RESEARCH
Peer reviewed scientific video journal
Video encyclopedia of advanced research methods
Visualizing science through experiment videos
EDUCATION
Video textbooks for undergraduate courses
Visual demonstrations of key scientific experiments
BUSINESS
Video textbooks for business education
OTHERS
Interactive video based quizzes for formative assessments
Products
RESEARCH
JoVE Journal
Peer reviewed scientific video journal
JoVE Encyclopedia of Experiments
Video encyclopedia of advanced research methods
EDUCATION
JoVE Core
Video textbooks for undergraduates
JoVE Science Education
Visual demonstrations of key scientific experiments
JoVE Lab Manual
Videos of experiments for undergraduate lab courses
BUSINESS
JoVE Business
Video textbooks for business education
Solutions
Language
it_IT
Menu
Menu
Menu
Menu
DOI: 10.3791/60783-v
Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.
Presentato qui è un protocollo per stabilire infarto pontino acuto in un modello di ratto tramite stimolazione elettrica con un singolo impulso.
Forniamo un protocollo per stabilire l'infarto in un pons di ratto. Questo modello di ratto infarto pontino fu facilmente eseguito, facilmente riprodotto e di grande successo. La stimolazione elettrica potrebbe essere usata per fare infarto in qualsiasi altra area cerebrale come il talamo.
Le persone che vogliono eseguire questo modello dovrebbero imparare l'autonomia pontina prima dell'esperimento. Prima dell'intervento chirurgico, pesare i ratti e valutare le loro prestazioni neurologiche in base ai test comportamentali come descritto nel testo di accompagnamento. Preriscaldare il riscaldante a 37 gradi Celsius immediatamente prima dell'anestesia e attaccare il trapano del cranio al supporto sul telaio stereotassico.
Confermare la mancanza di risposta al riflesso del pedale nel primo ratto anestetizzato e montare il ratto sul telaio stereotassico nella posizione prona sul riscaldatore. Posizionare le barre dell'orecchio sopra il condotto uditivo per fissare la testa, facendo attenzione che il cranio sia tenuto orizzontale per evitare qualsiasi inclinazione dell'iniezione. Applicare un unguento agli occhi dell'animale e utilizzare un micro rasoio per rimuovere i capelli dal cranio.
Utilizzare un marcatore per disegnare una linea di tre centimetri lungo la linea mediana del cranio dalla linea del canto laterale bilaterale a 0,5 centimetri dietro le fontanelle posteriori e utilizzare un bisturi per fare un'incisione della linea mediana lungo la linea contrassegnata. Utilizzare un batuffolo di cotone per rimuovere qualsiasi sangue e posizionare un pezzo di nastro chirurgico su ciascun lato del lembo della pelle per esporre il cranio. Utilizzare un nuovo tampone imbevuto di cloruro di sodio allo 0,9% per rimuovere delicatamente qualsiasi tessuto connettivo dal cranio e localizzare il bregma.
Utilizzare una penna marcatore a punta fine per indicare il punto centrale del bregma come punto di origine, posizionare il trapano a sei millimetri anteriori posteriori, due millimetri laterali mediali. Utilizzare il trapano per eseguire con attenzione una craniotomia di un millimetro di diametro. Successivamente, sostituire il trapano con una sonda calibro 22 con una tonde isolata con la punta posizionata due millimetri sopra l'estremità prossimale della tosta.
Inserire i fogli di sette millimetri nel cervello e far avanzare la sonda lungo la trave fino a quando la parte superiore della sonda è di nove millimetri sotto la superficie del cervello. Collegare gli elettrodi a uno stimolatore elettrico e collegare l'anodo alla sonda. Quindi collegarsi al catodo all'orecchio del topo.
Successivamente, accendere lo stimolatore elettrico e impostare la larghezza del singolo impulso su 4.050 millisecondi, la tensione a 50 volt e la corrente a quattro milliarti. Lasciare la sonda in posizione per cinque minuti dopo la stimolazione prima di rimuovere il dispositivo dal cervello. Coprire la craniotomia con cemento osseo e lasciare asciugare il cemento prima di utilizzare filamenti di sutura di poliammide 4.0 per chiudere la ferita.
Dopo tre o quattro punti, legare 2-1-1 nodi chirurgici standard. Quindi iniettare per via intraperitoneale il ratto con 250 microlitri di penicillina e monitorare il topo ogni 15 minuti fino a quando non è completamente sveglio prima di riportare l'animale nella sua gabbia. In questa analisi, sei animali sono stati sottoposti all'intervento chirurgico come dimostrato e sei animali sono stati trattati come controlli.
Le fette cerebrali in queste immagini sono state derivate da un topo per gruppo. La scansione della risonanza prima ha rivelato che l'infarto si trovava sulla base dei pon che imitavano gli infarizioni anterolaterali nei pazienti umani. Poiché è stata utilizzata una trave isolata, l'infarto non è stato osservato nella corteccia, nel cervelletto o nel midbrain.
Le immagini ponderate per la diffusione hanno anche rivelato l'infarto pontino acuto. La colorazione TTC è stata utilizzata per confermare l'infarto 24 ore dopo l'intervento chirurgico. Come previsto, il volume di infarto era significativamente più alto nel gruppo chirurgico rispetto al gruppo di controllo.
I punteggi comportamentali sono stati misurati prima e dopo l'intervento chirurgico. Rispetto al gruppo di controllo, ratti con un infarto pontino giravano a sinistra. Differenze significative sono state osservate nei punteggi dei test somatosensoriali di Longa, Berderson, posizionamento degli arti, bilanciamento del fascio e rimozione adesiva tra le corse con infarto pontino e ratti del gruppo di controllo.
Qualsiasi area cerebrale specifica verrà distrutta dalla stimolazione elettrica.
Related Videos
13:50
Related Videos
80.4K Views
02:33
Related Videos
170 Views
09:11
Related Videos
22.4K Views
10:51
Related Videos
9K Views
06:45
Related Videos
9.1K Views
10:15
Related Videos
8.6K Views
05:12
Related Videos
3.5K Views
07:34
Related Videos
2.7K Views
11:32
Related Videos
1.2K Views
05:02
Related Videos
6 Views