Name: Una guida passo-passo allelettroantennography delle zanzare (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-03-10T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 39 s
Description: Impara l'elettroantennografia in zanzare per studiare le risposte olfattive usando Aedes aegypti, Anopheles stephensi e altre specie. Questo metodo aiuta a comprendere l'attrazione chimica e le strategie di controllo dei parassiti.

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Sono grato al Dr. Clément Vinauger e al Dr. Jeffrey Riffell per le utili discussioni. I seguenti reagenti sono stati ottenuti tramite BEI Resources, NIAID, NIH: Anopheles stephensi, Ceppo STE2, MRA-128, contributo di Mark Q. Benedict; Aedes aegypti, Strain ROCK, MRA-734, contributo di David W. Severson; Culex quinquefasciatus, Ceppo JHB, Uova, NR-43025. L'autore ringrazia il Dr. Jake Tu, il Dr. Nisha Duggal, il Dr. James Weger e Jeffrey Marano per aver fornito uova di zanzara Culex quinquefasciatus e Anopheles stephensi (ceppo: Liston). Aedes albopictus e Toxorhynchites rutilus septentrionalis derivano da zanzare campestri raccolte dall'autore nell'area di New River Valley (VA, USA). Questo lavoro è stato sostenuto dal Dipartimento di Biochimica e dal Fralin Life Science Institute.

1. Preparazione della soluzione salina
<ol><li>Preparare la soluzione salina in anticipo e conservare in frigorifero.</li>
	<li>Seguire Beyenbach e Masia26 per preparare la soluzione. NOTA: Ricetta salina in mM: 150,0 NaCl, 25,0 HEPES, 5,0 glucosio, 3,4 KCl, 1,8 NaHCO3, 1,7 CaCl 2 e 1,0 MgCl2. Il pH è regolato a 7,1 con 1 M NaOH. Non aggiungere glucosio o saccarosio alla preparazione in questo momento per aumentare la conservazione a scaffale. Aggiungere la quantità necessaria alla soluzione salina subito prima di eseguire gli EAG (circa 50 ml per esperimento).</li>
</ol>2. Preparazione e conservazione degli odori
<ol><li>Preparare in anticipo le miscele di odoranti o le diluizioni di composti singoli in flaconcini ambrati da 1,5 mL e conservare a -20 °C per prevenire la degradazione del composto. NOTA: Le concentrazioni dipenderanno dal test da condurre. 0,1% o 1% sono comunemente usati per determinare se un composto può essere rilevato o meno. Per una curva dose-risposta, preparare diluizioni seriali di una data sostanza chimica e testarle dalle concentrazioni più basse a quelle più alte.</li>
	<li>Preparare le diluizioni in acqua, etanolo, esano, olio di paraffina o olio minerale, a seconda della solubilità della sostanza chimica testata.</li>
	<li>Assicurarsi di preparare un controllo del solvente (un flaconcino contenente solo il solvente) per l'esperimento.</li>
	<li>Rimuovere gli odori dal congelatore 30 minuti prima di iniziare gli esperimenti per consentire loro di scongelare. Vortice ogni flaconcino prima dell'uso per mescolare bene la sostanza chimica e il solvente.</li>
	<li>Pipettare 10 μL di soluzione su un pezzo di carta da filtro (0,5 cm x 2 cm) caricato all'interno di una siringa di vetro etichettata o di una pipetta Pasteur.</li>
	<li>Caricare ogni composto o miscela in una pipetta o siringa Pasteur specifica per evitare la contaminazione. NOTA: caricare 10 minuti prima di iniziare l'esperimento in modo che l'odore possa diffondersi nella siringa ma non più a lungo per evitare la degradazione. Lasciare che la pipetta o la siringa Pasteur rimangano chiuse in questo momento per consentire una buona diffusione della sostanza chimica prima dell'inizio dell'esperimento.</li>
	<li>Dopo ogni corsa EAG, smaltire il pezzo di carta da filtro e sostituirlo con uno nuovo per evitare che la carta si impregni eccessivamente e rischi il blocco dell'ago. Sostituire regolarmente gli aghi (ogni 10 esecuzioni).</li>
</ol>3. Separazione delle zanzare
<ol><li>Isolare le zanzare il giorno degli esperimenti.</li>
	<li>Utilizzare zanzare che hanno almeno 6 giorni il giorno degli esperimenti per aumentare le possibilità che le femmine si accoppiano per migliorare la loro risposta agli odori legati all'ospite. NOTA: Regolare l'età delle zanzare al momento del test a seconda del progetto. Controllare e armonizzare lo stato fisiologico (ad esempio, nutriti con sangue, affamati, mai nutriti in precedenza, ecc.).</li>
	<li>Far morire di fame le zanzare fino a 12 ore (cioè nessun accesso allo zucchero) per aumentare la loro motivazione e sensibilità.</li>
	<li>Mettere il contenitore delle zanzare in frigorifero (4 °C) fino a quando non smettono di volare in modo che le persone possano essere facilmente trasferite delicatamente in tazze singole con una pinza. NOTA: Le specie con una maggiore tolleranza al freddo possono essere abbattute utilizzando una piattaforma per mosche CO2 . Assicurarsi che le zanzare non rimangano a lungo su di esso per evitare l'essiccazione, che ridurrebbe la reattività della preparazione EAG della zanzara.</li>
	<li>Conservare le tazze contenenti singole zanzare a temperatura ambiente prima che vengano eseguiti gli EAG e scartare eventuali zanzare che non possono essere utilizzate durante il giorno.</li>
</ol>4. Supporto dell'elettrodo e preparazione capillare
<ol><li>Trazione capillare, preparazione e conservazione<ol><li>Utilizzare capillari borosilicati con filamenti (I.D: 0,78 mm, O.D: 1 mm). Tirarli a seconda dell'attrezzatura27. NOTA: Conservare i capillari tirati in una capsula di Petri. Posizionare la capsula di Petri su pezzi di cera o argilla da modellare non profumata per evitare che si muovano e si rompano.</li>
		<li>Prima di eseguire l'esperimento EAG, rompere delicatamente la punta di 2 capillari con un paio di pinze al microscopio. NOTA: Assicurarsi che uno sia leggermente più grande dell'altro per adattarsi al collo (capillare più grande) o alle punte delle antenne (capillare più piccolo). Assicurarsi che il taglio sia pulito senza crepe presenti sulla parete capillare. Ciò richiede pazienza e pratica.</li>
		<li>Se ancora intatti, riutilizzare questi capillari dopo il risciacquo con acqua deionizzata (DI) al termine dell'esperimento. Rimuovere l'acqua in eccesso applicando delicatamente una salvietta detergente contro la punta. Riporre in magazzino la capsula di Petri. Se la punta è storta, scartare il capillare.</li>
	</ol></li>
	<li>Supporto per elettrodi e montaggio capillare<ol><li>Etichettare i due portaelettrodi come "registrazione" e "riferimento" utilizzando pezzi di nastro da laboratorio di colori diversi. Ciò contribuirà a guidare il montaggio della testa della zanzara e degli elettrodi.</li>
		<li>Assicurarsi che i supporti degli elettrodi siano liberi all'interno e che non siano presenti detriti di borosilicato.</li>
		<li>Cloridizzazione: immergere i fili d'argento dei portaelettrodi in candeggina pura per circa 5 minuti. I fili passano dal grigio chiaro lucido al grigio scuro opaco.</li>
		<li>Allentare il tappo di gomma e riempire l'interno del capillare con una soluzione salina al 10% utilizzando un ago da 20 G.</li>
		<li>Riempire il capillare borosilicato con la soluzione salina usando una siringa. Assicurarsi che non siano presenti bolle né nel supporto dell'elettrodo né nel capillare tirato. NOTA: Per ridurre le possibilità di avere bolle nel capillare, continuare a spingere la soluzione salina nel capillare mentre si estrae delicatamente l'ago e utilizzare i capillari con un filamento. È possibile caricare i capillari con una soluzione composta da gel elettrodo 1:3 e soluzione salina. Questo può aiutare a prevenire l'evaporazione della soluzione salina e può essere particolarmente utile quando si impara e si praticano gli EAG, poiché lo sperimentatore avrà bisogno di più tempo per completare i diversi passaggi.</li>
		<li>Dopo l'immersione, sciacquare i fili d'argento con acqua DI e inserirli nei due capillari. Assicurarsi che la punta del filo sia inferiore a 1 mm dalla punta del capillare. Assicurarsi che il capillare passi l'anello di gomma all'interno del supporto dell'elettrodo senza rompersi. Stringere delicatamente il tappo di gomma. Verificare che non siano presenti bolle d'aria.</li>
		<li>Utilizzare il capillare con l'apertura più ampia sul supporto dell'elettrodo di riferimento (collo) e l'apertura più piccola sul supporto dell'elettrodo di registrazione (antenne).</li>
		<li>Lasciare i due supporti per elettrodi montati su una salvietta per la pulizia a umido per evitare che la punta si asciughi fino al momento di montare la testa.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Preparazione del carro EAG (Figura 1)
<ol><li>Assicurarsi che la tabella dell'aria sia alzata, che non vi siano blocchi nella compagnia aerea. Assicurarsi che il serbatoio dell'aria medica sia ancora pieno per evitare di cambiarlo nel bel mezzo dell'esperimento. Assicurati che ci siano bolle nell'umidificatore.</li>
	<li>Sistema di erogazione dell'aria e degli impulsi<ol><li>Accendere il serbatoio del gas medicale.</li>
		<li>Controllare il livello dei due misuratori di portata. NOTA: Il flussometro che controlla la corrente d'aria principale che bagna la preparazione durante l'intero esperimento dovrebbe essere a 140 ml / min e l'altro relativo all'impulso di odore dovrebbe leggere 15 ml / min.</li>
	</ol></li>
	<li>Se si esegue GC-EAD, accendere la macchina, i serbatoi di gas e creare / caricare il file / metodo.</li>
	<li>Accendere i computer, le applicazioni software, l'alimentatore della valvola e verificare la connessione Internet affinché l'applicazione software funzioni.<ol><li>Applicazione software: è possibile scrivere un breve script per fornire l'impulso.</li>
		<li>Software EAG: utilizzare qualsiasi software di elettrofisiologia.</li>
		<li>Implementare i parametri nel software (ad esempio, amplificatore, durata della registrazione, durata degli impulsi, ecc.).</li>
	</ol></li>
	<li>Erogare un impulso di controllo per verificare che la valvola che eroga gli impulsi sia funzionante.</li>
	<li>Impostare l'alimentazione a 5,2 V. Verificare i parametri dell'amplificatore. NOTA: I parametri utilizzati per i dati qui presentati sono: filtro a bassa chiusura di 0,1 Hz; filtro di taglio elevato di 500 Hz; Guadagno di x100.</li>
</ol>6. Preparazione e montaggio della testa di zanzara (Figura 2)
<ol><li>Posizionare una piastra di alluminio sul ghiaccio e posizionare un pezzo di salvietta per la pulizia umida su di esso.</li>
	<li>Metti una piccola cucchiaiata di gel per elettrodi in un angolo.</li>
	<li>Metti una tazza di zanzara sul ghiaccio e lascia raffreddare la zanzara per un paio di minuti, o fino a quando non smette di volare. NOTA: Alcune specie sono resistenti al freddo e potrebbero richiedere una rapida anestesia su una piattaforma di mosca CO2 per scendere. Meno la zanzara rimane accesa, meglio è.</li>
	<li>Posiziona la zanzara sul retro e aggancia la punta di ogni antenna (solo una piccola parte dell'ultimo segmento) con micro forbici.</li>
	<li>Utilizzare una pinza per trascinare la zanzara vicino all'elettrodo gel dollop e immergere delicatamente la punta di ciascuna antenna nel gel. Evitare di immergere più dell'ultimo segmento nel gel dell'elettrodo.</li>
	<li>Usando una pinza, estrai le antenne delle zanzare mantenendoli uno accanto all'altro. Lasciateli uscire insieme dal gel. Assicurarsi che le antenne non tocchino la superficie della salvietta detergente, altrimenti potrebbero separarsi.</li>
	<li>Posiziona la zanzara su un lato e taglia la testa usando micro forbici o una lama di rasoio. NOTA: Una volta tagliata la testa, procedere rapidamente ai passaggi successivi e al rig EAG per avviare le registrazioni. La preparazione dovrebbe rimanere reattiva per circa 30 minuti.</li>
	<li>Prendere l'elettrodo di riferimento e immergere delicatamente la punta nel gel. Tenere in contatto con i tessuti del collo e lasciare che la testa si attacchi su di esso.</li>
	<li>Spostare i supporti dell'elettrodo sotto il microscopio EAG e visualizzare attraverso il microscopio per posizionare l'elettrodo di testa (cioè di riferimento) su un micromanipolatore. Assicurarsi che le antenne siano al centro.</li>
	<li>Afferrare l'elettrodo di registrazione, posizionarlo davanti alle punte delle antenne. Spostalo e allinealo il più vicino possibile alle punte usando il micromanipolatore. Utilizzando il microscopio, spostare la punta dell'elettrodo di registrazione verso le antenne.</li>
	<li>Collegare entrambi i supporti degli elettrodi all'amplificatore prima di inserire le punte per evitare che si muovano dopo l'inserimento.</li>
	<li>Inserire le punte delle antenne nell'elettrodo di registrazione. Assicurarsi che entrino in contatto con la soluzione salina e il gel dell'elettrodo e siano visibili dalla trasparenza attraverso il capillare. L'antenna entra per "effetto aspirazione".</li>
	<li>Regolare la posizione della testa e delle punte con una pinza al microscopio, se necessario.</li>
	<li>Posizionare il tubo della compagnia aerea vicino alla preparazione della testa di zanzara (distanza: 1 cm). NOTA: Se la testa cade, tornare alla stazione di dissezione e rimontare la testa o prepararne una nuova se è stata persa o se sono trascorsi più di 5 minuti da quando la testa è stata tagliata. Una buona connessione tra il capillare e il collo / antenne è essenziale per un basso rumore e una registrazione affidabile. Idealmente, le punte delle antenne si troveranno a meno di 1 mm dal filo dell'elettrodo di registrazione una volta inserite.</li>
	<li>Spegnere la sorgente luminosa, se utilizzata.</li>
	<li>Posizionare la linea di aspirazione vicino alla preparazione della testa di zanzara (distanza: 20 cm) e allinearsi con la linea aerea principale. NOTA: Il vuoto aiuterà a rimuovere le sostanze chimiche che circondano la preparazione della testa dopo lo stimolo, il che potrebbe portare a risposte EAG dopo l'applicazione degli impulsi.</li>
</ol>7. Registrazioni
<ol><li>Dopo aver inserito le punte delle antenne, accendere l'amplificatore e il riduttore di rumore. Osservare il segnale di base e assicurarsi che non sia rumoroso. NOTA: osservare se sono presenti grandi oscillazioni nel segnale elettrico. Regolare la posizione della testa e delle punte delle antenne secondo necessità fino a quando il segnale non è pulito. Usa clip a coccodrillo per mettere a terra tutto ciò che introduce rumore nella gabbia di Faraday o nella tavola d'aria. Un segnale di base inferiore a 0,01 mV di ampiezza è ideale per rilevare e discriminare le risposte EAG minute.</li>
	<li>Una volta che il livello di rumore è soddisfacente, inserire la prima siringa per l'odore da testare nel foro dell'aria.</li>
	<li>Chiudi la gabbia di Faraday. Non stare davanti alla preparazione, per ridurre il rumore.</li>
	<li>Fare clic su Registra sul software EAG.</li>
	<li>Erogare gli impulsi utilizzando l'applicazione software. NOTA: Il numero e la durata degli impulsi varieranno a seconda degli esperimenti. Qui sono stati utilizzati singoli impulsi da 1 s. per odorante. Gli odori erano separati da 45 s.</li>
	<li>Notare la risposta delle antenne delle zanzare nel quaderno di laboratorio. NOTA: Se l'odorante viene rilevato dalle antenne delle zanzare, si osserva una chiara deflessione del segnale (vedere Figura 3A).</li>
	<li>Procedere con l'odore o la concentrazione successiva. Non dimenticare di randomizzare la presentazione degli odori a meno che non venga eseguita una curva dose-risposta. NOTA: negli esperimenti devono essere utilizzati un controllo negativo e un controllo positivo. Ciò garantirà che le risposte osservate siano effettivamente risposte olfattive e non dovute a rumore meccanico o elettrico.</li>
	<li>Al termine della registrazione, applicare un controllo positivo per verificare che le antenne siano ancora reattive. NOTA: Utilizzare benzaldeide allo 0,1% o all'1% poiché tutte le specie di zanzare testate finora hanno risposto a questo composto.</li>
	<li>Procedere con la prossima preparazione delle zanzare.</li>
</ol>8. Pulizia
<ol><li>Spegnere l'amplificatore, il riduttore di rumore, la compagnia aerea e il computer.</li>
	<li>Riportare gli odori nel congelatore.</li>
	<li>Rimuovere la carta da filtro dalle siringhe di vetro e pulire con etanolo al 100% se i residui sono visibili sulle pareti. Lasciare asciugare su una salvietta detergente per tutta la notte.</li>
	<li>Pulire i portaelettrodi con acqua DI per rimuovere ogni possibile traccia di sale. Asciugare applicando delicatamente contro un pezzo di salvietta detergente.</li>
	<li>Metti la zanzara nel congelatore e smaltisci 24 ore dopo. NOTA: Se si lavora con zanzare infette, seguire i requisiti di sicurezza presso il proprio istituto.</li>
</ol>9. Analisi dei dati
<ol><li>Misurare manualmente o automaticamente le risposte EAG. NOTA: qui viene misurata l'ampiezza EAG (-mV). Media se sono stati applicati più impulsi per ogni composto. A seconda del software utilizzato, gli EAG possono essere rilevati e misurati automaticamente. Tuttavia, è essenziale ispezionare ogni risposta individualmente per verificare la forma della risposta e valutare l'eventuale riporto, risposta ritardata, ecc. La risposta EAG ideale è allineata con l'impulso, mostra una chiara deflessione ed è ripetibile tra i preparati di zanzare (Figura 3).</li>
	<li>Presentare i dati grezzi per mostrare una variabilità minima, un segnale a basso rumore e risposte chiare (Figura 3B). NOTA: i dati possono anche essere normalizzati (ad esempio, Z-score). Il valore di controllo negativo (ad esempio, olio minerale) (cioè la linea di base) può essere sottratto dalla risposta e, in caso contrario, deve essere presentato nelle figure. Dovrebbe essere presentato anche un controllo positivo.</li>
	<li>Eseguire analisi statistiche utilizzando qualsiasi software di statistica28.</li>
</ol>

<ol><li>World Health Organization. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((World+health+statistics+2019%3A+monitoring+health+for+the+SDGs%2C+sustainable+development+goals%5BTitle%5D)+AND+%22World+Health+Organization%22%5BJournal%5D)">World health statistics 2019: monitoring health for the SDGs, sustainable development goals.</a> World Health Organization. , Geneva. (2019).</li>
<li>Takken, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+olfaction+in+host-seeking+of+mosquitoes%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Tropical+Insect+Science%22%5BJournal%5D)">The role of olfaction in host-seeking of mosquitoes: a review.</a> International Journal of Tropical Insect Science. 12 (1-2-3), 287-295 (1991).</li>
<li>Zwiebel, L. J., Takken, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+regulation+of+mosquito-host+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochemistry+and+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Olfactory regulation of mosquito-host interactions.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 34 (7), 645-652 (2004).</li>
<li>Potter, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stop+the+biting%3A+targeting+a+mosquito%27s+sense+of+smell%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Stop the biting: targeting a mosquito's sense of smell.</a> Cell. 156 (5), 878-881 (2014).</li>
<li>Paluch, G., Bartholomay, L., Coats, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosquito+repellents%3A+a+review+of+chemical+structure+diversity+and+olfaction%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Management+Science%22%5BJournal%5D)">Mosquito repellents: a review of chemical structure diversity and olfaction.</a> Pest Management Science. 66 (9), 925-935 (2010).</li>
<li>Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+investigation+on+the+antennal+receptors+of+the+silk+moth+during+chemical+and+mechanical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Experientia%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological investigation on the antennal receptors of the silk moth during chemical and mechanical stimulation.</a> Experientia. 13 (2), 89-91 (1957).</li>
<li>Raguso, R. A., Light, D. M., Pickersky, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+responses+of+Hyles+lineata+%28Sphingidae%3A+Lepidoptera%29+to+volatile+compounds+from+Clarkia+breweri+%28Onagraceae%29+and+other+moth-pollinated+flowers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram responses of Hyles lineata (Sphingidae: Lepidoptera) to volatile compounds from Clarkia breweri (Onagraceae) and other moth-pollinated flowers.</a> Journal of Chemical Ecology. 22 (10), 1735-1766 (1996).</li>
<li>Schweitzer, E. S., Sanes, J. R., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ontogeny+of+electroantennogram+responses+in+the+moth%2C+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Ontogeny of electroantennogram responses in the moth, Manduca sexta.</a> Journal of Insect Physiology. 22 (7), 955-960 (1976).</li>
<li>Martel, V., Anderson, P., Hansson, B. S., Schlyter, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+modulation+of+olfaction+by+physiological+state+in+the+Egyptian+leaf+worm+Spodoptera+littoralis+%28Lepidoptera%3A+Noctuidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Peripheral modulation of olfaction by physiological state in the Egyptian leaf worm Spodoptera littoralis (Lepidoptera: Noctuidae).</a> Journal of Insect Physiology. 55 (9), 793-797 (2009).</li>
<li>Spaethe, J., Brockmann, A., Halbig, C., Tautz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size+determines+antennal+sensitivity+and+behavioral+threshold+to+odors+in+bumblebee+workers%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissenschaften%22%5BJournal%5D)">Size determines antennal sensitivity and behavioral threshold to odors in bumblebee workers.</a> Naturwissenschaften. 94 (9), 733-739 (2007).</li>
<li>Suchet, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Floral+scent+variation+in+two+Antirrhinum+majus+subspecies+influences+the+choice+of+na%C3%AFve+bumblebees%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioral+Ecology+and+Sociobiology%22%5BJournal%5D)">Floral scent variation in two Antirrhinum majus subspecies influences the choice of naïve bumblebees.</a> Behavioral Ecology and Sociobiology. 65 (5), 1015-1027 (2011).</li>
<li>De Jong, R., Pham-Delègue, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+responses+related+to+olfactory+conditioning+in+the+honeybee+%28Apis+mellifera+ligustica%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram responses related to olfactory conditioning in the honeybee (Apis mellifera ligustica).</a> Journal of Insect Physiology. 37 (4), 319-324 (1991).</li>
<li>Patte, F., Etcheto, M., Marfaing, P., Laffort, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+stimulus-response+curves+for+59+odourants+in+the+honeybee%2C+Apis+mellifica%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram stimulus-response curves for 59 odourants in the honeybee, Apis mellifica.</a> Journal of Insect Physiology. 35 (9), 667-675 (1989).</li>
<li>Alcorta, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+electroantennogram+in+Drosophila+melanogaster+and+its+use+for+identifying+olfactory+capture+and+transduction+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Characterization of the electroantennogram in Drosophila melanogaster and its use for identifying olfactory capture and transduction mutants.</a> Journal of Neurophysiology. 65 (3), 702-714 (1991).</li>
<li>Park, K. C., Ochieng, S. A., Zhu, J., Baker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+discrimination+using+insect+electroantennogram+responses+from+an+insect+antennal+array%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Senses%22%5BJournal%5D)">Odor discrimination using insect electroantennogram responses from an insect antennal array.</a> Chemical Senses. 27 (4), 343-352 (2002).</li>
<li>Du, Y. J., Millar, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+and+oviposition+bioassay+responses+of+Culex+quinquefasciatus+and+Culex+tarsalis+%28Diptera%3A+Culicidae%29+to+chemicals+in+odors+from+Bermuda+grass+infusions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram and oviposition bioassay responses of Culex quinquefasciatus and Culex tarsalis (Diptera: Culicidae) to chemicals in odors from Bermuda grass infusions.</a> Journal of Medical Entomology. 36 (2), 158-166 (1999).</li>
<li>Costantini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+and+behavioural+responses+of+the+malaria+vector+Anopheles+gambiae+to+human-specific+sweat+components%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+and+Veterinary+Entomology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram and behavioural responses of the malaria vector Anopheles gambiae to human-specific sweat components.</a> Medical and Veterinary Entomology. 15 (3), 259-266 (2001).</li>
<li>Collins, L. E., Blackwell, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+studies+of+potential+oviposition+attractants+for+Toxorhynchites+moctezuma+and+T.+amboinensis+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Entomology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram studies of potential oviposition attractants for Toxorhynchites moctezuma and T. amboinensis mosquitoes.</a> Physiological Entomology. 23 (3), 214-219 (1998).</li>
<li>Seenivasagan, T., Sharma, K. R., Sekhar, K., Ganesan, K., Prakash, S., Vijayaraghavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram%2C+flight+orientation%2C+and+oviposition+responses+of+Aedes+aegypti+to+the+oviposition+pheromone+n-heneicosane%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology+Research%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram, flight orientation, and oviposition responses of Aedes aegypti to the oviposition pheromone n-heneicosane.</a> Parasitology Research. 104 (4), 827-833 (2009).</li>
<li>Puri, S. N., Mendki, M. J., Sukumaran, D., Ganesan, K., Prakash, S., Sekhar, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroantennogram+and+behavioral+responses+of+Culex+quinquefasciatus+%28Diptera%3A+Culicidae%29+females+to+chemicals+found+in+human+skin+emanations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Electroantennogram and behavioral responses of Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae) females to chemicals found in human skin emanations.</a> Journal of Medical Entomology. 43 (2), 207-213 (2014).</li>
<li>Cooperband, M. F., McElfresh, J. S., Millar, J. G., Carde, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attraction+of+female+Culex+quinquefasciatus+Say+%28Diptera%3A+Culicidae%29+to+odors+from+chicken+feces%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Attraction of female Culex quinquefasciatus Say (Diptera: Culicidae) to odors from chicken feces.</a> Journal of Insect Physiology. 54 (7), 1184-1192 (2008).</li>
<li>Dekker, T., Ignell, R., Ghebru, M., Glinwood, R., Hopkins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+mosquito+repellent+odours+from+Ocimum+forskolei%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Identification of mosquito repellent odours from Ocimum forskolei.</a> Parasites & Vectors. 4 (1), 183(2011).</li>
<li>Choo, Y. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+chemical+ecology+approach+for+the+identification+of+an+oviposition+attractant+for+Culex+quinquefasciatus%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Reverse chemical ecology approach for the identification of an oviposition attractant for Culex quinquefasciatus.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), 714-719 (2018).</li>
<li>Wolff, G. H., Lahondère, C., Vinauger, C., Riffell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromodulation+and+differential+learning+across+mosquito+species%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Neuromodulation and differential learning across mosquito species.</a> bioRxiv. , 755017(2019).</li>
<li>Lahondère, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+olfactory+basis+of+orchid+pollination+by+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">The olfactory basis of orchid pollination by mosquitoes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 117 (1), 708-716 (2020).</li>
<li>Beyenbach, K., Masia, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+conductances+of+principal+cells+in+Malpighian+tubules+of+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Membrane conductances of principal cells in Malpighian tubules of Aedes aegypti.</a> Journal of Insect Physiology. 48, 375-386 (2002).</li>
<li>Oesterle, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOesterle%2C+A+%22The+Pipette+Cookbook%22">The Pipette Cookbook</a>. , (2018).</li>
<li>R Core Team. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((R%3A+A+language+and+environment+for+statistical+computing%5BTitle%5D)+AND+%22R+Foundation+for+Statistical+Computing%22%5BJournal%5D)">R: A language and environment for statistical computing.</a> R Foundation for Statistical Computing. , Vienna, Austria. (2018).</li>
<li>Afify, A., Betz, J. F., Riabinina, O., Lahondère, C., Potter, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commonly+used+insect+repellents+hide+human+odors+from+Anopheles+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Commonly used insect repellents hide human odors from Anopheles mosquitoes.</a> Current Biology. 29 (21), 3669-3680 (2019).</li>
<li>Martin, F., Riveron, J., Alcorta, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+temperature+modulates+olfactory+reception+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Environmental temperature modulates olfactory reception in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Insect Physiology. 57 (12), 1631-1642 (2011).</li>
<li>Qiu, Y. T., Gort, G., Torricelli, R., Takken, W., van Loon, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+blood-feeding+on+olfactory+sensitivity+of+the+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae%3A+application+of+mixed+linear+models+to+account+for+repeated+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Effects of blood-feeding on olfactory sensitivity of the malaria mosquito Anopheles gambiae: application of mixed linear models to account for repeated measurements.</a> Journal of Insect Physiology. 59 (11), 1111-1118 (2013).</li>
<li>Taylor, B., Jones, M. D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+circadian+rhythm+of+flight+activity+in+the+mosquito+Aedes+aegypti+%28L.%29%3A+the+phase-setting+effects+of+light-on+and+light+off%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">The circadian rhythm of flight activity in the mosquito Aedes aegypti (L.): the phase-setting effects of light-on and light off.</a> Journal of Experimental Biology. 51 (1), 59-70 (1969).</li>
<li>Eilerts, D. F., VanderGiessen, M., Bose, E. A., Broxton, K., Vinauger, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor-specific+daily+rhythms+in+the+olfactory+sensitivity+and+behavior+of+Aedes+aegypti+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">Odor-specific daily rhythms in the olfactory sensitivity and behavior of Aedes aegypti mosquitoes.</a> Insects. 9 (4), 147(2018).</li>
<li>Krishnan, B., Dryer, S. E., Hardin, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+rhythms+in+olfactory+responses+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Circadian rhythms in olfactory responses of Drosophila melanogaster.</a> Nature. 400 (6742), 375-378 (1999).</li>
<li>Pelletier, J., Guidolin, A., Syed, Z., Cornel, A. J., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockdown+of+a+mosquito+odorant-binding+protein+involved+in+the+sensitive+detection+of+oviposition+attractants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Knockdown of a mosquito odorant-binding protein involved in the sensitive detection of oviposition attractants.</a> Journal of Chemical Ecology. 36 (3), 245-248 (2010).</li>
</ol>

L'autore non ha nulla da rivelare.

I comportamenti mediati dall'olfatto sono influenzati da molti fattori, tra cui fisiologici (ad esempio, età, ora del giorno) e ambientali (ad esempio, temperatura, umidità relativa)30. Pertanto, quando si eseguono EAG, è essenziale utilizzare insetti che si trovano nello stesso stato fisiologico (ad esempio, monitoraggio dell'età, fame, accoppiamento)31 e mantenere anche un ambiente caldo e umido intorno alla preparazione per evitare l'essiccazione. Una temperatura intorno...

Le zanzare sono gli organismi più letali sulla terra, reclamano la vita di oltre un milione di persone all'anno e mettono più della metà della popolazione mondiale a rischio di esposizione agli agenti patogeni che trasmettono, mentre mordono1. Questi insetti si basano su una vasta gamma di segnali (termici, visivi, meccanici, olfattivi, uditivi) per individuare un ospite di cui nutrirsi (sia vegetale che animale), per l'accoppiamento e l'ovideposizione, nonché per evitare i predatori sia allo stadio larvale che a quello adulto 2,3. Tra questi sensi, l'olfatto gioca un ruolo critico nei comportamenti sopra menzionati, in particolare per la rilevazione a medio-lungo raggio di molecole odoranti 2,3. Gli odori emessi da un ospite o da un sito di ovideposizione sono rilevati da vari recettori olfattivi specifici (ad esempio, GR, OR, IR) situati sulla proboscide dei palpi di zanzara, tarsi e antenne 2,3.
Poiché l'olfatto è una componente chiave dei loro comportamenti di ricerca dell'ospite (piante e animali), accoppiamento e ovideposizione, costituisce quindi un obiettivo ideale da studiare per sviluppare nuovi strumenti per il controllo delle zanzare4. La ricerca su repellenti (ad esempio, DEET, IR3535, picaridina) ed esche (ad esempio, BG sentinella human lesca) è estremamente prolifica5, ma a causa delle attuali sfide nel controllo delle zanzare (ad esempio, resistenza agli insetticidi, specie invasive), è essenziale sviluppare nuovi metodi di controllo efficienti informati dalla biologia delle zanzare.
Molte tecniche (ad esempio, olfattometro, saggi di atterraggio, elettrofisiologia) sono state utilizzate per valutare la bioattività di composti o miscele di composti nelle zanzare. Tra questi, l'elettroantennography (o elettroantennogrammi (EAG)) può essere utilizzata per determinare se gli odori vengono rilevati dalle antenne delle zanzare. Questa tecnica è stata inizialmente sviluppata da Schneider6 ed è stata utilizzata in molti generi di insetti diversi da allora, tra cui falene 7,8,9, bombi 10,11, api 12,13 e moscerini della frutta 14,15 per citarne alcuni. L'elettroantennography è stata anche impiegata utilizzando vari protocolli, tra cui antenne singole o multiple nelle zanzare 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25.
Le zanzare sono insetti relativamente piccoli e delicati con antenne piuttosto sottili. Mentre eseguire EAG su insetti più grandi come falene o bombi è relativamente facile a causa delle loro dimensioni maggiori e antenne più spesse, condurre EAG nelle zanzare può essere difficile. In particolare, il mantenimento di un buon rapporto segnale-rumore e una preparazione reattiva duratura sono due requisiti principali per la riproducibilità e l'affidabilità dei dati.
La guida passo-passo agli EAG a basso rumore qui proposta offre direttamente soluzioni a queste limitazioni e rende questo protocollo applicabile a diverse specie di zanzare di vari generi, tra cui Aedes, Anopheles, Culex e Toxorhynchites, e descrive la tecnica sia per le femmine che per i maschi. L'elettroantennography offre un modo rapido ma affidabile per esaminare e determinare composti bioattivi che possono quindi essere sfruttati nello sviluppo di esche dopo che la valenza è stata determinata con saggi comportamentali.

<table><tbody><tr><td>Tavolo d'aria Banco pulito</td><td>TMC</td><td>https://www.techmfg.com/products/labtables/cleanbench63series/accessoriess</td><td>Riduttore di rumore</td></tr><tr><td>Scheda analogico-digitale</td><td>National Instruments</td><td>BNC-2090A</td><td></td></tr><tr><td>Flowbuddy da banco completo</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-122BC</td><td>Per anestetizzare le zanzare</td></tr><tr><td>Capillare in vetro borosillicato</td><td>Strumento</td> <td>SutterB100-78-10</td><td>Per effettuare la registrazione e i riferimenti capillari</td></tr><tr><td>Prodotti chimici</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Benzaldeide: 418099-100 mL; Acido butirrico: B103500-100 ml; 1-esanolo: 471402-100 ml; Olio minerale: M8410-1L</td><td>Sostanze chimiche utilizzate per gli esperimenti qui presentati</td></tr><tr><td>CO2</td><td>Airgas o Praxair</td><td>N/A</td><td>Per anestetizzare le zanzare</td></tr><tr><td>Sorgente di luce fredda</td><td>Volpi</td><td>NCL-150</td><td></td></tr><tr><td>Siringhe monouso</td><td>BD</td><td>1 mL (309628)&nbsp; / 3 mL (309657)Cavi</td><td></td></tr> <tr><td>per elettrodi</td><td>World Precision Instruments</td><td>5371</td><td></td></tr><tr><td>Gel per elettrodi senza sale</td><td>Parkerlabs</td><td>12-08-Spectra-360</td><td></td></tr><tr><td>Gabbia di Faraday</td><td>TMC</td><td>https://www.techmfg.com/products/electric-and-magnetic-field-cancellation/faradaycages</td><td>Riduttore di rumore</td></tr><tr><td>Flussimetri</td><td>Bel-art</td><td>65 mm (H40406-0010) / 150 mm (H40407-0075)</td><td>Uno di ogni</td></tr><tr><td>fiale e tappi GCMS</td><td>Thermo-fisher scientific</td><td>2-SVWKA8-CPK</td><td>Per preparare diluizioni odorizzanti</td></tr><tr><td>Siringhe di vetro (Fortuna)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z314307</td><td>Per l'erogazione degli odori alla preparazione EAG</td></tr><tr><td>Humbug</td><td>Quest Scientific</td><td>http://www.quest-sci.com/</td> <td>Riduttore di rumore</td></tr><tr><td>2 mm Jack Holder, stretto, 90 gradi, con filo</td><td>A-M Systems</td><td>675748</td><td>Portaelettrodo</td></tr><tr><td>Basi magnetiche</td><td>Kanetec</td><td>MB-FX</td><td>x 2</td></tr><tr><td>MATLAB + Toolboxes</td><td>Mathworks</td><td>https://www.mathworks.com/products/matlab.html</td><td>Per l'erogazione degli impulsi</td></tr><tr><td>Aria medicale</td><td>Airgas o Praxair</td><td>N/A</td><td>Per la principale compagnia aerea</td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Micromanipolatori Nikkon</td><td>SMZ-800N</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipolatore compatto a tre assi grossolano/fine</td><td>Narishige</td><td>MHW-3</td><td>x 2</td></tr><tr><td>Amplificatore per microelettrodi con headstage</td><td>A-M Systems</td><td>Modello 1800</td><td></td></tr><tr><td>Forniture per l'allevamento delle zanzare</td><td></td> Aghi https://www.bioquip.com/Search/WebCatalog.asp <td></td><td>Bioquip</td></tr><tr><td></td><td>BD</td><td>25G (305127) / 21G (305165)</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Pasteur</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-6A</td><td>Per l'erogazione degli odori alla preparazione EAG</td></tr><tr><td>Tubi in PTFE di diversi diametri</td><td>Mc Master Carr</td><td>N/A</td><td>Per collegare l'elettrovalvola, flussometro, linea aerea ecc.</td></tr><tr><td>Alimentatore 30V/5A DC</td><td>Dr. Meter</td><td>PS-305DM</td><td></td></tr><tr><td>R versione 3.5.1</td><td>R progetto</td><td>https://www.r-project.org/</td> <td>Per analisi dati</td></tr><tr><td>Relè per elettrovalvola</td><td>N/A</td><td>Filo</td> d'argento su <td></td>misura</tr><tr><td>0.01"</td><td>A-M Systems</td><td>782500</td><td></td></tr><tr><td>Elettrovalvola (a 3 vie)</td><td>The Lee Company</td><td>LHDA0533115H</td><td></td></tr><tr><td>Software WinEDR</td><td>Software di elettrofisiologia Strathclyde</td><td>WinEDR V3.9.1</td><td>Per la registrazione EAG</td></tr><tr><td>Carta Whatman</td><td>Cole Parmer</td><td>UX-06648-03</td><td>Per caricare la sostanza chimica in una siringa di vetro / pipetta Pasteur</td></tr></tbody></table>

una guida passo-passo all'elettroantennography delle zanzare

A Step-by-Step Guide to Mosquito Electroantennography

Le zanzare femmine sono gli animali più letali sulla terra, rivendicando la vita di oltre 1 milione di persone ogni anno a causa di agenti patogeni che trasmettono quando acquisiscono un pasto di sangue. Per individuare un ospite di cui nutrirsi, le zanzare si affidano a una vasta gamma di segnali sensoriali, tra cui visivi, meccanici, termici e olfattivi. Lo studio descrive una tecnica, l'elettroantennography (EAG), che consente ai ricercatori di valutare se le zanzare possono rilevare singole sostanze chimiche e miscele di sostanze chimiche in modo dipendente dalla concentrazione. Se accoppiata con la gascromatografia (GC-EAG), questa tecnica consente di esporre le antenne a uno spazio di testa completo / miscela complessa e determina quali sostanze chimiche presenti nel campione di interesse, la zanzara può rilevare. Questo è applicabile agli odori del corpo ospite, nonché ai bouquet floreali delle piante o ad altri odori ecologicamente rilevanti (ad esempio, odori dei siti di ovideposizione). Qui, abbiamo descritto un protocollo che consente lunghe durate di tempo di risposta alla preparazione ed è applicabile sia alle zanzare femmine che ai maschi di più generi, tra cui le zanzare Aedes, Culex, Anopheles e Toxorhynchites . Poiché l'olfatto gioca un ruolo importante nelle interazioni zanzara-ospite e nella biologia delle zanzare in generale, EAG e GC-EAG possono rivelare composti di interesse per lo sviluppo di nuove strategie di controllo dei vettori di malattia (ad esempio, esche). Integrato con saggi comportamentali, è possibile determinare la valenza (ad esempio, attrattivo, repellente) di ciascuna sostanza chimica.

L'elettroantennography è un potente strumento per determinare se una sostanza chimica o una miscela di sostanze chimiche viene rilevata da un'antenna di insetti. Può anche essere utilizzato per determinare la soglia di rilevazione per una data sostanza chimica utilizzando un aumento graduale della concentrazione (cioè la risposta della curva di dose, Figura 4B). Inoltre, è utile testare gli effetti del repellente sulla risposta agli odori legati all'ospite29.
<p c...

Il presente articolo descrive un protocollo passo-passo per elettroantennogrammi di successo e a basso rumore in diversi generi di zanzare, comprese sia femmine che maschi.

Una guida passo-passo all'elettroantennography delle zanzare

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when ...

Per l'elettroantennography, l'utilizzo di zanzare in uno stato fisiologico specifico e coerente è fondamentale per ottenere risultati affidabili. Il protocollo passo-passo consente registrazioni elettroantennografiche durature nelle zanzare. Il metodo può essere utilizzato in diverse specie di zanzare e sia nei maschi che nelle femmine.La tecnica elettroantennografica può anche essere trasposta ad altri modelli di insetti, tra cui coleotteri, mosche, insetti bacianti e formiche. Per iniziare, rimuovere le fiale ambrate da 1,5 millilitri contenenti le miscele di odori e un controllo del solvente dal congelatore a 20 gradi Celsius in cui sono conservate per prevenire la degradazione. Quindi, pipettare 10 microlitri della soluzione odorante su un pezzo di carta da filtro caricato all'interno di una siringa di vetro etichettata.Isolare le zanzare il giorno dell'esperimento. Lavorando al microscopio, rompere delicatamente la punta di due capillari borosilicati con filamenti usando un paio di pinze. Prima di eseguire l'elettroantennography, o esperimento EAG, assicurarsi che i supporti degli elettrodi siano liberi all'interno, senza detriti di borosilicato.Quindi eseguire la cloridizzazione immergendo i fili d'argento dei supporti degli elettrodi in pura candeggina per cinque minuti, fino a quando i fili diventano scuri, grigio opaco. Quindi risciacquare i fili. Allentare il tappo di gomma e utilizzare un ago da 20 gauge per riempire l'interno del capillare con soluzione salina.Risciacquare i capillari e inserire i fili nei due capillari. Mantenere la punta del filo a meno di un millimetro dalla punta del capillare. Far passare il capillare attraverso l'anello di gomma all'interno del supporto dell'elettrodo senza romperlo e stringere delicatamente il tappo di gomma, dopo aver verificato che non siano presenti bolle d'aria.Utilizzare il capillare con l'apertura più ampia sul supporto dell'elettrodo di riferimento e l'apertura più piccola sul supporto dell'elettrodo di registrazione. Lasciare i due supporti per elettrodi montati su una salvietta per la pulizia a umido per evitare che la punta si asciughi fino al momento di montare la testa. Assicurarsi che la tabella dell'aria sia sollevata.Non c'è alcun blocco nella compagnia aerea e l'aria è accesa. Verificare che il serbatoio di aria medica sia pieno per evitare di cambiarlo nel mezzo dell'esperimento e confermare le bolle nell'umidificatore. Accendere i computer, le applicazioni software e l'alimentatore della valvola.Dopo aver verificato la connessione Internet, erogare un impulso di controllo per verificare che la valvola che eroga gli impulsi sia funzionante. Posizionare una piastra di alluminio sul ghiaccio con un pezzo di salvietta per la pulizia umida su di esso e mettere una piccola cucchiaiata di gel per elettrodi in un angolo. Metti una tazza di zanzara sul ghiaccio per far raffreddare la zanzara.Tagliare la punta di ogni antenna della zanzara con micro forbici. Utilizzare una pinza per trascinare la zanzara vicino all'elettrodo gel dollop e immergere delicatamente la punta di ciascuna antenna nel gel. Usando una pinza, estrai le antenne delle zanzare, mantenendoli uno accanto all'altro.Tritare la testa della zanzara usando micro forbici. Immergere delicatamente la punta dell'elettrodo di riferimento nel gel e metterlo a contatto con il collo, lasciando che la testa si attacchi ad esso. Posizionare l'elettrodo della testa di riferimento su un micro manipolatore.Collegare entrambi i supporti degli elettrodi all'amplificatore. Utilizzare il micromanipolatore per posizionare l'elettrodo di registrazione il più vicino possibile alle punte dell'antenna. Quindi inserire le punte dell'antenna nell'elettrodo di registrazione.Posizionare il tubo della compagnia aerea vicino alla preparazione della testa di zanzara, a un centimetro. Accendere l'amplificatore e il riduttore di rumore e assicurarsi che il segnale di base non sia rumoroso. Una volta che il livello di rumore è soddisfacente, inserire la prima siringa antiodore nel foro dell'aria per eseguire il test e chiudere la gabbia di Faraday.Quindi fare clic su registra sul software EAG per erogare l'impulso. Misurare le risposte EAG come ampiezza in millivolt e quindi procedere con l'odore o la concentrazione successiva. L'esperimento dimostra con successo che le specie di zanzare possono esibire risposte olfattive variabili a diverse sostanze chimiche.C'era un'assenza di risposta all'olio minerale, che è stato usato come controllo negativo. L'errore nei risultati dovuto al rumore elettrico può essere ridotto mettendo a terra gli elementi nella gabbia di Faraday, utilizzando clip a coccodrillo. La soglia di risposta allo stesso odorante può variare in grandezza per diverse specie di zanzare.Ad esempio, le zanzare Toxorhynchites rutilus septentrionalis producono EAG molto grandi, rispetto ad Aedes aegypti, Anopheles stephensi e Culex quinquefasciatus. È stata notata una grande deflessione in risposta al controllo positivo, la benzaldeide. Mentre c'era una mancanza di risposta al controllo negativo, olio minerale.Queste risposte medie antennali sono mostrate in un diagramma a barre. Inoltre, la soglia di rilevamento di una sostanza chimica specifica per ciascuna specie di zanzara è stata determinata presentando l'antenna, le concentrazioni crescenti della sostanza chimica e tracciando una curva dose-risposta. È importante iniziare la registrazione il prima possibile dopo che la testa è stata tagliata e montata, per garantire una grande reattività della preparazione.L'EAG consente di determinare se le antenne delle zanzare rispondono a una determinata sostanza chimica a una determinata concentrazione. Tuttavia, non consente di determinare l'equilibrio di questa sostanza chimica. Ad esempio, se si tratta di un attrattivo o di un pentimento.

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Presentiamo una nuova procedura chirurgica per impiantare elettrodi in Manduca sexta durante le sue prime fasi metamorfiche. Questa tecnica consente un accoppiamento meccanicamente stabile ed elettricamente affidabile con il tessuto neuromuscolare per studiare la dinamica della neurofisiologia del volo. Presentiamo anche una nuova piattaforma di levitazione magnetica per studi legati sull'imbardata degli insetti.

All&#39;inizio metamorfica Tecnologia Inserzione per Insect Volo monitoraggio del comportamento

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Utilizzando due metodi per stimare l'espressione genica nei principali appendici gustative di Aedes aegypti, abbiamo individuato il set di geni putativamente sottostanti le risposte neuronali di composti amari e ripugnanti, come determinato da un esame elettrofisiologico.

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Questo studio introduce protocolli sperimentali per un drone bio-ibrido per il rilevamento degli odori basato su antenne silkmoth. Viene presentato il funzionamento di un dispositivo sperimentale di elettroantennogramma con antenne silkmoth, oltre alla struttura di un drone bio-ibrido progettato per la localizzazione della fonte di odore utilizzando l'algoritmo spiral-surge.

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Sono descritte le procedure per studiare i comportamenti di sondaggio e ingestione delle zanzare Culex tarsalis sulle mani umane utilizzando l'elettropenetragrafia AC-DC.

Elettropenetragrafia AC-DC per lo studio dei comportamenti di sondaggio e ingestione delle zanzare Culex tarsalis sulle mani umane

Impara l'elettroantennografia in zanzare per studiare le risposte olfattive usando Aedes aegypti, Anopheles stephensi e altre specie. Questo metodo aiuta a comprendere l'attrazione chimica e le strategie di controllo dei parassiti.

Una guida passo-passo all'elettroantennography delle zanzare

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