Name: Sacchetto arterioso Modello di aneurisma di biforcazione microchirurgica nel coniglio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
Description: Scopri la tecnica microchirurgica per creare un modello di aneurisma da sacchetto arterioso nel coniglio. Questo metodo standardizzato consente di testare dispositivi endovascolari per il trattamento degli aneurismi intracranici.

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Gli autori ringraziano Olgica Beslac e Kay Nettelbeck per l'ottimo supporto e l'assistenza tecnica durante la fase peri-operatoria e Alessandra Bergadano, DVM, PhD, per la supervisione dedicata della salute animale a lungo termine.

Tutte le cure veterinarie sono state eseguite in conformità con le linee guida istituzionali (tutti gli esperimenti sono stati approvati dal Comitato locale per la cura degli animali del Cantone di Berna, Svizzera (BE 108/16)) e condotti sotto la supervisione di un anestesista veterinario certificato dal consiglio. Le linee guida ARRIVE e i principi 3R sono stati rigorosamenteseguiti 17,18.
NOTA: Ospitare tutti gli animali a una temperatura ambiente di 22\u201224 Celsius (°C) e mantenere un ciclo luce/buio di 12 ore (h). Fornire accesso gratuito a dieta ad acqua, pellet e fieno ad libitum ogni volta. Le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando il test wilcoxon-Mann-Whitney-U non parametrico. Un valore di probabilità (p) di ≤ 0,05 è stato considerato significativo.
1. Fase prechirurgica
<ol><li>Eseguire un esame clinico preoperatorio dettagliato di tutti i conigli previsti per l'intervento chirurgico immediatamente accanto a una sala operatoria silenziosa e asettica mantenendo una temperatura di 23 ± 3 °C.<ol>
<li>Registrare il peso di ciascun animale, valutare macroscopicamente le mucose, il tempo di ricarica capillare e la qualità del polso.</li>
		<li>Più avanti eseguire l'auscultazione cardiaca con uno stetoscopio e palpazione addominale.</li>
		<li>Sulla base dei risultati clinici, attribuire una classificazione dell'American Society of Anesthesiologists (ASA) a ciascun coniglio19. Includere solo animali con un punteggio ASA I nello studio.</li>
		<li>Rasare entrambe le orecchie esterne con un rasoio elettrico e applicare la crema prilocaina-lidocaina su entrambe le arterie auricolari e le vene.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sedare il coniglio con una combinazione di 20 milligrammi (mg)/killogram (kg) di ketamina, 100 mg/kg di dexmedetomidina e 0,3 mg/kg di metadone iniettato per via sottocutanea (SC) tramite una siringa.</li>
	<li>Lasciare ogni animale indisturbato per almeno 15 min.</li>
	<li>Successivamente, sotto ossigenazione supplementare con 3 litri (l) / minuto (min) attraverso una maschera facciale allentata e un monitoraggio costante attraverso un pulsossimetro, posizionare una cannula da 22 G nell'arteria centrale auricolare sinistra e un'altra cannula da 22 G nella vena auricolare dell'orecchio controlaterale.</li>
	<li>Rasare il campo chirurgico (collo) e iniettare lo 0,75% di ropivacaina peri-incisionale per via intradermica. Quindi radersi la fronte e prepararsi a posizionare sensori elettroencefalografici pediatrici (EEG).</li>
	<li>Indurre l'anestesia generale con propofol 1-2 mg/kg per via endovenosa (IV) ad effetto. Quindi intubare immediatamente la trachea di tutti i conigli con un tubo di silicone (diametro interno di 3 millimetri (mm)) sotto controllo capnografico. Successivamente, trasportare tutti i conigli in sala operatoria, metterli in reclinazione dorsale e collegare il tubo a un sistema circolare pediatrico.</li>
	<li>Ottenere l'approfondimento e il mantenimento dell'anestesia attraverso l'isoflurano nell'ossigeno, mirando a una concentrazione massima di isoflurano di marea dell'1,3%.</li>
	<li>Garantire il monitoraggio clinico e strumentale (pulsossimetria, doppler e pressione arteriosa invasiva, elettrocardiogramma a 3 derivazioni, EEG, monitoraggio della temperatura rettale e gas inalati ed espirati) fino all'estubazione tracheale.</li>
	<li>Per mantenere l'idratazione, fornire il lattato di Ringer a una velocità continua di infusione (CRI) di 5 ml/kg/h attraverso l'accesso venoso. Confermare sempre la corretta anestesia usando pizzichi delle dita dei piedi ad un intervallo di 10 minuti.</li>
	<li>Disinfettare il campo chirurgico utilizzando iodio povidone dal manubrium sterni ad entrambi gli angoli della mascella. Ora, eseguire il drappeggio sterile del campo chirurgico.</li>
	<li>Durante l'intervento chirurgico, fornire analgesia con lidocaina a un CRI di 50 microgrammi (μg) / kg / min e fentanil a 3 \ u201210 μg / kg / h. Applicare ventilazione spontanea o assistita e ipercapnia permissiva. Eseguire l'analisi dei gas del sangue arterioso almeno una volta durante l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Trattare l'ipotensione rilevante (pressione arteriosa media < 60 mmHg) con noradrenalina. Prevenire l'ipotermia (temperatura rettale ≤ 38 °C) utilizzando una piastra riscaldante o un sistema di riscaldamento ad aria forzata.</li>
</ol>2. Fase chirurgica – Fase I
<ol><li>Iniziare l'intervento chirurgico con un'incisione cutanea mediana dal manubrium sterni al livello degli angoli della mascella / laringe. Sezionare bruscamente la pelle e i tessuti molli con un bisturi, forbici chirurgiche e pinze. Separare medialmente il sottocute e il cuscinetto grasso mediante dissezione smussata.</li>
	<li>Entra nella cresta superiore anteriore del muscolo sternocleidomastoideo medialmente sul lato sinistro con una dissezione smussata, usando micro pinze e forbici chirurgiche.</li>
	<li>Macroscopicamente, eseguire una preparazione smussata e separare accuratamente il CCA sinistro dal nervo vagale distalmente per evitare la paresi laringea utilizzando ulteriormente micro pinze e forbici chirurgiche (Figura 2). Si noti che la biforcazione del CCA sinistro funge da punto di riferimento intraoperatorio (Figura 3 e Figura 4A). Per tutti i seguenti passaggi, utilizzare uno spandifilo di tessuti molli per migliorare la visualizzazione chirurgica.</li>
	<li>Dopo aver avuto successo nella preparazione e nella liberazione del CCA distale sinistro dal nervo vagale, somministrare papaverina (40 mg/ml, 1:1 diluito in soluzione isotonica di cloruro di sodio allo 0,9%) localmente. Proteggere continuamente tutti i segmenti del vaso con micro tamponi seguiti da un'ulteriore somministrazione di papaverina esternamente. Posizionare il CCA sinistro imbevuto di papaverina sotto il tessuto muscolare autologo per proteggere il vaso dall'essiccazione sotto la luce del microscopio operatorio.</li>
	<li>Cambia lato massimizzando il comfort del chirurgo durante la procedura operativa. Ripetere la stessa procedura chirurgica sul lato destro. Sezionare il CCA distalmente e prossimalmente fino ai punti di riferimento predefiniti (biforcazione carotidea a livello degli angoli della mascella / laringe e della vena giugulare interna; Figura 4A,B). Reinserire uno spargitore e somministrare micro tamponi e papaverina come descritto in precedenza.</li>
	<li>Prima della legatura del CCA prossimale destro, iniettare l'eparina (500 unità internazionali (UI)/kg) per via sistemica tramite un catetere dell'orecchio venoso.</li>
	<li>Usa un microscopio chirurgico d'ora in poi. In primo luogo, ligate il CCA prossimale destro con una sutura non assorbibile 4-0 direttamente all'estremità del punto di riferimento prossimale macroscopicamente visibile per evitare qualsiasi tensione sul vaso arterioso.<ol>
<li>In secondo luogo, applicare una legatura non assorbibile 6-0 esattamente 4\u20125 mm distalmente utilizzando una clip del recipiente per la misurazione, considerando che dopo aver tagliato distalmente dalla prima legatura 4-0, la sacca arteriosa risultante sarà di lunghezza standardizzata di circa 3\u20124 mm in ogni animale (Figura 5A,C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dopo aver stretto la legatura 6-0, bloccare il CCA destro il più lontano possibile con una clip temporanea del vaso (come normalmente utilizzato nella chirurgia dell'aneurisma cerebrale) per evitare qualsiasi danno endoteliale e creare un lungo segmento del vaso per l'irrigazione al fine di prevenire la trombogenesi (Figura 5B).</li>
	<li>Ora esegui un taglio distalmente alla legatura non assorbibile 4-0. Per raccogliere la sacca arteriosa (Figura 5C), eseguire un secondo taglio distalmente alla legatura non assorbibile 6-0.</li>
	<li>Pulire meticolosamente la sacca arteriosa da tutti i tessuti molli e misurarne la lunghezza, la larghezza e la profondità (Figura 5C) con una clip per vasi. Se non sono necessarie ulteriori modifiche, mantenere l'innesto arterioso autologo in una soluzione eparinizzata (500 UI/100 ml in cloruro di sodio isotonico allo 0,9%) a temperatura ambiente fino a nuovo utilizzo.</li>
</ol>3. Degradazione arteriosa della sacca
<ol><li>Se è necessaria una degradazione della sacca arteriosa, pulirla meticolosamente dai tessuti molli e preincubarla con 100 UI di elastasi suina disciolta in 5 ml di Tris-tampone a temperatura ambiente il giorno dell'esperimento per 20 minuti. Non utilizzare una tecnica a pennello. Incubare la sacca arteriosa per via intra ed extraluminale utilizzando uno shaker.</li>
	<li>Prima di mettere il sacchetto in una soluzione eparinizzata di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%, strisciarlo delicatamente tre volte per 3 minuti con una pinza anatomica in soluzione isotonica di cloruro di sodio allo 0,9% per lavare via l'elastasi suina rimanente.</li>
	<li>Se necessario, mantenere il lume della sacca arteriosa aperta con un microtubo in silicone; proteggere meticolosamente il CCA sinistro e destro durante l'intera procedura chirurgica con micro imbottiture bagnate.</li>
</ol>4. Fase chirurgica – Fase II
<ol><li>Per un'ulteriore preparazione del CCA, posizionare due micro tamponi rotondi direttamente sotto di esso per spostare l'arteria in modo più superficiale. Ora, metti un micro tampone con un'imbottitura viola sotto il CCA sinistro al terzo distale per una migliore visualizzazione dell'arteria.</li>
	<li>Lavare il CCA prossimale destro con una soluzione di cloruro di sodio isotonico allo 0,9% combinato con 500 UI di eparina disciolta in 100 ml di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%. Per creare un'anastomosi senza tensione, posizionare il CCA destro sotto il cuscinetto di grasso / muscolatura peritracheale utilizzando le forbici chirurgiche per scavare il tunnel sul lato sinistro. Rimuovere i tessuti molli dell'arteria.<ol>
<li>Ora esegui un'incisione della bocca di pesce di 2 mm sul lato prossimale del CCA destro usando una micro forbice e una pinza.</li>
	</ol></li>
	<li>Cambiare il lato del tavolo operatorio. Clip il CCA distale sinistro con un'altra clip temporanea della nave seguita dal CCA sinistro prossimale con due clip temporanee della nave. Proteggere tutti i segmenti dei vasi esposti dall'essiccazione sotto la luce chirurgica utilizzando micro tamponi bagnati.</li>
	<li>Liberare completamente il terzo distale del CCA sinistro dai tessuti molli ed eseguire un'arteriotomia. Utilizzare micro pinze chirurgiche e afferrare delicatamente alcuni tessuti molli. Ora elevare l'arteria e incidere lentamente il CCA distale sinistro con una micro forbice chirurgica. Lavare i segmenti del recipiente con eparina (500 UI disciolti in 100 ml di soluzione isotonica di cloruro di sodio allo 0,9%).</li>
	<li>Dopo aver eseguito l'arteriotomia con micro pinze curve e micro forbici, ingrandire l'arteriotomia situata al terzo distale del CCA sinistro distalmente, misurando circa 2 volte il diametro del blunt destro dell'arteria carotide e dell'innesto autologo. Ciò consente un flusso sanguigno sufficiente nella sacca arteriosa.</li>
	<li>Estrarre la sacca arteriosa dalla soluzione salina eparinizzata. Posizionare la sacca nel campo chirurgico, dove è prevista la biforcazione. Inizia a suturare la parte posteriore della carotide destra con una sutura caudale smussata con una sutura 9-0 non assorbibile, seguita da una sutura sul lato posteriore cranicamente posizionato a livello dell'incisione della bocca di pesce. Termina la cucitura posteriore da distale a prossimale con punti singoli.</li>
	<li>Durante la sutura, mantenere umidi tutti i sacchetti preincubati con elastasi con irrigazione continua. Durante la sutura della parete del vaso della sacca, utilizzare micro pinze chirurgiche curve per aprire delicatamente il lume con la sua punta. Ogni volta che si suturano parti del CCA sinistro o destro prossimale, utilizzare micro pinze chirurgiche dritte. Successivamente, suturare il lato posteriore orizzontale.</li>
	<li>Successivamente sutura il lato anteriore orizzontale, a partire dalla cupola dell'aneurisma che si sposta alla sua base. Successivamente, inizia con punti singoli distalmente sul lato anteriore muovendosi caudalmente.<ol>
<li>Per tutti i passaggi 4.5\u20124.8 durante la sutura dell'anastomosi prestare attenzione solo ad afferrare la parte del vaso vicino all'arteriotomia per evitare la stenosi iatrogena. Inoltre, inumidire continuamente tutti i segmenti dei vasi durante l'intera procedura chirurgica in modo extraluminale con una siringa riempita con soluzione di cloruro di sodio eparinizzato (500 UI disciolti in 100 ml di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%) e proteggerli con micro tamponi bagnati.</li>
		<li>Prima di terminare l'anastomosi, irrigare l'intero complesso con una soluzione di cloruro di sodio isotonico allo 0,9% parradinica intraluminale (500 UI disciolte in 100 ml di cloruro di sodio isotonico allo 0,9%). Attenzione che le borse arteriose modificate con elastasi devono essere cucite il più rapidamente possibile a causa della loro forte tendenza ad asciugarsi e a trombosi. A causa del comportamento aggressivo della concentrazione residua di elastasi nella sacca per quanto riguarda la digestione dei vasi circonferenziali, procedere rapidamente con l'intervento chirurgico per ri-perfondere rapidamente il complesso del vaso.</li>
	</ol></li>
	<li>Rimuovere gradualmente tutti i morsetti vascolari temporanei.<ol>
<li>Rimuovere il morsetto distale dal CCA sinistro. Accettare sanguinamenti minori e fissarlo imprimendo delicatamente micro tamponi sull'anastomosi. Successivamente, rimuovere il morsetto del CCA destro, premere delicatamente con micro tampone e pinza per evitare la formazione di trombi.</li>
		<li>Se necessario, sostituire le clip vascolari temporanee per fornire una coagulazione sufficiente. Successivamente, alleviare entrambe le clip della nave dal lato sinistro prossimalmente. Se necessario in qualsiasi passaggio, sostituire le clip per consentire la coagulazione o per eseguire la ricucitura.</li>
	</ol></li>
	<li>In questa fase eseguire l'angiografia a fluorescenza del complesso vascolare (Figura 6 e Figura 7). NOTA: L'angiografia a fluorescenza viene eseguita somministrando 1 ml di fluoresceina IV, utilizzando 2 filtri passabanda, uno smartphone con videocamera e un faretto per biciclette. Questa procedura è già stata descritta altrove 20,21,22.</li>
	<li>Infine, chiudere il situs operativo. Riadattare e suturare delicatamente il cuscinetto di grasso con una sutura riassorbibile 3-0 con singoli nodi per proteggere l'anastomosi. Chiudi subcutis e skin nello stesso modo.</li>
</ol>5. Fase postchirurgica
<ol><li>Interrompere la somministrazione di isoflurano e analgesia sistemica alla fine dell'intervento chirurgico e fornire l'estubazione tracheale non appena il riflesso della deglutizione è tornato.</li>
	<li>Somministrare 0,5 mg/kg di meloxicam IV, 10 mg/kg di aspirina (ASS) IV, 100 μg di vitamina B12 SC e 20 mg/kg di clamoxyl IV.</li>
	<li>Fornire ossigenazione supplementare e riscaldamento attivo fino a quando i conigli non hanno riacquistato spontaneamente la reclinazione sternale.</li>
	<li>Eseguire il follow-up postoperatorio e la cura degli animali quattro volte al giorno per i primi tre giorni, in conformità con le linee guida per la valutazione e la gestione del dolore nei roditori e nei conigli23,24.</li>
	<li>Somministrare analgesia post-operatoria tramite un cerotto di fentanil (12 μg/h) applicato sull'orecchio esterno, meloxicam una volta al giorno SC per tre giorni e metadone come terapia di salvataggio SC, secondo il foglio di punteggio per la valutazione del dolore. Somministrare 250 UI/kg di eparina a basso peso molecolare (LMH) per via sottocutanea per tre giorni in tutti i conigli.</li>
</ol>

Questo lavoro è stato sostenuto dai fondi di ricerca del Consiglio della ricerca, Kantonsspital Aarau, Aarau, Svizzera e dal Fondo nazionale svizzero per la ricerca scientifica FNS (310030_182450). Gli autori sono gli unici responsabili della progettazione e della conduzione dello studio presentato e non dichiarano interessi concorrenti.

Il nostro studio dimostra la fattibilità della creazione di un vero modello di aneurisma di biforcazione con diverse condizioni di parete nei conigli. Complessivamente, nello studio sono state incluse 14 femmine di conigli bianchi neozelandesi con un peso medio di 3,7 ± 0,09 kg e un'età media di 112 ± 3 giorni. L'85,72% di tutti gli aneurismi è rimasto brevetto durante un follow-up a 28 giorni. Due animali sono morti prematuramente (12,5% di mortalità).
Studi precedenti hanno suggerito una var...

L'emorragia subaracnoidea derivante dalla rottura dell'aneurisma intracranico (IA) può essere efficacemente controllata con tecniche di occlusione endovascolare o microchirurgica 1,2,3,4. Diverse terapie endovascolari, per superare la principale limitazione della recidiva di IA dopo l'avvolgimento, hanno acquisito importanza negli ultimi decenni generando una maggiore necessità di testare i dispositivi endovascolari. Per testare questi nuovi approcci terapeutici, modelli animali appropriati che rispettino le proprietà reologiche, l'emodinamica e le condizioni della parete dell'aneurisma sono altamente giustificati 5,6,7. In questo contesto, studi clinici e preclinici hanno già rivelato l'importante ruolo delle condizioni della parete dell'aneurisma per quanto riguarda la rottura dell'aneurisma e la recidiva dopo l'occlusione, concentrandosi in particolare sulla perdita di cellule murali 7,8,9.
Finora, gli aneurismi sperimentali nei conigli sono stati spesso creati da ceppi dell'arteria carotide comune incubata dall'elastasi (CCA) o da sacche venose suturate in una biforcazione artificiale CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Pertanto, non è mai stato descritto un vero modello di biforcazione della sacca arteriosa.
Lo scopo di questo studio era quello di progettare una tecnica sicura, veloce e standardizzata per la creazione microchirurgica di aneurismi di biforcazione con diverse condizioni di parete in un modello di coniglio (Figura 1). Ciò è stato ottenuto suturando sacchetti arteriosi non modificati e modificati in una biforcazione artificiale creata di entrambi i CCA.

<table><tbody><tr><td>Sutura riassorbibile 3-0</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>VCP428G</td><td></td></tr><tr><td>Sutura non assorbibile 4-0</td><td>B. Braun, Germania</td><td>G0762563</td><td></td></tr><tr><td>Sutura non assorbibile 6-0</td><td>B. Braun, Germania</td><td>C0766070</td><td></td></tr><tr><td>Sutura non assorbibile 9-0</td><td>B. Braun, Germania</td><td>G1111140</td><td></td></tr><tr><td>Adrenaline</td><td>Amino AG</td><td>1445419</td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Amiodarone</td><td>Helvepharm AG</td><td>5078567</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>macchina per anestesia</td> generica <td> ger</td><td></td><td>qualsiasi altra</td></tr><tr><td>aspirina</td><td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td><td>622693</td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Atropine</td><td>Labatec Pharma SA</td><td>6577083</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>generico filtro passa-banda blu</td><td>Thorlabs</td><td>FD1B</td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>filtro passa-banda verde</td><td>Thorlabs</td><td>FGV9</td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>pinza bipolare</td><td></td><td></td> qualsiasi <td>altro</td></tr><tr><td>Faretto</td><td></td><td></td> per bicicletta <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>clip per vasi Biemer (2 x)</td><td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Svizzera</td><td>FD560R</td><td>temporaneo</td></tr><tr><td>Indice bispettrale (neonatale)</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Bracciale per la pressione sanguigna (neonatale)</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Clamoxyl</td><td>GlaxoSmithKline AG</td><td>758808</td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Dexmedetomidina</td><td>Ever Pharma</td><td>136740-1</td>, <td>qualsiasi</td></tr><tr><td>elettrodo</td><td></td><td></td> generico per elettrocardiogramma, <td>qualsiasi altra</td></tr><tr><td>Elastase</td><td>Sigma Aldrich</td><td>45125</td>, qualsiasi <td></td></tr><tr><td>Ephedrine</td><td>Amino AG</td> generico <td>1435734</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Esmolol</td><td>OrPha Swiss GmbH</td> generico <td>3284044</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Fentanyl generico (uso endovenoso)</td><td>Janssen-Cilag AG</td><td>98683</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Fentanyl (transdermico)</td> <td>generico Mepha Pharma AG</td><td>4008286</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Fluoresceina</td><td>Curatis AG</td><td>generica 5030376</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Fragmin</td><td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td><td>generico 1906725</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Glyco</td><td></td><td></td><td>generico</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td> qualsiasi <td>altro</td></tr><tr><td>Soluzione isotonica di cloruro di sodio (0,9%)</td><td>Fresenius KABI</td><td>336769</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Ketamina</td> generica, <td>Pfizer</td><td>342261</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>agitatore da laboratorio generico</td>, <td>Stuart</td><td>SRT6</td>, <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Lidocaina</td>, <td>Streuli Pharma AG</td>, <td>747466</td> qualsiasi <td></td></tr><tr><td>Longuettes generico,</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>P7626406</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Metadone</td> generico <td>Streuli Pharma AG</td><td>1084546</td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>Microprovetta</td><td></td><td></td> generica<td>, qualsiasi altro</td></tr><tr><td>porta</td><td></td><td></td> aghi Micro, <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Accord Healthcare AG</td><td>7752484</td><td>qualsiasi</td></tr><tr>altro<td>porta</td><td></td><td></td> aghi generico, <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>O2-Face mask</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>microscopio operativo</td><td>Wild Heerbrugg</td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Papaverine</td><td>Bichsel</td><td></td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Prilocaina-lidocaina crème</td><td>Emla</td><td></td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>B. Braun Medical AG, Svizzera</td><td></td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>generico Pulsossimetro</td><td></td><td></td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Sonda di temperatura rettale (neonatale)</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Ropivacaine</td><td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td><td>1882249</td><td>qualsiasi</td></tr> generico <tr><td>Scalpell</td><td>Swann-Morton</td><td>210</td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Rasoio</td><td></td><td></td> per piccoli animali <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Smartphone</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Pinze</td><td></td><td></td> per tessuti molli<td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Spalmatore</td><td></td><td></td> di tessuti molli <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Ciotole</td><td></td><td></td> in spugna in acciaio inox <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Micro tamponi</td><td></td><td></td> sterili <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Stetoscopio</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Micro-pinze</td><td></td><td></td> dritte e curve <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Micro-forbici</td><td></td><td></td> dritte e curve <td>qualsiasi altro</td></tr><tr>Pinze <td></td><td></td><td>dritte e curve</td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>drappo</td><td></td><td></td> chirurgico <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Forbici</td><td></td><td></td> chirurgiche <td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Siringhe 1 ml, 2 ml e 5 ml</td><td></td><td></td><td>qualsiasi altro</td></tr><tr><td>Tris-Buffer</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93302</td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Applicatore di clip vascolari</td><td>B. Braun, Germania</td><td>FT495T</td><td></td></tr><tr><td>Catetere venoso e arterioso 22 G</td><td></td><td></td><td>qualsiasi</td></tr><tr><td>generico Vitarubin</td><td>Streuli Pharma AG</td><td>6847559</td><td>qualsiasi generico</td></tr><tr><td>Yasargil titan standard clip (2 x)</td><td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Svizzera</td><td>FT242T</td><td>temporaneo</td></tr></tbody></table>

sacchetto arterioso modello di aneurisma di biforcazione microchirurgica nel coniglio

Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Il trattamento endovascolare per gli aneurismi intracranici ha acquisito importanza negli ultimi decenni, di conseguenza vi è una maggiore necessità di testare i dispositivi endovascolari. I modelli animali che rispettano le condizioni reologiche, emodinamiche e della parete dell'aneurisma sono altamente garantiti. Pertanto, lo scopo del presente studio era quello di progettare una nuova tecnica chirurgica standardizzata e riproducibile per creare aneurismi di biforcazione della sacca arteriosa autologa con condizioni della parete non modificate e modificate nei conigli.
Gli aneurismi di biforcazione sono stati creati dall'anastomosi end-to-side dell'arteria carotide comune destra sulla sinistra, entrambi che fungono da arterie madri per la sacca arteriosa, che è stata cucita microchirurgicamente. Gli innesti sono stati prelevati dall'arteria carotide comune destra prossimale, sia per il gruppo di controllo (n = 7, reimpianto autologo immediato) che modificato (n = 7, incubato con 100 unità internazionali di elastasi per 20 minuti prima del reimpianto autologo). La pervietà della sacca e dell'arteria genitore è stata controllata mediante angiografia a fluorescenza immediatamente dopo la creazione. Al follow-up (28 giorni), tutti i conigli sono stati sottoposti ad angiografia a risonanza magnetica potenziata a contrasto e angiografia a fluorescenza seguita da raccolta di aneurisma, valutazione macroscopica e istologica.
Un totale di 16 femmine di conigli bianchi neozelandesi sono stati operati. Due animali sono morti prematuramente. Al follow-up, l'85,72% di tutti gli aneurismi è rimasto brevetto. Entrambi i gruppi hanno rivelato un aumento delle dimensioni dell'aneurisma nel tempo; questo era più pronunciato nel gruppo di controllo (6,48 ± 1,81 mm3 al momento della creazione contro 19,85 ± 6,40 mm3 al follow-up, p = 0,037) che nel gruppo modificato (8,03 ± 1,08 mm3 al momento della creazione vs. 20,29 ± 6,16 mm3 al follow-up, p = 0,054).
I nostri risultati dimostrano l'adeguatezza di questo nuovo modello di coniglio che consente la creazione di aneurismi di biforcazione con diverse condizioni della parete in un approccio microchirurgico. Data l'eccellente pervietà a lungo termine e la proprietà della crescita dell'aneurisma nel tempo, questo modello può servire come uno strumento importante per la valutazione preclinica di nuove terapie endovascolari.

A seguito di una serie pilota di sette animali, in totale 16 animali sono stati inclusi nel protocollo sperimentale. Due animali sono morti prematuramente e sono stati quindi esclusi dall'analisi finale (mortalità del 12,5%). Calcolato su 14 animali, il tasso di pervietà immediata dell'aneurisma durante l'angiografia a fluorescenza è stato del 71,43% sia nel gruppo di controllo che in quello modificato. Quattro aneurismi hanno dovuto essere riaperti con evacuazione consecutiva del trombo e dopo una ripetuta angiografia a...

Lo sviluppo e la sperimentazione di dispositivi endovascolari per il trattamento dell'aneurisma intracranico è ancora di grande importanza. La maggior parte dei modelli di aneurisma utilizzati oggi mancano delle importanti caratteristiche di una parete degenerata arteriosa o dell'emodinamica di una vera biforcazione. Pertanto, abbiamo mirato a progettare un nuovo modello di biforcazione della sacca arteriosa nei conigli.

Sacchetto arterioso Modello di aneurisma di biforcazione microchirurgica nel coniglio

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

Poiché lo sviluppo e la sperimentazione di dispositivi endovascolari nel trattamento dell'aneurisma intracranico sono ancora estremamente necessari. Abbiamo progettato un nuovo modello di biforcazione della sacca arteriosa nei conigli. Questo modello utilizza un'unica tecnica microchirurgica, altamente standardizzata e facilmente riproducibile, per creare aneurismi di biforcazione della sacca autologa con condizioni di parete modificate e non modificate nei conigli.Dopo aver confermato la mancanza di risposta al riflesso del pedale in un coniglio adulto anestetizzato, praticare un'incisione cutanea mediana dal manubrio sterno al livello della laringe e utilizzare un bisturi, forbici chirurgiche e pinze per sezionare bruscamente la pelle e i tessuti molli. Utilizzando micro pinze e forbici chirurgiche, entrare nella cresta superiore anteriore del muscolo sternocleidomastoideo immediatamente sul lato sinistro mediante dissezione smussata. Ed eseguire macroscopicamente una preparazione smussata per separare accuratamente distalmente l'arteria carotide comune sinistra dal nervo vagale per evitare la paresi laringea.Somministrare localmente 40 milligrammi per millilitro di papaverina nell'arteria e posizionare l'arteria imbevuta di papaverina sotto il tessuto muscolare autologo per proteggere il vaso dalla disidratazione sotto la luce del microscopio operatorio. Cambia lato ed esegui la stessa dissezione sul lato destro dell'animale come appena dimostrato. Quando l'arteria carotide comune destra è stata isolata, iniettare 500 unità internazionali per chilogrammo di eparina per via sistemica attraverso un catetere auricolare venoso.Dopo aver stretto la legatura a sei zeri, utilizzare una clip temporanea per bloccare l'arteria carotide comune destra il più distalmente possibile per evitare danni endoteliali, per creare un lungo segmento di vaso per l'irrigazione e prevenire la trombogenesi. Per raccogliere la sacca, tagliare il vaso distale alla legatura non assorbibile a quattro zero. Quindi tagliare il vaso distalmente alla legatura 6-0 non assorbibile.Pulisci meticolosamente la sacca arteriosa da tutti i tessuti molli e usa una clip per vasi per misurare la lunghezza, la larghezza e la profondità della sacca. Se è necessaria una degradazione della sacca, pre-incubare la sacca pulita con 100 unità di elastasi suina disciolta in cinque millilitri di tampone Tris a temperatura ambiente per 20 minuti. Per un'ulteriore preparazione dell'arteria carotide comune, posizionare due micro tamponi direttamente sotto l'arteria carotide comune per consentire il movimento superficiale del vaso e posizionare un ulteriore micro tampone con un'imbottitura blu sotto l'arteria sinistra nel terzo distale per una migliore visualizzazione dell'arteria.Cambia lato per accedere al lato sinistro dell'animale e usa micro forbici e pinze per praticare un'incisione di due millimetri sulla bocca di pesce sul lato prossimale dell'arteria carotide comune destra. Utilizzare la seconda clip temporanea del vaso per bloccare l'arteria carotide comune distale sinistra e bloccare l'arteria carotide comune sinistra prossimale con due clip temporanee aggiuntive per i vasi. Quando tutte le pinze sono state posizionate, liberare completamente il terzo distale dell'arteria carotide comune sinistra dai tessuti molli ed eseguire un'arteriotomia.Ora lavare il vaso ricevente con soluzione salina eparinizzata e liberare il complesso da un'avventizia, quindi suturare l'arteria carotide comune destra all'arteria carotide comune sinistra. Trasferire la sacca arteriosa dalla soluzione salina eparinizzata nel campo chirurgico dove è prevista la biforcazione. Mantenendo idratati tutti gli aspetti del complesso vascolare con un'irrigazione salina continua, suturare la sacca al vaso, quindi rimuovere tutti i morsetti vascolari temporanei in modo graduale.Quando tutti i morsetti sono stati rimossi, somministrare un millilitro di fluoresceina per via endovenosa per eseguire l'angiografia a fluorescenza del complesso vascolare. Chiudere quindi la sede operativa secondo i protocolli standard. In questa analisi sperimentale, gli animali con aneurismi indotti dal metodo della sacca vitale o dell'elastasi hanno dimostrato un aumento delle dimensioni dell'aneurisma nel tempo.La durata media della procedura chirurgica per il gruppo di controllo è stata di 164 minuti in più o in meno rispetto a 201 in più o in meno 13 minuti per il gruppo modificato. Per creare aneurismi nel gruppo di controllo sono state necessarie in media 24 suture interrotte più o meno uno, mentre nel gruppo elastasi sono stati necessari 25 punti di sutura più o meno due. Le misurazioni possono quindi essere eseguite utilizzando ricostruzioni tridimensionali dell'imaging RM e analisi istologiche dettagliate.Un'attenta separazione dell'arteria carotide comune dal nervo vagale è essenziale per evitare complicanze postoperatorie. Per evitare la trombogenesi, mantenere idratato il complesso del vaso e della sacca arteriosa. Data l'eccellente patienza raggiunta con la crescita dell'aneurisma nel tempo, questo modello può fungere da strumento importante per la valutazione preclinica di nuovi dispositivi endovascolari.

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