolta dei tessuti per i test della rabbia presenta pericoli evidenti e non trasparenti. Il tecnico deve utilizzare i metodi più sicuri disponibili e indossare adeguati dispositivi di protezione individuale. Questi protocolli forniscono tecniche di necroscopia sicure senza utilizzare utensili elettrici o seghe, riducendo al minimo la produzione di aerosol.Il grande protocollo animale può anche essere eseguito sul campo. L'uso del grande metodo di recupero del campione animale sul campo elimina la sfida di trasportare in laboratorio una testa animale di peso superiore a 45 chilogrammi. Il metodo animale di grandi dimensioni è simile al protocollo europeo per il recupero del campione di encefalopatia spongiforme trasmissibile e può essere utilizzato per qualsiasi indagine che utilizza il tronco encefalico e il cervelletto.Per recuperare il cervelletto e il tronco encefalico con il metodo ventrale, posizionare il lato ventrale dell'esemplare verso l'alto con il naso diretto distally verso la parte posteriore dell'armadio di biosicurezza. Tenendo un martello ortopedico nella mano dominante e uno scalpello consigliere, invece, posizionare lo scalpello con un angolo di 45 gradi con il punto d'angolo dello scalpello nell'apertura a forma di V tra il lato destro delle ossa temporali e occipitali. Colpire la parte superiore dello scalpello con il martello fino a quando le due ossa si separano.E fare un taglio adiacente all'osso basisfenoide. Separare le ossa temporali e occipitali sul lato sinistro dell'esemplare come appena dimostrato. E usa lo scalpello per piegare la regione V del cranio verso il basso per esporre l'intera area del rodibroencefalo del cervello.Quindi, usa forbici e forcelle per raccogliere il tronco encefalico e il cervelletto, rimuovendo tutti i pezzi di tessuto rimanenti dal cranio se necessario. Se il campione non consente il recupero ventrale, posizionare il campione dorsalmente, con il naso diretto distally verso la parte posteriore dell'armadio della biosicurezza. E usa una tenacula tumorale per afferrare il muscolo temporale sinistro con i denti della tenacula.Spremere il manico per bloccare i denti intorno al tessuto e utilizzare un coltello da intaglio affilato per tagliare il muscolo temporale fino all'osso. Ruotare l'esemplare di 180 gradi con la tenacula e il coltello e ripetere l'incisione sul muscolo temporale opposto per esporre il cranio. Riportare la testa al suo orientamento originale e posizionare lo scalpello con un angolo di 45 gradi con il punto d'angolo allo scalpello al centro del cranio al momento delle ossa parietali e intraparietali.E colpire la parte superiore dello scalpello con il martello fino a quando non viene effettuata un'apertura orizzontale sulla metà superiore del cranio all'osso parietale. Ruotare l'esemplare di 180 gradi e fare un'apertura sul lato opposto del cranio come appena dimostrato. Posizionare la testa in base alle esigenze per inserire il punto dello scalpello all'estremità del primo taglio con un angolo di 90 gradi fino all'apertura orizzontale e colpire lo scalpello fino a quando l'apertura raggiunge l'osso occipitale.Arrotolare il campione per fare un'apertura sull'osso occipitale opposto nello stesso modo. Le aperture nel cranio dovrebbero assomigliare a una U capovolta Inserire i denti della tenacula nel cranio nella parte inferiore del te e tirare l'osso all'indietro per esporre l'estremità caudale del cerebro e del cervelletto. Quindi usa le forbici come scoop per indiscrere l'intero cervelletto dall'interno della cavità.E usa le fasci dei tessuti per stuzzicare il tronco encefalico dal forame. Per un grande recupero del cervelletto animale e del tronco encefalico, posizionare l'esemplare in modo che la parte dorsale del cranio sia a contatto con la superficie della necroscopia. Con la parte caudale del cranio e del forame magnum di fronte alla parte anteriore dell'armadio della biosicurezza.Afferrare il tronco encefalico con le forcep. Inserire un coltello a spillo modificato nel forame magnum tra il midollo spinale e le meningi spinali per quanto possibile e setacciare intorno al midollo spinale per separare il cervelletto e il tronco encefalico dalle meningi spinali. Quindi, estrarre il gambo dal forame con le forcep.Quando il coltello è stato inserito attraverso il forame magnum, inclina delicatamente la lama per seguire il cranio il più possibile e inserisci una spatola o un coltello metallico con una maniglia abbastanza lunga da raggiungere sotto il cervello nello spazio tra il tessuto neurale e le meningi spinali. Sonda intorno al cervelletto per assicurarsi che le connessioni alle meningi spinali siano state recise. Quando le meningi sono state completamente recise avanzare la spatola rostralmente e dorsalmente per raccogliere il cervelletto.Quindi raccogliere il cervelletto con la spatola. Tutti i campioni terrestri presentati con teschi tra il 31 gennaio 2019 e il 28 febbraio 2019 hanno avuto informazioni sulla presenza di un collo e sul metodo di necroscopia raccolto. Durante questo periodo, 170 teste furono necropiche con 18 specie rappresentate.Il 52% è stato correttamente decapitato. Il resto aveva almeno una vertebra attaccata tra cui tre esemplari di tutto il corpo. Il metodo ventrale è stato utilizzato per il 75% delle volte.Di questi, i colli erano presenti al 49. Sono stati presentati tre grandi animali e in due casi è stato utilizzato il grande protocollo sugli animali. Uno scoiattolo è stato presentato con un cranio schiacciato e semplicemente tagliando via la pelle esposta il tessuto cerebrale in modo che nessuno dei metodi dimostrati è stato utilizzato.I tessuti utilizzati per realizzare diapositive di microscopia e o estratti da metodi molecolari durante la lavorazione di più animali evitano la contaminazione incrociata utilizzando nuovi strumenti guanti e un'area di lavoro pulita. Fare attenzione quando si eseguono questi protocolli in quanto gli esemplari possono essere infettati da virus della rabbia o altre malattie zoonotiche. Si noti che gli oggetti appuntiti possono essere presenti anche all'interno dei campioni.

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In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

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Questo video dimostra la colorazione immunoistochimica per il rilevamento dell'antigene del virus della rabbia nel tessuto cerebrale di topo infetto. Il processo include la deparaffinazione e il trattamento con alcol, seguiti da un trattamento proteolitico per migliorare l'accessibilità dell'antigene. La colorazione immunoistochimica rivela precipitati rossi, confermando la presenza di antigeni della rabbia nella sezione tissutale.

Una colorazione immunoistochimica per la rilevazione degli antigeni del virus della rabbia

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Raccolta e trattamento dei linfonodi da grandi animali per l'analisi del RNA: preparazione per gli studi di trascrittomica di linfonodo di grandi specie animali

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Questo protocollo introduce una procedura operativa di laboratorio standard per il test diagnostico degli antigeni lyssavirus nei pipistrelli a Taiwan.

Procedura operativa standard per la sorveglianza lyssavirus della popolazione bat a Taiwan

È stata sviluppata una reazione a catena della polimerasi della trascrizione inversa nidificata di Pan-Lyssavirus per rilevare in modo specifico tutti i Lyssaviruses conosciuti. La validazione utilizzando campioni di cervello di rabbia di diverse specie animali ha mostrato che questo metodo ha una sensibilità e una specificità equivalenti al test anticorpale fluorescente standard oro e potrebbe essere utilizzato per la diagnosi di rabbia di routine.

Valutazione di una reazione a catena della polimerasi di trascrizione inversa nidificata universale per la rilevazione di Lyssaviruses

Presentiamo un protocollo completo per la diagnosi post-mortem della rabbia animale in condizioni di campo utilizzando un rapido test diagnostico immunocromatico (RIDT), dal campionamento della biopsia cerebrale all'interpretazione finale. Descriviamo anche ulteriori applicazioni utilizzando il dispositivo per l'analisi molecolare e la genotipizzazione virale.

Test diagnostico immunocromatico rapido sulla rabbia sul campo per impostazioni limitate alle risorse con ulteriori applicazioni molecolari

Questo protocollo presenta un approccio basato su qRT-PCR per determinare il numero di copia genica della nucleoproteina del virus della rabbia (N) all'interno di varie strutture anatomiche cerebrali bovine utilizzando la trascrizione in vitro.

Quantificazione del virus della rabbia in varie strutture cerebrali bovine

Questo protocollo dimostra il test della reazione a catena della polimerasi (RT-PCR) in tempo reale della trascrizione inversa del pan-lyssavirus LN34 dalla raccolta dei tessuti all'interpretazione dei risultati, compresi gli aggiornamenti alle sequenze e alle formulazioni dei primer per migliorare le prestazioni del test per alcuni lissavirus e lagomorfi non antirabbici. Dimostriamo anche la configurazione del saggio per un formato multiplex LN34 a pozzetto singolo (LN34M).

Diagnosi post-mortem della rabbia negli animali mediante il test di reazione a catena della polimerasi a trascrizione inversa in tempo reale LN34 aggiornato e multiplexato

Impara tecniche di necropsia sicura per la rabbia in animali grandi e piccoli, riducendo i rischi di aerosol e garantendo la protezione del personale veterinario.

Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

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