Name: Pneumografia impedibile per la misurazione minimamente invasiva della frequenza cardiaca negli invertebrati in fase avanzata (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Impara la pneumografia impedenziometrica per misurare la frequenza cardiaca in aragoste giovanili durante stress termico. Questo metodo minimamente invasivo consente il monitoraggio in tempo reale delle risposte fisiologiche.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Gli autori ringraziano Paul Rawson per l'assistenza di laboratorio e il premio IIA-1355457 della National Science Foundation al Maine EPSCoR presso l'Università del Maine per i fondi per l'acquisto di attrezzature. Questo progetto è stato sostenuto dall'USDA National Institute of Food and Agriculture, numero di progetto Hatch MEO-21811 attraverso la Maine Agricultural and Forest Experiment Station, così come NOAA National Marine Fisheries Service Saltonstall Kennedy Grant #18GAR039-136. Gli autori ringraziano anche tre recensori anonimi per i loro commenti su una versione precedente di questo manoscritto. Maine Agricultural and Forest Experiment Station Numero di pubblicazione 3733.

1. Configurazione dell'attrezzatura
<ol><li>Avvolgere tubi chiari e malleabili intorno a sé per creare una bobina che si scambia il calore che è di circa 8-10 cm di diametro e ha estensioni 40-70 cm di lunghezza. Fissare la bobina con nastro elettrico.</li>
	<li>Attaccare la bobina di scambio di calore all'alimentazione esterna e restituire i raccordi di un bagno d'acqua che si trova a temperatura e in uscita. Assicurarsi che la connessione sia sicura utilizzando morsetti flessibili.</li>
	<li>Riempire il pozzo del bagno d'acqua circolante di raffreddamento/riscaldamento con acqua osmosi inversa (RO) e collegare il cavo di alimentazione in una presa. Accendere il bagno d'acqua e assicurarsi che non ci siano perdite nella sua connessione con la bobina di scambio di calore.</li>
	<li>Impostare il convertitore di impedazione collegando il cavo BNC nero all'uscita AC sull'unità e collegandolo al data logger (Tabella dei materiali) utilizzando la porta Canale 1.</li>
	<li>Collegare la sonda termocoppia (registratore di temperatura) al pod di tipo T, quindi collegare il pod di tipo T alla porta Canale 2 del registratore di dati.</li>
	<li>Collegare il cavo di alimentazione del data logger a un alimentatore e collegare il data logger a un computer PC utilizzando il connettore cavo USB.</li>
	<li>Riempire la camera di acclimatazione e l'arena sperimentale con 7,5 L di acqua di mare artificiale (salinità 35 ppt, pH - 8,1, temperatura . NOTA: il volume, la temperatura e la chimica dell'acqua necessaria per la camera di acclimatazione e le condizioni di partenza nell'arena sperimentale dipendono dalla progettazione sperimentale. È importante sottolineare che questi contenitori devono essere abbastanza grandi da sommergere comodamente il soggetto del test.</li>
</ol>2. Impianto di elettrodi
<ol><li>Posizionare l'aragosta su una griglia di plastica che si inserisce facilmente nell'arena sperimentale in modo che il corpo faccia comodamente una forma Y ad un'estremità del rettangolo.</li>
	<li>Fissare con cura gli artigli e l'addome dell'aragosta alla griglia di plastica utilizzando piccole cravatte. Le cravatte devono essere sufficientemente strette da impedire il movimento, ma lasciare spazio alle forbici chirurgiche per rimuoverle al termine dell'esperimento.</li>
	<li>Asciugare il carapace con un tovagliolo di carta e pulirlo con un batuffolo di cotone imbevuto di etanolo del 70%.</li>
	<li>Creare i fori per gli elettrodi.<ol>
<li>Utilizzando una piccola punta di perforazione (ad esempio, 1,6 mm), lentamente e con attenzione forano a mano due piccoli fori (quasi) attraverso il carapace su entrambi i lati del pericardio.</li>
		<li>Finire ogni foro inserendo delicatamente un ago sterile di dissezione.</li>
		<li>Se l'ago non passa facilmente attraverso il carapace, continuare a tirare lentamente a mano prima di provare di nuovo l'ago. NOTA: Per ridurre al minimo lo stress negli animali sperimentali, è altamente consigliabile praticare questa tecnica prima della sperimentazione. Nel corso del tempo, gli utenti possono facilmente determinare sentendosi quando la punta di perforazione è quasi attraverso il carapace e passare all'ago. La perforazione a mano è appropriata per aragoste e granchi, soprattutto se l'esoscheletro è morbido (cioè, l'animale si è recentemente fuso). Tuttavia, se il soggetto del test ha un esoscheletro o un guscio più spesso (cioè un bivalvolo), uno strumento Dremel è più appropriato.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ottenere gli elettrodi (36-38 G filo magnetico, 0,10–0,12 mm di diametro) e raschiare un po 'di isolamento sulla punta del filo utilizzando una lama di serpeggente coltello. Piegare con attenzione la punta di ogni filo in un piccolo gancio utilizzando pinze e inserirne una in ciascuno dei fori appena forati.</li>
	<li>Fissare ogni piombo di filo utilizzando una piccola goccia di colla cianoacrilata e lasciarlo asciugare per 5-10 min. NOTA: È fondamentale utilizzare la colla con parsimonia, poiché l'aggiunta di troppo reincrola il filo e impedisce la registrazione del segnale.</li>
	<li>Una volta che la colla è asciutta, fissare il filo conduce al convertitore impedibile e accenderlo. Mettere l'aragosta nella camera di acclimatazione e lasciarla acclimatare agli elettrodi impiantati per 15-20 min. NOTA: movimenti rapidi o stridenti, nonché colla incompletamente essiccata, possono causare l'staccamento degli elettrodi dal carapace. In questo caso, tornare al passaggio 2.6.</li>
	<li>Attivare il data logger e aprire il software LabChart sul computer. Fai clic su Nuovo esperimento e lascia aperta la schermata Vista grafico.</li>
	<li>In Visualizzazione grafico, individuare il menu Funzione canale per il canale 1 dalla sezione destra dello schermo. Scegliere Amplificatore di input dal menu e selezionare Accoppiamento AC. Il segnale in arrivo dal soggetto del test verrà ora visualizzato sullo schermo in tempo reale. NOTA: la sensibilità del canale può essere regolata selezionando il menu a comparsa Intervallo. Regolare l'intervallo fino a quando i picchi del segnale sono 25%–75% della scala completa. Chiudere l'amplificatore di input facendo clic su OK.</li>
	<li>Sul convertitore impedimento, regolare il guadagno (dimensione) e l'equilibrio fino a quando non viene osservato un segnale forte sull'uscita del data logger, con l'obiettivo di mantenere il saldo vicino allo zero.</li>
	<li>Sul canale 2, selezionate il contenitore Tipo T per registrare i dati della temperatura in tempo reale.</li>
	<li>Quando entrambi i canali sono impostati correttamente, fare clic sul pulsante Start e il data logger inizierà a registrare i dati.</li>
</ol>3. Appendenza della temperatura
<ol><li>Dopo il periodo di acclimatazione, posizionare la griglia di plastica con l'aragosta attaccata con attenzione nell'arena sperimentale e mettere la bobina di scambio di calore sulla parte superiore della griglia.</li>
	<li>Posizionare la sonda termocoppia vicino all'aragosta, assicurandosi che sia completamente sommersa prima di posizionare il coperchio sull'arena sperimentale per ridurre lo stress visivo al soggetto di prova.</li>
	<li>Regolare l'equilibrio in base alle esigenze e inserire un commento sull'output indicando che la prova è iniziata.</li>
	<li>L'output può e deve essere salvato periodicamente durante l'esperimento.<ol>
<li>Fare clic su File e selezionare Salva con nome per salvare inizialmente l'output nel computer.</li>
		<li>Durante il salvataggio durante l'esperimento, fare clic su File e selezionare Salva. NOTA: anche se il software LabChart è in grado di recuperare i file in caso di arresto accidentale del programma (ad esempio, un'interruzione dell'alimentazione), si consiglia di salvare i file attivi ogni 15-20 min durante l'esperimento per evitare la perdita di dati.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aumentare la temperatura dell'acqua dell'arena sperimentale ad una velocità di 1,5 gradi centigradi ogni 15 min per ottenere una rampa da 12 a 30 gradi centigradi in un periodo di 2,5 ore regolando la temperatura del bagno d'acqua ricircolante. NOTA: La distribuzione geografica dell'aragosta americana si estende su un gradiente termico di 25 gradi centigradi, e gli individui possono acclimatarsi e sopravvivere a temperature fino a 30 c16. Come tale, 30 S è stato scelto come limite superiore per questa rampa di temperatura, in quanto assicura che le aragoste sperimentano uno scenario stressante che non raggiunge il massimo termico critico13, che potrebbe portare alla mortalità. Il tasso specifico di riscaldamento è stato selezionato perché rientra in una serie di tassi di riscaldamento implementati in studi che utilizzano altre specie8,14 così come precedenti ricerche sull'aragosta americana13,27. Prima di implementare questo protocollo, è importante 1) determinare l'intervallo appropriato di temperature per un dato esperimento e 2) condurre una rampa di temperatura pre-prova con un'arena sperimentale vuota, in quanto ciò contribuirà a determinare la regolazione della temperatura necessaria del bagno d'acqua per ottenere la rampa desiderata. Questo può anche variare a seconda del volume di acqua nell'arena.</li>
	<li>In tutta la rampa di temperatura, registrare ogni volta che si verifica una regolazione che può influire sull'uscita.<ol>
<li>Si noti che l'equilibrio sull'impetobiglio convertibile dovrà probabilmente essere regolato durante l'esperimento, e così facendo potrebbe causare un picco involontario nell'output.</li>
		<li>Quando la temperatura nell'arena sperimentale inizia a raggiungere livelli al di fuori dell'intervallo termico preferito del soggetto del test, le contrazioni muscolari involontarie possono provocare un "spike" errato nell'uscita. In questo caso, fare un commento per identificare le aree dell'output che devono essere rimosse durante il processo di conversione dei dati.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Una volta completata la rampa, togliere l'aragosta dall'arena sperimentale e metterla in un bagno di recupero (12 gradi centigradi) per 20 min. Se lo si desidera, continuare a monitorare la frequenza cardiaca dell'aragosta fino a quando non ritorna ai livelli basali.</li>
	<li>Dopo 20 min, premi il pulsante Stop sull'output di PowerLab e salva il file. Rimuovere con attenzione gli elettrodi e tagliare i cavi con le forbici chirurgiche prima di restituire il soggetto del test al suo serbatoio di tenuta. NOTA: Piuttosto che mettere un'aragosta direttamente nel bagno di recupero, un'altra opzione è quella di riportare lentamente l'arena sperimentale alla sua temperatura iniziale. Ciò si ottiene raffreddando l'arena sperimentale di 1,5 gradi centigradi ogni 15 min nel corso di ulteriori 2,5 h.</li>
</ol>4. Conversione dei dati
<ol><li>Apri Data Pad. Impostare la colonna A sul tempo facendo doppio clic sulla colonna A e facendo clic su Selezione & Punto attivo sul lato sinistro del menu Impostazione colonna blocco dati A. Selezionare Ora sul lato destro del menu e chiudere la finestra facendo clic su OK.</li>
	<li>Impostare la colonna B sulla temperatura media facendo doppio clic sulla colonna B e selezionando l'opzione Statistiche dal lato sinistro del menu Impostazione colonna blocco dati B. Selezionare Media sul lato destro del menu e Canale 2 come origine del calcolo nella parte inferiore della finestra del menu. Fare clic su OK per chiudere la finestra.</li>
	<li>Conversione della tensione registrata in battiti al minuto<ol>
<li>Fare doppio clic sulla colonna C e selezionare Selezione e punto attivo sul lato sinistro del menu. Selezionare Durata selezione sul lato destro del menu e fare clic su OK per chiudere la finestra.</li>
		<li>Fare doppio clic sulla colonna D e selezionare Misure cicliche sul lato sinistro del menu. Selezionare Conteggio eventi sul lato destro del menu e Canale 1 come origine del calcolo. Fare clic su OK per chiudere la finestra. Questo conterà i picchi dei dati per determinare la frequenza cardiaca in una porzione di dati selezionata. NOTA: se necessario, selezionare il pulsante Opzioni nella parte inferiore del menu e regolare le impostazioni di rilevamento per leggere i dati in modo più accurato. Eseguire la scansione del file di dati e determinare se le opzioni di forma "Sine" o "Spikey" determinano conteggi solo dei picchi principali dell'output dell'heartbeat. Inoltre, regolare la soglia di regolazione del rilevamento sul lato destro del menu per ignorare il rumore nel file di output.</li>
		<li>Fare doppio clic sulla colonna E e selezionare Misure cicliche sul lato sinistro del menu. Selezionare Tasso ciclico medioe Canale 1 come Origine calcolo. Regolare le impostazioni di rilevamento e la regolazione del rilevamento in modo che corrispondano alle impostazioni della colonna D (se manipolato nel passaggio 4.4.2). Fare clic su OK per chiudere la finestra. Questo fornisce la stima finale della frequenza cardiaca (come battiti al minuto) su una porzione di dati selezionata.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Quando le colonne sono impostate, tornare al file di dati ed evidenziare le sezioni desiderate dell'output, omettendo le aree di dati errati identificati dai commenti nella sezione 3.6.<ol>
<li>Selezionare Comandi e aggiunta multipla al riquadro dati.</li>
		<li>Selezionare Tempo dal menu a discesa Trova utilizzando e tirare i dati ogni 30 s selezionando la casella Ogni e immettendo "30" nel menu Seleziona.</li>
		<li>Fare clic sull'opzione Selezione corrente dal menu Esegui passo a punto e scegliere Aggiungi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tornare alla schermata Data Pad e selezionare File e Salva con nome per salvare l'output come file Excel. NOTA: Qui, la frequenza cardiaca è segnalata (in battiti al minuto) ogni 30 s al contrario di ogni minuto sulla base di ricerche precedenti8,27. Questo aiuta anche a catturare con maggiore precisione i cambiamenti nei dati di tensione raccolti in tempo reale. È possibile selezionare i dati a intervalli di tempo più brevi o più lunghi in base alle preferenze individuali.</li>
</ol>5. Calcolo della temperatura di rottura di Arrhenius
<ol><li>Aprire il file di dati in Excel e modificare l'output del software LabChart.<ol>
<li>Convertire la temperatura da Celsius al reciproco di Kelvin utilizzando la seguente equazione: [1000/(temperatura : 273.15 K)].</li>
		<li>Ottenere il registro naturale della frequenza cardiaca: ln(BPM).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Generare un grafico Arrhenius tracciando la frequenza cardiaca in funzione della temperatura, espressa13,15come ln(BPM) vs.</li>
	<li>In SigmaPlot, inserire i dati con una regressione a pezzi e determinare il punto di intersezione, ovvero l'ABT.<ol>
<li>Copiare e incollare i dati trasformati in una nuova cartella di lavoro. Selezionare l'opzione Statistiche dal menu principale e dalla procedura guidata di regressione dall'elenco a discesa.</li>
		<li>Nella finestra Equazione, selezionare a pezzi dal menu Categoria equazione e 2 segmenti lineari sotto la casella Nome equazione. Fare clic su Avanti.</li>
		<li>Nella finestra Variabili, selezionare i dati di temperatura trasformati in variabile t e i dati della frequenza cardiaca trasformati in variabile y, utilizzando le opzioni a discesa nel menu Colonne variabili. Assicurarsi che coppia XY sia selezionata nel menu Dati da prima di fare clic su Avanti.</li>
		<li>Dopo aver esaminato la finestra Adatta risultati, fare clic su Avanti e selezionare la casella Crea report nella finestra Opzioni di output numerico. Fare clic su Avanti.</li>
		<li>Nella finestra Opzioni grafico, selezionare l'opzione Crea nuovo grafico nella sezione Adatta grafico risultati e Aggiungi equazione al titolo del grafico nella sezione Caratteristiche grafico. Fare clic su Fine.</li>
		<li>Nella pagina di output Risultati recuperare le equazioni e i valori dei parametri per le due aree della regressione a pezzi, nonché l'output statistico per la regressione (ad esempio, R2, F-statistica e p-value).</li>
		<li>Utilizzando i valori dei parametri e le equazioni generate, impostare i due segmenti uguali l'uno all'altro e risolvere la variabile "t" per determinare l'ABT. Converti questo valore in Celsius utilizzando la seguente equazione: . NOTA: l'ABT può essere calcolato anche nell'ambiente di calcolo statistico R utilizzando il pacchetto "segmentato"17 nel programma SAS18, o utilizzando la routine di "regressione lineare segmentale" in Prism819.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Stocker, T. F., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStocker%2C+TF+%22Climate+Change+2013%3A+The+Physical+Basis.+Contribution+of+Working+Group+I+to+the+Fifth+Assessment+Report+of+the+Intergovernmental+Panel+on+Climate+Change%22">Climate Change 2013: The Physical Basis. Contribution of Working Group I to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate Change</a>. , Cambridge University Press. Cambridge, UK, and New York, NY, USA. (2013).</li>
<li>Pershing, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+adaptation+in+the+face+of+rapid+warming+leads+to+collapse+of+the+Gulf+of+Maine+cod+fishery%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Slow adaptation in the face of rapid warming leads to collapse of the Gulf of Maine cod fishery.</a> Science. 350 (6262), 809-812 (2015).</li>
<li>Smale, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+heat+waves+threaten+global+biodiversity+and+the+provision+of+ecosystem+services%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Climate+Change%22%5BJournal%5D)">Marine heat waves threaten global biodiversity and the provision of ecosystem services.</a> Nature Climate Change. 9 (4), 306-316 (2019).</li>
<li>Pörtner, H. O., Farrell, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+and+climate+change%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Physiology and climate change.</a> Science. 322 (5902), 690-692 (2008).</li>
<li>Pörtner, H. O., Bock, C., Mark, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-+and+capacity-limited+thermal+tolerance%3A+bridging+ecology+and+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Oxygen- and capacity-limited thermal tolerance: bridging ecology and physiology.</a> Journal of Experimental Biology. 220 (15), 2685-2696 (2017).</li>
<li>Somero, G. N., Lockwood, B. L., Tomanek, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSomero%2C+GN+%22Biochemical+adaptation%3A+response+to+environmental+challenges%2C+from+life%27s+origins+to+the+Anthropocene%22">Biochemical adaptation: response to environmental challenges, from life's origins to the Anthropocene</a>. , Sinauer Associates, Incorporated Publishers. Sunderland, MA, USA. (2017).</li>
<li>Sokolova, I. M., Frederich, M., Bagwe, R., Lanning, G., Sukhotin, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+homeostasis+as+an+integrative+tool+for+assessing+limits+of+environmental+stress+tolerance+in+aquatic+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Environmental+Research%22%5BJournal%5D)">Energy homeostasis as an integrative tool for assessing limits of environmental stress tolerance in aquatic invertebrates.</a> Marine Environmental Research. 79, 1-15 (2012).</li>
<li>Tepolt, C. K., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Master+of+all+trades%3A+thermal+acclimation+and+adaptation+of+cardiac+function+in+a+broadly+distributed+marine+invasive+species%2C+the+European+green+crab%2C+Carcinus+maenas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Master of all trades: thermal acclimation and adaptation of cardiac function in a broadly distributed marine invasive species, the European green crab, Carcinus maenas.</a> Journal of Experimental Biology. 217 (7), 1129-1138 (2014).</li>
<li>Frederich, M., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+limitation+of+thermal+tolerance+defined+by+cardiac+and+ventilatory+performance+in+spider+crab%2C+Maja+squinado%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Oxygen limitation of thermal tolerance defined by cardiac and ventilatory performance in spider crab, Maja squinado.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 279 (5), 1531-1538 (2000).</li>
<li>Metzger, R., Sartoris, F. J., Langenbuch, M., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+elevated+CO2+concentrations+on+thermal+tolerance+of+the+edible+crab+Cancer+pagurus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Biology%22%5BJournal%5D)">Influence of elevated CO2 concentrations on thermal tolerance of the edible crab Cancer pagurus.</a> Journal of Thermal Biology. 32, 144-151 (2007).</li>
<li>Walther, K., Sartoris, F. J., Bock, C., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anthropogenic+ocean+acidification+on+thermal+tolerance+of+the+spider+crab+Hyas+araneus%5BTitle%5D)+AND+%22Biogeosciences%22%5BJournal%5D)">Impact of anthropogenic ocean acidification on thermal tolerance of the spider crab Hyas araneus.</a> Biogeosciences. 6 (10), 2207-2215 (2009).</li>
<li>Styf, H. K., Sköld, H. N., Eriksson, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+response+to+long-term+exposure+of+the+marine+crustacean+Nephrops+norvegicus+to+ocean+acidification%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Embryonic response to long-term exposure of the marine crustacean Nephrops norvegicus to ocean acidification.</a> Ecology and Evolution. 3 (15), 5055-5065 (2013).</li>
<li>Camacho, J., Qadri, S. A., Wang, H., Worden, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+acclimation+alters+cardiac+performance+in+the+lobster+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Temperature acclimation alters cardiac performance in the lobster Homarus americanus.</a> Journal of Comparative Physiology A. 192 (12), 1327-1334 (2006).</li>
<li>Braby, C., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+gradients+and+relative+abundance+of+native+%28Mytilus+trossulus%29+and+invasive+%28Mytilus+galloprovincialis%29+blue+mussels+in+the+California+hybrid+zone%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Ecological gradients and relative abundance of native (Mytilus trossulus) and invasive (Mytilus galloprovincialis) blue mussels in the California hybrid zone.</a> Marine Biology. 148 (6), 1249-1262 (2006).</li>
<li>Stenseng, E., Braby, C. E., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+and+acclimation-induced+variation+in+the+thermal+limits+of+heart+function+in+congeneric+marine+snails+%28Genus+Tegula%29%3A+implications+for+vertical+zonation%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Evolutionary and acclimation-induced variation in the thermal limits of heart function in congeneric marine snails (Genus Tegula): implications for vertical zonation.</a> Biological Bulletin. 208 (2), 138-144 (2005).</li>
<li>Factor, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFactor%2C+J+%22Biology+of+the+Lobster%3A+Homarus+americanus%22">Biology of the Lobster: Homarus americanus</a>. , Academic Press. Boston, MA, USA. (1995).</li>
<li>Muggeo, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmented%3A+an+R+package+to+fit+regression+models+with+broken-lin+relationships%5BTitle%5D)+AND+%22R+News%22%5BJournal%5D)">Segmented: an R package to fit regression models with broken-lin relationships.</a> R News. 8 (1), 20-25 (2008).</li>
<li>Ryan, S. E., Porth, L. S. A tutorial on the piecewise regression approach applied to bedload transport data. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRyan%2C+SE+%22General+Technical+Report+RMS-GTR-189%22">General Technical Report RMS-GTR-189</a>. , US Department of Agriculture, Forest Service, . Rocky Mountain Research Station, Fort Collins, CO, USA. (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Prism8+Statistics+Guide%22">Prism8 Statistics Guide</a>. , GraphPad Software, Inc. San Diego, California, USA. www.graphpad.com (2020).</li>
<li>Cuculescu, M., Hyde, D., Bowler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+tolerance+of+two+species+of+marine+crab%2C+Cancer+pagurus+and+Carcinus+maenas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Biology%22%5BJournal%5D)">Thermal tolerance of two species of marine crab, Cancer pagurus and Carcinus maenas.</a> Journal of Thermal Biology. 23 (2), 107-110 (1998).</li>
<li>Stillman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+analysis+of+plasticity+of+thermal+limits+in+porcelain+crabs+across+latitudinal+and+intertidal+zone+clines%5BTitle%5D)+AND+%22International+Congress+Series%22%5BJournal%5D)">A comparative analysis of plasticity of thermal limits in porcelain crabs across latitudinal and intertidal zone clines.</a> International Congress Series. 1275, 267-274 (2004).</li>
<li>Maderia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cellular+and+biochemical+thermal+stress+response+of+intertidal+shrimps+with+different+vertical+distributions%3A+Palaemon+elegans+and+Palaemon+serratus%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology%2C+Part+A%22%5BJournal%5D)">cellular and biochemical thermal stress response of intertidal shrimps with different vertical distributions: Palaemon elegans and Palaemon serratus.</a> Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 183, 107-115 (2015).</li>
<li>Padilla-Ramirez, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+thermal+acclimation+on+the+behavior%2C+thermal+tolerance%2C+and+respiratory+metabolism+in+a+crab+inhabiting+a+wide+range+of+thermal+habitats+%28Cancer+antennarius+Stimpson%2C+1856%2C+the+red+shore+crab%29%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Freshwater+Behaviour+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">The effects of thermal acclimation on the behavior, thermal tolerance, and respiratory metabolism in a crab inhabiting a wide range of thermal habitats (Cancer antennarius Stimpson, 1856, the red shore crab).</a> Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (2), 89-101 (2017).</li>
<li>Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecosystem+effects+of+ocean+acidification+in+times+of+ocean+warming%3A+a+physiologist%27s+view%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Ecosystem effects of ocean acidification in times of ocean warming: a physiologist's view.</a> Marine Ecology Progress Series. 373, 203-217 (2008).</li>
<li>Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-+and+capacity-limitation+of+thermal+tolerance%3A+a+matrix+for+integrating+climate-related+stressor+effects+in+marine+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Oxygen- and capacity-limitation of thermal tolerance: a matrix for integrating climate-related stressor effects in marine ecosystems.</a> Journal of Experimental Biology. 213 (6), 881-893 (2010).</li>
<li>Zittier, Z. M. C., Hirse, T., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+synergistic+effects+of+increasing+temperature+and+CO2+levels+on+activity+capacity+and+acid-base+balance+in+the+spider+crab%2C+Hyas+araneus%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">The synergistic effects of increasing temperature and CO2 levels on activity capacity and acid-base balance in the spider crab, Hyas araneus.</a> Marine Biology. 160 (8), 2049-2062 (2013).</li>
<li>Harrington, A. M., Hamlin, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ocean+acidification+alters+thermal+cardiac+performance%2C+hemocyte+abundance%2C+and+hemolymph+chemistry+in+subadult+American+lobsters+Homarus+americanus+H.+Milne+Edwards%2C+1837+%28Decapoda%3A+Malcostraca%3A+Nephropidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Crustacean+Biology%22%5BJournal%5D)">Ocean acidification alters thermal cardiac performance, hemocyte abundance, and hemolymph chemistry in subadult American lobsters Homarus americanus H. Milne Edwards, 1837 (Decapoda: Malcostraca: Nephropidae).</a> Journal of Crustacean Biology. 39 (4), 468-476 (2019).</li>
<li>Depledge, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoplethysmography+-+a+non-invasive+technique+for+monitoring+heart+beat+and+ventilation+rate+in+decapod+crustaceans%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology+Part+A%3A+Physiology%22%5BJournal%5D)">Photoplethysmography - a non-invasive technique for monitoring heart beat and ventilation rate in decapod crustaceans.</a> Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology. 77 (2), 369-371 (1984).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo protocollo descrive l'uso della pneografia impeditrice per misurare i cambiamenti nella frequenza cardiaca degli invertebrati in fase avanzata durante un esperimento di rampa della temperatura. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ad altri approcci di laboratorio9,10,11 è che è minimamente invasiva e non comporta una grande manipolazione chirurgica dell'esoscheletro, riducendo così la quantità di tempo di re...

Negli ultimi decenni, l'aumento dell'apporto di gas a effetto serra (ad esempio anidride carbonica, metano e protossido di azoto) nell'atmosfera ha portato a modelli diffusi di cambiamento ambientale1. Gli oceani del mondo stanno rapidamente riscaldando2,3, una tendenza che può avere gravi impatti sulla fisiologia dell'organismo. La temperatura influenza pesantemente i tassi fisiologici e gli organismi hanno un intervallo di temperatura ottimale per le prestazioni4,5,6. Come tale, gli individui possono incontrare difficoltà nel mantenere la corretta consegna di ossigeno ai tessuti come temperature allontanarsi al di fuori di questo intervallo. Questo ha il potenziale per portare a cali delle prestazioni aerobiche di fronte al riscaldamento delle temperature oceaniche5,7.
In un ambiente di laboratorio, un metodo per comprendere gli impatti fisiologici del cambiamento ambientale consiste nell'esaminare le prestazioni cardiache nel contesto dello stress termico. Questo fornisce informazioni su come l'esposizione alle condizioni di riscaldamento previste può alterare le curve di prestazioni5,6 così come il potenziale di plasticità di acclimatazione8. Una varietà di metodi sono stati implementati con successo per misurare in precedenza la frequenza cardiaca negli invertebrati marini. Tuttavia, molte di queste tecniche comportano la rimozione chirurgica o la manipolazione importante dell'esoscheletro e l'impianto prolungato dei dispositivi di misura9,10,11, che introduce ulteriore stress al soggetto del test e aumenta il tempo necessario per un recupero di successo prima della sperimentazione. Inoltre, le tecniche meno invasive (ad esempio, l'osservazione visiva, la videografia) possono essere limitate alle fasi della storia della vita precoce quando gli organismi possono essere completamente o semi-trasparenti12. Inoltre, ulteriori sfide possono essere presentate ai ricercatori che non sono esperti in metodologie più tecnologicamente avanzate (ad esempio, osservazioni tramite trasduttori a infrarossi o perfusione Doppler8,11).
Questo protocollo utilizza l'aragosta americana (Homarus americanus) come modello di invertebrato marino in fase avanzata per dimostrare l'uso della pemiografia impedibile per valutare i cambiamenti della frequenza cardiaca durante un esperimento di rampa della temperatura. La pneografia impedibile comporta il passaggio di una corrente elettrica oscillante (AC) attraverso due elettrodi posizionati su entrambi i lati del pericardio per misurare i cambiamenti di tensione come il cuore si contrae e si rilassa13,14. Questa tecnica è minimamente invasiva, in quanto impiega l'uso di piccoli elettrodi (cioè 0,10–0,12 mm di diametro) che vengono impiantati delicatamente appena sotto l'esoscheletro. Infine, fornisce valutazioni in tempo reale della frequenza cardiaca e della temperatura dell'acqua durante la rampa attraverso l'uso di un data logger.
Il protocollo fornisce anche istruzioni per il calcolo della temperatura di rottura di Arrhenius (ABT), la temperatura alla quale la frequenza cardiaca inizia a diminuire con l'aumento delle temperature13,15. L'ABT funge da indicatore non letale del limite termico di capacità nei soggetti che possono essere favoriti rispetto alla misurazione del massimo termico critico (CTmax, il limite superiore della funzione cardiaca5,6), poiché i limiti letali sono spesso estremi e raramente incontrati nell'ambiente naturale 5.

<table><tbody><tr><td>Punta da trapano da 1,6 mm (1/16 pollici)</td><td>Utensile Milwaukee presso Home Depot</td><td>1001294900</td><td>Si tratta di una punta da trapano da 1,6 mm (1/16 pollici) di diametro. Questo articolo può essere trovato nella maggior parte dei negozi di bricolage.</td></tr><tr><td>Filo magnetico in rame 38 AWG</td><td>TEMCo</td><td>MW0093</td><td>Questo filo viene utilizzato per realizzare i cavi dell'elettrodo a filo che vengono impiantati nei soggetti del test. Questo elenco è per una bobina da 4 once di filo magnetico calibro 38. TemCo dispone anche di filo magnetico calibro 36 adatto anche per l'uso nella costruzione di elettrodi a filo.</td></tr><tr><td>Colla cianoacrilica</td><td>Loctite</td><td>852882</td><td>Questo articolo include una punta a pennello, che facilita il controllo della quantità di colla utilizzata per fissare gli elettrodi al carapace.</td></tr><tr><td>Etanolo, soluzione al 70%, grado di biologia molecolare</td><td>Fisher BioReagents</td><td>BP82931GAL</td><td>Questo reagente viene utilizzato in combinazione con i batuffoli di cotone sterili per disinfettare il carapace prima dell'impianto dell'elettrodo.</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>N/D</td><td>Questo programma viene utilizzato nel protocollo per l'organizzazione, la manipolazione e l'analisi dei dati. È compatibile con i sistemi operativi PC e Mac.</td></tr><tr><td>Fisherbrand Kit di dissezione da 8 pezzi</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-855</td><td>Questo kit include la pinza, le forbici, il coltello da dissezione (e le lame) e l'ago da dissezione necessari per completare le fasi di impianto dell'elettrodo nel protocollo.</td></tr><tr><td>Fisherbrand Isotemp Termostati a circolazione per bagno refrigerato/riscaldato: 5,4-6,5 l, 115 V/60 Hz</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-180</td><td>Si tratta di un sistema completo composto da un circolatore a immersione e da un bagno. Può essere utilizzato come bagno a temperatura controllata o per far circolare il fluido esternamente a un'applicazione. L'intervallo di temperatura di questo bagnomaria è compreso tra -20 e +100 &deg; C, e l'unità si riscalda/raffredda rapidamente ed è facile da svuotare al termine dell'uso.</td></tr><tr><td>Fisherbrand Batuffoli di cotone sterili</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-456-885</td><td>Questi tamponi devono essere immersi in etanolo al 70% prima di essere utilizzati per disinfettare il carapace prima dell'impianto dell'elettrodo.</td></tr><tr><td>Terminale a forcella, vinile rosso, cucitura a spessore, da 22 a 16 AWG, 100 PK</td><td>Grainger</td><td>5WHE6</td><td>I terminali sono saldati al filo magnetico per costruire gli elettrodi a filo. Questi possono essere acquistati da una varietà di fornitori di articoli per la casa.</td></tr><tr><td>Convertitore di impedenza</td><td>UFI</td><td>Modello 2991</td><td>Misura le variazioni di impedenza correlate a variazioni di tensione molto piccole, che vanno da 0,2 ohm a oltre 5 ohm. Questo modello può convertire le variazioni di impedenza che derivano da variazioni di resistenza, capacità o induttanza, nonché una combinazione di tutti e tre.</td></tr><tr><td></td><td>L'acquisto</td><td></td><td>del datalogger PowerLab include il software LabChart, ma una licenza per il software può anche essere scaricata direttamente online. LabChart consente all'utente di registrare dati, aprire e leggere file LabChart, analizzare dati, nonché salvare ed esportare file. Esiste una versione gratuita del software, LabChart Reader, ma gli utenti possono solo aprire e leggere i file LabChart e analizzarli (cioè, non può essere utilizzato per registrare, salvare o esportare file di dati). Si ha anche la possibilità di selezionare LabChart Pro, che include moduli didattici LabChart che possono essere utilizzati per scopi didattici.</td></tr><tr><td>Saldatore LED</td><td>Grainger</td><td>28EA35</td><td>Questo è un saldatore generico che può essere utilizzato per saldare il filo magnetico ai terminali a forcella per creare gli elettrodi del filo.</td></tr><tr><td>PowerLab datalogger</td><td>ADInstruments</td><td>ML826</td><td>Ci sono una varietà di modelli di PowerLab. Questo numero di catalogo si riferisce al modello 2/26, un registratore a 2 canali, risoluzione a 16 bit con due canali di ingresso analogici, sensibilità di ingresso selezionabili in modo indipendente, due uscite analogiche indipendenti per la stimolazione o la generazione di impulsi e un ingresso trigger. Il PowerLab è dotato di un'ampia gamma di filtri passa-basso, accoppiamento AC o DC e filtro di rete adattivo. Questa unità è dotata di un'interfaccia USB per il collegamento a computer Windows o Mac OS e di una frequenza di campionamento di 100.000 campioni/s per canale.</td></tr><tr><td>Prism8</td><td>GraphPad</td><td>N/A</td><td>Questo programma fornisce un'opzione aggiuntiva per il calcolo della temperatura di rottura di Arrhenius attraverso il suo " Regressione lineare segmentale" Opzione di analisi dei dati. Questo programma non richiede alcuna programmazione ed è compatibile con i sistemi operativi Mac e Windows.</td></tr><tr><td>R</td><td>R Project</td><td>N/A</td><td>Questo è un software gratuito per il calcolo statistico compatibile con le piattaforme UNIX, così come con i sistemi operativi Windows e Mac. Questo programma può essere utilizzato anche per calcolare la temperatura di rottura di Arrhenius utilizzando il " segmentato" pacco. Ci sono una serie di tutorial e guide per l'utente disponibili online attraverso il sito web r-project.org.</td></tr><tr><td>Rosin Core Solder Grainger</td><td></td><td>331856</td><td>Questo prodotto ha un diametro di 0,031 pollici (0,76 mm) ed è ideale per l'uso nella saldatura di cavi per altoparlanti (calibro simile al filo magnetico utilizzato per gli elettrodi).</td></tr><tr><td>SAS</td><td>SAS Institute</td><td>N/A</td><td>Questo programma fornisce un'opzione aggiuntiva per il calcolo della temperatura di rottura di Arrhenius. Tuttavia, richiede programmazione e non è compatibile con i sistemi operativi Mac.</td></tr><tr><td>SigmaPlot</td><td>Systat Software, Inc.</td><td>N/A</td><td>Questo è il programma preferito dagli autori per la determinazione statistica della temperatura di rottura di Arrhenius. Il " Regressione guidata" è facile da usare e non richiede alcuna programmazione. È possibile ottenere una licenza di prova gratuita di 30 giorni prima dell'acquisto. Tuttavia, è compatibile solo con i computer PC.</td></tr><tr><td>Pod</td><td>tipo T ADInstruments</td><td>ML312</td><td>Adatto per la misurazione di temperature da 0 a 50 gradi C utilizzando termocoppie di tipo T.</td></tr><tr><td>Sonda per termocoppia di tipo T</td><td>ADInstruments</td><td>MLT1401</td><td>Compatibile con il Pod di tipo T per il collegamento. Misura la temperatura fino a 150 gradi C, ed è adatto per l'immersione in varie soluzioni, semisolidi e tessuti (include un ago per l'impianto). Questo prodotto è una sonda isolata di 0,6 mm di diametro rivestita in teflon resistente agli agenti chimici e con una lunghezza del cavo di 1,0 m.</td></tr><tr><td>Fascetta UV,</td><td>295813</td><td>Home Depot</td><td>nera Questa è per una confezione da 100 di fascette nere da 8 pollici (20,32 cm). Tuttavia, in base alle dimensioni dei soggetti del test, potrebbero essere necessarie fascette più piccole o più grandi. Questo articolo, e altri simili, possono essere acquistati in qualsiasi negozio di bricolage.</td></tr></tbody></table>

pneumografia impedibile per la misurazione minimamente invasiva della frequenza cardiaca negli invertebrati in fase avanzata

Impedance Pneumography for Minimally Invasive Measurement of Heart Rate in Late Stage Invertebrates

Le temperature negli oceani stanno aumentando rapidamente a causa dei cambiamenti diffusi nei climi mondiali. Poiché la fisiologia dell'organismo è fortemente influenzata dalla temperatura ambientale, questo ha il potenziale per alterare le prestazioni fisiologiche termiche in una varietà di organismi marini. Utilizzando l'aragosta americana (Homarus americanus) come organismo modello, questo protocollo descrive l'uso della pneografia impedibile per capire come le prestazioni cardiache negli invertebrati in fase avanzata cambiano sotto stress termico acuto. Il protocollo presenta una tecnica minimamente invasiva che consente la raccolta in tempo reale della frequenza cardiaca durante un esperimento di rampa della temperatura. I dati sono facilmente manipolabili per generare un grafico Arrhenius che viene utilizzato per calcolare la temperatura di rottura di Arrhenius (ABT), la temperatura alla quale la frequenza cardiaca inizia a diminuire con l'aumentare delle temperature. Questa tecnica può essere utilizzata in una varietà di invertebrati in fase avanzata (ad esempio, granchi, cozze o gamberetti). Anche se il protocollo si concentra esclusivamente sull'impatto della temperatura sulle prestazioni cardiache, può essere modificato per comprendere il potenziale per ulteriori fattori di stress (ad esempio, ipossia o ipercapnia) per interagire con la temperatura per influenzare le prestazioni fisiologiche. Pertanto, il metodo ha il potenziale per applicazioni ad ampio raggio per comprendere ulteriormente come gli invertebrati marini rispondono ai cambiamenti acuti nell'ambiente.

Questo protocollo descrive l'uso della pneografia impeditrice per ottenere dati in tempo reale per la frequenza cardiaca (in tensione) e la temperatura durante un esperimento di rampa della temperatura. Quando si prevede questa tecnica, l'ampiezza delle tensioni e delle temperature registrate varierà in base alla progettazione sperimentale e alle specie focali. Tuttavia, l'output di tensione visualizzato in tempo reale segue una distribuzione del sinarea generica quando il protocollo viene implementato correttamente (<st...

La misurazione della frequenza cardiaca durante una sfida termica fornisce informazioni sulle risposte fisiologiche degli organismi come conseguenza del cambiamento ambientale acuto. Utilizzando l'aragosta americana (Homarus americanus) come organismo modello, questo protocollo descrive l'uso della peografia impedibile come un approccio relativamente non invasivo e non letale per misurare la frequenza cardiaca negli invertebrati in fase avanzata.

Pneumografia impedibile per la misurazione minimamente invasiva della frequenza cardiaca negli invertebrati in fase avanzata

Temperatures in oceans are increasing rapidly as a consequence of widespread changes in world climates. As organismal physiology is heavily influenced by ...

Questo protocollo utilizza le giovani aragoste americane come modello per dimostrare l'uso della pneumografia di impedenza per valutare le prestazioni fisiologiche durante uno stress termico. Questa tecnica passa una piccola corrente elettrica oscillante attraverso due elettrodi impiantati su entrambi i lati del cuore e misura il cambiamento di tensione mentre il muscolo si contrae e si rilassa. Questa tensione può quindi essere facilmente convertita in battiti al minuto per tracciare la frequenza cardiaca attraverso l'intervallo di temperatura valutato per determinare le finestre delle prestazioni termiche.Questa tecnica è minimamente invasiva e consente la raccolta di dati in tempo reale in organismi in fase avanzata in cui può essere difficile osservare visivamente direttamente le prestazioni cardiache. Questo metodo si concentra anche sul calcolo della temperatura di rottura di Arrhenius o ABT e lo utilizza come endpoint non letale per determinare i limiti termici. Avvolgere tubi malleabili chiari intorno a sé per creare una bobina di scambio termico che ha un diametro di circa otto-10 centimetri e ha estensioni lunghe da 40 a 70 centimetri.Fissare la bobina utilizzando nastro

impedance-pneumography-for-minimally-invasive-measurement-heart-rate

Research

Ricerca

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Vi presentiamo vari modi per monitorare la funzione cardiaca in larva...

Il monitoraggio delle funzioni cardiaca in larvali Drosophila melanogaster Per gli Studi fisiologici

Il protocollo seguente delinea il processo di isolamento, ventilazione e strumentazione polmoni del mouse su misura stabile o pulsatile vascolare polmonare di pressione del flusso di relazioni al fine di quantificare gli effetti del flusso sanguigno, flusso d'aria, i cambiamenti delle vie aeree e sui cambiamenti vascolari post-carico del ventricolo destro.

Caratterizzazione del isolata, ventilata e polmone mouse Instrumented perfusi con flusso pulsatile

Ultra-ultrasuoni ad alta frequenza è un potente strumento di imaging dal vivo per esaminare anomalie cardiache nei piccoli animali. La sua invasività consente di mantenere lo stato fisiologico di embrioni. Qui, vi mostriamo l'uso di M-mode ultrasuoni per misurare le frequenze cardiache di embrioni a E18.5 in utero.

In utero Misurazione della frequenza cardiaca in mouse da non invasiva ecocardiografia M-mode

L'incidenza dell'obesità è in aumento e aumenta il rischio di malattie polmonari croniche. Per stabilire i meccanismi sottostanti e le strategie preventive, animale ben definiti modelli sono necessari. Qui, mettiamo a disposizione tre metodi (prova di tolleranza di glucosio, pletismografia corporea e fissazione del polmone) per studiare l'effetto dell'obesità sui risultati polmonari nei topi.

Prova di tolleranza di glucosio intraperitoneale, misura della funzione polmonare e la fissazione del polmone per studiare l'impatto dell'obesità e metabolismo alterato sugli esiti polmonare

L'obiettivo del presente articolo è quello di fornire una descrizione dettagliata delle procedure consigliate per valutare la funzione respiratoria in topi cosciente da pletismografia a doppia camera.

Valutazione della funzione respiratoria in topi cosciente da doppia camera pletismografia

Qui, presentiamo un protocollo per eseguire una valutazione emodinamica invasiva del ventricolo destro e dell'arteria polmonare nei topi utilizzando un approccio chirurgico a torace aperto.

Valutazione emodinamica invasiva per il sistema ventricolare destro e l'ipertensione arteriosa polmonare indotta dall'ipossia nei topi

L'obiettivo di questo studio era quello di stabilire un metodo per studiare le dinamiche cardiache utilizzando un modello animale traslazionale. L'approccio sperimentale descritto incorpora l'optocardiografia a doppia emissione in combinazione con uno studio elettrofisiologico per valutare l'attività elettrica in un modello cardiaco porcina isolato e intatto.

Optocardiografia ed elettrofisiologia Studi di Ex Vivo Langendorff-perfusi

Il presente protocollo descrive l'ottenimento della relazione pressione-volume attraverso la stimolazione transesofagea, che funge da strumento prezioso nella valutazione della funzione diastolica in modelli murini di insufficienza cardiaca.

Una procedura controllata dalla stimolazione per la valutazione delle funzioni diastoliche dipendenti dalla frequenza cardiaca in modelli murini di insufficienza cardiaca

La tomografia ad impedenza elettrica è uno strumento di monitoraggio della ventilazione polmonare in tempo reale, non invasivo e privo di radiazioni. Misurando le variazioni di impedenza nel torace, può visualizzare la distribuzione dell'aria respiro per respiro. Inizialmente destinata al monitoraggio della ventilazione, la tomografia ad impedenza elettrica può anche misurare la perfusione tramite iniezione endovenosa di una soluzione salina.

Monitoraggio della funzione polmonare con la tomografia ad impedenza elettrica nell'unità di terapia intensiva

Lo studio mira a sviluppare una tecnologia per la misurazione del battito cardiaco senza anestesia nel pesce zebra in movimento. Il nostro approccio combina l'imaging a infrarossi a onde corte e il monitoraggio del cuore basato sull'apprendimento automatico. Si tratta di una tecnica non invasiva, priva di etichette e di facile utilizzo che si adatta a un'ampia gamma di studi sul modello di zebrafish.

Misurazioni del battito cardiaco senza anestesia in zebrafish in movimento libero

Viene presentato un protocollo per la valutazione della funzione diastolica tramite ecografia Doppler in un modello preclinico di ipertensione polmonare dovuta a malattia cardiaca sinistra.

Valutazione Doppler a onda pulsata della disfunzione diastolica nel modello ZSF-1 Rat di ipertensione polmonare dovuta a malattia cardiaca sinistra

Impara la pneumografia impedenziometrica per misurare la frequenza cardiaca in aragoste giovanili durante stress termico. Questo metodo minimamente invasivo consente il monitoraggio in tempo reale delle risposte fisiologiche.

Pneumografia impedibile per la misurazione minimamente invasiva della frequenza cardiaca negli invertebrati in fase avanzata

Esplora altri video