Name: Ticare i neuroni simpatici dei ratti da Ganglia cervicale superiore embrionale per lanalisi morfologica e proteomica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 51 s
Description: Impara a isolare e coltivare neuroni simpatici embrionali di ratto dai gangli cervicali superiori per analisi morfologica e proteomica. Questo protocollo consente studi approfonditi sullo sviluppo neuronale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Questo lavoro è stato sostenuto dal Faculty Development Fund e dalla borsa di studio Summer Research Program presso il Saint Mary's College of California. Gli autori vorrebbero anche ringraziare la Dott.ssa Pamela Lein dell'Università della California a Davis e il Dr. Anthony Iavarone presso la struttura di spettrometria di massa uc Berkeley per i loro consigli durante lo sviluppo di questi protocolli. Gli autori ringraziano anche Haley Nelson dell'Office of College Communications del Saint Mary's College of California per il suo aiuto nella produzione e nell'editing video.

<ol><li>Rees, R. P., Bunge, M. B., Bunge, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+Changes+in+the+neuritic+growth+cone+and+target+neuron+during+synaptic+junction+development+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Morphological Changes in the neuritic growth cone and target neuron during synaptic junction development in culture.</a> Journal of Cell Biology. 9, (1976).</li>
<li>Chandrasekaran, V., Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+Dendritogenesis+in+Sympathetic+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Autonomic+Nervous+System%22%5BJournal%5D)">Regulation of Dendritogenesis in Sympathetic Neurons.</a> Autonomic Nervous System. , (2018).</li>
<li>Higgins, D., Burack, M., Lein, P., Banker, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+neuronal+polarity%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of neuronal polarity.</a> Current Opinion in Neurobiology. 7 (5), 599-604 (1997).</li>
<li>Lein, P., Guo, X., Hedges, A. M., Rueger, D., Johnson, M., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+Extracellular+Matrix+And+Osteogenic+Protein-1+on+the+morphological+differentiation+of+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Developmental+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The effects of Extracellular Matrix And Osteogenic Protein-1 on the morphological differentiation of rat sympathetic neurons.</a> International Journal of Developmental Neuroscience. 14 (3), 203-215 (1996).</li>
<li>Kobayashi, M., Fujii, M., Kurihara, K., Matsuoka, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+morphogenetic+protein-2+and+retinoic+acid+induce+neurotrophin-3+responsiveness+in+developing+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Bone morphogenetic protein-2 and retinoic acid induce neurotrophin-3 responsiveness in developing rat sympathetic neurons.</a> Molecular Brain Research. 53 (1-2), 206-217 (1998).</li>
<li>Burnham, P., Louis, J. C., Magal, E., Varon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+ciliary+neurotrophic+factor+on+the+survival+and+response+to+nerve+growth+factor+of+cultured+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of ciliary neurotrophic factor on the survival and response to nerve growth factor of cultured rat sympathetic neurons.</a> Developmental Biology. 161 (1), 96-106 (1994).</li>
<li>Hou, X. E., Li, J. Y., Dahlström, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clathrin+light+chain+and+synaptotagmin+I+in+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Autonomic+Nervous+System%22%5BJournal%5D)">Clathrin light chain and synaptotagmin I in rat sympathetic neurons.</a> Journal of the Autonomic Nervous System. 62 (1-2), 13-26 (1997).</li>
<li>Harris, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+Guidance+by+a+Decellularized+Fibroblast+Extracellular+Matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Matrix+Biology%22%5BJournal%5D)">Nerve Guidance by a Decellularized Fibroblast Extracellular Matrix.</a> Matrix Biology. , 176-189 (2017).</li>
<li>Wingerd, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B14+integrins+and+vascular+cell+adhesion+molecule-1+play+a+role+in+sympathetic+innervation+of+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">α4 integrins and vascular cell adhesion molecule-1 play a role in sympathetic innervation of the heart.</a> Journal of Neuroscience. 22 (24), 10772-10780 (2002).</li>
<li>Higgins, D., Lein, P., Osterhout, D. J., Johnson, M. Tissue culture of autonomic neurons. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHiggins%2C+D+%22Culturing+Nerve+Cells%22">Culturing Nerve Cells</a>. Banker, G., Goslin, K. , MIT Press. Cambridge, MA. 177-205 (1991).</li>
<li>Lein, P., Johnson, M., Guo, X., Rueger, D., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenic+protein-1+induces+dendritic+growth+in+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Osteogenic protein-1 induces dendritic growth in rat sympathetic neurons.</a> Neuron. 15 (3), 597-605 (1995).</li>
<li>Bruckenstein, D. A., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+differentiation+of+embryonic+rat+sympathetic+neurons+in+tissue+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Morphological differentiation of embryonic rat sympathetic neurons in tissue culture.</a> Developmental Biology. 128 (2), 337-348 (1988).</li>
<li>Voyvodic, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+regulation+of+dendrites+in+the+rat+superior+cervical+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Development and regulation of dendrites in the rat superior cervical ganglion.</a> The Journal of Neuroscience. 7 (3), 904-912 (1987).</li>
<li>Garred, M. M., Wang, M. M., Guo, X., Harrington, C. A., Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+Responses+of+Cultured+Rat+Sympathetic+Neurons+during+BMP-7-Induced+Dendritic+Growth%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Transcriptional Responses of Cultured Rat Sympathetic Neurons during BMP-7-Induced Dendritic Growth.</a> PLoS ONE. 6 (7), 21754(2011).</li>
<li>Pravoverov, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNAs+are+Necessary+for+BMP-7-induced+Dendritic+Growth+in+Cultured+Rat+Sympathetic+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">MicroRNAs are Necessary for BMP-7-induced Dendritic Growth in Cultured Rat Sympathetic Neurons.</a> Cellular and Molecular Neurobiology. 39 (7), 917-934 (2019).</li>
<li>Natera-Naranjo, O., Aschrafi, A., Gioio, A. E., Kaplan, B. B. Identification and quantitative analyses of microRNAs located in the distal axons of sympathetic neurons. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNatera-Naranjo%2C+O+%22RNA+%28New+York%2C+N.Y.%29%22">RNA (New York, N.Y.)</a>. 16 (8), 1516-1529 (2010).</li>
<li>Aschrafi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+mediates+the+axonal+trafficking+of+tyrosine+hydroxylase+and+dopamine+%CE%B2-hydroxylase+mRNAs+and+enhances+norepinephrine+synthesis+in+primary+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II mediates the axonal trafficking of tyrosine hydroxylase and dopamine β-hydroxylase mRNAs and enhances norepinephrine synthesis in primary sympathetic neurons.</a> Journal of Neurochemistry. 150 (6), 666-677 (2019).</li>
<li>Ghogha, A., Bruun, D. a, Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+dendritic+growth+in+cultured+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Inducing dendritic growth in cultured sympathetic neurons.</a> Journal of Visualized Experiments. (61), 4-8 (2012).</li>
<li>Caceres, A., Banker, G., Steward, O., Binder, L., Payne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MAP2+is+localized+to+the+dendrites+of+hippocampal+neurons+which+develop+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">MAP2 is localized to the dendrites of hippocampal neurons which develop in culture.</a> Brain Research. 315 (2), 314-318 (1984).</li>
<li>Guo, X., Rueger, D., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenic+protein-1+and+related+bone+morphogenetic+proteins+regulate+dendritic+growth+and+the+expression+of+microtubule-associated+protein-2+in+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Osteogenic protein-1 and related bone morphogenetic proteins regulate dendritic growth and the expression of microtubule-associated protein-2 in rat sympathetic neurons.</a> Neuroscience Letters. 245 (3), 131-134 (1998).</li>
<li>Mi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PANTHER+version+11%3A+Expanded+annotation+data+from+Gene+Ontology+and+Reactome+pathways%2C+and+data+analysis+tool+enhancements%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">PANTHER version 11: Expanded annotation data from Gene Ontology and Reactome pathways, and data analysis tool enhancements.</a> Nucleic Acids Research. 45, 183-189 (2017).</li>
<li>Chandrasekaran, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinoic+acid+regulates+the+morphological+development+of+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Retinoic acid regulates the morphological development of sympathetic neurons.</a> Journal of Neurobiology. 42 (4), (2000).</li>
<li>Courter, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BMP7-induced+dendritic+growth+in+sympathetic+neurons+requires+p75+NTR+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">BMP7-induced dendritic growth in sympathetic neurons requires p75 NTR signaling.</a> Developmental Neurobiology. 76 (9), 1003-1013 (2016).</li>
<li>Lein, P. J., Fryer, A. D., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+Culture%3A+Autonomic+and+Enteric+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Encyclopedia+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Cell Culture: Autonomic and Enteric Neurons.</a> Encyclopedia of Neuroscience. , 625-632 (2009).</li>
<li>Neto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalized+Microfluidic+Platforms%3A+The+Unrivaled+Breakthrough+of+In+vitro+Tools+for+Neurobiological+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Compartmentalized Microfluidic Platforms: The Unrivaled Breakthrough of In vitro Tools for Neurobiological Research.</a> Journal of Neuroscience. 36 (46), 11573-11584 (2016).</li>
<li>Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple%2C+step-by-step+dissection+protocol+for+the+rapid+isolation+of+mouse+dorsal+root+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Research+Notes%22%5BJournal%5D)">A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia.</a> BMC Research Notes. 9 (1), 82(2016).</li>
<li>Conrad, R., Jablonka, S., Sczepan, T., Sendtner, M., Wiese, S., Klausmeyer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lectin-based+isolation+and+culture+of+mouse+embryonic+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Lectin-based isolation and culture of mouse embryonic motoneurons.</a> Journal of Visualized Experiments. (55), e3200(2011).</li>
<li>Takeuchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabricated+device+for+co-culture+of+sympathetic+neuron+and+iPS-derived+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%2C+EMBS%22%5BJournal%5D)">Microfabricated device for co-culture of sympathetic neuron and iPS-derived cardiomyocytes.</a> Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. 2013, 3817-3820 (2013).</li>
<li>Takeuchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+semi-separated+co-culture+system+of+sympathetic+neuron+and+cardiomyocyte%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+31st+Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%3A+Engineering+the+Future+of+Biomedicine%2C+EMBC+2009%22%5BJournal%5D)">Development of semi-separated co-culture system of sympathetic neuron and cardiomyocyte.</a> Proceedings of the 31st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society: Engineering the Future of Biomedicine, EMBC 2009. , 1832-1835 (2009).</li>
<li>Chandrasekaran, V., Lea, C., Sosa, J. C., Higgins, D., Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+are+involved+in+BMP-induced+dendritic+growth+in+cultured+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+and+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species are involved in BMP-induced dendritic growth in cultured rat sympathetic neurons.</a> Molecular and Cellular Neuroscience. 67, (2015).</li>
<li>Kim, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Statins+decrease+dendritic+arborization+in+rat+sympathetic+neurons+by+blocking+RhoA+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Statins decrease dendritic arborization in rat sympathetic neurons by blocking RhoA activation.</a> Journal of Neurochemistry. 108 (4), 1057-1071 (2009).</li>
<li>Dalby, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+transfection+with+Lipofectamine+2000+reagent%3A+Primary+neurons%2C+siRNA%2C+and+high-throughput+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Advanced transfection with Lipofectamine 2000 reagent: Primary neurons, siRNA, and high-throughput applications.</a> Methods. 33 (2), 95-103 (2004).</li>
<li>Szpara, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+gene+expression+during+neurite+outgrowth+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Analysis of gene expression during neurite outgrowth and regeneration.</a> BMC Neuroscience. 8 (1), 100(2007).</li>
<li>Pop, C., Mogosan, C., Loghin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+rapigest+efficacy+for+the+digestion+of+proteins+from+cell+cultures+and+heart+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Clujul+Medical%22%5BJournal%5D)">Evaluation of rapigest efficacy for the digestion of proteins from cell cultures and heart tissue.</a> Clujul Medical. 87 (4), 5(2014).</li>
<li>Vit, O., Petrak, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integral+membrane+proteins+in+proteomics.+How+to+break+open+the+black+box%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Proteomics%22%5BJournal%5D)">Integral membrane proteins in proteomics. How to break open the black box.</a> Journal of Proteomics. 153, 8-20 (2017).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo documento descrive i protocolli per la tatura di neuroni simpatici da gangli cervicali superiori di cuccioli di ratto embrionale. I vantaggi dell'utilizzo di questo sistema di modelli sono che è possibile ottenere una popolazione omogenea di neuroni che forniscono una risposta simile ai fattori di crescita, e dal momento che il fabbisogno di fattore di crescita per questi neuroni è stato ben caratterizzato, è possibile far crescere questi neuroni in vitro in supporti definiti, in condizioni di siero-libero<sup cla...

I neuroni simpatici derivati da gangli cervicali superiori embrionali (SCG) sono stati ampiamente utilizzati come sistema di coltura neuronale primario per studiare molti aspetti dello sviluppo neuronale, tra cui la dipendenza dal fattore di crescita, interazioni neurone-bersaglio, segnalazione neurotrasmettitore, crescita assonale, sviluppo dendrite e plasticità, sinaptogenesi e meccanismi di segnalazione alla base delle interazioni nervo-bersaglio/neurone-glia1,2,3,4,5,6,7,8,9. Nonostante le loro piccole dimensioni (circa 10000 neuroni/ganglia), ci sono tre ragioni principali per lo sviluppo e l'ampio uso di questo sistema culturale sono i) essendo i primi gangli nella catena simpatica, sono più grandi, e quindi più facili da isolare, rispetto al resto dei ganglisimpatici 10; ii) a differenza dei neuroni centrali, i neuroni nella SCG sono abbastanza omogenei con tutti i neuroni derivati dalla cresta neurale, avendo una dimensione simile, dipendenza dal fattore di crescita del nervo e l'essere né-adrenergico. Questo li rende un modello prezioso per gli studi morfologici egenomici 10,11 e iii) questi neuroni possono essere mantenuti in un mezzo definito privo di siero contenente il fattore di crescita del nervo per oltreun mese 10,12. I neuroni SCG perinatale sono stati ampiamente utilizzati per studiare i meccanismi alla base dell'iniziazione e del mantenimento dei dendriti2. Questo è principalmente perché, anche se i neuroni SCG hanno un ampio pergolato dendritico in vivo, non estendono i dendriti in vitro in assenza di siero, ma possono essere indotti a crescere dendriti in presenza di alcuni fattori di crescita come le proteine morfogeneticheossee 2,12,13.
Questo documento descrive il protocollo per isolare e cultare i neuroni SCG del ratto embrionale. Negli ultimi 50 anni, le colture neuronali primarie del SCG sono state utilizzate principalmente per studi morfologici con un numero limitato di studi che esaminano i cambiamenti genomici o proteomici su larga scala. Ciò è dovuto principalmente alle piccole dimensioni dei tessuti che hanno portato all'isolamento di basse quantità di DNA o proteine, il che rende difficile eseguire analisi genomiche e proteomiche su questi neuroni. Tuttavia, negli ultimi anni, una maggiore sensibilità al rilevamento ha permesso lo sviluppo di metodi per esaminare il genoma, miRNome e proteoma nei neuroni SCG durante lo sviluppo della crescita dendritica14,15,16,17. Questo articolo descriverà anche il metodo per l'analisi morfologica di questi neuroni utilizzando l'immunocitochimica e un protocollo per ottenere estratti di proteine neuronali per l'analisi spettrometrica di massa.

<table><tbody><tr><td>2D nanoACQUITY</td><td>Waters Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato di ammonio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9830</td><td></td></tr><tr><td>BMP-7</td><td>R& D Systems</td><td>354-BP</td><td></td></tr><tr><td>Siero bovino Allumina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>5470</td><td></td></tr><tr><td>Raschietto cellulare</td><td>Corning</td><td>CLS-3010</td><td></td></tr><tr><td>Collagenasi</td><td>Worthington Biochemical</td><td>4176</td><td></td></tr><tr><td>Corning Costar o Nunc Piastre per colture cellulari a fondo piatto</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-200, 140675, 142475</td><td></td></tr><tr><td>Citosina- &beta;- D-arabinofuranoside</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1768</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con D-fosfato (senza calcio e magnesio)</td><td>ATCC</td><td>30-2200</td><td></td></tr><tr><td>Dispase II</td><td>Roche</td><td>4942078001</td><td></td></tr><tr><td>Acqua distillata</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15230</td><td></td></tr><tr><td>Ditiotreitolo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>DMEM - Basso contenuto di glucosio + glutammina, + piruvato di sodio</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11885</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Calbiochem</td> senza acidi grassi <td>126609</td><td>20 mg/mL in pinze fini DMEM a basso contenuto di glucosio</td></tr><tr><td>Dumont n. 4 e n. 5</td><td>Ted Pella Inc</td><td>5621, 5622</td><td></td></tr><tr><td>Pinze e forbici per dissezione</td><td>Ted Pella Inc</td><td>1328, 1329, 5002</td><td></td></tr><tr><td>Labbra coprioggetto in vetro - 12 mm</td><td>Neuvitro Corporation</td><td>GG-12</td><td></td></tr><tr><td>Goat-Anti Mouse IgG Alexa 488 coniugato</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A32723</td><td></td></tr><tr><td>Ham's F-12 Nutrient Mix</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11765</td><td></td></tr><tr><td>Hank's balanced salt soltion (senza calcio e magnesio)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14185</td><td></td></tr><tr><td>Insulin-Selenio-Transferrina (100X)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>41400-045</td><td></td></tr><tr><td>Iodoacetamide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3221</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutammina</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25030</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz L-15 medium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11415064</td><td></td></tr><tr><td>Mezzi di montaggio per vetrini coprioggetti in vetro</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>P36931, P36934</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo Mouse-anti-MAP2 (SMI-52)</td><td>BioLegend</td><td>SMI 52</td><td></td></tr><tr><td>Fattore di crescita nervoso</td><td>Envigo Bioproducts (precedentemente Harlan Bioproducts)</td><td>BT5017</td><td>Stock 125 &mu; g/mL in 0,2% di Prionex in DMEM</td></tr><tr><td>Paraformaldehye</td><td>Spectrum Chemicals</td><td>P1010</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina-Streptomicina (100X)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15140</td><td></td></tr><tr><td>Poli-D-Lisina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0899</td><td></td></tr><tr><td>Prionex</td><td>Millipore</td><td>529600</td><td>Soluzione al 10%, 100 mL</td></tr><tr><td>RapiGest SF</td><td>Waters Corporation</td><td>186001861</td><td>5 X 1 mg</td></tr><tr><td>Synapt G2 Spettrometria di massa ad alta definizione</td><td>Waters Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acido trifluoroacetico - Grado di sequenziamento</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>28904</td><td>10 X 1 mL</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina</td><td>Promega o NEB</td><td>V511A, P8101S</td><td>100 &mu; g o 5 X 20 mg</td></tr><tr><td>Waters Fiale di recupero totale</td><td>Waters Corporation</td><td>186000385c</td><td></td></tr></tbody></table>

ticare i neuroni simpatici dei ratti da ganglia cervicale superiore embrionale per l'analisi morfologica e proteomica

Culturing Rat Sympathetic Neurons from Embryonic Superior Cervical Ganglia for Morphological and Proteomic Analysis

I neuroni simpatici dei gangli cervicali superiori del ratto embrionale (SCG) sono stati utilizzati come sistema modello in vitro per i neuroni periferici per studiare la crescita assonale, il traffico assonale, la sinaptogenesi, la crescita dendritica, la plasticità dendritica e le interazioni nervo-bersaglio nei sistemi di co-coltura. Questo protocollo descrive l'isolamento e la dissociazione dei neuroni dai gangli cervicali superiori degli embrioni di ratto E21, seguiti dalla preparazione e dal mantenimento di colture neuronali pure in mezzo senza siero. Poiché i neuroni non aderiscono alla plastica non rivestita, i neuroni saranno colturati su coperture di vetro da 12 mm o su piastre da 6 po 'rivestite con poli-D-lisina. Dopo il trattamento con un agente antimitotico (Ara-C, citosina β-D-arabinofuranoside), questo protocollo genera colture neuronali sane con meno del 5% di cellule non neuronali, che possono essere mantenute per oltre un mese in vitro. Anche se i neuroni SCG ratto embrionale sono multipolari con 5-8 dendriti in vivo; in condizioni di non siero, questi neuroni estendono solo un singolo assone in coltura e continuano ad essere unipolari per tutta la durata della coltura. Tuttavia, questi neuroni possono essere indotti ad estendere i dendriti in presenza di estratto di membrana seminterrato, proteine morfogenetiche ossee (BMPs), o 10% siero di vitello fetale. Queste colture neuronali omogenee possono essere utilizzate per la colorazione immunocitomica e per studi biochimici. Questo documento descrive anche il protocollo ottimizzato per la colorazione immunocitomica per la proteina-2 associata al microtubulo (MAP-2) in questi neuroni e per la preparazione di estratti neuronali per la spettrometria di massa.

Isolare e mantenere colture neuronali di neuroni SCG embrionali Le cellule dissociate dal RATto embrionale SCG sono state placcate in una piastra rivestita in poli-D-lisina o coverslip e mantenute in supporti di coltura libera dal siero contenenti fattore di crescita b-nerve. Le cellule dissociate contenenti una miscela di neuroni e cellule gliali sembrano circolari sulla placcatura (Figura 1A). Entro 24 ore dalla placcatura, i neuroni estendono piccoli processi asoriali ...

Questo articolo descrive l'isolamento e la tatura dei neuroni simpatici del ratto embrionale dai gangli cervicali superiori. Fornisce anche protocolli dettagliati per la colorazione immunocitomica e per la preparazione di estratti neuronali per l'analisi spettrometrica di massa.

Ticare i neuroni simpatici dei ratti da Ganglia cervicale superiore embrionale per l'analisi morfologica e proteomica

Sympathetic neurons from the embryonic rat superior cervical ganglia (SCG) have been used as an in vitro model system for peripheral neurons to study ...

In questo video, dimostrazioneremo la coltivazione dei gangli cervicali superiori dei ratti embrionali per l'analisi morfologica e proteomica. Prima di iniziare la dissezione, preparare i supporti di controllo e dissezione. Il mezzo di controllo contiene F-12 e DMEM a basso glucosio integrati con una miscela insulino-selenio-transferrina, glutammina, fattore di crescita nervosa e BSA.Il mezzo di dissezione contiene L-15 integrato con pen-strep e BSA. Fare riferimento al manoscritto per protocolli dettagliati per la preparazione dei media. Preparazione di piastre per la coltivatorie dei neuroni.Diluire un milligrammo per millilitro stock di poli-D-lsina a 100 microgrammi per millilitro con acqua distillata sterile. Per l'analisi proteomica o genomica, da uno a due giorni prima della dissezione, rivestire piastre a sei pozzetti con circa due millilitri di sterile 100 grammi per millilitro di poli-D-lsina. Questo è necessario per garantire l'adesione cellulare al pozzo.Avvolgere i piatti con pellicola aggrappata e conservare i piatti durante la notte a quattro gradi Celsius. Il giorno della dissezione, prima dell'inizio della dissezione, rimuovere la soluzione di poli-D-lisina dai pozzi e sciacquare i pozzi cinque volte con acqua distillata sterile, seguita da una volta con DMEM a basso glucosio. Durante la digestione enzimatica dei gangli, circa un'ora prima di placcare le cellule, aspirare il DMEM dalle piastre e sostituirlo con 0,3 millilitri di mezzo di controllo.Conservare le piastre a 35 gradi Celsius sotto il 5%CO2 in una camera umidificata. Nella cappa impostare i seguenti elementi per la dissezione. Quattro tubi conici sterili da 50 millilitri con circa 20 millilitri di mezzi di dissezione in ogni tubo.Quattro piatti sterili da 35 millimetri con 1,5 millilitri di mezzi di dissezione. Un tubo conico sterile da 50 millilitri con 20 millilitri di mezzi di dissezione per la centrifugazione. Un tubo conico sterile da 15 millilitri per centrifugare i gangli, un tubo sterile da 10 millilitri per la raccolta delle cellule dissociate.Utilizzare uno sterilizzatore di perline secche per sterilizzare un paio di forcep fini per almeno un minuto. Tutte le procedure eseguite in studi che coinvolgono animali sono state approvate dall'Institutional Animal Care and Use Committee del Saint Mary's College of California. Le linee guida per la cura e l'uso degli animali al Saint Mary's College of California sono state sviluppate sulla base delle linee guida fornite dall'Office of Laboratory Animal Welfare presso il National Institutes for Health.Rimozione di embrioni E21 dal ratto incinta. Si noti che la rimozione del corno uterino può essere eseguita al di fuori del cappuccio se l'area circostante è completamente sterilizzata. Eutanasia un topo incinta con inalazione di CO2.Tosare la pelliccia dalla regione addominale e pulire la pelle nell'area con il 70% di alcol per sterilizzarla. Utilizzando un nuovo set di forbici sterili e forcep, tagliare la pelle e quindi il muscolo per esporre le corna uterine contenenti gli embrioni. Rimuovere il corno uterino con gli embrioni, utilizzando un nuovo set di forbici e forcep, facendo attenzione a non danneggiare l'intestino nel processo.Trasferire il corno uterino con gli embrioni in una piastra di Petri sterile da 150 millimetri e trasferirli nel cappuccio. Utilizzando un nuovo set di pini e forbici, rimuovere gli embrioni dal corno uterino e separare gli embrioni dalle membrane amniotiche e dalla placenta. Per eutanasiare gli embrioni, tagliare il midollo spinale degli embrioni lungo la linea mediana sotto il braccio destro.Ciò ridurrà il sanguinamento dall'arteria carotide durante la rimozione del SCG. Trasferire questi embrioni nei tubi conici preparati da 50 millilitri contenenti mezzi di dissezione. Assicurarsi che gli embrioni siano immersi nei media.Ogni tubo può contenere fino a tre embrioni. Isolamento del ganglio cervicale superiore dall'embrione. Trasferire un cucciolo dal mezzo di dissezione su una piastra di Petri sterile di 150 millimetri semi-riempita con substrato solido con la sua superficie dorsale sul substrato.Utilizzando tre aghi sterili calibro 23, pin il pub al piatto con un ago sotto ogni braccio e un terzo ago attraverso la bocca per iperestreminare attentamente il collo. Tagliare la pelle nella regione del collo usando forcep fini sterili per esporre le ghiandole salivari sottostanti. Rimuovere queste ghiandole usando forcep sottili.Individuare i muscoli sternocleidomastoide e omoioidi rispettivamente vicino alla clavicola e alla trachea. In primo luogo, tagliare i muscoli sternocleidomastoidi trasversali. E poi tagliare con cura il sottile muscolo omoioide usando forcep fini.Una volta rimossi questi muscoli, la biforcazione nell'arteria carotide sull'estremità anteriore, sarà visibile su entrambi i lati della trachea con il SCG situato sotto questa forchetta nell'arteria carotide. Utilizzando forcep chiuse, sollevare delicatamente l'arteria carotide per visualizzare il SCG. Utilizzando una flessioni su entrambi i lati del SCG, estrarre la carotide e trasferirla ai piatti sterili preparati da 35 millimetri.Questo tessuto molto probabilmente conterrà il SCG con l'arteria carotide, il nervo vago con i gangli nodosi, così come altri segmenti di muscoli o grassi nella zona. Ripetere il processo di dissezione dall'altra parte. Rimuovere i CMG da tutti gli embrioni prima di continuare con i restanti passaggi di dissezione delineati.Distribuire i tessuti isolati tra due delle stoviglie da 35 millimetri per facilitare la lavorazione dei campioni di tessuto. Post-elaborazione del SCG. Per separare il SCG dal tessuto sezionato, utilizzare prima le forcelle fini per rimuovere qualsiasi tessuto estraneo, come muscoli o grassi, facendo attenzione a evitare l'area vicino alla biforcazione carotide.Una volta rimossi questi tessuti, sono visibili due gangli. Il ganglio nodoso è più piccolo e circolare mentre il SCG è a forma di mandorla. Tirare delicatamente il nervo vago per separare il nervo vago e i gangli nodosi dalla carotide e quindi separare il SCG dall'arteria carotide.Utilizzare forcep fini per rimuovere la capsula che circonda SCG. Trasferisci l'SCG in un nuovo piatto da coltura da 35 millimetri. Ripetere questo processo con tutti i campioni di tessuto sezionati.Rivestire una pipetta di vetro sterilizzata, collegata in cotone, con mezzi di dissezione per evitare che il tessuto aderisca alle pareti della pipetta. Utilizzare la pipetta per sostituire il mezzo di dissezione con due millilitri sterili di collagenasi di tipo II, dispasi di tipo II in HBSS privo di calcio e magnesio e incubare per 50 minuti a 37 gradi Celsius per aiutare a scomporli. Si noti che i tempi di incubazione potrebbero dover essere ottimizzati con diversi lotti di collagenasi / dispasi e di solito varia da 40 minuti a un'ora.Dopo l'incubazione, trasferire le SMG e la collagenasi/dispasi in un tubo conico sterile da 15 millilitri. Utilizzare il supporto di dissezione per risciacquare le piastre e trasferire la soluzione sul tubo. Aggiungere abbastanza mezzi di dissezione per portare il volume a circa 10 millilitri.Centrifuga a 200 x g, da 1.000 a 1.200 giri/min per cinque minuti a temperatura ambiente per pellettare il campione. Aspirare il supernatante, facendo attenzione a non sganciare il pellet. Rimescolare il pellet con 10 millilitri di mezzi di dissezione, ripetere la centrifugazione e scartare il supernatante.Sostituire con uno o due millilitri di mezzo di coltura. Utilizzando una pipetta Pasteur sterile a foro stretto e piegata, pre-rivestirla con un mezzo di coltura, dissociare meccanicamente i grumi triturando delicatamente da cinque a sei volte. Lasciare che i grumi più grandi si sistemino per circa un minuto e trasferiscano la sospensione cellulare supernatante in un nuovo tubo da 10 millilitri.Ripetere questo processo altre tre volte con forza crescente di triturazione ogni volta per garantire una dissociazione quasi completa delle SMG. Trasferire il supernatante dopo ogni tondo di triturazione al tubo da 10 millilitri con il supernatante della prima triturazione. Aggiungere abbastanza mezzi di coltura per portare il volume da otto a 10 millilitri.Mescolare delicatamente una sospensione cellulare e quantificare la densità cellulare con un emocitometro. Distribuire la sospensione cellulare nei pozzi alla densità cellulare appropriata per gli esperimenti. Mescolare continuamente la sospensione cellulare durante il processo di placcatura per garantire una distribuzione uniforme delle cellule nei pozzi.Per l'analisi morfologica, placcare le cellule intorno a 8.000 cellule per pozzo in una piastra di 24 po '. E per i protocolli genomici e proteomici, placcare le cellule fino a 30.000 cellule per pozzo. Trasferire le piastre in un essiccatore di vetro con acqua sterile sul fondo per creare una camera umidificata.Iniettare abbastanza CO2, circa 120 millilitri, per ottenere un ambiente di CO2 del 5% nell'essiccatore, prima della sigillatura. Mantenere le piastre a 35,5 gradi Celsius. Questo è indicato come giorno zero nel protocollo.Queste piastre possono anche essere mantenute in un normale incubatore di CO2 al 5%. Il metodo sopra descritto riduce al minimo le variazioni di temperatura e pH e aiuta anche a prevenire la contaminazione incrociata. Mantenimento dei neuroni e dei trattamenti SCG coltivati.Queste immagini mostrano le cellule gangli cervicali superiori dissociate il giorno zero, il primo giorno e il quinto giorno. L'immagine del giorno zero mostra le celle al momento della placcatura. Le cellule placcate il giorno zero contengono una miscela di cellule neuronali e non neuronali.Il primo giorno, 24 ore dopo la placcatura, rimuovere con cura metà del mezzo di coltura e sostituire con due micromolare Ara-C, citosina D-arabinofuranoside, un agente anti-mitotico. Lasciare il trattamento sulle cellule per 48 ore. Di solito questa durata del trattamento è sufficiente per eliminare le cellule non neuronali nella coltura.Il terzo giorno, aspirare delicatamente metà del mezzo e sostituire con il mezzo di controllo. Il quarto giorno, le cellule sono pronte per trattamenti sperimentali. Nutrire le colture a giorni diversi con il mezzo appropriato.Sostituire delicatamente metà del mezzo nel pozzo con mezzo fresco. Il quadro del quinto giorno mostra un'ampia crescita assonale senza una crescita dendritica osservata. Per indurre la crescita dendritica, i neuroni possono essere coltivati su Matrigel o trattati con il 10% di siero o 50 nanogrammi per millilitro di proteina morfogenetica ossea-7.La seconda figura mostra i cambiamenti nella morfologia neuronale dei neuroni SCG del ratto E21 dopo il trattamento con BMP-7. Le micrografie rappresentative del contrasto di fase all'ingrandimento 10 X mostrano il corpo cellulare neuronale circolare con assoni nei neuroni di controllo nel pannello A e neuroni con più processi simili a dendrite corti se trattati con BMP-7 mostrati dalle frecce nei neuroni B.Cultured SCG del pannello seguendo trattamenti appropriati possono essere utilizzati per l'analisi morfologica utilizzando la colorazione immunocitochimica per l'analisi genomica e per studi biochimici , ad esempio per le analisi proteomiche. Fare riferimento al manoscritto per protocolli dettagliati per l'immunostaining e la preparazione del campione per l'analisi proteomica.La figura tre mostra l'immunostaining dalla proteina MAP-2 nei neuroni simpatici dei ratti embrionali coltivati. I pannelli da A a D mostrano neuroni SCG coltivati trattati con mezzi di controllo e pannelli da E a H mostrano neuroni trattati con BMP-7 a 50 nanogrammi per millilitro per cinque giorni. Micrografie rappresentative che mostrano la colorazione immunocitochimica dei neuroni con proteina associata al microtubulo-2 in C e G, una macchia nucleare in D e H con micrografie a contrasto di fase in B e F, ed emergono dei tre canali in A e D.La colorazione immunocitochimica dalla proteina associata al microtubulo-2 è presente nel corpo cellulare e negli assoni prossimali dei neuroni di controllo nel pannello C.E la colorazione dalla proteina MAP-2 nel corpo cellulare , e i dendriti nei neuroni trattati con BMP-7 sono nel pannello G.Ecco una serie di gangli cervicali superiori trattati con mezzi di controllo, che hanno rilevato 1.100 proteine.L'ontologia genica che utilizzava il database panther scoprì che la maggior parte delle proteine erano citoplasmatiche. Tuttavia, c'erano proteine e proteine legate alla membrana alle giunzioni cellulari nel campione. Questa analisi ha anche rivelato che le proteine che sono coinvolte in una vasta gamma di vie di segnalazione neuronale sono state rilevate nel campione.In conclusione, dopo aver visto questo video, dovresti essere in grado di isolare e coltura i neuroni ganglionali cervicali superiori embrionali del ratto per l'analisi morfologica e proteomica. Questo lavoro è stato finanziato dal fondo di sviluppo della facoltà e dal programma di ricerca estiva al Saint Mary's College of California.

culturing-rat-sympathetic-neurons-from-embryonic-superior-cervical

Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Questo è un protocollo che descrive come isolare e colture primarie di neuroni simpatici gangli cervicale superiore (SCG) di cuccioli di ratto appena nati.

Protocollo per la coltura neuroni simpatico da Rat gangli cervicale superiore (SCG)

Noi descriviamo un protocollo per l'utilizzo di proteine ​​morfogenetiche dell'osso-7 (BMP-7) o Matrigel per indurre selettivamente la crescita dendritica in primarie neuroni simpatici dissociate dai gangli cervicale superiore (SCG) di ratti perinatali.

Indurre crescita dendritica in colture di neuroni simpatici

Il protocollo descrive un sistema modello efficiente e riproducibile per studiare herpes simplex virus di tipo 1 (HSV-1) latenza e riattivazione. Il dosaggio utilizza omogenei culture neurone simpatico e consente la dissezione molecolare del virus-neurone interazioni utilizzando una varietà di strumenti interferenza tra RNA e l'espressione di proteine ​​ricombinanti.

A primaria del sistema cultura Neuron per lo Studio della latenza del virus Herpes Simplex e la riattivazione

Questo video mostra una procedura per isolare i neuroni del ganglio della radice dorsale (DRG) da embrioni di ratto e co-coltivarli con i precursori delle cellule di Schwann per generare cellule di Schwann mature. I DRG isolati vengono elaborati per isolare i neuroni e le cellule gliali. Le cellule isolate vengono coltivate per purificare i neuroni, che vengono poi co-coltivati con cellule simili a cellule di Schwann (SCLC) in un terreno di co-coltura. L'interazione con i neuroni DRG porta alla...

Isolamento di neuroni DRG e cocoltura con precursori cellulari di Schwann per generare cellule di Schwann

Questo video mostra una tecnica per isolare e coltivare le cellule dei gangli della radice dorsale (DRG) dalla colonna vertebrale del ratto. I DRG asportati dalla colonna vertebrale vengono trattati con enzimi e dissociati meccanicamente per ottenere una sospensione unicellulare. Le cellule vengono coltivate in un terreno contenente inibitori e fattori di crescita che limitano la proliferazione delle cellule gliali e promuovono la crescita neuronale, rispettivamente.

Stabilire una coltura cellulare primaria di gangli della radice dorsale da una colonna vertebrale di ratto

Qui descriviamo una delle cellule di Schwann (SC) saggio transizione, in cui SC sono in grado di sviluppare lungo gli assoni si estendono.

Analizzando lo sviluppo delle cellule di Schwann Murine lungo gli assoni in crescita

Viene descritto un protocollo per generare un sistema di co-coltura costituito da neuroni derivati da cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC), neuroni corticali primari e astrociti. Questo sistema di co-coltura consente di rilevare la formazione di contatti sinaptici e circuiti tra nuovi neuroni derivati da iPSC e neuroni corticali preesistenti che esprimono la canalrodopsina-2.

Un approccio per la valutazione optogenetic Formazione di connessioni neuronali in un sistema di co-coltura

I principali gangli pelvici contengono neuroni parasimpatici e simpatici che innervare gli organi pelvici. Qui descriviamo un metodo di dissezione e forniamo schemi per l'identificazione di questi gangli e dei loro nervi associati. Questi metodi possono essere applicati alla manipolazione sperimentale di questi gangli in vivo o alla rimozione post-mortem per ulteriori studi.

Dissezione dei Gangli autonomi pelvici e dei nervi associati nei ratti maschi e Femmine

I cambiamenti fisiopatologici nel sistema nervoso autonomo cardiaco, specialmente nel suo ramo simpatico, contribuiscono all'insorgenza e al mantenimento delle aritmie ventricolari. Nel presente protocollo, mostriamo come caratterizzare i gangli stellati murini per migliorare la comprensione dei processi molecolari e cellulari sottostanti.

Posizione, dissezione e analisi del Ganglio Stellato Murine

Questo protocollo descrive la preparazione dettagliata e a basso input del campione per il sequenziamento a nucleo singolo, compresa la dissezione dei gangli cervicali e stellati superiori del topo, la dissociazione cellulare, la crioconservazione, l'isolamento del nucleo e il codice a barre hashtag.

Isolamento del nucleo a basso ingresso e multiplexing con anticorpi con codice a barre dei gangli simpatici del topo per il sequenziamento dell'RNA a nucleo singolo

Il presente protocollo descrive un modello murino di ablazione dell'innervazione adrenergica mediante l'identificazione e la resezione del ganglio cervicale superiore.

Tecnica chirurgica per ganglionectomia cervicale superiore in modello murino

Impara a isolare e coltivare neuroni simpatici embrionali di ratto dai gangli cervicali superiori per analisi morfologica e proteomica. Questo protocollo consente studi approfonditi sullo sviluppo neuronale.

Ticare i neuroni simpatici dei ratti da Ganglia cervicale superiore embrionale per l'analisi morfologica e proteomica

Esplora altri video