Name: Induzione di lesioni cerebrali assonali diffuse nei ratti in base allaccelerazione rotazionale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 14 s
Description: Scopri un modello roditore affidabile per indurre lesioni assonali diffuse tramite accelerazione rotazionale. Questo metodo utilizza ratti Sprague-Dawley per studiare la fisiopatologia del trauma cranico e valutare deficit neurologici.

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Gli autori riconoscono con gratitudine il Dr. Nathan Kleeorin (Dipartimento di Ingegneria Meccanica, Ben-Gurion University del Negev) per il suo aiuto con le misurazioni biomeccaniche. Inoltre, ringraziamo la professoressa Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko e Evgenia Goncharyk del Dipartimento di Fisiologia, Facoltà di Biologia, Ecologia e Medicina, Oles Honchar Dnipro University, Dproni, Ucraina per il suo sostegno e contributi utili alle nostre discussioni.

Gli esperimenti sono stati condotti in base alle raccomandazioni delle dichiarazioni di Helsinki e Di Oleosa e alle linee guida per l'uso degli animali sperimentali della Comunità europea. Gli esperimenti sono stati approvati dal Comitato per la cura degli animali dell'Università Ben-Gurion del Negev.
1. Preparazione dei ratti per la procedura sperimentale
NOTA: Selezionare i ratti Maschi Adulti Sprague-Dawley del peso di 300-350 g.
<ol><li>Ottenere l'approvazione per l'esecuzione di questi esperimenti dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali.</li>
	<li>Mantenere i ratti a una temperatura ambiente di 22 x 1 gradi centigradi, con 12 ore di luce e cicli scuri di 12 ore. Fornire ratto chow e acqua ad libitum.</li>
	<li>Eseguire tutti gli esperimenti tra le 6:00 e le 12:00 p.m.</li>
	<li>Utilizzare un sistema di amministrazione isoflurano continuo per indurre l'anestesia. Assicurarsi che il sistema vaporizzatore sia riempito con isoflurane.<ol>
<li>Anestesizzare i ratti con 2% isoflurane.</li>
		<li>Confermare che il ratto è completamente anestetizzato osservando una mancanza di movimento o riflesso del pedale in risposta a uno stimolo esterno.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Induzione di lesioni assonali diffuse
NOTA: Il dispositivo è costituito dai seguenti componenti: 1) cilindro di plastica trasparente, 2) peso di ferro (1308 g), 3) meccanismo di rotazione costituito da un tubo cilindrico, due cuscinetti su cui ruota l'asse e una fissazione della testa (per perni auricolari); 4) piattaforma orizzontale su cui sono fissati due cuscinetti.
<ol><li>Posizionare il dispositivo su un tavolo da laboratorio pesante e stabile.</li>
	<li>Fissare il peso a una corda elevata a un'altezza di 120 cm.</li>
	<li>Permettere al peso che cade liberamente di colpire il bullone, attivando il meccanismo di rotazione. Utilizzando il dispositivo di rotazione laterale della testa, la testa del roditore viene ruotata rapidamente da 0 a 90 gradi.</li>
	<li>Dopo l'induzione di lesioni cerebrali assonali diffuse, trasferire il ratto in una stanza di recupero.</li>
</ol>3. Misurazione dei parametri rotativi Kinematics/Biomeccanici.
<ol><li>Misurare i parametri di kinematica/biomeccanica rotazionale come segue: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq1.jpg"> <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq2.jpg"> <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq3.jpg"> dove Fo - forza applicata alla testa animale (kg); M – momento di forza; K – energia cinetica; m – massa del peso in caduta; g - accelerazione gravitazionale; h – altezza (cm); D – distanza tra i perni dell'orecchio (cm). NOTA: Per calcolare la forza applicata alla testa dell'animale (Fo), è necessario conoscere la massa del peso che cade, l'altezza alla quale il peso cade e la distanza tra i perni dell'orecchio. Gli altri parametri rimangono invariati.</li>
</ol>4. Valutazione del punteggio di gravità neurologica dopo 48 ore
NOTA: I deficit neurologici sono stati valutati e classificati utilizzando un punteggio di gravità neurologica, come descritto in precedenza17,18,19. Le alterazioni della funzione e del comportamento motorio sono valutate da un sistema a punti in modo tale che un punteggio massimo di 24 rappresenti una grave disfunzione neurologica. Un punteggio pari a 0 indica lo stato neurologico intatto. Vengono valutate le seguenti funzioni comportamentali.
<ol><li>Valutare l'incapacità del ratto di uscire da un cerchio (50 cm di diametro) quando lasciato al centro. Eseguire questa operazione per tre sessioni individuali della durata di 30 min, 60 min e più di 60 min.</li>
	<li>Prova il ratto per una perdita di riflesso di raddalquio in tre sessioni della durata di 20 min, 40 min e oltre 60 min.</li>
	<li>Eseguire il test per l'emiplegia, l'incapacità del ratto di resistere ai cambiamenti forzati in posizione.</li>
	<li>Sollevare il ratto per la coda per testare la flessione dell'arto posteriore.</li>
	<li>Posizionare il ratto sul pavimento per testare la sua capacità di camminare dritto.</li>
	<li>Prova per tre riflessi separati: il riflesso pinna, il riflesso corneale e il riflesso di partenza.</li>
	<li>Valutare il ratto con un grado clinico basato sulla perdita di comportamento alla ricerca e prostrazione.</li>
	<li>Testare i riflessi degli arti per il posizionamento. Eseguire il test sugli arti anteriori sinistro e destro, quindi sugli arti posteriori sinistro e destro.</li>
	<li>Eseguire un test funzionale tramite l'attività di bilanciamento del fascio. La trave deve misurare 1,5 cm di larghezza. Eseguire il test per sessioni di 20 s, 40 s e più di 60 s.</li>
	<li>Eseguire test a piedi del fascio sul ratto con travi di tre diverse larghezze: 8,5 cm di larghezza, 5 cm di larghezza e 2,5 cm di larghezza.</li>
</ol>5. Raccolta del cervello per l'esame istologico dopo 48 ore
<ol><li>A 48 ore dopo l'infortunio, eutanasia i ratti sostituendo la loro miscela di gas ispirata con 20% O2/ 80% CO2. Assicurarsi checo2 sia consegnata ad un tasso predeterminato in conformità con le linee guida del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali.<ol>
<li>Garantire la conferma della morte in conformità con le linee guida del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Traspatriare trascardiacamente il ratto con lo 0,9% di salinella eparinizzata alla temperatura di 4 gradi centigradi, seguito da 500 mL di paraformaldeide del 4% in buffer salina da 0,1 M di fosfato (pH 7,4).</li>
	<li>Dopo la perfusione, eseguire la decapitazione con una ghigliottina.</li>
	<li>Eseguire la raccolta del cervello rimuovendo le calvarias con pinze di taglio osseo per evitare di danneggiare il tessuto cerebrale.</li>
	<li>Rimuovere immediatamente il cervello e fissare in una soluzione di formaldeide tampobuffermenta 4% per 48 h a 4 gradi centigradi.</li>
	<li>Blocca i cervelli in sezioni coronali da 5 mm dalla faccia del bulbo olfattivo alla corteccia visiva e al cervelletto bieletto e ai gambi cerebrali.</li>
	<li>Dopo l'incorporamento della paraffina, tagliare le sezioni coronali e sagittali (5 m) di distanza dal talamo mediante sezionamento di microtomi.</li>
</ol>6. Colorazione ed esame immunochimici
<ol><li>Posizionare delicatamente le fette su vetrini di vetro con un pennello morbido, 1 fetta per diapositiva.</li>
	<li>Produrre colorazione immunochimica di APP.<ol>
<li>Deparaffina le fette con xilene (3 volte per 5 min ciascuna) e reidrata con concentrazioni di etanolo gradualmente ridotte a temperatura ambiente: 3 min nel 100% di etanolo due volte, 3 min nel 95% di etanolo due volte, 3 min nel 90% di etanolo, 3 min in 70% etanolo e 3 min in DDW.</li>
		<li>Trattare le sezioni cerebrali deparate e reidratate con 3% H2O2 per 15 min a temperatura ambiente per bloccare l'attività perossidasi endogena.</li>
		<li>Incubare sezioni con citrato di sodio di 0,01 M (pH 6,0) a 98 gradi centigradi per 5 min per il recupero dell'antigene.</li>
		<li>Conservare i vetrini nel buffer per 20 min a temperatura ambiente per raffreddare.</li>
		<li>Lavare due volte le sezioni con soluzione salina (PBS) con buffer fosfato per 5 min.</li>
		<li>Bloccare le sezioni con 2,5% siero di cavallo normale per 1 h a temperatura ambiente e incubare durante la notte a 4 gradi centigradi in coniglio primario anti-APP (1:4000) diluito nel siero di blocco.</li>
		<li>Dopo l'incubazione nell'anticorpo primario, lavare le sezioni in PBS a temperatura ambiente.</li>
		<li>Sezioni incubate in anticorpi secondari biotinylati opportunamente diluiti per 15 min e lavare con PBS per 3 min due volte a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubare in streptavidin-peroxidase per 15 min e lavare di nuovo in PBS per 3 min due volte a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubare sezioni con soluzione di substrato tampone (pH 7.5) contenente perossido di idrogeno e 3,3-diaminobenzidine soluzione di cromogenna e proteggere dalla luce fino a sviluppare il colore.</li>
		<li>Incubare i vetrini con DDW a temperatura ambiente per 5 min per fermare la reazione.</li>
		<li>Controleva le sezioni con Hematoxylin per 3 min a temperatura ambiente e lavare per 5 min con acqua di rubinetto scorrevole.</li>
		<li>Disidratare i vetrini con concentrazioni di etanolo gradualmente aumentando a temperatura ambiente: 2 min in DDW, 2 min nel 70% di etanolo, 2 min nel 90% di etanolo, 2 min in etanolo 95%, 2 min in 100% etanolo e 3 min in xilene tre volte.</li>
		<li>Asciugare e montare con supporto di montaggio.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Esaminare le fette al massimo dell'ingrandimento del microscopio di 200x con una lente obiettivo da 20 mm utilizzando un microscopio.</li>
</ol>

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<li>Palmer, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury-induced+excitotoxicity+assessed+in+a+controlled+cortical+impact+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model.</a> Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).</li>
<li>Hamm, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+deficits+following+traumatic+brain+injury+produced+by+controlled+cortical+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact.</a> Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).</li>
<li>Nyanzu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+on+Laboratory+Traumatic+Brain+Injury+Models+to+Achieve+Better+Results%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results.</a> International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).</li>
<li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Animal models of traumatic brain injury.</a> Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).</li>
<li>Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental models of brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).</li>
<li>Meaney, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+the+cortical+impact+model+to+produce+axonal+injury+in+the+rat+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex.</a> Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo protocollo descrive un modello di roditore di DAI. In DAI, l'accelerazione rotazionale sul cervello provoca un effetto di taglio che innesca cambiamenti assonali e biochimici che portano alla perdita della funzione assonale in un processo progressivo. I cambiamenti assonali secondari sono prodotti da una rapida lesione assonale e sono variabili nella loro estensione e gravità4,5,10. Entro ore o giorni dopo la lesione prim...

Lesione cerebrale traumatica (TBI) è una delle principali cause di morte e disabilità negli Stati Uniti. I TBI contribuiscono a circa il 30% di tutti i decessi correlati alle lesioni1,2. Le principali cause di TBI differiscono tra le fasce di età e includono cadute, collisioni ad alta velocità durante lo sport, autolesionismo intenzionale, incidenti automobilistici e assalti1,2,3.
La lesione assonale diffusa del cervello (DAI) è un tipo specifico di TBI indotto dall'accelerazione rotazionale, scuotendo o lesione di scoppio del cervello risultante dal movimento senza restrizioni della testa nell'istante dopo la lesione4,5,6,7,8. DAI comporta un diffuso danno assonale che porta a un danno neurologico di lunga durata associato a scarsi esiti, costi sanitari gravosi e un tasso di mortalità del 33-64%1,2,4,5,9,10,11. Nonostante una recente ricerca significativa sulla patogenesi del DAI, non c'è stato un consenso sulle migliori opzioni di trattamento11,12,13,14.
Negli ultimi decenni, numerosi modelli sperimentali hanno tentato di replicare con precisione diversi aspetti di DAI11,12,15,16. Tuttavia, questi modelli hanno limitazioni data la presentazione unica di DAI rispetto ad altre lesioni focali. Questi modelli precedenti non solo causano lesioni assonali nelle regioni della materia bianca, ma provocano anche lesioni cerebrali focali. Clinicamente, DAI è accompagnato da micro emorragie, che possono costituire una grande causa di danni alla materia bianca.
Solo due modelli animali hanno dimostrato di replicare le caratteristiche cliniche chiave del DAI. Gennarelli e colleghi hanno prodotto il primo dispositivo di rotazione della testa laterale nel 1982, utilizzando l'accelerazione rotazionale della testa senza impatto per indurre il coma con DAI in un primate non umano modello15. Questo modello di primate utilizzava una singola rotazione controllata per l'accelerazione e la decelerazione per passare la testa a 60 gradi entro 10-20 ms. Questa tecnica è stata in grado di emulare la coscienza compromessa e danni assonali diffusi che assomigliavano agli effetti di una grave TBI osservata nei cervelli umani. Tuttavia, i modelli di primati sono molto costosi4,11,16. Basato in parte sul modello precedente, un modello suinato di lesione cerebrale a accelerazione rotazionale è stato progettato nel 1994 (Ross et al.) con risultati simili14.
Questi due modelli animali, anche se hanno prodotto diverse presentazioni di patologia tipica, hanno aggiunto notevolmente ai concetti di patogenesi DAI. La rotazione rapida della testa è generalmente accettata come il metodo migliore per indurre DAI, e i roditori forniscono un modello meno costoso per gli studi di rotazione rapida della testa11,16. Qui, convalidiamo un modello di roditore semplice, riproducibile e affidabile di DAI che causa danni diffusi alla materia bianca senza fratture del cranio o contusioni. Questo modello attuale consentirà una migliore comprensione della fisiopatologia del DAI e lo sviluppo di trattamenti più efficaci.

<table><tbody><tr><td>0,01 M citrato di sodio</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,5% siero di cavallo normale</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>H0146</td><td>Soluzione</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>liquida di<td>formaldeide tamponata al 4</td></tr>% <tr><td>Proteina precursore anti-amiloide, C - anticorpo terminale prodotto in coniglio</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>Lotto 056M4867V</td><td></td></tr><tr><td>vettore</td><td></td> <td>di anticorpi secondari biotinilatiBA-1000-1.5</td><td>10 mM di fosfato di sodio, pH 7,8, 0,15 M NaCl, 0,08% di sodio azide, 3 mg/ml di albumina sierica bovina</td></tr><tr>pinza <td></td><td></td><td></td><td>per taglio osseo</td></tr><tr><td>DAB Perossidasi (HRP) Kit substrato (con nichel), 3,3</td><td></td>'-diaminobenzidina vettoriale cassette di inclusione da laboratorio <td></td><td></td></tr><tr><td>etanolo 99,9 %</td><td>ROMICAL</td><td></td><td>Liquido infiammabile</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ghigliottina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ematossilina</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>H3136-25G</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione di perossido di idrogeno</td><td>Millipore</td><td>88597-100ML-F</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran, USP 100%</td> <td>Piramamal Critical Care, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Olympus BX 40</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>paraffine</td><td>paraplast plus leica biosystem</td><td></td><td>Soluzione</td></tr><tr><td>salina tamponata con fosfato medio (PBS)</td> per inclusione tissutaleSIGMA <td>- ALDRICH</td><td>P5368-10PAK</td><td>Il contenuto di una busta, se disciolto in un litro di acqua distillata o deionizzata, produrrà soluzione salina tamponata con fosfato 0,01 M (NaCl 0,138 M; KCl - 0,0027 M); pH 7,4, a 25 °C.</td></tr><tr><td>Streptavidina HRP</td><td>ABCAM</td><td>ab64269</td><td>Streptavidina-HRP per l'uso con anticorpi secondari biotinilati durante IHC / immunoistochimica.</td></tr><tr><td>xilene</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

induzione di lesioni cerebrali assonali diffuse nei ratti in base all'accelerazione rotazionale

Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration

La lesione cerebrale traumatica (TBI) è una delle principali cause di morte e disabilità. Lesioni assonali diffuse (DAI) è il meccanismo predominante di lesioni in una grande percentuale di pazienti TBI che necessitano di ricovero in ospedale. IL DAI comporta un diffuso danno assonale dovuto a uno scuotimento, una rotazione o lesioni da scoppio, che porta a una rapida lesione assonale e a cambiamenti assonali secondari associati a un impatto duraturo sul recupero funzionale. Storicamente, i modelli sperimentali di DAI senza lesioni focali sono stati difficili da progettare. Qui convalidiamo un modello di roditore semplice, riproducibile e affidabile di DAI che causa danni diffusi alla materia bianca senza fratture o contusioni al cranio.

La tabella 1 illustra la sequenza temporale del protocollo. Il tasso di mortalità in questo modello di DAI era dello 0%. Un test di Mann-Whitney ha indicato che il deficit neurologico era significativamente maggiore per i 15 ratti DAI rispetto ai 15 ratti sham a 48 ore dopo l'intervento (Mdn x 1 contro 0), U 22,5, p &lt; 0,001, r - 0,78 (cfr. tabella 2). I dati sono misurati in conteggi e sono presentati come intervallo mediano e 25-75 percentile.
Le fotomicro...

Questo protocollo convalida un modello di roditore affidabile, facile da eseguire e riproducibile di lesioni assonali diffuse dal cervello (DAI) che induce danni diffusi alla materia bianca senza fratture o contusioni al cranio.

Induzione di lesioni cerebrali assonali diffuse nei ratti in base all'accelerazione rotazionale

Traumatic brain injury (TBI) is a major cause of death and disability. Diffuse axonal injury (DAI) is the predominant mechanism of injury in a large ...

La lesione cerebrale traumatica è una delle principali cause di morte e disabilità. La lesione cerebrale assonale diffusa è un danno assonale diffuso sviluppato dopo il TBI. In questa ricerca, vorrei presentare il nostro modello sulla lesione cerebrale assonale diffusa a induzione basata sul risultato del meccanismo di accelerazione rotazionale TBI.Seleziona ratti maschi adulti Sprague-Dawley del peso di 300-350 grammi. Fornire chow di ratto e acqua ad libitum. Esegui tutti gli esperimenti tra le 6:00 e le 12:00. Il dispositivo è stato posizionato su un tavolo da laboratorio pesante e stabile.Il dispositivo è costituito dai seguenti componenti: un cilindro, un peso del ferro, un meccanismo di rotazione costituito da un tubo cilindrico e perni di fissazione della testa. Il peso è attaccato a una corda ed elevato all'altezza di 120 centimetri. Il peso che cade liberamente colpisce il bullone attivando il meccanismo di rotazione.Il dispositivo di rotazione laterale della testa del ratto è stato utilizzato per ruotare rapidamente la testa da zero a 90 gradi. Dopo l'induzione, lesione cerebrale assonale diffusa, il ratto è stato spostato nella sala di recupero. F è la forza applicata alla testa dell'animale in chilogrammi.Il capitale M è il momento della forza, K per l'energia cinetica. Poco m è la massa del peso in caduta, g per l'accelerazione gravitazionale, h per l'altezza in centimetri, e D è la distanza tra i perni dell'orecchio in centimetri. Per la valutazione del deficit neurologico e dei deficit del modello di grado, abbiamo usato il punteggio di gravità neurologica nei ratti.Valutiamo la mobilità, l'emiplegia, il compito di beam walking, il fallimento nel compito di beam walking. Guasto dell'attività di bilanciamento del fascio largo 1,5 centimetri. Stabilità e bilanciamento del fascio, sforzo sul bilanciamento del fascio largo 1,5 centimetri e riflessi.48 ore dopo l'infortunio, tutti i ratti, le lesioni e il gruppo di controllo sono stati profondamente anestetizzati e perfusi transcardiacamente con soluzione salina eparinizzata allo 0,9%, seguiti da 500 millilitri di formaldeide al 4% in tampone di fosfato 0,1 M. Dopo la perfusione, è stata prodotta la decapitazione e il cervello è stato immediatamente rimosso, quindi fissato in una soluzione di formaldeide al 4% per 48 ore. I cervelli sono stati quindi bloccati in sezioni coronali di cinque millimetri dalla faccia del bulbo olfattivo alla corteccia visiva mentre il cervelletto e gli steli cerebrali sono stati sezionati.Dopo l'incorporamento della paraffina, le sezioni coronali e sagittali sono state fatte dal talamo. Produrre la colorazione immunochimica della proteina precursore beta-amiloide. I vari gruppi di ratti in momenti diversi sono mostrati sullo schema.Lesione cerebrale assonale diffusa all'inizio dell'esperimento. Al tempo 48 ore, è stato esaminato il punteggio di gravità neurologica. Al tempo 48 ore, la colorazione immunochimica della beta-APP è stata eseguita in tutti e due i gruppi.Deficit neurologico illustrato 48 ore dopo la lesione cerebrale assonale diffusa per due gruppi di studio. Un test mann-whitney ha indicato che il deficit neurologico era significativamente maggiore per 15 ratti con lesioni cerebrali assonali diffuse rispetto a 15 ratti ingenui a 48 ore dall'intervento. Fotomicrografi rappresentativi che rivelano le immunoreattività assonali e neuronali a seguito di lesioni cerebrali assonali diffuse isolate nei ratti 48 ore dopo la lesione.Stringhe cellulari più piccole sono rilevate con la proteina precursore beta-amiloide. Nel gruppo sham, non è stato rilevato. Nel nostro lavoro, abbiamo sviluppato un nuovo modello semplice, riproducibile e affidabile per lesioni cerebrali assonali diffuse basate su un meccanismo di accelerazione rotazionale.Tale modello consentirà una migliore comprensione della fisiopatologia delle lesioni cerebrali assonali diffuse e lo sviluppo di trattamenti più efficaci. La ringrazio molto per l'attenzione.

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Laterale fluido percussioni (LFP), un modello stabilito di lesioni cerebrali traumatiche nei topi, è dimostrato. LFP soddisfa tre criteri principali per i modelli animali: rilevanza validità, l'affidabilità e la clinica. La procedura, che consiste di craniotomia chirurgica, la fissazione del mozzo seguita da induzione di lesioni, con conseguente lesioni focali e diffuse, è descritto.

Fluido laterale Percussioni: Modello delle lesioni cerebrali traumatiche nei topi

Questo video dimostra l'induzione di una lesione cerebrale traumatica (TBI) in un ratto utilizzando un dispositivo per lesioni a percussione fluida laterale (FPI). La procedura prevede la creazione di un foro nel cranio di un ratto anestetizzato per esporre la dura madre, su cui è attaccata una cannula. Il ratto viene quindi collegato al dispositivo, che genera un'onda di pressione che raggiunge il cervello, imitando il trauma cranico causando la morte delle cellule neurali e il danno...

Induzione di lesioni cerebrali traumatiche in un modello di ratto utilizzando un dispositivo a percussione fluida laterale

Fonte: Macheda, T., et. al. Modello a testa chiusa controllato elettromagneticamente di lieve lesione cerebrale traumatica nei topi. J. Vis. Exp. (2022)Questo video mostra la procedura per indurre una lesione alla testa chiusa in un modello murino utilizzando un frame stereotassico. L'impatto controllato replica la lesione cerebrale traumatica lieve, consentendo ai ricercatori di studiare gli effetti neurologici e il recupero misurando i riflessi e il comportamento post-infortunio.

Induzione di una lieve lesione cerebrale traumatica in un modello murino

La tecnica modificata di caduta del peso è una procedura semplice ed economica utilizzata per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche lievi nei ratti giovani. Questa nuova tecnica produce una sintomatologia clinicamente rilevante che farà progredire lo studio della lesione cerebrale traumatica lieve (mTBI) e della commozione cerebrale.

Un modello Novel di Mild Traumatic Brain Injury per ratti giovani

L'alterazione del neurotrasmettitore è un meccanismo di disfunzione neurale che si verifica dopo la commozione cerebrale e contribuisce alle conseguenze a lungo termine a volte catastrofiche. Questo modello di ratto combina la microdialisi, permettendo la quantificazione della neurotrasmettitore in vivo, con una tecnica di caduta di peso che esercita una rapida accelerazione e decelerazione della testa e del torso, un fattore importante del trauma craniocerebrale umano.

Un nuovo e traslazionale modello di commozione cerebrale che combina forza e rotazione con la microdialisi cerebrale in vivo

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di ottenere informazioni microstrutturali quantitative dell'ippocampo in un ratto con lieve lesione cerebrale traumatica. Questo viene fatto utilizzando un protocollo avanzato di imaging a risonanza magnetica ponderata per la diffusione e un'analisi basata sulla regione di interesse delle mappe di diffusione parametrica.

Advanced Diffusion Imaging nell'ippocampo di ratti con lievi lesioni cerebrali traumatiche

Qui descriviamo un protocollo per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche murine attraverso un impatto corticale controllato a testa aperta.

Modello Murine di impatto corticale controllato per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche

Qui, è dimostrato come un modello di lesione a testa chiusa sveglia può essere utilizzato per esaminare gli effetti della lesione cerebrale traumatica lieve ripetuta (r-mTBI) sulla plasticità sinaptica nell'ippocampo. Il modello replica importanti caratteristiche di r-mTBI nei pazienti e viene utilizzato in combinazione con l'elettrofisiologia in vitro .

Valutazione dei cambiamenti nella plasticità sinaptica utilizzando un modello di trauma cranico chiuso sveglio di lieve lesione cerebrale traumatica

Questo protocollo presenta un modello murino modificato di lesione cerebrale traumatica lieve ripetitiva (rmTBI) indotta tramite un metodo di lesione cranica chiusa (CHI). L'approccio presenta una finestra cranica assottigliata e una percussione fluida per ridurre l'infiammazione comunemente causata dall'esposizione alle meningi, insieme a una migliore riproducibilità e accuratezza nella modellazione dell'rmTBI nei roditori.

Modello murino modificato di lesione cerebrale traumatica lieve ripetitiva che incorpora finestra cranica assottigliata e percussione fluida

Qui, presentiamo un protocollo per stabilire un modello animale di trauma cranico chiuso che replica l'esito della neuroimmagine di una lesione cerebrale traumatica lieve non complicata con la struttura cerebrale preservata nella fase acuta e l'atrofia cerebrale a lungo termine. La risonanza magnetica longitudinale è il metodo principale utilizzato per l'evidenza.

Sviluppo di un modello non complicato di lesione cerebrale traumatica lieve modificato con il metodo della caduta di peso ed evidenziato dalla risonanza magnetica

Scopri un modello roditore affidabile per indurre lesioni assonali diffuse tramite accelerazione rotazionale. Questo metodo utilizza ratti Sprague-Dawley per studiare la fisiopatologia del trauma cranico e valutare deficit neurologici.

Induzione di lesioni cerebrali assonali diffuse nei ratti in base all'accelerazione rotazionale

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