Name: Misurazioni delle risposte allo stress fisiologico in C. Elegans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-21T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Impara a misurare le risposte allo stress proteotossico in C. elegus usando reporter trascrizionali fluorescenti e saggi ad alto rendimento. Questo metodo permette di testare rapidamente perturbazioni genetiche e farmacologiche.

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R.BZ. è supportato dalla borsa di studio A lungo termine EMBO e dalla Larry L. Hillblom Foundation. R.H.S è supportato dalla sovvenzione 5F32AG032023-02 attraverso il National Institute of Aging (NIA) e la Glenn Foundation for Medical Research Postdoctoral Fellowship. A.F. è sostenuta dalla sovvenzione F32AG051355 attraverso la NIA. H.K.G. è supportato dalla sovvenzione DGE1752814 attraverso il National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program. M.G.M. è supportato da 1F31AG060660-01 attraverso NIA. A.D. è supportato dalla Thomas and Stacey Siebel Foundation, dall'Howard Hughes Medical Institute e dal 4R01AG042679-04 e da 5R01AG055891-02 della NIA e da 5R01ES021667-09 del NIEHS. Ringraziamo Larry Joe, Melissa Sanchez, Naame Kelet e Anel Esquivel per un'assistenza tecnica significativa. Ringraziamo il laboratorio Morimoto e il CGC (finanziato dal NIH Office of Research Infrastructure Program P40 OD010440) per le varietà.

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui, vengono descritti metodi per interrogare le risposte allo stress cellulare in C. elegans,utilizzando reporter trascrizionali fluorescenti e analisi di sopravvivenza allo stress fisiologico. Tutti i giornalisti utilizzano l'espressione GFP guidata sotto il promotore di un obiettivo trascrizionale a valle dei fattori di trascrizione coinvolti nel montaggio delle risposte allo stress cellulare. L'uso di hsp-4p::GFP modulato da UPRERmediato da XBP-1s , hsp-6p::GFP controllato da ATF...

La capacità di un organismo di rispondere ai cambiamenti nell'ambiente intra ed extracellulare è cruciale per la sua sopravvivenza e adattamento. Questo si ottiene a livello cellulare attraverso numerose vie protettive che garantiscono l'integrità della cellula. Mentre numerosi componenti cellulari sono soggetti a danni associati allo stress, uno dei principali coinvolgimenti delle risposte allo stress cellulare è quello di riparare e proteggere l'omeostasi del proteoma cellulare. Tuttavia, la compartimentazione delle proteine in strutture speciali, chiamate organelli, rappresenta una sfida per la cellula, in quanto non può basarsi su una forma centralizzata di controllo della qualità delle proteine per garantire che tutte le proteine all'interno della cellula siano correttamente piegate e funzionali. Pertanto, per affrontare le perturbazioni alle loro proteine, gli organelli hanno sviluppato meccanismi di controllo della qualità dedicati, che possono percepire le proteine piegate male e attivare una risposta allo stress nel tentativo di alleviare lo stress all'interno di quel compartimento. Ad esempio, il citosol si basa sulla risposta all'urto termico (HSR), mentre il reticolo endoplasmico (ER) e i mitocondri si basano sulle loro risposte proteiche spiegate specifiche per il compartimento (UPR). L'OxSR serve ad alleviare gli effetti tossici delle specie reattive dell'ossigeno (ROS). Ogni risposta allo stress viene attivata in presenza di sfide cellulari e insulti ambientali e induce una risposta trascrizionale su misura. I segni distintivi di queste risposte includono molecole sintetizzanti che ripiegano le proteine piegate male (come gli chaperoni) mirate all'organida corretta, o in alternativa, rimuovono le proteine danneggiate dalla degradazione delle proteine. La mancata attivazione di queste risposte allo stress comporta l'accumulo di proteine danneggiate, la disfunzione cellulare propagata al fallimento sistemico dei tessuti e infine la morte dell'organismo. La funzione e la regolazione delle diverse risposte allo stress sono esaminate altrove1.
Molte intuizioni riguardanti la regolazione e l'attività delle risposte allo stress cellulare sono state attribuite al nematode, Caenorhabditis elegans, un organismo modello multicellulare nella ricerca genetica. I nematodi non solo consentono di studiare l'attivazione delle risposte allo stress a livello cellulare, ma anche a livello di organismo; nematodi sono stati utilizzati per studiare gli effetti delle perturbazioni genetiche o l'esposizione a farmaci e inquinanti sulla loro crescita e sopravvivenza. Il loro tempo di generazione rapido, l'isogenesi, la trasparenza, la trattatività genetica e la facilità d'uso durante la sperimentazione li rendono ideali per tali studi. Inoltre, la risposta fisiologica relativamente veloce allo stress (tra ore e pochi giorni) e la conservazione evolutiva dei percorsi cellulari rendono i nematodi uno strumento prominente nello studio della resistenza allo stress.
Ci sono due ceppi di E. coli comunemente usati utilizzati come fonte di cibo per far crescere C. elegans: OP50 standard, un ceppo B in cui la maggior parte della sperimentazione è stata storicamente eseguita2 e HT115, un ceppo K-12 che viene utilizzato per quasi tutti gli esperimenti RNAi3,4. È importante notare che ci sono differenze significative tra le diete batteriche OP50 e HT115. La crescita su queste diverse fonti batteriche ha dimostrato di causare grandi differenze nel profilo metabolico, numero di copia del DNA mitocondriale, e diversi fenotipi principali, tra cui la durata della vita5. Alcune di queste differenze sono attribuite alla carenza di vitamina B12 associata alla crescita sui batteri OP50, che può provocare difetti nell'omeostasi mitocondriale e una maggiore sensibilità agli agenti patogeni e agli stress. Tutti questi fenotipi hanno dimostrato di essere alleviato dalla crescita sui batteri HT115, che hanno livelli più elevati di vitamina B126. Pertanto, si raccomanda di eseguire tutti gli esperimenti sulle risposte allo stress fisiologico sui batteri HT115, indipendentemente dalla necessità di condizioni di RNAi. Tuttavia, a causa della facilità di mantenimento degli animali su OP50, tutta la crescita standard (cioè la manutenzione e l'amplificazione degli animali) può essere eseguita su OP50, poiché differenze significative nei paradigmi sperimentali qui descritti non sono state rilevate nei worm mantenuti su OP50, purché siano stati spostati nell'HT115 dopo la sincronizzazione (cioè, dal post-bleaching del portello con o senza l'arresto L1) fino alla sperimentazione dell'arresto L1.
Qui, viene descritta la caratterizzazione dell'attività delle risposte allo stress cellulare utilizzando due metodi funzionali. Va notato che i protocolli presentati si concentrano principalmente sulle risposte allo stress cellulare e sul loro impatto sull'omeostasi delle proteine. In primo luogo, vengono utilizzati i reporter trascrizionali fluorescenti, che sono regolati da promotori genici endogeni che sono specificamente attivati in risposta a diversi stress cellulari. Questi reporter trascrizionali fluorescenti si basano sull'induzione trascrizionale di geni specifici che fanno nativamente parte della risposta allo stress. Ad esempio, l'HSP-4, una proteina da shock termico ortologo al accompagnatore umano HSPA5/BiP, viene attivata su stress ER e localizza al ER per alleviare lo stress. In condizioni di stress DA E. (ad esempio, l'esposizione alla tunicacina), una proteina fluorescente verde (GFP), posta sotto la regolazione del promotore hsp-4, è sintetizzata in alti livelli come può essere valutato mediante microscopia fluorescente o misurata quantitativamente utilizzando citometria di flusso di grandi particelle di nematodi7. Allo stesso modo, il promotore di un chaperone mitocondriale, hsp-6 (ortologo del mammifero HSPA9), viene utilizzato per monitorare l'attivazione dell'UPRMT8e il promotore del chaperone citosolico hsp-16.2 (ortologo al gene alfa cristallino umano) viene utilizzato per valutare l'attività dell'HSR9. Questi giornalisti permettono una rapida caratterizzazione dei percorsi attivati in risposta a varie perturbazioni.
Spesso, i giornalisti qui presentati sono immagini con microscopia, che fornisce un output qualitativo dell'attivazione delle risposte allo stress. Tuttavia, mentre le tecniche di imaging forniscono sia informazioni sull'intensità che sulla posizione dei tessuti dei reporter sopra descritti, la sua quantificazione non è sempre accurata o robusta. Sebbene sia possibile quantificare l'attivazione fluorescente utilizzando strumenti di analisi dell'imaging, questi metodi hanno una produttività relativamente bassa e le dimensioni del campione sono ridotte, a causa del numero relativamente basso di animali immaginati. La facilità e la capacità di ottenere grandi quantità di animali rendono rapidamente C. elegans un sistema modello ideale per testare l'attivazione dei reporter di stress fluorescente attraverso l'uso di un grande citometro a flusso di particelle. Un citometro a flusso di grandi particelle è in grado di registrare, analizzare e ordinare in base alle dimensioni e alla fluorescenza di molti animali vivi. Utilizzando questo metodo, è possibile ottenere l'intensità fluorescente, le dimensioni, e anche le informazioni spaziali (2D) per migliaia di vermi. Il sistema è controllato utilizzando FlowPilot, che consente l'acquisizione e l'analisi in tempo reale dei dati misurati. Qui, i metodi per l'imaging microscopico e l'analisi quantitativa utilizzando un citometro di flusso di particelle di grandi dimensioni sono offerti come metodi per misurare l'attivazione delle risposte allo stress.
Oltre all'analisi dei reporter, la sensibilità o la resistenza degli animali allo stress possono essere misurate utilizzando analisi dello stress fisiologico. Ciò si ottiene esponendo gli animali ad ambienti stressanti che attivano percorsi specifici di stress cellulare. Qui, vengono forniti diversi metodi per misurare la sensibilità di animali interi a specifici tipi di fattori di stress.
La sollecitazione ER viene applicata a C. elegans utilizzando l'agente chimico, la tunicamycina, che blocca la glicosilazione legata a N, causando l'accumulo di proteine piegate in modo misto nel ER10. In C. elegans, la crescita dopo l'esposizione alla tunicacina provoca grandi perturbazioni nella funzione ER, e una durata significativamente ridotta11. Misurando la sopravvivenza degli animali su placche contenenti tunicacina, è possibile quantificare la sensibilità allo stress ER degli animali. Ad esempio, gli animali con induzione ectopica di UPRER e quindi una maggiore resistenza allo stress da misfolding delle proteine nel ER hanno una maggiore sopravvivenza in base all'esposizione alla tunicamicina rispetto agli animali di tipo selvatico12.
Lo stress ossidativo e mitocondriale viene applicato a C. elegans esponendo gli animali all'agente chimico, il paraquat. Paraquat è un erbicida comunemente usato, che provoca la formazione di superossido specificamente nei mitocondri13. A causa della localizzazione specifica delle specie reattive dell'ossigeno derivate dai mitocondri (ROS), i saggi paraquati sono spesso usati come un saggio di stress "mitocondriale". Tuttavia, il superossido viene rapidamente convertito in perossido di idrogeno dalle dismutasi mitocondriali del superossido (SOD)14. Il perossido di idrogeno può successivamente diffondersi dai mitocondri e causare stress ossidativo in altri compartimenti della cellula. Pertanto, descriviamo i saggi di sopravvivenza dei paraquati come misurala della sensibilità allo stress mitocondriale e ossidativo (altri test di stress ossidativo possono essere trovati15).
I saggi di termotolleranza vengono eseguiti in C. elegans mettendo gli animali a temperature elevate. Le temperature ambientali per i nematodi sono di 15-20 gradi centigradi e lo stress termico è indotto a temperature superiori a2:C16,17. I saggi di termotolleranza sono generalmente eseguiti a temperature che vanno da 30-37 gradi centigradi, poiché gli animali presentano gravi difetti cellulari a questa temperatura, e i test di sopravvivenza vengono completati entro 24 ore16,18. In questo caso, sono previsti due metodi alternativi per l'esecuzione di saggi di termotolleranza: crescita a 34 gradi centigradi e crescita a 37 gradi centigradi. Insieme, i protocolli qui presentati possono essere utilizzati per eseguire schermi su larga scala quando combinati con il gene knock-down standard utilizzando l'interferenza dell'RNA o le librerie di farmaci chimici.
Il protocollo può essere suddiviso in 4 procedure generali: crescita di C. elegans e preparazione per l'imaging (sezioni 1 e 2), imaging di reporter trascrizionali utilizzando microscopia fluorescente (sezioni 3-5), misurazioni quantitative dei reporter che utilizzano un citometro di flusso di grandi particelle (sezione 6) e analisi fisiologiche per misurare la sensibilità allo stress in C. elegans (sezione 7).

<table><tbody><tr><td>Antimicina A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A8674</td><td>per stress mitocondriale</td></tr><tr><td>Bacto Peptone</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0118072</td><td>per piastre NGM</td></tr><tr><td>BD Difco agar granulato</td><td>VWR</td><td>90000-782</td><td>per piastre NGM</td></tr><tr><td>Cloruro di calcio diidrato</td><td>VWR</td><td>97061-904</td><td>per piastre NGM</td></tr><tr><td>Carbenicillina</td><td>BioPioneer</td><td>C0051-25</td><td>per RNAi</td></tr><tr><td>Colesterolo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>57-88-5</td><td>per piastre NGM</td></tr><tr><td>COPAS Biosorter</td><td>Union Biometrica</td><td>350-5000-000</td><td>dotato di sorgente luminosa a 488 nm.</td></tr><tr><td>Soluzione detergente COPAS</td><td>Union Biometrica</td><td>300-5072-000</td><td>da utilizzare con COPAS</td></tr><tr><td>Soluzione di guaina</td><td>COPAS Union Biometrica</td><td>300-5070-100</td><td>da utilizzare con COPAS</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich 472301</td><td></td><td>solvente per farmaci</td></tr><tr><td>IPTG senza diossano</td><td>Denville Scientific</td><td>CI8280-4</td><td>per RNAi</td></tr><tr><td>LB Brodo Miller</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1426500</td><td>per</td></tr><tr><td>stereoscopio LB M205FA</td><td>Leica</td><td>10450040</td><td>dotato di una fotocamera CCD monocromatica Leica DFC3000G, filtro Leica GFP standard (ex 395-455, EM 480 LP) e software LAS X</td></tr><tr><td>Solfato di magnesio eptaidrato</td><td>VWR</td><td>EM-MX0070-3</td><td>per piastre NGM, M9</td></tr><tr><td>Paraquat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>36541</td><td>per stress ossidativo/mitocondriale</td></tr><tr><td>Cloruro di potassio</td><td>Fisher</td><td>P217-500</td><td>per soluzione di candeggina</td></tr><tr><td>Fosfato di potassio bibasico</td><td>VWR</td><td>EM-PX1570-2</td><td>per piastre NGM</td></tr><tr><td>Fosfato di potassio monobasico</td><td>VWR</td><td>EM-PX1565-5</td><td>per M9</td></tr><tr><td>Revolve</td><td>ECHO</td><td>75990-514</td><td>dotato di obiettivo Olympus 4x Plan Fluorite NA 0.13, filtro FITC Olympus standard (ex 470/40; em 525/50; DM 560) e un iPad Pro per la fotocamera e per pilotare il software ECHO</td></tr><tr><td>Sodium Azide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>71289-50G</td><td>per l'imaging</td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>EMD Millipore</td><td>SX0420-5</td><td>per lastre NGM, M9</td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasico</td><td>VWR</td><td>71003-472</td><td>per M9</td></tr><tr><td>Tert-butyl hydroperoxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>458139</td><td>per lo stress</td></tr> <tr><td>ossidativoTetraciclina cloridrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T7660-5G</td><td>per RNAi</td></tr><tr><td>Tunicamicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T7765-50MG</td><td>per stress ER</td></tr></tbody></table>

misurazioni delle risposte allo stress fisiologico in c. elegans

Measurements of Physiological Stress Responses in C. Elegans

Gli organismi sono spesso esposti ad ambienti fluttuanti e cambiamenti nell'omeostasi intracellulare, che possono avere effetti negativi sul loro proteoma e sulla fisiologia. Così, gli organismi hanno evoluto risposte mirate e specifiche allo stress dedicate a riparare i danni e mantenere l'omeostasi. Questi meccanismi includono la risposta proteica dispiegata del reticolo endolamico (UPRER),la risposta proteica dispiegata dei mitocondri (UPRMT), la risposta allo shock termico (HSR) e la risposta allo stress ossidativo (OxSR). I protocolli qui presentati descrivono i metodi per rilevare e caratterizzare l'attivazione di questi percorsi e le loro conseguenze fisiologiche nel nematode, C. elegans. In primo luogo, l'uso di reporter trascrizionali fluorescenti specifici del percorso è descritto per la caratterizzazione cellulare rapida, lo screening farmacologico o lo screening genetico su larga scala (ad esempio, RNAi o librerie mutanti). Inoltre, vengono descritti saggi fisiologici complementari e robusti, che possono essere utilizzati per valutare direttamente la sensibilità degli animali a fattori di stress specifici, servendo come convalida funzionale dei reporter trascrizionali. Insieme, questi metodi consentono una rapida caratterizzazione degli effetti cellulari e fisiologici delle perturbazioni proteotossiche interne ed esterne.

Utilizzo di reporter trascrizionali per misurare l'attivazione delle risposte allo stress Qui vengono utilizzati reporter trascrizionali fluorescenti, che servono come strumenti robusti per misurare l'attivazione della maggior parte delle risposte allo stress in C. elegans. L'espressione GFP è guidata sotto il promotore di obiettivi canonici di regolatori trascrizionali principali coinvolti nella risposta alle sollecitazioni specifiche del compartimento. Un el...

Qui, caratterizziamo le risposte di stress proteotossico cellulare nel nematode C. elegans misurando l'attivazione di reporter trascrizionali fluorescenti e analizzando la sensibilità allo stress fisiologico.

Misurazioni delle risposte allo stress fisiologico in C. Elegans

Organisms are often exposed to fluctuating environments and changes in intracellular homeostasis, which can have detrimental effects on their proteome and ...

Questi metodi possono essere utilizzati per caratterizzare le risposte allo stress nei C.elegans e per determinare se le perturbazioni genetiche o farmacologiche influenzano l'attivazione di vie cellulari protettive. Questi metodi consentono test rapidi e ad alta produttività di centinaia di perturbazioni come l'abbattimento genico sia a livello molecolare che fisiologico. Per garantire che il test sia eseguito correttamente, includere controlli positivi e negativi.Sincronizza animali sani e ben nutriti con lo stadio corretto e usa piatti freschi per l'esperimento. La visualizzazione della micromanipolazione dei worm con un piccone può aiutare i nuovi utenti a capire come i worm possono essere allineati e valutati per la vitalità. A dimostrare le procedure saranno Phil Frankino, Holly Gildea e Melissa Metcalf, studentesse laureate nel nostro laboratorio.Utilizzare animali che esprimono GFP sotto il promotore della proteina shock termico quattro per l'attivazione della risposta proteica spiegata al reticolo endoplasmatico, far crescere gli animali reporter sincronizzati a 20 gradi Celsius fino allo stadio L4 e lavare i vermi dal piatto usando il mezzo M9 e trasferirli in un tubo. Dopo aver raccolto i vermi per centrifugazione, sostituire l'M9 con 25 nanogrammi per millilitro del farmaco di interesse per M9 o solfossido di dimetile in M9 nei tubi animali di controllo. Quindi posizionare i vermi su una piattaforma rotante per tre o quattro ore a 20 gradi Celsius.Alla fine dell'incubazione, centrifugare i vermi per depositarsi prima di sostituire la soluzione di trattamento con 15 millilitri di M9 da solo. Dopo due lavaggi, trasferire gli animali su piastre NGM o piastre di interferenza NGM RNA a seconda dei casi e consentire ai vermi di riprendersi durante la notte a 20 gradi Celsius. Una volta che i vermi si sono ripresi, aggiungere da cinque a 10 microlitri di azide di sodio da 100 millimolare su una piastra NGM standard senza batteri e posizionare una piastra di vermi al microscopio sezionato.Trasferire da 10 a 20 animali dal piatto nel punto di azide di sodio. Gli animali dovrebbero impadronirsi del movimento poco dopo l'atterraggio nella soluzione salina. Una volta che l'azide di sodio è evaporato, allineare gli animali nella configurazione di imaging desiderata con i lati anteriore e posteriore nello stesso orientamento per tutti gli animali e posizionare immediatamente la piastra degli animali al microscopio stereo.Avviare il software di imaging al microscopio stereo e nella scheda acquisizioni fare clic su apri progetti e cartella per aprire un nuovo progetto. Fare clic con il pulsante destro del mouse e scegliere rinomina per rinominare la cartella. Posizionare il campione di worm sotto l'obiettivo del microscopio e utilizzare l'impostazione Brightfield per individuare il punto focale corretto dei vermi per ridurre al minimo lo sbiancamento fluorescente.Il centro del campione sarà il punto in cui la linea di uova è chiaramente visibile e non sfocata. Impostare il tempo di esposizione per garantire che i pixel non siano saturi e anche per garantire che il segnale sia al di sopra del limite di rilevamento. Dopo aver impostando i condensatori di tempo di esposizione, zoom, messa a fuoco e Brightfield sulle impostazioni appropriate, fare clic sul pulsante acquisisci immagine per acquisire un'immagine.Per l'imaging utilizzando un microscopio a campo largo composto, posizionare la piastra di trattamento del controllo di base sullo stadio del microscopio a campo largo composto e utilizzare il touch pad per avviare il programma di controllo. Create un nuovo album e nome file e posizionate la piastra sotto l'obiettivo. Utilizzare il controllo di base e le piastre di controllo positive per impostare il tempo di esposizione e l'intensità della fluorescenza in modo che il segnale sia visibile ma non saturo.Quindi salva le immagini FITC Brightfield e GFP. Per quantificare l'induzione del reporter da parte della citometria a flusso di particelle di grandi dimensioni, prima accendere i laser del citometro e aprire il software del citometro. Fare clic sul pulsante start per attivare i laser nella finestra del software e scegliere Esegui per avviare il laser nella finestra popup di controllo laser argon.Quando il laser raggiunge circa 12 milliwatt e il livello della sorgente luminosa 488 sale a circa 12, fare clic e controllare i quattro valori di pressione. Se i valori sono simili a quelli osservati nella configurazione originale, selezionare la casella pressione OK. Successivamente, per assicurarsi che non ci siano bolle d'aria o detriti che bloccano il flusso di fante e campionare attraverso la cella di flusso, fare clic su pulisci più volte.Quindi disattivare l'ordinamento e attivare la trana per riavviare il flusso. Per controllare la portata, raccogli la tona per 60 secondi. Raccogliere la trana in un tubo da 15 millilitri per 60 secondi.La portata dovrebbe essere da nove a 10 millilitri al minuto. Per eseguire i campioni, regolare la potenza del fotomoltiplicatore laser a un livello sufficientemente alto da far sì che il segnale sia superiore al limite di rilevamento ma non superiore al limite di saturazione. Eseguire la gating di dimensioni per escludere bolle, detriti, uova e altre piccole particelle indesiderate e per includere solo gli animali di interesse come gli adulti.Una volta impostati i parametri di screening, aggiungere i worm preparati a una tazza e fare clic su acquisisci. Guarda per assicurarti che tutto il liquido non sia preso nella macchina in quanto ciò causerà l'ingresso di aria nel citometro di flusso e creerà bolle all'interno del rilevatore. Quando il campione è basso e/o sono stati raccolti abbastanza animali, fare clic su interrompi.Per archiviare i dati gated in base solo ai vincoli di dimensione, fare clic su setup, archiviazione dati, solo gated e archiviazione gated per salvare i dati. Quindi sciacquare la tazza di raccolta con acqua deionizzata e rimuovere il lavaggio sottovuoto tre volte prima di ripetere l'analisi con il campione successivo. Per misurare la sensibilità allo stress mitocondriale e ossidativo, aggiungere da 50 a 75 microlitri di Paraquat in M9 a otto-10 pozzi per condizione di una piastra piatta del fondo da 96 pozzi e trasferire da otto a 10 vermi per condizione in ogni pozzo di Paraquat.Ogni due ore, tocca delicatamente il piatto per far sì che gli animali vivi si thrash o si pieghino per consentire di segnare il numero di animali morti per pozzo. Per misurare la sensibilità alla temperatura degli animali, incubare i vermi per tre o quattro giorni a 20 gradi Celsius prima di placcare da 10 a 15 animali per piastra per condizione per un totale di quattro o sei piastre. Quindi posizionare le piastre in un'incubatrice di 34 o 37 gradi Celsius e segnare la sopravvivenza del verme ogni due ore come appena dimostrato.Il reporter hsp-4 ha un'impressione basale minima in assenza di stress, ma mostra una robusta espressione GFP quando gli animali sono esposti allo stress del reticolo endoplasmatico usando il farmaco Tunicamycin. Queste differenze possono anche essere quantificate usando un grande citometro a flusso di particelle. Inoltre, l'induzione del transgene sotto stress del reticolo endoplasmatico può essere completamente sopressa dall'abbattimento di XBP-1 tramite interferenza dell'RNA.Test simili possono essere eseguiti per misurare lo stress mitocondriale, lo stress ossidativo e lo stress da calore. Le risposte fisiologiche dell'intero animale allo stress possono anche essere misurate utilizzando diversi saggi di sopravvivenza. Ad esempio, l'esposizione alla tunicamicina viene utilizzata per misurare la sensibilità allo stress del reticolo endoplasmatico.L'abbattimento del gene XBP-1 si traduce in un significativo aumento della sensibilità alla tunicamicina. Inoltre, l'esposizione all'agente chimico Paraquat viene utilizzata per misurare la sensibilità allo stress ossidativo e mitocondriale. Il knockdown del gene DAF-2 si traduce in un significativo aumento della resistenza al Paraquat.La termotoleranza può essere misurata determinando la sopravvivenza degli animali a temperature elevate e può essere tracciata come una curva di sopravvivenza. Questi test devono essere eseguiti almeno da quattro a sei volte e tutte le repliche devono essere tracciate l'una contro l'altra poiché la termotoleranza dimostra una variabilità incredibilmente elevata rispetto ad altri saggi di stress. Quando si imagingno animali, è fondamentale impostare i parametri in modo che non vi sia sovra o sotto saturazione del segnale e garantire che gli stessi parametri vengano utilizzati durante l'esperimento.I protocolli di imaging qui descritti sono suscettibili di screening su larga scala, compresi gli schermi a livello genomico, e sono ottimi sia per studi esplorativi che di conferma che possono poi essere seguiti dai saggi fisiologici descritti.

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