Name: Observation microscopique multiphoton des vaisseaux dans le tissu hépatique de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-17T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Découvrez la microscopie multiphoton pour visualiser les vaisseaux sanguins du foie de souris en trois dimensions. Cette technique utilise le Rhodamine B isothiocyanate–dextran pour l'imagerie en temps réel des tissus vivants.

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Ces travaux ont été soutenus par la National Natural Science Foundation of China (81772133, 81902444), le Guangdong Natural Science Fund (2020A1515010269, 2020A1515011367), le Guangzhou Citizen Health Science and Technology Research Project (201803010034, 201903010072) et le Military Medical Innovation Project (17CXZ008).

Tous les soins et procédures des animaux étaient conformes aux politiques de l’Hôpital China Nanfang pour la santé et le bien-être (application No: NFYY-2019-73).
1. Préparation de souris
<ol><li>Anesthésier la souris.<ol>
<li>Préparer le pentobarbital de sodium (50 mg/kg) dans une seringue.</li>
		<li>Prenez la souris (8 semaines mâle C57BL/6) avec la main gauche de sorte que son ventre est orienté vers le haut et sa tête est plus basse que sa queue. Désinfecter la peau abdominale avec 75% d’alcool.</li>
		<li>Tenant la seringue dans la main droite, percer la ligne blanche de l’abdomen avec l’aiguille légèrement sur le côté droit de la peau de 3-5 mm. Assurez-vous que l’aiguille de seringue et la peau sont à un angle de 45°, injectez le pentobarbital lentement dans la cavité abdominale.  Après le rasage, désinfecte autour du site d’incision de la souris 3 fois alternativement avec 75% d’alcool et de chlorhexidine solution.</li>
		<li>Vérifiez si l’anesthésie a été réussie par l’absence d’un réflexe de droitage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injecter rhodamine B isothiocyanate-dextran dans la veine caudale.<ol>
<li>Préparer 100 μL de 10 mg/mL rhodamine B isothiocyanate-dextran dans une seringue.</li>
		<li>Essuyez la queue de la souris avec 75% d’alcool.</li>
		<li>Tenez la queue avec la main gauche, tenez la seringue dans la main droite avec l’aiguille parallèle à la veine, et injectez le colorant de 100 μL.</li>
		<li>Arrêter le saignement avec un coton-tige après l’injection.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Faire tremper la fourrure abdominale de la souris avec de la gaze mouillée avec de l’eau stérile, et raser l’abdomen de la souris à l’aide d’un rasoir, faire des coups dans le sens de la fourrure. Après le rasage, désinfecte autour du site d’incision de la souris 3 fois alternativement avec 75% d’alcool et de chlorhexidine solution.</li>
	<li>Après avoir essuyé un coussin chauffant avec 75% d’alcool, ouvrez le coussin chauffant et placez la souris sur le dos dans le coussin chauffant pour maintenir sa température corporelle à 37 °C.</li>
</ol>2. Fixation du foie de souris avec le cadre d’imagerie d’organe de corps
REMARQUE : Le cadre d’imagerie des organes commerciaux n’a pas encore été libéré.
<ol><li>Placez une ventouse propre en position fixe.</li>
	<li>Installez un appareil d’imagerie pour organes(figure supplémentaire 1)et essuyez le coussin chauffant et la ventouse avec 75 % d’alcool.</li>
	<li>Connectez la ventouse (5 mm de diamètre) au tuyau de la pompe à vide et allumez la pompe à vide.</li>
	<li>Sur une table stérile stérilisée à 75% d’alcool, désinfecte autour du site d’incision de la souris 3 fois alternativement avec 75% d’alcool et de solution chlorhexidine, puis désinfecte autour du site d’incision de la souris 3 fois alternativement avec 75% d’alcool et de solution chlorhexidine, puis utiliser des ciseaux chirurgicaux pour couper 2 cm de peau de la bordure sternale inférieure de la souris et exposer le foie.</li>
	<li>Placez la souris avec le coussin chauffant sur la base du support.</li>
	<li>Ajustez le appareil d’imagerie d’organe de sorte que la ventouse tienne le foie. Ensuite, utilisez une pression négative de 30-35 kPa pour l’aspiration de sorte que le foie se fixe à la ventouse (Figure supplémentaire 2).</li>
</ol>3. Réglage du microscope à balayage laser multiphoton
<ol><li>Allumez le microscope multiphoton et sélectionnez l’objectif 60x/1.00 W.</li>
	<li>Fixez le cadre et la souris sous l’objectif objectif.</li>
	<li>Ajouter une goutte de solution saline normale qui peut couvrir l’objectif entier, qui est le centre de la ventouse, et ajuster la lentille objective pour juste toucher la solution saline normale.</li>
	<li>Double-cliquez sur l’icône de l’ordinateur pour activer le logiciel laser et allumer l’interrupteur. Appuyez ensuite et maintenez le bouton d’alimentation et l’obturateur pendant 3 s.</li>
	<li>Réglez la longueur d’onde à 800 nm.</li>
	<li>Démarrez le logiciel d’exploitation au microscope à l’aide de l’ordinateur.</li>
	<li>Pour le réglage d’acquisition, définir Laser 800.</li>
</ol>4. Observation à l’aide d’un microscope à balayage laser multiphoton
<ol><li>Pour le contrôle d’acquisitiond’image, cliquez sur le commutateur fluorescent.</li>
	<li>Assurez-vous que les lumières de la pièce et de l’équipement sont éteintes. Pour réduire les niveaux de bruit, utilisez le microscope dans un environnement sombre.</li>
	<li>Ouvrez l’obturateur de chemin lumineux sur le microscope.</li>
	<li>Faites pivoter le filtre de fluorescence vers la quatrième vitesse et tirez sur les deux leviers de l’interrupteur optique.</li>
	<li>En regardant à travers l’oculaire, utilisez les quasispirals de focalisation grossiers et fins pour ajuster la longueur focale, et utilisez les axes X/Y pour ajuster le champ de vision pour trouver la zone cible.</li>
</ol>5. Micrographie de balayage laser multiphoton
<ol><li>Éteignez l’interrupteur fluorescent du logiciel, passez le filtre fluorescent à la deuxième vitesse (la deuxième vitesse est RXD1) et poussez les deux leviers de l’interrupteur optique.</li>
	<li>Cliquez sur Focus ×2 pour prévisualiser la zone cible et ajuster le paramètre d’acquisition et les paramètres de contrôle d’acquisition d’images (résolution d’image : 1024).</li>
	<li>Contrôle de presse + C et ajuster la haute tension, le gain et le décalage (pour réduire les niveaux de bruit).</li>
	<li>Cliquez sur Arrêter pour arrêter l’aperçu, cliquez sur le bouton XY pour numériser en deux dimensions, et économisez après l’achèvement (Figure 1).</li>
	<li>Sélectionnez une région, cliquez sur Profondeur,puis Prévisualisez pour sélectionner l’ensemble d’extrémité et de démarrage (voir la partie complète requise du vaisseau sanguin) dans le réglage microscope. Numérisez des images 3D et économisez aprèsl’achèvement ( Figure 2).</li>
	<li>Sélectionnez une région, cliquez sur Temps et ajustezd’autres paramètres de réglage d’acquisition et de contrôle de l’acquisition d’images (Taille de l’étape : 1 μm; Tranches: 10; Numéro de numérisation du temps: 40). Numérisez différentes tranches et économisez après l’achèvement pour obtenir des images mobiles( Vidéo 1). REMARQUE : Que quelqu’un s’occupe des souris pendant l’analyse et ajoute l’anesthésie en conséquence.</li>
	<li>Sacrifiez la souris par dissection du cou.</li>
</ol>

<ol><li>Wu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-photon+microscopy+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Multi-photon microscopy in cardiovascular research.</a> Methods. 130, 79-89 (2017).</li>
<li>Zhou, M., Ling, W., Luo, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrahepatic+mass-forming+cholangiocarcinoma+growing+in+a+giant+hepatic+hemangioma%3A+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Medicine+%28Baltimore%29%22%5BJournal%5D)">Intrahepatic mass-forming cholangiocarcinoma growing in a giant hepatic hemangioma: A case report.</a> Medicine (Baltimore). 98 (27), 16410(2019).</li>
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<li>Bacskai, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+amyloid-%CE%B2+deposits+in+brains+of+living+mice+permits+direct+observation+of+clearance+of+plaques+with+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Imaging of amyloid-β deposits in brains of living mice permits direct observation of clearance of plaques with immunotherapy.</a> Nature Medicine. 7 (3), 369-372 (2001).</li>
<li>Lendvai, B., Stern, E. A., Chen, B., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experience-dependent+plasticity+of+dendritic+spines+in+the+developing+rat+barrel+cortex+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Experience-dependent plasticity of dendritic spines in the developing rat barrel cortex in vivo.</a> Nature. 404 (6780), 876-881 (2000).</li>
<li>Svoboda, K., Denk, W., Kleinfeld, D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+dendritic+calcium+dynamics+in+neocortical+pyramidal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">In vivo dendritic calcium dynamics in neocortical pyramidal neurons.</a> Nature. 385 (6612), 161-165 (1997).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Deep-Brain+Structural+and+Hemodynamic+Multiphoton+Microscopy+Enabled+by+Quantum+Dots%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">In vivo Deep-Brain Structural and Hemodynamic Multiphoton Microscopy Enabled by Quantum Dots.</a> Nano Letters. , (2019).</li>
<li>Sandoval, R. M., Molitoris, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+multiphoton+microscopy+as+a+tool+for+studying+renal+physiology+and+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Intravital multiphoton microscopy as a tool for studying renal physiology and pathophysiology.</a> Methods. 128, 20-32 (2017).</li>
<li>Shear, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peer+Reviewed%3A+Multiphoton-Excited+Fluorescence+in+Bioanalytical+Chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Peer Reviewed: Multiphoton-Excited Fluorescence in Bioanalytical Chemistry.</a> Analytical Chemistry. 71 (17), 598-605 (1999).</li>
<li>Heymann, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+term+intravital+multiphoton+microscopy+imaging+of+immune+cells+in+healthy+and+diseased+liver+using+CXCR6.Gfp+reporter+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Long term intravital multiphoton microscopy imaging of immune cells in healthy and diseased liver using CXCR6.Gfp reporter mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (97), (2015).</li>
<li>Yuan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+first+fully+human+anti-TEM1+scFv+in+models+of+solid+tumor+imaging+and+immunotoxin-based+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Immunology+%26+Immunotherapy%22%5BJournal%5D)">Characterization of the first fully human anti-TEM1 scFv in models of solid tumor imaging and immunotoxin-based therapy.</a> Cancer Immunology & Immunotherapy. 66 (3), 367-378 (2017).</li>
<li>Williams, R. M., Zipfel, W. R., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiphoton+microscopy+in+biological+research%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Chemical+Biology%22%5BJournal%5D)">Multiphoton microscopy in biological research.</a> Current Opinion in Chemical Biology. 5 (5), 603-608 (2001).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’observation d’un tissu vivant spécifique est un moyen efficace de comprendre les changements, la localisation et les effets biologiques du matériau à l’intérieur du tissu17. Dans cette expérience, les étapes importantes sont la fixation du foie avec un appareil d’imagerie des organes, qui peut résoudre le problème des artefacts de mouvement en raison de la respiration et des battements cardiaques, et l’utilisation d’un microscope multiphoton pour l’observation. En utilisant cette méthode, les ti...

Les vaisseaux sanguins peuvent fournir des nutriments pour divers tissus organiques du corps humain, et échanger des substances. Dans le même temps, de nombreuses cytokines, hormones, médicaments et cellules fonctionnent également par le transport vasculaire à des endroits spécifiques. L’observation des changements vasculaires dans le tissu hépatique peut aider à comprendre la distribution du flux sanguin dans le tissu hépatique et le transport des substances, et aider à l’analyse de certaines maladies vasculairesconnexes 1,2.
Il existe de nombreuses façons d’observer les vaisseaux sanguins du foie chez la souris. Parmi eux, la microscopie optique a de nombreuses limites dans l’observation des tissus vasculairesopaques 3. La microscopie multiphoton peut être utilisée pour imager les vaisseaux sanguins des foies vivants avec une haute résolution non invasive4. Non seulement des images tridimensionnelles des vaisseaux sanguins peuvent être obtenues, mais la technique peut également être utilisée pour aider à organiser le tissu pour y observer les effets biologiques; en outre, le tissu entier peut être photographié plutôt que seulement les microvételles comme dans la tomographie calculée et l’imagerie par résonance magnétique5.
La microscopie multiphoton peut être utilisée pour détecter efficacement les signaux fluorescents dispersés dans les tissus vivants profonds, avec moins de phototoxicité6. Par conséquent, l’activité des tissus vivants peut être assurée, et la quantité de dommages peut être réduite. La microscopie multiphoton a une meilleure puissance pénétrante que la microscopie confocale, permettant d’observer des couchesplus profondes 7,offrant une imagerie 3D unique. La microscopie multiphoton est maintenant souvent utilisée dans l’imagerie des nerfs crâniens8 et a été étendue à l’étude de la dynamique neuronale chez les sourisvivantes 9,10,11.
Dans cette expérience, après l’étiquetage fluorescent des vaisseaux sanguins de souris, le foie est fixé dans un cadre, et la dynamique des vaisseaux sanguins dans le tissu hépatique vivant peut être vu en utilisant la microscopie multiphoton. Cette expérience montre comment marquer des substances spécifiques, utiliser la microscopie multiphoton pour aider à observer un emplacement dans le tissu, observer les événements cellulaires dans le tissu intercellulaire, faire des mesures photochimiques12,13,14, et observer la dynamique matérielle à l’intérieur du tissu vivant15. Par exemple, le marqueur endothélial de tumeur 1 (TEM1) a été identifié comme marqueur de surface nouveau upregulated sur les vaisseaux sanguins et le stroma dans beaucoup de tumeurs pleines, marquant le fragment variable d’une chaîne simple (scFv) 78 contre TEM1, et puis la microscopie de multiphoton peut être employée pour l’emplacement et l’évaluation de hemangioma de souris des tumeurs16.

<table><tbody><tr><td>Seringue de 1 mL x 2</td><td>Hunan Pinan Medical Devices Technology</td><td>YA0551</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant 5 W</td><td>BiolinkOptics Technology</td><td>BL336</td><td></td></tr><tr><td>75 % d’éthanol absolu</td><td>Guangdong Guanghua Sci-Tech</td><td>1.17113.023</td><td></td></tr><tr><td>Boule de coton absorbante</td><td>Healthy Sanitation Kingdom</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical pour souris</td><td>RWD Life Science</td><td>SP0001-G</td><td>Y compris ciseaux et pince à épiler</td></tr><tr><td>Microscopie multiphotonique</td><td>Olympus</td><td>FV1200MPE</td><td></td></tr><tr><td>Appareil d’imagerie d’organes</td><td>BiolinkOptics</td><td>BL336</td><td>Comprend une ventouse, un tuyau, une pompe à pression négative et un support</td></tr><tr><td>isothiocyanate de rhodamine B. Dextran</td><td>Sigma</td><td>R9379</td><td></td></tr><tr><td>Machine à raser</td><td>Lei Wa</td><td>RE-3201</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Sigma</td><td>P3761-25G</td><td></td></tr></tbody></table>

observation microscopique multiphoton des vaisseaux dans le tissu hépatique de souris

Multiphoton Microscopic Observation of Vessels in Mouse Liver Tissue

L’observation de la dynamique intravasculaire du tissu hépatique de souris nous permet d’effectuer d’autres observations et études approfondies sur les maladies tissulaires du foie de souris. Une souris est injectée avec un colorant qui peut tacher les vaisseaux sanguins. Pour observer le foie de souris in vivo, il est exposé et fixé dans un cadre. Des images bidimensionnelles et tridimensionnelles des vaisseaux sanguins dans le tissu hépatique sont obtenues à l’aide d’un microscope multiphoton. Les images des tissus aux sites sélectionnés sont continuellement acquises pour observer les changements à long terme; les changements dynamiques des vaisseaux sanguins dans les tissus hépatiques sont également observés. La microscopie multiphoton est une méthode d’observation de la fonction cellulaire et cellulaire dans les sections ou organes des tissus profonds. La microscopie multiphoton est sensible à la microstructure tissulaire et permet l’imagerie des tissus biologiques à haute résolution spatiale in vivo, ce qui permet de capturer l’information biochimique de l’organisation. La microscopie multiphoton est utilisée pour observer une partie du foie, mais la fixation du foie pour rendre l’image plus stable est problématique. Dans cette expérience, une ventouse sous vide spéciale est utilisée pour fixer le foie et obtenir une image plus stable du foie au microscope. En outre, cette méthode peut être utilisée pour observer les changements dynamiques de substances spécifiques dans le foie en marquant ces substances avec des técédants.

La distribution des vaisseaux sanguins dans le foie peut être observée dans la figure 1,obtenue à l’aide de microscopie multiphoton. Le vaisseau sanguin est divisé en une pluralité de branches émanant d’un tronc et distribuées à l’espace environnant. La circonférence extérieure du vaisseau sanguin est rouge, la cavité intérieure est sombre, et il ya beaucoup de choses à l’intérieur. Plus l’image est claire, plus elle est proche du plan d’observation. Il ya aussi quelques taches rouges autour...

Dans cette expérience, une souris est injectée dans sa veine de queue avec rhodamine B isothiocyanate-dextran qui peut tacher les vaisseaux sanguins. Une fois que le foie est exposé et fixé, une partie spécifique du foie peut être sélectionnée pour observer le tissu profond dans le corps vivant à l’aide de microscopie multiphoton.

Observation microscopique multiphoton des vaisseaux dans le tissu hépatique de souris

Observing the intravascular dynamics of mouse liver tissue allows us to conduct further in-depth observations and studies on tissue-related diseases of ...

Cette méthode peut nous aider à visualiser les mouvements des vaisseaux sanguins dans le foie de souris le long de l’évolution de la dynamique du foie en plusieurs dimensions. En utilisant cette méthode, nous pouvons visualiser la dynamique des vaisseaux sanguins dans le foie en trois dimensions. Nous avons démontré l’utilisation de colorant vasculaire, mais vous pouvez effectuer la coloration du navire avec votre substance d’intérêt avant la visualisation microscopique.Après avoir confirmé un manque de réflexe de droitage chez un mâle anesthésié de huit semaines C 57 souris noire de six. Essuyez la queue de la souris avec 75% d’alcool et utilisez une seringue d’un microlitre équipée d’une aiguille de calibre 30 pour injecter 10 milligrammes par millilitre de Rhodamine B Isothiocyanate-Dextran fraîchement préparé dans 100 microlitres de Rhodamine B Isothiocyanate-Dextran dans la veine caudale de la queue. Lorsque toute la solution a été livrée, utilisez un coton-tige pour appliquer une pression sur le site de perforation et utilisez de la gaze humide avec de l’eau stérile pour tremper la fourrure abdominale.Utilisez un rasoir pour raser l’abdomen, faire des coups dans le sens de la fourrure, et placer la souris sur un 37 degrés Celsius, l’alcool désinfecté coussin chauffant. Pour fixer le foie de souris avec un cadre d’imagerie d’organe de corps, placez d’abord une ventouse propre de cinq millimètres de diamètre dans une position fixe et essuyez le coussin chauffant et la ventouse avec 75% d’alcool. Connectez la ventouse au tuyau de la pompe à vide et allumez la pompe.Sur une table stérilisée à 75%alcool, utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper deux centimètres de peau de la bordure sternale inférieure de la souris et exposer le foie. Placez la souris et le coussin chauffant sur la base du support du cadre du corps et ajustez le montage d’imagerie d’organe de sorte que la ventouse puisse tenir le foie. Ensuite, utilisez une pression négative de 30 à 35 kilopascals pour l’aspiration de sorte que le foie se fixe à la tasse.Pour configurer le microscope à balayage laser Multiphoton, allumez le microscope et sélectionnez l’objectif 60 X. Fixez le cadre et la souris sous l’objectif et ajoutez une goutte de solution saline normale à la tasse assez grande pour couvrir l’objectif. Ajustez l’objectif de sorte que l’objectif touche juste la solution saline normale et allumer le logiciel laser.Allumez le laser et appuyez et maintenez le bouton d’alimentation et l’obturateur pendant trois secondes. Ensuite, démarrez le logiciel d’exploitation au microscope et réglez le laser à 800 nanomètres. Pour régler le contrôle d’acquisition d’image, cliquez sur l’interrupteur fluorescent et éteignez les lumières de la pièce et de l’équipement.Ouvrez l’obturateur de voie lumineuse sur le microscope et faites pivoter le filtre de fluorescence à la quatrième vitesse. Tirez sur les deux leviers de l’interrupteur optique et en regardant à travers le morceau d’oeil, utilisez le cours et fine mise au point quasi spirales pour ajuster la longueur focale. Utilisez ensuite les axes X Y pour ajuster le champ de vision pour localiser la zone cible.Pour l’imagerie, éteignez l’interrupteur fluorescent du logiciel et passez le filtre fluorescent au deuxième engrenage. Poussez les deux leviers du commutateur optique et cliquez sur les temps de mise au point deux pour prévisualiser la zone cible ajuster les paramètres d’acquisition et les paramètres de contrôle d’acquisition d’image et le contrôle de la presse plus C pour ajuster le gain de haute tension et compenser. Cliquez sur arrêter pour arrêter l’aperçu, cliquez sur le bouton X Y pour numériser en deux dimensions et cliquez sur enregistrer.Sélectionnez une région et cliquez sur la profondeur et l’aperçu pour sélectionner les ensembles de fin et de démarrage dans les paramètres du microscope. Numérisez des images 3D et enregistrez. Après numérisation, sélectionnez l’heure de clic d’une région et ajustez les autres paramètres d’acquisition et les paramètres contrôlés par l’acquisition d’images.Puis numérisez à travers les différentes tranches et économisez pour obtenir le film d’image résultant. Ici, la visualisation de la distribution des vaisseaux sanguins dans le foie à l’aide de microscopie multi photons comme démontré, peut être observée. Ce vaisseau sanguin est divisé en une pluralité de branches émanant d’un tronc et distribués dans l’espace environnant.La circonférence externe du vaisseau sanguin peut être observée en rouge tandis que la cavité intérieure est sombre, comme on l’observe dans la vidéo des objets non rouges se déplaçant à l’intérieur des vaisseaux pourraient être des cellules. L’obscurité du tissu observée dans cette vidéo est probablement due au fait que le foie n’a pas été réparé bien au fil du temps. Il est important de se rappeler que la façon dont le foie sans cicatrice est fixé, affecte la stabilité de l’image.Cette méthodologie peut également être appliquée à la position d’autres structures dans le foie pour l’observation directe de la distribution ou des changements dans des structures de travail spécifiques d’intérêt.

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L’imagerie intravitale stable à haute résolution des cellules immunitaires du foie est un défi. Nous proposons ici une méthode très sensible et fiable pour étudier la migration et les interactions cellule-cellule des cellules immunitaires dans le foie de souris sur de longues périodes (environ 6 heures) par microscopie à balayage laser multiphotonique intravital en combinaison avec un suivi en soins intensifs.

À long terme intravitale microscopie multiphotonique imagerie des cellules immunitaires dans sains et malades du foie en utilisant des souris CXCR6.Gfp Reporter

Nous avons mis en place un nouveau protocole chirurgical pour l’imagerie de deux photons de foie de souris vivantes à invasion minimale. Avec cette technique, nous avons identifié la structure détaillée du foie au cours de l’endotoxémie induite par le lipopolysaccharide. Nous prévoyons que cette méthode peut être utilisée pour déterminer l’efficacité de divers traitements de réactifs pour la migration des leucocytes hépatique.

Two-photon Imaging intravitale des leucocytes au cours de la réponse immunitaire dans le foie de souris traitées Lipopolysaccharide

Présenté ici est un protocole pour étudier la microcirculation coronaire dans le tissu cardiaque murin vivant par la surveillance ex vivo de la pression artérielle de perfusion et le flux qui maintient la pression, ainsi que les composants vasculaires de l’arbre, y compris les lits capillaires et péricytes, que l’artère septale est cannulée et pressurisée.

Mesure dynamique et imagerie des capillaires, artérioles et péricytes dans le cœur de souris

Le recrutement des leucocytes et des plaquettes constitue un composant essentiel nécessaire à la croissance efficace des artères collatérales au cours de l’artériogenèse. La microscopie multiphotonique est un outil efficace pour suivre la dynamique cellulaire avec une résolution spatio-temporelle élevée in vivo et moins photo-toxicité pour étudier le recrutement et l’extravasation des leucocytes au cours de l’artériogenèse.

Imagerie intravitale multiphotonique pour la surveillance du recrutement leucocytaire au cours de l’artériogenèse dans un modèle murin de membre postérieur

Ici, nous décrivons un protocole simple et économique pour effectuer une quantification non biaisée de la densité microvasculaire pulmonaire pour des tissus pulmonaires de souris entières en utilisant une coloration unique de l’isolectine B4.

Quantification de la densité microvasculaire pulmonaire chez la souris à travers les lobules

L’échographie Doppler ultrarapide (UFUS) avec une résolution spatiale (100 μm) et une sensibilité élevées représente une modalité d’imagerie non invasive appropriée pour obtenir une vue qualitative complète du système vasculaire hépatique. L’UFUS facilite également les mesures quantitatives de la microvascularisation, dans le but d’améliorer notre compréhension des mécanismes des maladies vasculaires.

Imagerie et quantification du système vasculaire hépatique de souris à l’aide de l’échographie Doppler ultrarapide

Découvrez la microscopie multiphoton pour visualiser les vaisseaux sanguins du foie de souris en trois dimensions. Cette technique utilise le Rhodamine B isothiocyanate–dextran pour l'imagerie en temps réel des tissus vivants.

Observation microscopique multiphoton des vaisseaux dans le tissu hépatique de souris

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