Name: Trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo bianco epididimo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 39 s
Description: Scopri il trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo bianco epididimo per studiare l'innesto nel diabete. Questo metodo semplice riproduce facilmente modelli di malattia.

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Questo studio è stato finanziato da un Grant-in-Aid for Scientific Research (C) (19K09839, NS) del Ministero dell'Istruzione, della Cultura, dello Sport, della Scienza e della Tecnologia del Giappone.

La procedura seguente viene eseguita in tre passaggi. Il primo passo include l'induzione del diabete nei topi riceventi e l'isolamento delle isole donatrici. Il secondo passo prevede la preparazione delle isole prima del trapianto. Nella terza fase, viene eseguito il trapianto di isole sul tessuto adiposo epididimo e la copertura delle isole utilizzando il tessuto adiposo. Successivamente, sono stati valutati gli effetti terapeutici. La manipolazione dei topi e le procedure sperimentali eseguite in questo studio sono conformi ai "Principi di cura degli animali da laboratorio" (Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio, National Institutes of Health pubblicazione 8° edizione, 2011), e il protocollo sperimentale è stato approvato dal Comitato per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Fukuoka (numero di approvazione: 186018).
1. Preparazione chirurgica
<ol><li>Induzione del diabete: indurre il diabete in topi maschi riceventi di 20-25 g di peso corporeo, di 8-12 settimane attraverso iniezione endovenosa di 18 mg / ml di soluzione di streptozotocina preparata in tampone citrato 0,1 M (180 mg / kg di peso corporeo). I topi con livelli di glucosio nel sangue superiori a 400 mg / dL sono considerati diabetici. Utilizzare topi diabetici entro 1 settimana dopo l'induzione del diabete prima di un'eccessiva atrofia del tessuto adiposo bianco dell'epididimo per coprire le isole.</li>
	<li>Isolamento delle isole: eseguire l'isolamento delle isole murine un giorno prima del trapianto seguendo il metodo27 di Gotoh per l'isolamento delle isole.</li>
	<li>In breve, digerire il tessuto pancreatico utilizzando la soluzione di collagenasi. Isolare le isole mediante centrifugazione a gradiente di densità utilizzando una soluzione appropriata di separazione cellulare. Quindi isole di coltura durante la notte in un incubatore a 22 ° C e 5% CO2 (la coltura a <37 ° C è stata segnalata per prevenire la morte delle isole 28,29,30,31). NOTA: Manipolare le colture di isole purificate in un armadio di sicurezza. Filtrare-sterilizzare tutte le soluzioni utilizzate per l'isolamento e la coltura delle isole utilizzando un filtro da 0,22 μm.</li>
</ol>2. Preparazione di isole per il trapianto
<ol><li>Raccogliere gli strumenti e i materiali appropriati come indicato nella Figura 1A.</li>
	<li>Poiché gli enzimi digestivi come l'amilasi e la lipasi possono causare lesioni alle isole isolate e trapiantate e può verificarsi una perdita di isole intrappolate nella contaminazione dei tessuti fibrosi all'interno del piatto di coltura, prima del trapianto, utilizzare una pinza per selezionare manualmente qualsiasi componente extra-insulare dal pancreas, compresi i tessuti acinosi e fibrosi (Figura 1B), sotto un microscopio da dissezione. Dopo la raccolta, utilizzare un filtro cellulare per filtrare le singole cellule acinose.</li>
	<li>Trasferire le isole filtrate in un nuovo piatto di coltura contenente qualsiasi terreno di coltura appropriato o soluzione tampone (ad esempio, DMEM con basso glucosio, RPMI1640, CMRL1066 o HBSS) integrato con siero bovino o albumina per evitare l'attaccamento delle isole alla plastica e ruotare il piatto per posizionare le isole al centro del piatto (Figura 1C). Utilizzando una micropipetta P200 e il microscopio, prelevare le singole isole in un tubo di raccolta appropriato (Figura 1D).</li>
	<li>Posizionare un nuovo filtro cellulare da 40 μm sopra un tubo di plastica da 50 ml (Figura 1E a sinistra e al centro) e lavare il filtro con un mezzo fresco (Figura 1E a destra).</li>
	<li>Utilizzare una pipetta da 1000 μL per aggiungere le isole al filtro per separare le isole e le singole celle acinose (Figura 1 F1 e Figura 1F2). NOTA: Le isole purificate sul filtro cellulare saranno pure al 100%.</li>
	<li>Utilizzare una pinza per capovolgere il filtro su un nuovo piatto di coltura non trattato di dimensioni 60 o 100 mm contenente terreno di coltura o una soluzione tampone appropriata integrata con siero bovino o albumina (figura 1 F3 e figura 1F4). Utilizzare un mezzo / tampone fresco per lavare le isole in un nuovo piatto di coltura. Quindi aggiungere un mezzo / tampone sufficiente al piatto di coltura per raggiungere un volume totale di circa 20 ml.</li>
	<li>Contare le isole al microscopio e dividere equamente il numero di isole tra le singole provette di centrifuga in plastica da 1,5 mL in base al numero di animali donatori (Figura 1G). Ad esempio, duecento, 100-200 μm di isolotti equivalenti (IEQ) da due topi verrebbero aggiunti a ciascuno dei due tubi.</li>
	<li>Centrifugare le isole a 2.100 x g entro 1 minuto a temperatura ambiente ed eliminare il surnatante. Circa 20-30 μL di soluzione residua rimarranno tipicamente nel tubo (Figura 1H).</li>
</ol>3. Trapianto di isole su tessuto adiposo epididimo e copertura con tessuto adiposo bianco epididimo
<ol><li>Prima dell'intervento, raccogliere una macchina per anestesia per piccoli animali, stereomicroscopio, sorgente luminosa, micropipetta da 50-200 μL con punte per micropipette da 200 μL, tamponi di cotone, un set di sutura 4-0 e strumenti chirurgici disinfettati (Figura 2A). Autoclave le forbici da bottaio, le forbici oftalmiche, le pinze per piselli, le pinzette e i portaaghi. Dopo l'autoclave, immergere l'apparecchiatura in una soluzione di iodio povidone all'1% (Figura 2A). Utilizzare tamponi di cotone per la mobilizzazione del tessuto adiposo bianco epididimo e per l'emostasi in caso di sanguinamento. Utilizzare una micropipetta con punte da 50-200 μL per il trapianto di isole.</li>
	<li>Somministrare l'anestesia al topo ricevente diabetico utilizzando un agente anestetico inalato (isoflurano al 2% in ossigeno). Applicare lubrificante oftalmico su entrambi gli occhi per prevenire l'essiccazione. Quindi posizionare il mouse in posizione supina (Figura 2B a sinistra) e rimuovere i peli dall'addome per prevenire l'infezione utilizzando tagliacapelli e / o crema depilatoria. Disinfettare l'addome e la regione inguinale utilizzando almeno tre cicli alternati di una soluzione di povidone-iodio seguiti da etanolo al 70% (Figura 2B a destra). Prima dell'intervento, confermare la profondità dell'anestesia attraverso l'assenza di un riflesso del pizzico del piede. Fornire supporto termico intraoperatorio utilizzando una piastra riscaldante e utilizzare un drappo chirurgico per fissare l'area chirurgica sterile.</li>
	<li>Incidere la pelle nella zona mediana inferiore (Figura 2C a sinistra). Si raccomanda un'incisione cutanea di circa 2 cm di lunghezza. Bloccare la parete addominale sinistra con la pinza Pean (è possibile utilizzare anche una pinza atraumatica o un divaricatore) e tirare il tessuto sul lato sinistro del mouse per fissare il campo chirurgico (Figura 2C a destra). Dopo laparotomia, diminuire la percentuale di isoflurano all'1,0-1,5% per il mantenimento dell'anestesia.</li>
	<li>Utilizzare un batuffolo di cotone per mobilitare l'intestino tenue e crasso sul lato destro del mouse (cioè sul lato sinistro dell'operatore). Il tessuto adiposo bianco epididimo sinistro nella cavità addominale si trova nella zona inguinale sinistra. Mobilitare il tessuto adiposo bianco epididimo e il testicolo sinistro all'esterno dell'addome (Figura 2D a sinistra) e allungare il tessuto (2D a destra).</li>
	<li>Utilizzare una micropipetta P200 dotata di una punta di pipetta da 200 μL per raccogliere l'intero volume di isole da un tubo da 1,5 mL con un pipettaggio delicato (Figura 2E a sinistra), avendo cura che non rimangano isole nel tubo al momento della raccolta. Lasciare che le isole raccolte si depositino sulla punta della pipetta per gravità (Figura 2E a destra).</li>
	<li>Posizionare leggermente la punta della micropipetta sul tessuto adiposo disteso. Avendo cura di evitare un eccessivo lavaggio del substrato / tampone nella punta, seminare accuratamente le isole sul tessuto (Figura 2F a sinistra). Dopo la semina, confermare un corretto posizionamento delle isole al microscopio da dissezione (Figura 2F a destra).</li>
	<li>Coprire le isole con il tessuto adiposo bianco epididimo (Figura 2G). Non è necessario l'uso di punti di sutura o agenti bioleganti.</li>
	<li>Posizionare il testicolo sinistro sotto il tessuto adiposo bianco dell'epididimo e riportare i tessuti nella cavità intraperitoneale (Figura 2H). Chiudere la pelle in due strati (peritoneo, poi muscolo e pelle) utilizzando una sutura 4-0 (è possibile utilizzare qualsiasi sutura come nylon o suture assorbibili) (Figura 2I). Iniettare acido acetilsalicilico (300 mg/kg; SQ) vicino alla ferita per analgesia postoperatoria. Quindi posizionare il mouse sotto una lampada di calore e monitorare fino al completo recupero.</li>
</ol>4. Monitoraggio dopo trapianto di isole (Riassunto)
<ol><li>Valutare gli effetti terapeutici del trapianto di isole monitorando la glicemia, il test di tolleranza al glucosio e la valutazione istologica al giorno postoperatorio (POD) 28.<ol><li>Monitorare la glicemia, comprese le misurazioni della glicemia al test di tolleranza al glucosio, utilizzando un piccolo misuratore di glucosio.</li>
		<li>Raccogliere i campioni di sangue (un po 'di microlitri) dalla vena della coda. Per quanto riguarda la valutazione istologica, l'insulina murina (per rilevare le isole innestate) e il fattore di von Willebrand (per il rilevamento dei vasi, che è una prova per l'attecchimento delle isole) sono stati rilevati nelle isole trapiantate nel tessuto adiposo epididimo recuperato mediante immunoistochimica.</li>
	</ol></li>
</ol>

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<li>Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mold-casted+non-degradable%2C+islet+macro-encapsulating+hydrogel+devices+for+restoration+of+normoglycemia+in+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice.</a> Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).</li>
</ol>

Non abbiamo alcun conflitto di interessi.

Il metodo di trapianto di isole ricoperte di grasso incorpora tecniche di due diverse tecniche di trapianto: trapianto di isole intraperitoneali e trapianto di isole di tessuto intra-adiposo. Poiché la membrana superficiale del tessuto adiposo bianco dell'epididimo è considerata il tessuto adiposo bianco coperto dal peritoneo e che è attaccato all'epididimo, il metodo di trapianto di isole ricoperte di grasso può essere anatomicamente classificato come un tipo di trapianto di isole intraperitoneali. La tecnica con cui le...

Il trapianto di isole è una terapia cellulare sostitutiva per i pazienti con diabete mellito grave. Recenti rapporti hanno dimostrato che i tassi di insulino-indipendenza a tre anni dal trapianto migliorano fino al 44%1 e che circa l'80% dei riceventi che ricevono più di 600.000 equivalenti insulari totali raggiungono l'insulino-indipendenza2. Inoltre, nel più recente rapporto del Collaborative Islet Transplant Registry, è stato rivelato che i livelli di glucosio nel sangue a digiuno sono stati mantenuti a 60-140 mg / dL per un periodo di 5 anni in oltre il 70% dei pazienti sottoposti a trapianto di isole da solo. Lo studio ha anche determinato che circa il 90% dei pazienti che hanno ricevuto il trapianto di isole da solo o il trapianto di isole dopo trapianto di rene non hanno sviluppato eventi ipoglicemici gravi per oltre 5 anni3.
Sebbene i risultati clinici di questo trattamento siano migliorati, alcune limitazioni devono ancora essere affrontate, inclusa la necessità di stabilire un sito di trapianto ottimale. Il fegato è un tipico sito di trapianto per il trapianto di isole cliniche perché è l'organo più grande che può ospitare un elevato volume di isole. Tuttavia, in alcuni pazienti il fegato non è disponibile (ad esempio, a causa di ipertensione portale, epatite e / o cirrosi4) e quindi altri siti, tra cui lo spazio subcapsulare renale5,6, la sacca omentale 7,8,9,10, il mesentere 11, il tratto gastrointestinale 12, il muscolo scheletrico 13, il tessuto sottocutaneo 13, il midollo osseo14 e la milza 15 ,16,17, sono stati considerati come siti di trapianto alternativi.
Sebbene il trapianto intraperitoneale di isole possa essere eseguito facilmente in anestesia locale, rendendo la cavità intraperitoneale un sito attraente per il trapianto clinico di isole, al momento del trapianto, le isole sono disperse in tutta la cavità intraperitoneale, rendendo difficile il rilevamento dell'attecchimento delle isole e la conferma dell'attecchimento di successo. Pertanto, la cavità intraperitoneale non è ampiamente riconosciuta come sito di trapianto clinico ideale. Invece, è spesso utilizzato come modello di controllo per studi preclinici per studiare l'efficacia delle isole trapiantate incapsulate18 e bioingegnerizzate19. Tuttavia, un confronto esatto tra isole bioingegnerizzate e di controllo è difficile da ottenere a causa delle difficoltà nell'eseguire una valutazione accurata dell'attecchimento.
Al contrario, l'uso di tessuto adiposo bianco intraperitoneale nella sacca omentale8, nel mesentere e in altre sedi extraepatiche è stato ben riportato 10,20,21,22,23 e molti degli studi che hanno studiato la funzione delle isole bioingegnerizzate trapiantate utilizzando tessuto adiposo bianco sono stati in grado di riportare risultati terapeutici promettenti20,24,25, 26. Poiché l'uso del tessuto adiposo epididimo facilita la rilevazione delle isole trapiantate, il "metodo di trapianto di isole ricoperte di grasso", utilizzando tessuto adiposo epididimale, è stato sviluppato per superare i limiti del trapianto di isole intraperitoneali. In questo articolo viene descritto il trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo epididimale.

<table><tbody><tr><td>4-0 Nylon</td><td>Alfresa</td><td>ER2004NA45-KF2</td><td>Addome di chiusura</td></tr><tr><td>Alexa 488-asino coniugato anti-cavia Jackson</td><td>Immunoresearch</td><td>706-546-148</td><td>Anticorpo secondario per l'anticorpo insulina</td></tr><tr><td>Alexa 647-asino coniugato anti-coniglio</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>711-606-152</td><td>Anticorpo secondario per l'anticorpo del fattore von Willebrand</td></tr><tr><td>DMEM, basso glucosio, piruvato</td><td>ThermoFisher Scientific 11885084</td><td></td><td>Coltura di isole, trapianto di isolette</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Fujifilm Wako Chemicals</td><td>051-06515</td><td>Utilizzo per la colorazione dei tessuti mediante eosina</td></tr><tr><td>Eppendorf Safe-Lock Tubes, 1,5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>30120086</td><td>Raccolta di isolotti&nbsp;</td></tr><tr><td>Falcon 15 mL Provette da centrifuga coniche</td><td>Corning</td><td>352095</td><td>Isole di raccolta</td></tr><tr><td>Falcon 40 &micro; m Cell Strainer</td><td>Falcon</td><td>352340</td><td>Utilizzo per separare le isole da altri tessuti pancreatici</td></tr><tr><td>Falcon 50 mL Provette da centrifuga coniche</td><td>Corning</td><td>352070</td><td>Scarto in eccesso di mezzo/tampone</td></tr><tr><td>Anti-insulina</td><td>cavia Agilent Technologies Japan, Ltd. (Dako)</td><td>IR002</td><td>Anticorpo primario per l'insulina murina</td></tr><tr><td>Hematoxylin</td><td>Muto Pure Chemicals Co., Ltd.</td><td>30002</td><td>Utilizzo per la colorazione dei tessuti con ematossilina</td></tr><tr><td>Soluzione di Isodine 10%</td><td>Shionogi&Co., Ltd.</td><td>nessun numero di catalogo</td><td>Utilizzo per la disinfezione</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Fujifilm Wako Chemicals</td><td>095-06573</td><td>Utilizzo per anestesia</td></tr><tr><td>Labcon 1000 &; micro; L ZapSilk Puntali per pipette a bassa ritenzione</td><td>Labcon</td><td>1177-965-008</td><td>Utilizzo per separare le isole da altri tessuti pancreatici</td></tr><tr><td>Labcon 200 &; L ZapSilk Puntali per pipette a bassa ritenzione</td><td>Labcon</td><td>1179-965-008</td><td>Utilizzo per la semina di isole su tessuto adiposo bianco epididimo</td></tr><tr><td>Mintsensor</td><td>Sanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd.,</td> <td>8AEB02E Utilizzo</td><td>per il monitoraggio della glicemia</td></tr><tr><td>Pipetteman P-1000</td><td>Gilson</td><td>F123602</td><td>Utilizzo per separare le isole da altro tessuto pancreatico</td></tr><tr><td>Pipetteman P-200</td><td>Gilson</td><td>F123601</td><td>Utilizzo per la semina di isole su tessuto adiposo bianco epididimo</td></tr><tr><td>Coniglio anti-vWF</td><td>Abcam</td><td>ab6994</td><td>Anticorpo primario per il fattore murino di von Willebrand</td></tr></tbody></table>

trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo bianco epididimo

Fat-Covered Islet Transplantation Using Epididymal White Adipose Tissue

Il trapianto di isole è una terapia cellulare sostitutiva per il diabete mellito grave. La cavità intraperitoneale è tipicamente il sito di trapianto per questa procedura. Tuttavia, il trapianto di isole intraperitoneali presenta alcune limitazioni, tra cui la scarsa efficacia del trapianto, la difficile capacità di rilevamento dell'innesto e la mancanza di capacità di graftectomia per l'analisi post-trapianto. In questo articolo, "trapianto di isole ricoperte di grasso", un metodo di trapianto di isole intraperitoneali che utilizza tessuto adiposo bianco epididimale, viene utilizzato per valutare gli effetti terapeutici delle isole bioingegnerizzate. La semplicità del metodo sta nella semina di isole sul tessuto adiposo bianco dell'epididimo e nell'utilizzo del tessuto per coprire le isole. Mentre questo metodo può essere classificato come una tecnica di trapianto di isole intraperitoneali, condivide le caratteristiche con il trapianto di isole di tessuto intra-adiposo. Tuttavia, il metodo di trapianto di isole ricoperte di grasso dimostra effetti terapeutici più robusti rispetto al trapianto di isole di tessuto intra-adiposo, compreso il miglioramento dei livelli di glucosio nel sangue e di insulina plasmatica e il potenziale di rimozione del trapianto. Si consiglia l'adozione di questo metodo per valutare i meccanismi di attecchimento delle isole nel tessuto adiposo bianco e gli effetti terapeutici delle isole bioingegnerizzate.

Per confrontare l'efficacia del trapianto di isole ricoperte di grasso con quella dopo il trapianto di isole intraperitoneali, lo stesso numero di isole è stato impiantato sul peritoneo nello spazio paracolico sinistro degli animali diabetici riceventi di controllo. I livelli di glucosio nel sangue dei topi con trapianto di isole ricoperte di grasso sono stati osservati diminuire gradualmente e significativamente rispetto ai topi trapiantati di isole intraperitoneali (p = 0,0023; Figura 3A)....

Questo metodo di trapianto di isole ricoperte di grasso è adatto per il rilevamento di isole innestate nella cavità intraperitoneale. In particolare, non richiede l'uso di agenti bioleganti o sutura.

Trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo bianco epididimo

Islet transplantation is a cellular replacement therapy for severe diabetes mellitus. The intraperitoneal cavity is typically the transplant site for this ...

Questo protocollo consente di valutare il meccanismo di attecchimento delle isole nel tessuto adiposo bianco. Il vantaggio principale di questo metodo di trapianto di isole ricoperte di grasso è che è tecnicamente facile da replicare. Il metodo può essere applicato ad altri modelli di malattia.Ad esempio può essere utilizzato per creare un modello murino di cancro. A dimostrare la procedura sarà Naoaki Sakata, professore associato presso l'Università di Fukuoka. Sotto un microscopio da dissezione, utilizzare una micro pipetta P 200 per rimuovere eventuali componenti extra delle isole dalle digestioni del pancreas, compresi i tessuti acinosi e fibrosi.Quindi utilizzare un filtro cellulare per filtrare le singole cellule acinose. Trasferire le isole filtrate in un nuovo piatto di coltura contenente il terreno di coltura appropriato o una soluzione tampone integrata con siero bovino o albumina e ruotare il piatto per posizionare le isole al centro. Utilizzando una micro pipetta P 200, prelevare le singole isole in un tubo di raccolta appropriato.Posizionare un nuovo filtro cellulare da 40 micrometri sopra un tubo di plastica da 50 millilitri. Utilizzare una pipetta da 1000 microlitri per aggiungere le isole al filtro per separare le isole e le singole celle acinose. Utilizzare una pinza per capovolgere il filtro su un nuovo piatto di coltura non trattato da 60 o 100 millilitri contenente terreno di coltura o una soluzione tampone appropriata, integrata con siero bovino o albumina.Utilizzare terreno fresco o tampone per lavare le isole in un nuovo piatto di coltura, quindi aggiungere abbastanza terreno o tampone al piatto di coltura per raggiungere un volume totale di circa 20 millilitri. Contare le isole al microscopio e dividere equamente il numero di isole tra le singole provette da centrifuga in plastica da 1,5 millilitri in base al numero di animali donatori. Centrifugare le isole a 2.100 G per un minuto a temperatura ambiente e scartare il surnatante.Circa 20-30 microlitri di soluzione residua rimarranno tipicamente nel tubo. Dopo aver rimosso i peli dall'addome per prevenire l'infezione, posizionare il topo in posizione supina. Dopo aver disinfettato l'addome e la regione inguinale incidono la pelle nella zona mediana inferiore, creando un'incisione cutanea lunga circa due centimetri.Bloccare la parete addominale sinistra con pinze o divaricatori e tirare il tessuto sul lato sinistro del mouse per proteggere il campo chirurgico. Utilizzare un batuffolo di cotone per mobilitare l'intestino tenue e crasso sul lato destro del mouse. Il tessuto adiposo bianco epidermico sinistro nella cavità addominale si trova nella zona inguinale sinistra.Mobilitare il tessuto adiposo bianco epidermico e il testicolo sinistro all'esterno dell'addome e allungare il tessuto. Utilizzare una micropipetta P 200 per raccogliere l'intero volume di isole da un tubo da 1,5 millilitri, facendo attenzione che nessuna isoletta rimanga nel tubo al momento della raccolta. Lasciare che le isole raccolte si depositino nella punta della pipetta per gravità.Posizionare leggermente la punta della micro pipetta sul tessuto adiposo disteso, avendo cura di evitare un eccessivo lavaggio del mezzo o tampone nella punta. Seminare con cura le isole sul tessuto. Dopo la semina, confermare il corretto posizionamento delle isole sotto un microscopio da dissezione.Coprire le isole con il tessuto adiposo bianco epidermico, quindi posizionare il testicolo sinistro sotto il tessuto adiposo bianco episomiale e riportare i tessuti nella cavità intraperitoneale. Chiudere la pelle in due strati usando una sutura 4-o. Al termine, posizionare il mouse sotto una lampada di calore e monitorarlo fino al completo recupero.Per confrontare l'efficacia del trapianto di isole coperte di grasso con quella dopo il trapianto intraperitoneale di isole, lo stesso numero di isole è stato impiantato sul peritoneo nello spazio paracolico sinistro degli animali diabetici riceventi di controllo. I livelli di glucosio nel sangue dei topi con trapianto di isole ricoperte di grasso sono stati osservati diminuire gradualmente e significativamente rispetto ai topi trapiantati di isole intraperitoneali. Il test di tolleranza al glucosio intraperitoneale è stato eseguito un mese dopo il trapianto.La glicemia nei topi con trapianto di isole ricoperte di grasso è stata mantenuta a livelli inferiori rispetto a quelli osservati nei topi trapiantati di isole intraperitoneali. L'esame istologico è stato utilizzato per valutare l'attecchimento delle isole nel tessuto adiposo bianco epidermico. Negli animali riceventi di trapianto di isole ricoperte di grasso, la colorazione eocenica dell'ematossilina ha rivelato la presenza di isole all'interno del tessuto adiposo bianco epidermico.Inoltre, la colorazione anticorpale coniugata con fluorescenza delle isole insulinopositive ha facilitato la rilevazione di microvasi positivi al fattore di von Willebrand all'interno del tessuto adiposo bianco epidermico di tutti i topi riceventi. Per avere successo con questa procedura, assicurarsi di lasciare che le isole si depositino completamente sulla punta della pipetta e seminarle sul tessuto adiposo senza versarle.

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Il nostro protocollo è stato sviluppato per fornire in modo pulito e facilmente le cellule o isolotti sotto la capsula renale di topi. Le cellule sono concentrate in pellet nel tubo finale utilizzato per il trapianto delle cellule sotto la capsula renale. La facilità di questa tecnica riduce lo stress per le cellule e il mouse.

Il trapianto di isole pancreatiche nella capsula renale di topi diabetici

Trapianto di isole isolate è stato proposto di essere un potenziale trattamento per il diabete di tipo 1. Qui si descrive un metodo per isolare le isole dal pancreas del mouse e trapiantarle allo spazio sottocapsulare del rene.

Un metodo per isolamento Islet murini e trapianto renale subcapsulare

Qui, presentiamo un protocollo per l'incapsulamento di cellule cataboliche, che consumano lipidi per la produzione di calore nel tessuto adiposo intra-addominale e aumentano la dissipazione di energia nei topi obesi.

Incapsulamento termogenico preadipocytes al trapianto nel tessuto adiposo Depositi tessuti

Questo protocollo dimostra l'isolamento delle isole murine e la semina su un impalcatura decellulare. Isole supportate da ponteggi sono state trapiantate nel pad di grasso epididimo di topi diabetici indotti da streptozotocina (STZ). Isole sopravvissute al sito di trapianto e invertite la condizione iperglicemica.

Il trapianto di isole nel supporto del grasso epididimico dei topi diabetici

È stato introdotto un metodo per il trapianto omentale di isolotti in un mouse. Gli isolotti isolati sono mescolati con idrogel e la miscela viene inserita nel sacchetto omentale di un topo diabetico. Quindi, il glucosio nel sangue è controllato e viene eseguita l'analisi immuno-istochimica.

Un metodo per il trapianto dell'isolotto al omento in Mouse

Trapianto di isole pancreatiche è un modo per raggiungere normoglycemia in diabete di tipo 1. Questo articolo si concentra sulla tecnica di trapianto attraverso il percorso intraportal per mantenere i livelli normali del glucosio nei topi diabetici.

Intraportal trapianto di isole pancreatiche nel modello del topo

Qui, presentiamo un protocollo per la convalida in vivo della terapia cellulare basata su idrogel, illustrata dall'esempio del trapianto di insule pancreatiche. h-omentale isolotto di Matrix (hOMING) l'impianto di riempimento permette l'impianto di una miscela di cella-idrogel tra gli strati omentale, vicino ai vasi sanguigni, per massimizzare l'attecchimento in un ambiente metabolico adeguato.

Utilizzo di trapianto dell'isolotto intra-omentale di riempimento Matrix isolotto h-omentale (hOMING)

In questo protocollo, viene descritto un metodo di isolamento murine ilet e trapianto nel tessuto adiposo bianco sottocutaneo inguinale. Le isole di murine singeniche isolate vengono trapiantate in un recipiente murino utilizzando un idrogel di membrana sotterranea. Viene monitorato il livello di glucosio nel sangue dei destinatari e viene eseguita l'analisi istologia degli innesti di islet.

Modello di trapianto di Murine (ISWAT) del tessuto adiposo sottocutaneo inguinale (ISWAT)

Qui presentiamo procedure chirurgiche raffinate sull'esecuzione con successo del trapianto intraportale di isole, una procedura chirurgica clinicamente rilevante ma tecnicamente impegnativa, nei topi.

Ridurre al minimo il sanguinamento della vena porta post-infusione durante il trapianto di isole intraepatiche nei topi

Qui presentiamo un protocollo di trapianto di tessuto adiposo bianco e marrone che offre una strategia promettente per invertire la subfertilità, l'obesità e l'iperglicemia, migliorando al contempo la funzione renale nei topi BTBR diabetici e obesi.

Innesti adiposi bianchi e marroni: un approccio per correggere i deficit riproduttivi, metabolici e renali nei topi obesi Black and Tan Brachyury (BTBR)

Forniamo un protocollo minimamente invasivo per il trapianto intramuscolare di isolotti di cellule staminali pancreatiche derivate da cellule staminali umane in topi immunodeficienti per l'impianto in vivo e l'analisi a valle.

Trapianto intramuscolare di cellule endocrine pancreatiche derivate da cellule staminali pluripotenti umane nei topi

Scopri il trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo bianco epididimo per studiare l'innesto nel diabete. Questo metodo semplice riproduce facilmente modelli di malattia.

Trapianto di isole ricoperte di grasso utilizzando tessuto adiposo bianco epididimo

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