Name: Elettroencefalogramma video continuo durante lipossia-ischemia nei topi neonatali (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Impara a registrare elettroencefalogramma video continuo in topi neonatali durante ipossia-ischemia. Questa tecnica consente di correlare attività elettrografiche a eventi comportamentali per studiare le crisi neonatali.

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Riconosciamo le seguenti fonti di finanziamento: NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Università della Virginia.
1. Costruzione di elettrodi / costruzione di cavi
<ol><li>Utilizzare un filo di acciaio inossidabile isolato unipolare (diametro nudo di 0,005 ", 0,008") per creare un elettrodo collegato con un connettore a presa femmina (connettore presa femmina 0,079).</li>
	<li>Utilizzare uno speciale cavo su misura per collegare gli animali all'amplificatore.<ol>
<li>Collegare un connettore maschio a 4 pin (connettore maschio 0,079") all'amplificatore operazionale (op-amp) a 4 canali di unità di guadagno corrispondente all'impedenza. Collegare un resistore da 10K ai fili che si collegano alla batteria da 9 V. Un filo di terra non collegato all'amplificatore operazionale funge da punto medio della batteria.</li>
		<li>Collegare un'estremità del cavo (AWG, 0,012" OD) all'amplificatore operazionale e collegare l'altra estremità del cavo all'amplificatore.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Chirurgia di impianto di elettrodi
<ol><li>Anestetizzare il cucciolo (giorno 9 postnatale) con il 4-5% di isoflurano in una cappa a flusso verso il basso. Prima dell'inizio della procedura, iniettare i cuccioli con bupivacaina (0,02-0,05 ml, 0,25% di infiltrazione locale sottocutanea).</li>
	<li>Una volta che l'animale è immobile, trasferirlo in uno stadio stereotassico con un cono nasale. Usa il retro della barra dell'orecchio in quanto è morbido per tenere la testa ferma. A questa età, i cuccioli non hanno un orecchio completamente sviluppato per utilizzare l'estremità appuntita della barra dell'orecchio.</li>
	<li>Abbassare il flusso di isoflurano e mantenerlo al 2,5-3%. Tieni d'occhio la respirazione costante del cucciolo durante la procedura chirurgica. Pizzicare la coda per controllare la risposta al dolore e quindi procedere all'incisione.</li>
	<li>Sterilizzare l'area di incisione sul cranio con betadina e alcool (3 cicli di alternanza di iodio ed etanolo al 70%). Drappeggiare la parte del corpo circostante in modo tale che la regione dell'incisione sia visibile.</li>
	<li>Aprire il cuoio capelluto anteriormente-posteriore da leggermente sopra gli occhi e ritrarre circa 0,5 cm di pelle. Riposizionare la testa del mouse sullo stadio stereotassico in modo che la pelle tiri verso l'esterno esponendo il cranio.</li>
	<li>Applicare il perossido di idrogeno sul cranio usando un batuffolo di cotone e raschiare il cranio pulito usando una lama di bisturi. Il cranio è molto morbido; prestare attenzione durante il raschiamento.</li>
	<li>Applicare una goccia (circa 50 μL) di adesivo e stenderlo intorno all'area del cranio esposta utilizzando il suo applicatore. Esporre alla luce UV per 40 s per impostare l'adesivo.</li>
	<li>Misurate le coordinate utilizzando il bregma esposto come riferimento. Impiantare elettrodi bilateralmente nella regione CA1 dell'ippocampo [-3,5 mm Dorsale-Ventrale (DV), ±2 mm Mediale-Laterale (ML), -1,75 mm Profondità (D)] e bilateralmente nella corteccia parietale [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] e un elettrodo di riferimento nel cervelletto17. Utilizzare un ago da 32 G per creare un foro nella regione contrassegnata.</li>
	<li>Pulire il sangue dalla superficie del cranio. Elettrodi inferiori attaccati al connettore della presa femmina nel cervello con l'aiuto del braccio stereotassico e fissati in posizione con acrilico dentale. Impiantare l'elettrodo nel cervello. L'auricolare con connettore a presa si trova sulla parte superiore del cranio incollato insieme da acrilico dentale.</li>
	<li>Iniettare ketoprofene (5 mg/kg) per via sottocutanea nella regione interscapolare una volta fissato l'elettrodo. Rimetti i cuccioli con la madre. NOTA: introdurre metà della lettiera con l'auricolare in una sola volta alla madre piuttosto che introdurli uno alla volta. Ciò impedirà alla madre di danneggiare l'auricolare del cucciolo.</li>
</ol>3. Configurazione e registrazione EEG (baseline/pre-infortunio)
<ol><li>Dopo 24 ore di recupero dopo l'impianto dell'elettrodo, posizionare ogni animale in una camera di plexiglas riscaldata (37 °C) su misura per la registrazione EEG. Questa camera servirà anche come camera per l'ipossia.</li>
	<li>Collegare i cuccioli nella camera a un sistema di monitoraggio video-EEG tramite un cavo flessibile (cavo op-amp personalizzato). NOTA: con l'auricolare in posizione, i mouse sono liberamente mobili e non presentano differenze di comportamento. Una volta attaccati ai fili dell'elettrodo, i fili devono essere regolati all'interno del cavo della camera in modo da fornire la giusta quantità di allentamento in modo che il cucciolo possa muoversi liberamente in tutta la camera.</li>
	<li>Digitalizza i dati EEG a 1000 Hz con guadagno 1K utilizzando un amplificatore erba. Rivedere il segnale EEG (filtro passa banda tra 3-70 Hz) in un secondo momento utilizzando un software (ad esempio, LabChart Pro).</li>
	<li>Registrare un EEG al basale pre-lesione per 30 minuti prima di disconnettere gli animali per la procedura di legatura dell'arteria carotidea.</li>
</ol>4. Legatura dell'arteria carotide sinistra
<ol><li>Anestetizzare il cucciolo (giorno 10 postnatale) con il 4-5% di isoflurano in un cappuccio a flusso verso il basso e posizionarlo su una configurazione appositamente disposta su un waterbath pad. Posizionare l'animale supino e fissare gli arti anteriori con del nastro adesivo.<ol>
<li>Abbassare il flusso di isoflurano al 2-3%. Pizzicare la coda per la risposta al dolore e monitorare la respirazione durante la procedura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sterilizzare l'area di incisione (tra mandibola e clavicola) sul lato sinistro del collo con betadina e alcool (3 cicli di iodio alternato ed etanolo al 70%).</li>
	<li>Fai un'incisione lunga circa 1 cm sul lato sinistro del collo usando microscissori. Utilizzando un microscopio di dissezione, ritrarre con cura il tessuto sottocutaneo e la pelle per esporre l'arteria carotide. Fare attenzione a identificare il nervo vago (che corre lateralmente all'arteria) e separarlo delicatamente e ritrarlo dall'arteria.</li>
	<li>Infilare una sutura di seta sterile lunga 5 cm sotto l'arteria usando microforze. Legare una sutura a doppio nodo attorno all'arteria al flusso occluso.</li>
	<li>Tagliare la sutura in eccesso e chiudere l'arteria esposta tirando indietro il tessuto sottocutaneo e la pelle. Utilizzare il legame veterinario per sigillare l'incisione.</li>
	<li>Riposizionare l'animale su un monitoraggio EEG continuo in una camera a temperatura ambiente, che viene posizionata su un materasso riscaldante. Effettuare controlli della temperatura a infrarossi della temperatura interna del cucciolo per evitare di aprire la camera. Lasciare che l'animale si riprenda per 1 ora prima dell'ipossia.</li>
</ol>5. EEG e ipossia
<ol><li>Monitorare continuamente FiO2 (frazione di ossigeno inspirato) all'interno della camera tramite un monitor di ossigeno.</li>
	<li>Lavare la camera con 60 L/min di 100% N2 e 0,415 L/min per 100% O2. Una volta che la saturazione di ossigeno nella camera raggiunge il 12%, ridurre il flusso di N2 a 10 L / min mantenendo invariato il flusso di O2 . Con piccole regolazioni, mantenere il FiO2 all'8% per 45 minuti.</li>
	<li>Dopo 45 minuti di esposizione all'ipossia, riportare la FiO2 al 21%.</li>
	<li>Chiedi ai cuccioli di recuperare in camera e monitorare l'EEG per 2 ore post-ipossia.</li>
	<li>Dopo il completamento del periodo di registrazione, scollegare i topi dalla registrazione EEG e tornare alla madre.</li>
</ol>6. Analisi EEG
<ol><li>Analizza il file EEG con il video in LabChart Pro. Chiedi a un ricercatore in cieco di contrassegnare l'EEG per convulsioni e modelli di sfondo17. Le convulsioni sono definite come un evento elettrografico della durata superiore a 10 secondi con scariche d'onda acuta ritmiche ad alta frequenza (≥3x basale) con chiara evoluzione17.</li>
	<li>Chiedi a un secondo ricercatore in cieco di rivedere gli eventi contrassegnati a caso per l'accordo.</li>
	<li>Rivedere il video associato per ogni evento elettrografico marcato e analizzare in base al punteggio di crisi comportamentale del roditore neonatale16. In breve, questo punteggio varia da 0-6 (immobilità a grave comportamento tonico-clonico). Per caratterizzare ulteriormente la semiologia convulsiva, analizzare il comportamento per la lateralità (movimenti multifocali / bilaterali vs. focali / unilaterali vs. misti).</li>
	<li>Creare uno spettrogramma di potenza. Utilizzare una trasformazione di Fourier veloce con una finestra dati Coseno-Campana con una dimensione di 1024 punti dati. Crea un asse x liscio nello spettrogramma con l'aiuto di una sovrapposizione di finestre dell'87,5%. Esprimere la potenza come μV218.</li>
</ol>

<ol><li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Fetal+%26+Neonatal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal & Neonatal Medicine. , (2013).</li>
<li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+Seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Volpe%27s+Neurology+of+the+Newborn%22%5BJournal%5D)">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , Elsevier. 275-321 (2018).</li>
<li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li>
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<li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li>
<li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22Magnetic+Resonance+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li>
</ol>

Abbiamo presentato un modello per il monitoraggio video-EEG continuo nei topi neonatali durante le crisi ipossico-ischemiche. L'analisi video in combinazione con l'EEG consente la caratterizzazione della semiologia convulsiva. L'analisi dell'EEG consente l'estrazione di spettrogrammi di potenza e l'analisi dell'ampiezza di fondo.
Il posizionamento corretto e attento degli elettrodi è fondamentale in questo protocollo, poiché lesioni durante il posizionamento dell'elettrodo o un posizionamento ...

L'encefalopatia ischemica ipossica (HIE) è una condizione che colpisce 1,5 neonati su 1000 all'anno ed è la causa più comune di convulsioni neonatali1,2. I neonati che sopravvivono sono a rischio di varie disabilità neurologiche come paralisi cerebrale, disabilità intellettiva ed epilessia3,4,5.
I modelli animali svolgono un ruolo fondamentale nella comprensione e nello studio della fisiopatologia dell'ipossia ischemia e delle convulsioni neonatali6,7. Un modello di Vannucci modificato viene utilizzato per indurre l'ischemia da ipossia (HI) al giorno 10 postnatale (p10)7,8. I cuccioli di topo di questa età si traducono neurologicamente approssimativamente nel termine completo neonato umano9.
Il monitoraggio video elettroencefalografico continuo (EEG) utilizzato in combinazione con questo modello di lesione consente un'ulteriore comprensione e caratterizzazione delle crisi ischemiche ipossiche neonatali. Studi precedenti hanno utilizzato vari metodi per analizzare le convulsioni neonatali nei roditori, tra cui registrazioni video, registrazioni EEG limitate e registrazioni EEG di telemetria10,11,12,13,14,15,16. Nel seguente manoscritto, discutiamo in profondità il processo di registrazione di video EEG continui nei cuccioli di topo durante l'ipossia-ischemia. Questa tecnica per il monitoraggio video continuo dell'EEG nei cuccioli di topo neonatale potrebbe essere applicata a una varietà di modelli di malattie e convulsioni.

<table><tbody><tr><td>SURGERY</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Applicatore a sfera</td><td>Metrex Research</td><td>8300-F</td><td>Applicatore i-bond</td></tr><tr><td>Cranioplast (Polvere/Resina)</td><td>Coltene</td><td>H00383</td><td>Perm Reline/Power</td></tr><tr><td>I-Bond</td><td>Kulzer GmbH, Germania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LOOK Silk Suture</td><td>Surgical Specialities Corporation</td><td>SP115</td><td>LOOK SP115 Seta intrecciata nera Sutura chirurgica non assorbibile</td></tr><tr><td>RS-5168 Pinze Botvin Strumento</td><td>chirurgico Roboz Pinza</td><td>RS5168</td><td>per chirurgia/legatura</td></tr><tr><td>Pinze Graefe RS-5138 Strumento</td><td>chirurgico Roboz</td><td>RS5138</td><td>Pinze per chirurgia/legatura</td></tr><tr><td>Luce UV per I-Bond</td><td>Blast Lite By First Media</td><td>BL778</td><td>Luce UV per I-bond</td></tr><tr><td>Vannas Forbice</td> <td>da microdissezioneRoboz Strumento Chirurgico</td><td>RS5618</td><td>Forbice per legatura</td></tr><tr><td>Vet Bond</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Vet Glue</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HYPOXIA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypoxidial</td><td>Starr Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygen sensor</td><td>Medical Products</td><td></td><td>MiniOxI- analizzatore/sensore di ossigeno per impianto di ipossia</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EEG RECORDING</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Connettore femmina 0.079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>832-10-024-10-001000</td><td>Ordinato da Digikey</td></tr><tr><td>Grass Amplifier</td><td>Natus Neurology Incorporated</td><td></td><td>Grass Product</td></tr><tr><td>LabChart Pro</td><td>ADI Instruments</td><td></td><td>Software per far funzionare il sistema</td></tr><tr><td>Connettore femmina maschio 0,079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>833-43-024-20-001000</td><td>Ordinato da Digikey</td></tr><tr><td>Amplificatore operazionale</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2274CD</td><td>TLC2274 Amplificatore operazionale rail-to-rail Quad</td></tr><tr><td>Quad Amplificatore operazionale</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td></td><td>TLC2272ACDR TLC2274 Amplificatore operazionale rail-to-rail a basso rumore Quad Amplificatore operazionale</td></tr><tr><td>Filo di acciaio inossidabile</td><td>A-M Systems</td><td>791400</td><td>0.005" Bare/0.008" Rivestito 100 piedi</td></tr><tr><td>Filo ultra-flessibile</td><td>McMaster-Carr</td><td>9564T1</td><td>36 Filo di garza di vari colori</td></tr></tbody></table>

elettroencefalogramma video continuo durante l'ipossia-ischemia nei topi neonatali

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

L'ischemia da ipossia è la causa più comune di convulsioni neonatali. I modelli animali sono cruciali per comprendere i meccanismi e la fisiologia alla base delle convulsioni neonatali e dell'ischemia da ipossia. Questo manoscritto descrive un metodo per il monitoraggio continuo dell'elettroencefalogramma video (EEG) nei topi neonatali per rilevare le convulsioni e analizzare lo sfondo EEG durante l'ischemia da ipossia. L'uso di video ed EEG in combinazione consente la descrizione della semiologia delle convulsioni e la conferma delle convulsioni. Questo metodo consente anche l'analisi degli spettrogrammi di potenza e delle tendenze del modello di sfondo EEG nel periodo di tempo sperimentale. In questo modello di ischemia ipossia, il metodo consente la registrazione EEG prima della lesione per ottenere una linea di base normativa e durante la lesione e il recupero. Il tempo totale di monitoraggio è limitato dall'incapacità di separare i cuccioli dalla madre per più di quattro ore. Sebbene in questo manoscritto abbiamo utilizzato un modello di convulsioni ipossico-ischemiche, questo metodo per il monitoraggio EEG video neonatale potrebbe essere applicato a diversi modelli di malattie e convulsioni nei roditori.

Semiologia convulsiva
L'esposizione neonatale all'ipossia-ischemia provoca convulsioni sia generalizzate che focali nei topi (Figura 1A-C). Le registrazioni video EEG consentono di correlare i risultati elettrografici al comportamento sul video. Questi comportamenti sono stati valutati utilizzando un punteggio comportamentale per roditori neonatali (BSS) precedentemente pubblicato. Oltre alla BSS, abbiamo classific...

Questo manoscritto descrive un metodo per registrazioni EEG video continue utilizzando elettrodi di profondità multipli in topi neonatali sottoposti a ipossia-ischemia.

Elettroencefalogramma video continuo durante l'ipossia-ischemia nei topi neonatali

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

L'encefalopatia ipossico-ischemica è la causa più comune di convulsioni neonatali. Questo modello murino di crisi ischemiche ipossiche e di videoencefalografia continua o EEG può aiutare ulteriormente la nostra comprensione e caratterizzazione delle crisi neonatali. Questa tecnica facilita l'acquisizione di registrazioni di videoencefalografia di alta qualità in un modello di lesione neonatale e può aiutare in studi futuri sui meccanismi delle convulsioni neonatali, sugli esiti e sui test terapeutici.A dimostrare la procedura sarà Pravin Wagley. Uno specialista di laboratorio del mio laboratorio. Per la chirurgia dell'impianto di elettrodi.Dopo aver confermato la mancanza di risposta al riflesso del dolore in un topo anestetizzato dopo il parto del nono giorno, posizionare il topo in uno stadio stereotassico con un cono nasale e utilizzare il lato opposto della barra auricolare per tenere ferma la testa. Sterilizzare l'area dell'incisione sul cranio con tre scrub alternati di betaina ed etanolo al 70% e utilizzare un telo fenestrato per coprire il topo mantenendo visibile la regione dell'incisione. Aprire il cuoio capelluto anteriormente posteriore da leggermente sopra gli occhi e ritrarre circa mezzo centimetro di pelle.Riposizionare la testa sul tavolino stereotassico in modo che la pelle tiri verso l'esterno per esporre il cranio e utilizzare un batuffolo di cotone per applicare il perossido di idrogeno. Usa la lama di un bisturi per raschiare accuratamente il cranio. E applicare una goccia di circa 50 microlitri di adesivo sull'osso.Usa l'applicatore per stendere l'adesivo sul cranio e posiziona l'adesivo sotto la luce ultravioletta per 40 secondi. Quando l'adesivo si è solidificato, misurare le coordinate utilizzando come riferimento il bregma esposto. E usa un ago calibro 32 per creare fori per gli elettrodi bilateralmente nella regione CA1 dell'ippocampo, bilateralmente nella corteccia parietale e nel cervelletto.Pulisci il sangue dalla superficie del cranio e usa il braccio stereotassico per abbassare gli elettrodi attaccati al connettore della presa femmina nel cervello. Impiantare ogni elettrodo nel cervello e fissare gli elettrodi in posizione con l'acrilico dentale. Incolla l'auricolare al cranio con altro acrilico dentale.Iniettare per via sottocutanea cinque milligrammi per chilogrammo di ketoprofene in ogni cucciolo. Quando tutti gli elettrodi sono stati fissati in almeno metà della cucciolata, restituisci i cuccioli alla madre. 24 ore dopo l'impianto dell'elettrodo, posizionare ogni animale in una camera di plexiglas personalizzata a 37 gradi Celsius per la registrazione EEG e utilizzare un cavo flessibile di amplificazione operazionale su misura per collegare i cuccioli a un sistema di monitoraggio EEG video.Utilizzare un amplificatore differenziale multicanale per digitalizzare i dati EEG a 1000 Hertz con un guadagno di un chilo e rivedere il segnale EEG in un software di analisi appropriato. Quindi registrare un EEG basale pre-infortunio per 30 minuti, prima di scollegare gli animali per la procedura di contenzioso dell'arteria carotide. Dopo aver registrato i dati EEG di base, sterilizzare la pelle tra la mandibola e la clavicola sul lato sinistro del collo con betaina ed etanolo come dimostrato.E fai un'incisione di circa un centimetro sul lato sinistro del collo. Metti il cucciolo sotto un microscopio da dissezione e ritrai con cura il tessuto sottocutaneo e la pelle per esporre l'arteria carotide. Posizionare un pezzo di cinque centimetri di sutura di seta sterile sotto l'arteria.Identificare il nervo vago e separare e ritrarre delicatamente il nervo dall'arteria. Manovrare la sutura in modo che sia solo sotto l'arteria. Dopo aver identificato il nervo vago, separare e ritrarre delicatamente il nervo dall'arteria e utilizzare una micro pinza per infilare un pezzo di cinque centimetri di sutura di seta sterile sotto l'arteria.Legare una sutura a doppio nodo attorno all'arteria per occludere il flusso e tagliare la sutura in eccesso. Sostituire il tessuto sottocutaneo e la pelle sopra l'arteria esposta e utilizzare Vetbond per sigillare l'incisione. Quindi riposizionare l'animale in una camera a temperatura ambiente posta su un materasso riscaldante ed eseguire controlli della temperatura a infrarossi della temperatura interna del cucciolo per evitare di aprire la camera.Dopo aver lasciato che i cuccioli si riprendessero per un'ora con il monitoraggio continuo della frazione di ossigeno inspirato, lavare la camera con 60 litri al minuto di azoto al 100% e 0,415 litri al minuto di ossigeno al 100%. Una volta che la saturazione di ossigeno nella camera raggiunge il 12%, diminuire il flusso di azoto a 10 litri al minuto mantenendo inalterato il flusso di ossigeno. Effettuando piccole regolazioni se necessario, mantenere la frazione di ossigeno inspirato all'8% per 45 minuti.Dopo 45 minuti di esposizione all'ipossia, riportare la frazione di ossigeno inspirato al 21% e lasciare che i cuccioli si riprendano nella camera con monitoraggio EEG per due ore. Al termine del periodo di registrazione, scollegare i topi dal sistema EEG e restituire i cuccioli alla madre. Le registrazioni video EEG consentono di correlare i risultati elettrografici al comportamento in video.La maggior parte degli eventi osservati in questo modello coinvolge comportamenti focali unilaterali o misti. Durante il periodo ipossico, un sottogruppo di topi mostra tipicamente un'attività convulsiva non compulsiva, durante la quale i cuccioli sono immobili con un'attività convulsiva sostenuta all'EEG. In questa analisi, l'attività basale era simile al background precedentemente descritto nei cuccioli di topo P 10.Dopo il contenzioso e prima dell'inizio dell'ipossia, un sottogruppo di topi ha mostrato convulsioni convulsive. Dopo l'induzione dell'ipossia, l'ampiezza di fondo sull'EEG è stata ridotta. E sono state mostrate esplosioni intermittenti di scariche di onde di picco, seguite da soppressione.I topi hanno mostrato convulsioni elettrografiche che emergono da uno sfondo soppresso come scariche ritmiche di onde spike che sono progredite fino a diventare più complesse e frequenti con le onde polis-spike. Durante l'ipossia, l'analisi dello spettrogramma di potenza è nota per le asimmetrie tra l'emisfero ischemico e quello controlaterale. L'emisfero ischemico mostra un pattern di soppressione dello scoppio e l'emisfero controlaterale mostra un fondo soppresso.Durante la riossigenazione e il recupero, un sottogruppo di topi continua ad avere convulsioni per il resto del periodo di registrazione. Il fondo EEG è soppresso rispetto al basale dopo l'ipossia, con un recupero graduale osservato durante il periodo di registrazione post-ipossia. Quando si lavora con i cuccioli neonati, la precisione è fondamentale.Inoltre, è necessario prestare particolare attenzione a riposizionare i cuccioli con la madre in gruppi dopo le procedure chirurgiche. L'elettroencefalografia video può essere utilizzata nei cuccioli neonatali in combinazione con istopatologia, imaging e comportamento per esaminare l'impatto delle convulsioni neonatali sulla chirurgia delle lesioni e sugli esiti comportamentali.

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