Name: Istituzione di un modello suina di infarto post-miocardico per il trattamento delle cellule staminali (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: Scopri come stabilire un modello suino di insufficienza cardiaca post-infarto mediante occlusione dell'arteria circonflessa sinistra e stimolazione rapida. Questo metodo consente di valutare l'efficacia e la sicurezza delle iniezioni intramiocardiche di cellule staminali per terapie rigenerative.

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Gli autori riconoscono Alfreda e Kung Tak Chung per il loro eccellente supporto tecnico durante gli esperimenti sugli animali.

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio pubblicata dai National Institutes of Health e dai regolamenti dell'Università di Hong Kong, e il protocollo è stato approvato dal Comitato sull'uso degli animali vivi nell'insegnamento e nella ricerca (CULTAR) presso l'Università di Hong Kong.
NOTA: per questo studio sono stati utilizzati suini da allevamento di sesso femminile del peso di 35-40 kg (9-12 mesi). Il diagramma di flusso di questo esperimento è illustrato nella Figura 1.
1. Procedure chirurgiche
<ol><li>Anestesia e preparazione dell'animale<ol>
<li>Velocizza gli animali per 12 h e soggetti a privazione d'acqua per 4 h prima dell'esperimento.</li>
		<li>Anestesizzare i suini attraverso un'iniezione intramuscolare di tiletamine-zolezepam (2-7 mg/kg) e xylazina (0,5-1 mg/kg) preparati in 20 mL di salina normale. Monitorare i riflessi palpebri dell'animale fino a quando non sono assenti.</li>
		<li>Togliere i capelli del maiale e sterilizzare la pelle al collo e all'inguine per le sezioni 1.3-1.5. Disinfettare l'area di funzionamento 3x con 70% di etanolo e betadina.</li>
		<li>Inserire un tubo endotracheale da 7 mm nella trachea dei suri e inserire un ago di 22 G nell'orecchio vena.</li>
		<li>Spostare il maiale sul tavolo operatorio e posizionarlo in posizione supina. Collegare il tubo endotracheale al respiratore e ventilare meccanicamente (rapporto tempospiratorio/spiratorio 1:2) l'animale con isoflurane (1,5%-2,0% di inalazione) e ossigeno (0,5-1,5 L/min inalazione).</li>
		<li>Monitorare l'elettrocardiogramma superficiale e la pressione sanguigna e monitorare continuamente la frequenza cardiaca, il ritmo cardiaco e la pressione arteriosa attraverso sistemi di registrazione elettrofisiologia.</li>
	</ol></li>
	<li>Ecocardiografia<ol>
<li>Spostare il maiale nella posizione del decubito laterale sinistro e fissare sul tavolo.</li>
		<li>Mettere la sonda sulla regione pericardica ed eseguire l'ecocardiografia seriale, compresa l'imaging in modalità 2D e M, utilizzando un sistema ecocardiografico ad alta risoluzione e un trasduttore da 3-9 MHz alla linea di base, prima del trapianto di cellule e 8 settimane dopo il trapianto di cellule (Figura supplementare 1).</li>
		<li>Analizzare tutte le immagini ottenute utilizzando un software commerciale. Calcolare la dimensione diastolica finale LV (LVEDD), la dimensione end-sintolica LV (LVESD), il volume diastolico finale LV (LVEDV), il volume distolico finale LV (LVESV), la frazione di espulsione LV (LVEF) e lo spessore della parete dopo che le immagini ecocardiografiche standard vengono ottenute dalla vista parasternale dell'asse lungo. NOTA: tutte le analisi off-line sono state condotte da un altro operatore indipendente utilizzando una workstation per computer. La variabilità delle misurazioni tra diversi osservatori era del 4% basata su 20 immagini casuali ripetute. Tutte le misurazioni ecocardiografiche sono state eseguite in conformità con le raccomandazioni dell'American Society of Echocardiography.</li>
	</ol></li>
	<li>Impianto pacemaker<ol>
<li>Spostare il maiale in posizione supina e fissare gli arti del maiale sul tavolo con le cinghie.</li>
		<li>Individuare l'arteria carotide destra e la vena giugulare nel triangolo carotide (dietro lo sternocleidomastoide e circondato dallo stylohyoide, il muscolo digastrico e l'omoidoide) e isolare l'arteria carotide destra e la vena giugulare con forceppo emostatico in condizioni sterili (Figura supplementare 2). Ligate l'estremità distale dell'arteria carotide destra e vena giugulare. Cucire i due muscoli con 2-0 Vicryl. 
</li>
		<li>Cannulate la vena giugulare destra con un angiocath e inserire un pacemaker piombo al ventricolo destro sotto guida a raggi X (Figura 2).</li>
		<li>Isolare lo sternocleidomastoid e il muscolo scaleno anteriore utilizzando le forceccie. Impiantare un pacemaker tra i due muscoli e cucire i due muscoli con seta 2-0. Collegare il pacemaker al piombo.</li>
		<li>Riprogrammare il pacemaker per eseguire il backup della modalità VVI (35 bpm) da un generatore di pacemaker dopo il trapianto.</li>
		<li>Applicare una stimolazione ventricolare rapida (150 battiti/min) per indurre HF da un generatore di pacemaker 4 settimane dopo l'induzione mi. Quindi impostare il pacemaker di nuovo alla modalità VVI di backup a 8 settimane.</li>
	</ol></li>
	<li>Analisi del ciclo del volume di pressione invasiva NOTA: Eseguire una valutazione emodinamica invasiva al basale, prima del trapianto di cellule e 8 settimane dopo il trapianto di cellule per valutare i cambiamenti nella funzione LV.<ol>
<li>Isolare l'arteria femorale destra e la vena femorale nel triangolo femorale (circondato dal legamento inguinale, dal muscolo sartorio e dal muscolo adduttore longus) (Figura supplementare2).</li>
		<li>Cannulate l'arteria femorale destra con un angiocath e inserire un filo guida nell'arteria attraverso l'angiocath. Rimuovere l'angiocata e puònulate una fasa 9F nell'arteria sotto la guida del filo guida. Rimuovere il filo guida.</li>
		<li>Cannulate la vena femorale destra con una mannaia 12F come descritto al punto 1.4.2. Inserire un catetere a palloncino dalla fosera 12F posizionata nella vena cava inferiore (IVC) sotto la guida a raggi X.</li>
		<li>Calibrare un catetere a volume di pressione (PV) da 7 Fr in salina isotonica con un processore di segnale fotovoltaico.</li>
		<li>Inserire il catetere fotovoltaico nell'apice LV dalla fosera 9F posizionata sotto la guida a raggi X. Sospendere la ventilazione e misurare la derivata a pressione massima positiva ventricolare sinistra (dP/dt), pressione end-sitolica (ESP) e pressioni end-diastolica (EDP) con il processore del segnale fotovoltaico.</li>
		<li>Misurare la relazione pressione-volume sistolica finale (ESPVR) da parte del processore del segnale PV durante l'occlusione dell'IVC.</li>
		<li>Riavviare la ventilazione al termine della procedura.</li>
	</ol></li>
	<li>Induzione di MI<ol>
<li>Somministrare per via endovenosa amiodarone (5 mg/kg per via endovenosa sopra 1 h) e lidocaina (1,5 mg/kg di bolo endovenoso) all'animale prima dell'induzione di MI per prevenire aritmie ventricolari.</li>
		<li>Cannulate l'arteria carotide destra con una mannaia 8F come indicato al punto 1.4.3.</li>
		<li>Eseguire l'angiografia coronarica attraverso un catetere guida over-the-wire 6F JR4 tramite la foca posizionata guidata da apparecchiature standard di fluoroscopia del braccio C.</li>
		<li>Occlude l'arteria coronaria circonflessa sinistra (LCX) distale al primo ramo marginale ottuso con angioplastica coronarica transluminale percutanea (PTCA) dilatazione a palloncino inflazione sotto la guida a raggi X (Figura 2).</li>
		<li>Iniettare 1 mL di microsfere di spugna da 700 m mescolate con 3 mL di salina preparate in una siringa da 10 mL attraverso il catetere a palloncino per bloccare l'LCX, quindi sgonfiare il palloncino ed eseguire un angiogramma per confermare l'occlusione.</li>
		<li>Ripetere la procedura di iniezione per ottenere un blocco completo riuscito.</li>
		<li>Monitorare la frequenza cardiaca e il ritmo degli animali per rilevare le aritmie cardiache. Se si è verificato una fibrillazione ventricolare, utilizzare un defibrillatore bifasico esterno per ristabilire un ritmo del seno utilizzando shock 150-300 J.</li>
	</ol></li>
	<li>Iniezione di cellule staminali<ol>
<li>Assegnare casualmente tutti gli animali con notevole compromissione della funzione cardiaca (LVEF < 40% a 8 settimane dopo l'induzione di MI) a due gruppi diversi: uno che riceverà la somministrazione intramiocardica di 2 x 108 cellule staminali pluripotenti indotte dall'uomo (hiPSC-MSC), e l'altro che non riceverà hiPSC-MSC.</li>
		<li>Preparare l'hiPSC-MSCs in 2 mL di salina normale per il trapianto intramiocardiale. Prima del trapianto di hiPSC-MSCs intramiocardiale, ripetere l'anestesia e i passaggi di preparazione degli animali menzionati nella sezione 1.1, questa volta sterilizzando 10 cm intorno all'area di battito dell'apice. Eseguire la toracotomia sinistra nello spazio intercostale 4-5 con un retrattore. Eseguire pericardiotomia per esporre la parete laterale infarto. NOTA: La lunghezza dell'incisione era di 10-12 cm.</li>
		<li>
Utilizzare 5-8 iniezioni intramiocardali (0,3 mL per iniezione) intorno all'area infartata per somministrare il mezzo dicoltura( Tabella dei materiali ) a un gruppo di animali o 2 x 108 hiPSC-MSC all'altro gruppo(Figura 3). Evitare con attenzione qualsiasi danno alle arterie coronarie per ridurre il rischio di emorragia.
</li>
		<li>Chiudere lo spazio intercostale con filo di ferro e chiudere lo strato muscolare con seta 2-0. Cucire il tessuto sottocutaneo e la pelle con 2-0 vicryl.</li>
	</ol></li>
	<li>Stimolazione elettrica programmata Intracardiac<ol>
<li>Eseguire la stimolazione elettrica programmata utilizzando uno stimolatore programmabile per valutare l'indubilità della tachyarrhythmia ventricolare (VT) dopo la terapia di trapianto cellulare.</li>
		<li>Inserire un catetere elettrofisiologico 6F nell'apice ventricolare destro attraverso la vena femorale prima di sacrificare tutti gli animali.</li>
		<li>Visualizzare le registrazioni intratracardiac con l'elettrocardiogramma superficiale I, II e III sul sistema di registrazione elettrofisiologica ad una velocità di 200 mm/s. Fornire una larghezza di impulso di 2 ms a 2x la soglia diastolica utilizzando uno stimolatore.</li>
		<li>Consegnare un treno di stimolazione di otto stimoli (S1) a due lunghezze del ciclo di azionamento (200 ms e 300 ms), seguito da uno (S2) o due (S2 e S3) stimoli extra prematuri.</li>
		<li>Abbreviare in sequenza gli intervalli di accoppiamento fino a quando non viene indotto un periodo refrattario efficace ventricolare o aritmia. Si noti la presenza di VT sostenuto inducibile (>10 s).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Protocollo postoperatorio
<ol><li>Medicina postoperatoria<ol>
<li>Eseguire terapie farmacologiche convenzionali per HF. In breve, somministrare per via orale metoprololo succinato (25 mg) e ramiprile (2.5 mg) a tutti gli animali al giorno.</li>
		<li>Somministrare intramuscolare enrofloxacina (5 mg/kg) e buprenorfina (0,01 mg/kg) a tutti gli animali al giorno per 1 settimana dopo l'intervento chirurgico per prevenire l'infezione e alleviare il dolore.</li>
		<li>Per ridurre al minimo il rigetto immunologico, somministrare per via orale uno steroide (40 mg/giorno per via orale) e la ciclosporina (200 mg/giorno per via orale) a tutti gli animali da 3 giorni prima del trapianto di cellule a 8 settimane dopo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Valutazione delle dimensioni infarto<ol>
<li>Eutanasia gli animali da un sovradosaggio di dorminale (sodio pentobarbitale, 100 mg/kg, IV) alla fine dell'esperimento.</li>
		<li>Apri il petto e raccogli il cuore. Sciacquare il cuore in 0,9% salina.</li>
		<li>Sezione seriale campioni di tessuto LV con un bisturi a spessori di 1 cm nella direzione trasversale LV.</li>
		<li>Selezionare parti delle fette che contengono il miocardio infarto per misurare lo spessore della parete e l'area infarta.</li>
		<li>Catturare l'immagine di queste sezioni e analizzare quantitativamente lo spessore della parete e l'area infarta utilizzando un software di analisi delle immagini commerciali.</li>
		<li>Fissare il tessuto in formalina 10% a 4 gradi centigradi per un mese. Incorporare il tessuto all'interno, adiacente e remoto nei siti infarti (pezzi di 1 cm2) in paraffina. Sezione in 5 fette di zm utilizzando un microtomo per l'esame istologico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sopravvivenza cellulare<ol>
<li>Rilevare l'innesto delle cellule trapiantate mediante colorazione immunohistochimica con antigene nucleare anti-umano (HNA) secondo il protocollo fornito dal produttore.</li>
		<li>Catturare l'immagine in tre diverse sezioni in cinque campi casuali in ogni animale e analizzare quantitativamente le cellule positive nella zona peri-infarta. NOTA: il sistema di acquisizione immagini e il software di analisi delle immagini sono stati utilizzati per acquisire e analizzare le immagini delle sezioni cardiache.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

I modelli animali standard sono di fondamentale importanza per comprendere la fisiofisiologia e i meccanismi delle malattie e testare nuove terapie. Il nostro protocollo stabilisce un modello porcino di HF indotto dal blocco dell'arteria circumflex sinistra e dal rapido ritmo. Otto settimane dopo l'induzione di MI, gli animali hanno sviluppato una compromissione significativa di LVEF, LVEDD, LVESD, .dP/dt ed ESPVR. Questo protocollo testa anche il metodo di somministrazione della terapia con cellule staminali per la rige...

Le malattie cardiovascolari, in particolare la malattia coronarica (CAD), rimangono la principale causa di morbilità e mortalità a Hong Kong e nel mondo1. A Hong Kong, un aumento del 26% dal 2012 al 2017 del numero di pazienti CAD trattati sotto l'Autorità Ospedaliera èstato proiettato 2. Tra tutti i CAD, l'infarto miocardico acuto (MI) è una delle principali cause di morte e complicazioni successive, come l'insufficienza cardiaca (HF). Questi contribuiscono a notevoli oneri medici, sociali e finanziari. Nei pazienti con MI, la terapia trombolitica o l'intervento coronarica percutaneo primario (PCI) è una terapia efficace per preservare la vita, ma queste terapie possono solo ridurre la perdita di cardiomiocito (CM) durante l'MI. I trattamenti disponibili non sono in grado di ricostituire la perdita permanente di CMs, che porta alla fibrosi cardiaca, al rimodellamento miocardico, all'aritmia cardiaca e infine all'insufficienza cardiaca. Il tasso di mortalità a 1 anno dopo l'MI è di circa il 7% con oltre il 20% di pazienti che sviluppano HF3. Nei pazienti con HF in fase finale, il trapianto di cuore è l'unica terapia efficace disponibile, ma è limitata dalla carenza di organi disponibili. Sono necessarie nuove terapie per invertire lo sviluppo di HF post-MI. Di conseguenza, la terapia cellulare è considerata un approccio interessante per riparare le C compromesse e migliorare la funzione ventricolare sinistra (LV) in HF dopo MI. I nostri studi precedenti hanno scoperto che il trapianto di cellule staminali è utile per il miglioramento della funzione cardiaca dopo il trapianto intramiocardiale diretto in piccoli modelli animali di MI4,5. Sono quindi necessari protocolli HF di grandi animali preclinici standardizzati per testare ulteriormente l'efficacia e la sicurezza del trapianto di cellule staminali prima dell'uso clinico.
Negli ultimi decenni è stato assistito all'uso diffuso di suini nella ricerca cardiovascolare per la terapia con cellule staminali. I maiali HF sono un modello promettente di ricerca traslazione a causa della loro somiglianza con gli esseri umani in termini di dimensioni cardiache, peso, ritmo, funzione e anatomia coronarica. Inoltre, i modelli HF di porcina possono imitare i pazienti post-MI HF in termini di metabolismo CM, proprietà elettrofisiologiche e cambiamenti neuroendocrini in condizioni ischemiche6. Il protocollo qui presentato utilizza un modello HF suini standardizzato, che impiega un'occlusione a palloncino coronarica a torso chiuso dell'arteria circonflessa sinistra (LCX) seguita da un ritmo rapido indotto dall'impianto del pacemaker. Lo studio ottimizza anche il percorso della somministrazione intramiocardiale delle cellule staminali per il trattamento dell'HF post-MI. Lo scopo è quello di produrre un modello animale porcina di infarto miocardico cronico che può essere utilizzato per sviluppare trattamenti che sono clinicamente rilevanti per i pazienti con CAD grave.

<table><tbody><tr><td>Amiodarone</td><td>Mylan</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Macchine anestetiche e respiratore</td><td>Dräger</td><td>Fabius plus XL-Angiocath</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Becton Dickinson</td> <td>381147-Anti-antigene</td><td></td></tr> <tr><td>nucleare umano</td><td>abcam</td><td>ab19118-Axio</td><td></td></tr> <tr><td>Plus sistema di acquisizione immagini</td><td>Zeiss</td><td>Axioskop 2 PLUS</td><td>Axioskop 2 plus</td></tr><tr><td>AxioVision Rel. 4.5 software</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Baytril</td><td>, Bayer-enrofloxacina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, Betadine</td>, <td>Mundipharma</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CardioLab, Electrofisiologia, Sistemi di registrazione</td>, <td>GE Healthcare</td>, <td>G220f-Terreni</td><td></td></tr> <tr><td>di coltura</td>, <td>MesenCult</td><td>05420-Ciclosporina</td><td></td></tr><tr><td></td>, <td>Novartis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Defibrillatore</td><td>GE Healthcare</td><td>CardioServ-Dorminal</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>TEVA-</td><td></td><td>-</td></tr><tr><td>Sistema ecocardiografico</td><td>GE Vingmed</td><td>Vivid i-EchoPac</td><td></td></tr> <tr><td>software</td><td>GE Vingmed</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Catetere elettrofisiologico</td><td>Cordis Corp</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Embozene Microsphere</td><td>Boston Scientific</td><td>17020-S1</td><td>700 &mu; m</td></tr><tr><td>Tubo endotracheale</td><td>Vet Care</td><td>VCPET70PCW</td><td>Misura 7</td></tr><tr><td>Etanolo</td><td>VWR prodotti chimici</td><td>20821.33-Formalina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Sigma</td><td>HT501320</td><td>10%</td></tr><tr><td>IVC palloncino Catetere per dilatazione</td><td>Boston Scientific</td><td>3917112041</td><td></td></tr><tr><td>Catetere guida Mustang JR4</td><td>Cordis Corp</td><td>67208200</td><td>6F</td></tr><tr><td>Lidocaina</td><td>Quala</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Mersilk</td><td>Ethicon</td><td>W584</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Metoprololo succinato</td><td>Wockhardt</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Microtomo</td><td>Leica</td><td></td> <td>RM2125RT-Mobile</td></tr> <tr><td>C arm fluoroscopia apparecchiature</td><td>GE Healthcare</td><td>OEC 9900</td><td></td></tr> <tr><td>Elite-Pacemaker</td><td>St Jude Medical</td><td>PM1272</td><td>Assurity MRI pacemaker</td></tr><tr><td>Generatore di pacemaker</td><td>St Jude Medical</td><td>Merlln modello 3330-Catetere</td><td></td></tr> <tr><td>a pressione-volume</td><td>CD Leycom</td><td>CA-71103-PL</td><td>7F</td></tr><tr><td>Pressione&ndash; processore di segnale del volume</td><td>CD Leycom</td><td>SIGMA-M-Stimolatore</td><td></td></tr> <tr><td>programmabile</td><td>Medtronic Inc</td><td>5328-PTCA</td><td></td></tr> <tr><td>Dilatazione palloncino Catetere</td><td>Boston Scientific</td><td>H7493919120250</td><td>MAVERICK sul filo</td></tr><tr><td>Ramipril</td><td>TEVA</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Introduttore di guaina</td><td>Cordis Corp</td><td>504608X</td><td>8F, 9F, 12F</td></tr><tr><td>Steroide</td><td>Contro l'artrite</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Temgesic</td><td>Nindivior-buprenorfina</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Ago a permanenza venosa</td><td>TERUMO</td><td>SR+OX2225C</td><td>22G</td></tr><tr><td>Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP320H</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac Nuova Zelanda</td><td></td> <td>Limited-tiletamine+zolezepam</td></tr></tbody></table>

istituzione di un modello suina di infarto post-miocardico per il trattamento delle cellule staminali

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Anche se sono stati raggiunti progressi nel trattamento dell'insufficienza cardiaca (HF) dopo l'infarto miocardico (MI), HF dopo MI rimane una delle principali cause di mortalità e morbilità in tutto il mondo. Le terapie a base cellulare per la riparazione cardiaca e il miglioramento della funzione ventricolare sinistra dopo l'MI hanno attirato notevole attenzione. Di conseguenza, la sicurezza e l'efficacia di questi trapianti di cellule devono essere testate in un modello animale preclinico di grandi dimensioni di HF prima dell'uso clinico. I maiali sono ampiamente utilizzati per la ricerca sulle malattie cardiovascolari a causa della loro somiglianza con gli esseri umani in termini di dimensioni cardiache e anatomia coronarica. Pertanto, abbiamo cercato di presentare un protocollo efficace per la creazione di un modello HF cronico porcina utilizzando l'occlusione a palloncino coronarico a torso chiuso dell'arteria circumflex sinistra (LCX), seguita da un rapido ritmo ventricolare indotto dall'impianto del pacemaker. Otto settimane dopo, le cellule staminali sono state somministrate mediante iniezione intramiocardia nell'area peri-infarta. Poi sono state valutate le dimensioni dell'infarto, la sopravvivenza cellulare e la funzione ventricolare sinistra (compresa l'ecocardiografia, i parametri emodinamici e l'elettrofisiologia). Questo studio aiuta a stabilire un modello stabile preclinico di grandi animali HF per il trattamento delle cellule staminali.

Mortalità In questo studio sono stati utilizzati 24 suini. Tre di loro sono morti durante l'induzione mi a causa di VT sostenuta. Un animale è morto nell'intervento a cuore aperto per iniezione cellulare a causa di sanguinamento della ferita. Due animali sono morti a causa di una grave infezione. Due animali sono stati esclusi a causa di una leggera riduzione del MEF (riduzione LVEF &gt; 40% del basale). Di conseguenza, 16 animali hanno completato l'intero protocollo d...

Abbiamo cercato di stabilire un modello suine di insufficienza cardiaca indotta dal blocco dell'arteria circumflex sinistra e dal rapido ritmo per testare l'effetto e la sicurezza della somministrazione intramiocardiale delle cellule staminali per terapie basate sulle cellule.

Istituzione di un modello suina di infarto post-miocardico per il trattamento delle cellule staminali

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Questo modello di insufficienza cardiaca suina, indotto dal blocco dell'arteria circonflesso sinistra e dal rapido ritmo, può essere utilizzato per valutare gli effetti dell'iniezione diretta di cellule staminali intramiocardiali sulla rigenerazione cardiaca. Il nostro modello di insufficienza cardiaca della colonia suina è abbastanza stabile. La nuova dimensione infarct di questo modello è di circa il 16% dell'infarto di iniezione del ventricolo sinistro e del ventricolo sinistro ridotto di almeno il 40% dal basale.Con il maiale sperimentale fissato in posizione supina, individuare l'arteria carotidea destra e la vena giocoliera nel triangolo carotideo, e utilizzare forcep emostatiche e tecnica aseptica per isolare l'arteria carotidea destra e la vena giugulare. Ligate l'estremità distale dell'arteria carotidea destra e della vena giocoliere e usa un'angiocath per cannucolare la vena del giocoliere destro. Dopo aver inserito un pacemaker piombo nel ventricolo destro sotto guida a raggi X utilizzare le forcep per isolare i muscoli sternocleidomastoidi e scaleni anteriori e collegare il pacemaker al piombo.Quindi impiantare un pacemaker tra i due muscoli. Quindi chiudere i due muscoli con seta 2-0. Per valutare i cambiamenti nella funzione ventricolare sinistra, isolare l'arteria femorale destra e la vena femorale nel triangolo femorale e calcolare l'arteria femorale destra con un'angiocath.Posizionare un filo guida nella vena femorale attraverso l'angiocath e rimuovere l'angiocath. Cannulate una torcia francese 12 nella vena femorale sotto la guida del filo guida e rimuovere il filo guida. Cannulate l'arteria femorale destra con una trave francese nove come appena dimostrato.E inserire un catetere a palloncino attraverso la 12 sheath francese nella vena cava interna sotto la guida a raggi X. Calibrare un catetere a sette volumi di pressione francese in salina isotonica con un processore di segnale del volume di pressione e inserire il catetere nell'apice del ventricolo sinistro attraverso i nove sheath francesi sotto guida a raggi X. Sospendere la ventilazione e utilizzare il processore del segnale del volume di pressione per misurare la derivata massima del ventricolo sinistro e della pressione negativa, non e la pressione sistolica e le pressioni diastoliche finali.Quindi riavviare la ventilazione. Per l'induzione dell'infarto del miocardio, somministrare cinque milligrammi per chilogrammo di amiodarone e 1,5 milligrammi per chilogrammo di lidocaina bolo per via endovenosa per evitare aritmie ventricolari prima di calcolare l'arteria carotidea destra con un'anta di otto francesi come dimostrato. Eseguire l'angiografia coronarica attraverso un catetere guida a sei dentiere francese attraverso la torcia posizionata guidata dalla fluoroscopia del braccio C standard.Occlusione all'arteria coronarica circonflessa sinistra distale al primo ramo marginale ottuso con gonfiaggio del catetere del palloncino di dilatazione coronarica transluminale percutanea sotto guida a raggi X. Caricare un millilitro di microsfere di spugna da 700 micrometri mescolate con sette millilitri di ioesolo in una siringa da 10 millilitri e iniettare la miscela attraverso il catetere a palloncino per bloccare l'arteria coronarica circonflessa sinistra. Quindi sgonfiare il palloncino ed eseguire un angiogramma per confermare l'occlusione.Otto settimane dopo il carico di induzione dell'infarto due volte 10 all'ottava cellula staminale mesenchimale derivata da cellule staminali pluripotenti indotte dall'uomo in due millilitri di soluzione salina normale in una siringa da cinque millilitri e sterilizzare 10 centimetri intorno all'area di battito dell'apice dell'animale sperimentale anestetizzato. Usa un riavvolgitore per eseguire una toracotomia sinistra nello spazio intercostale quattro o cinque ed eseguire una pericardiotomia per esporre la parete laterale infarittata. Quando le aree infartuate sono visibili, eseguire da cinque a otto iniezioni intra miocardici di circa 300 microlitri di cellule per iniezione prima di chiudere lo spazio intercostale con filo di ferro e chiudere lo strato muscolare con 2-0 suture di seta e i tessuti sottocutanei e gli strati della pelle con 2-0 suture vicriliche.Per valutare l'induttibilità della tachiaritmia ventricolare dopo la terapia cellulare, inserire un sei catetere elettrofisiologico francese nell'apice ventricolare destro attraverso la vena femorale e visualizzare le registrazioni intracardiache con l'elettrocardiogramma superficiale leas I, II e III sul sistema di registrazione elettrofisiologia ad una velocità di 200 millimetri al secondo. Usa uno stimolatore per fornire una larghezza dell'impulso di due millisecondi a due volte la soglia diastolica e fornire un treno di stimolazione di otto stimoli a uno 200 millisecondi e una lunghezza del ciclo di guida di 300 millisecondi seguita da uno o due stimoli extra prematuri. Quindi accorciare sequenzialmente gli intervalli di accoppiamento fino a quando non viene indotto il periodo refrattario efficace ventricolare di aritmia, notando la presenza di una tachiaritmia ventricolare sostenuta induttibile.In questo esperimento rappresentativo, l'esame ecocardiografico seriale ha mostrato che la frazione di espulsione ventricolare sinistra è diminuita significativamente dalla linea di base mentre la dimensione diastolica finale del ventricolo sinistro e la dimensione sistolica finale sono aumentate significativamente a otto settimane dopo l'induzione dell'infarto del miocardio. Al contrario, la frazione di espulsione del ventricolo sinistro è aumentata significativamente e la dimensione sistolica finale è notevolmente diminuita nel gruppo di trapianto cellulare otto settimane dopo la somministrazione. La derivata della pressione negativa e la relazione fine del volume di pressione sistolica significativamente diminuita dal basale a otto settimane dall'induzione dell'infarto del miocardio, mentre la somministrazione intramiocardica di cellule staminali mesenchimali ha portato ad un aumento di queste funzioni.La misurazione dello spessore della parete infarto del ventricolo sinistro in sezioni spesse da cinque a sette centimetri di spessore seriale di un centimetro da ciascun animale ha rivelato una percentuale di infarto del ventricolo sinistro di circa il 16%Non c'era sopravvivenza cellulare intorno al sito di iniezione nell'area infarct otto settimane dopo il trapianto. Ma un piccolo numero di cellule staminali iniettate sopravvissute erano visibili nell'area periinfarct. Gli incidenti di tachiaritmie ventricolari indutbili e sostenute potrebbero essere facilmente aumentati negli animali con insufficienza cardiaca.Da notare che il trapianto di cellule staminali non ha modificato significativamente il substrato miocardico sottostante per ridurre la suscettibilità alla tachiaritmia ventricolare. Poiché il blocco dell'arteria coronarica circonflessa sinistra può indurre aritmia. Assicurarsi di monitorare l'ECG e di utilizzare immediatamente il defibrillatore bifasico esterno per ristabilire i seni se necessario.Questo metodo fornisce un modello animale di grandi dimensioni stabile e riproducibile, clinicamente rilevante, di insufficienza cardiaca per testare l'efficacia delle terapie a base di cellule staminali.

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Un metodo di trasferimento genico per il trattamento dell'insufficienza cardiaca ischemica è descritta utilizzando un modello suino di infarto miocardico. Il nostro metodo semplice e riproducibile ci permette di valutare rapidamente l'efficacia dei trasferimenti di geni diversi, con un modo molto semplice e riproducibile.

Trasferimento Genico per insufficienza cardiaca ischemica in un modello preclinico

Questo protocollo descrive il modello suino infarto del miocardio (MI) con un 90 min-torace chiuso palloncino occlusione coronarica discendente anteriore sinistra (LAD), seguita da riperfusione. Inoltre, il protocollo per diversi parametri di risultato, come la funzione cardiaca, emodinamica, resistenza microvascolare e dimensioni dell'infarto, sono anche presentato.

Infarto miocardico e funzionale Outcome Assessment in Pigs

L'impianto di una biograft per trattare infarto del miocardio indotta da legatura LAD in un modello di roditore è convenzionalmente richiesto due operazioni a cuore aperto. Al fine di ridurre la mortalità e fornire le condizioni ottimali per la fissazione di biomatrici solidi e gelatinosi associati con le cellule, sono state sviluppate procedure minimamente invasive.

Terapia cellulare per insufficienza cardiaca nel ratto: Doppia Toracotomia per infarto miocardico e epicardico impianto di cellule e Biomatrix

Presentiamo tre protocolli nuovi e più efficienti per la differenziazione delle cellule staminali pluripotenti indotte umane in cardiomiociti, cellule endoteliali e cellule muscolari lisce e un metodo di consegna che migliora l'attecchimento delle cellule trapiantate, combinando l'iniezione di cellule con la consegna citochine patch-mediata.

Pluripotenti cellule staminali derivate cellule cardiache per la riparazione del miocardio

Questo protocollo presenta un modello animale grande chirurgico di ischemia cronica, singola nave che provoca anomalie regionali ma non crea infarto, conosciuto come il miocardio hibernating. Seguito istituzione di ischemia cronica, gli animali sono trattati con fuori-pompa LIMA-LAD bypass coronarico per revascularize tessuto ischemico.

Chirurgico suina modello di Ischemia cardiaca cronica trattato con intervento di Bypass coronarico fuori pompa

Qui presentiamo un protocollo per l'induzione di cryoinjury ventricolare sinistra seguita dall'impianto di una patch di muscolo cardiaco, derivata da cardiomiociti iPS-cellula umana in un modello della cavia.

Impianto di hiPSC-derivato del muscolo cardiaco patch dopo lesione del miocardio in un modello della cavia

Questo protocollo mira a trapiantare un cerotto biostampato 3D sull'epicardio di topi infarti che modellano l'insufficienza cardiaca. Include dettagli riguardanti l'anestesia, l'apertura chirurgica del torace, la legatura permanente dell'arteria coronaria anteriore sinistra (LAD) e l'applicazione di un cerotto biostampato sull'area infartata del cuore.

Trapianto di una patch biostampa 3D in un modello Murine di infarto miocardico

L'obiettivo generale dello studio attuale è quello di presentare le tecniche di induzione dell'infarto del miocardio (MI) e dell'insufficienza cardiaca da infarto post-miocardico (post-MI HF) nei minipig di Gottinga chiusi e adulti e la caratterizzazione del modello HF post-MI nei minipig di Gottinga rispetto ai maiali Landrace.

Infarto post-miocardico Insufficienza cardiaca in occlusione coronarica a torace chiuso/ modello di riperfusione nei minipig di Gottinga e nei maiali Landrace

La terapia genica miocardica per la cardiopatia ischemica è molto promettente per le terapie future. Qui, introduciamo un grande modello animale per valutare l'efficacia della terapia genica nel cuore ischemico.

Modello animale di grandi dimensioni per valutare l'efficacia della terapia genica nel cuore ischemico

La somministrazione cellulare guidata da ultrasuoni intorno al sito di infarto miocardico nei topi è un modo sicuro, efficace e conveniente di trapianto cellulare.

Impianto di cardiomiociti derivati da cellule staminali pluripotenti indotte ecoguidate in topi infartuati miocardici

Il presente protocollo descrive tre metodi di somministrazione di agenti terapeutici cardioattivi in un modello suino. Le femmine di suino autoctono hanno ricevuto un trattamento attraverso: (1) toracotomia e iniezione transepicardica, (2) iniezione transendocardica basata su catetere o (3) infusione endovenosa tramite minipompa osmotica della vena giugulare.

Somministrazione di terapie cardioattive in un modello di infarto miocardico suino

Scopri come stabilire un modello suino di insufficienza cardiaca post-infarto mediante occlusione dell'arteria circonflessa sinistra e stimolazione rapida. Questo metodo consente di valutare l'efficacia e la sicurezza delle iniezioni intramiocardiche di cellule staminali per terapie rigenerative.

Istituzione di un modello suina di infarto post-miocardico per il trattamento delle cellule staminali

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