Name: Imaging 3D delle fibre di collagene PDL durante il movimento ortodontico dei denti nel modello murino mandibolare (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-04-15T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 33 s
Description: Scopri un protocollo per la visualizzazione 3D delle fibre di collagene nel legamento periodontale durante il movimento ortodontico nei topi. Questo metodo preserva l'integrità tissutale per analisi accurate.

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Questo studio è stato supportato dal NIH (NIDCR R00- DE025053, PI:Naveh). Vorremmo ringraziare l'Harvard Center for Biological Imaging per le infrastrutture e il supporto. Tutte le cifre sono generate con biorender.com.

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con le Linee guida del NIH per la cura e l'uso degli animali da laboratorio e le linee guida del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Harvard (protocollo n. 01840).
1. Movimento ortodontico dei denti
<ol><li>Per generare un letto per topi, utilizzare una piattaforma di plastica piatta con un poggiacapo angolato a forma di cuneo a 45°. Il poggiacapo può essere generato tagliando una scatola di plastica.<ol>
<li>Elevare l'estremità della testa della piattaforma per generare un angolo di circa 30° tra il poggiacapo e il piano del tavolo. Attaccare una graffetta spessa piegata (0,036" di diametro) all'estremità laterale della testa per tenere gli incisivi superiori.</li>
		<li>All'estremità della coda, generare una superficie elevata a cui è possibile attaccata una catena di potenza ortodontica per contenere gli incisivi inferiori. Vedere la figura 1 per una piattaforma di esempio.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anestetizzare il topo mediante iniezione intraperitoneale di xiazina a 10 mg/kg e chetamina 100 mg/kg utilizzando una siringa da 1 ml e un ago calibro 27.</li>
	<li>Posizionare il mouse anestetizzato sulla piattaforma su misura e immobilizzare la mascella superiore agganciando gli incisivi superiori sul loop della graffetta. Aprire la mascella inferiore del mouse con la catena di potenza ortodontica agganciata agli incisivi inferiori. Tenere le guance retrattili con il retrattile per bocca mini-colibri.</li>
	<li>Posizionare la piattaforma al microscopio chirurgico o a qualsiasi altro stereoscopio che possa raggiungere un ingrandimento di 5-6x.</li>
	<li>Applicare 50 μL di soluzione salina (circa 1 goccia) sugli occhi del topo per evitare la disidratazione corneale. Reintegrare la soluzione salina ogni 20 minuti.</li>
	<li>Tagliare un pezzo di un filo di alluminio (0,08 mm di diametro) di 1 cm di lunghezza. Far scorrere il filo dal lato buccale lingualmente nell'area interprossimale soffiare il punto di contatto tra il primo e il secondo molare utilizzando un portaaghi microchirurgici. Lasciare il bordo libero di 2 mm davanti al primo molare per essere infilato nell'estremità della molla.</li>
	<li>Tagliare un pezzo di bobina di nichel titanio (NiTi), di circa 7-9 fili di lunghezza. NOTA: Le proprietà elastiche della bobina forniranno forza costante per il movimento ortodontico. La lunghezza totale non tesa della bobina deve essere più corta dello spazio tra l'incisivo e il molare. Tieni presente che sono necessari altri 2 fili su ogni estremità per ancorare la bobina al dente. Il filo di alluminio viene selezionato al fine di ridurre i manufatti di scansione come l'indurimento del fascio durante la scansione micro-CT.</li>
	<li>Inserire la molla della bobina NiTi (diametro del filo di 0,15 mm, diametro della bobina interna di 0,9 mm; eroga una forza di 10 g) tra il primo molare inferiore e l'incisivo inferiore. Utilizzare la legatura del filo inserita attorno al primo molare nel passaggio 1.6, ruotare saldamente il filo intorno a 2 fili della molla della bobina per fissare la bobina sul lato molare.</li>
	<li>Per garantire un livello di forza uniforme, utilizzare esattamente 3 fili attivi tra il primo molare e l'incisivo. Rimuovere temporaneamente la catena di alimentazione dall'incisivo e avvolgere da 2 a 3 fili non tesi sull'incisivo per ancorare la bobina. Far scorrere i fili verso il basso fino al margine gengivale libero incisore.</li>
	<li>Posizionare uno strato di resina composita scorrevole sul bordo incisale della bobina e curarlo con luce di polimerizzazione dentale. Sostituire la catena di alimentazione dopo aver polimerizzato la resina.</li>
	<li>Utilizzando la stessa luce di polimerizzazione, riscaldare la bobina NiTi per 20 s. Questo stringerà la bobina NiTi. Il posizionamento finito viene mostrato figura 1C.</li>
	<li>Lasciare intatto il lato contralaterale o inserire una farsa come il filo tra il primo e il secondo molare.</li>
	<li>Posizionare il mouse anestetizzato sotto una luce riscaldata per mantenere il mouse caldo fino al recupero.</li>
	<li>Riposizionare il mouse in una gabbia individuale e monitorare quotidianamente. Non è necessario alcun cambiamento dietetico durante il movimento ortodontico. NOTA: Il dispositivo OTM da un lato causa qualche disagio ma non compromette l'alimentazione. Tuttavia, i dispositivi di inserimento su entrambi i lati non sono consigliati a causa della quantità aggiunta di disagio. I farmaci antidolorifici non sono necessari a meno che non si vedono segni esteriori di dolore.</li>
</ol>2. Micro-TAC di fibre PDL in emi-madibole fresche
<ol><li>Montaggio dell'emi-madibola(Figura 2)<ol>
<li>Dopo la durata desiderata del movimento ortodontico, sacrificare il topo tramite lussazione cervicale. Rimuovere la mattiere e separarsi in emi-madibole. NOTA: Poiché il campione non verrà fissato, è fondamentale eseguire la dissezione della mascella e il montaggio il prima possibile, idealmente entro 30 minuti.</li>
		<li>Rimuovere delicatamente il tessuto molle circostante con una salvietta pulita senza pelucchi.</li>
		<li>Rimuovere il dispositivo ortodontico utilizzando forbici e pinzette microchirurgiche al microscopio stereo con almeno 4 volte l'ingrandimento.</li>
		<li>Mantenere il campione umido in un volume di 1,5 ml, tubo di micro-centrifuga insieme a un pezzo di salvietta priva di pelucchi inumidita con acqua.</li>
		<li>Posizionare la resina composita dentale impacchettabile nello slot del campione sul palco, quindi posizionare l'emi-mandibola fresca nel composito. Prima del montaggio assicurarsi che la superficie ossea a contatto con il composito dentale sia priva di tessuti molli e asciutta, altrimenti il composito dentale non si polimerizza correttamente.</li>
		<li>Regolare la posizione dell'emi-madibola fino a quando il primo molare non è centrato sulla scanalatura della linea mediana dello stadio. Assicurarsi che la superficie occlusione sia orizzontale. Curare il composito se soddisfatto del posizionamento. NOTA: Ulteriori piccole quantità di compositi dentali possono essere posizionate sui lati dell'emi-madibola e/o attraverso l'incisivo per aiutare a stabilizzare il campione.</li>
		<li>Posizionare la salvietta inumidita senza pelucchi all'interno delle piscine di umidità nella fase del campione. Posizionare il composito dentale sulla superficie occlusale del primo molare. Prima di chiudere la camera, assicurarsi che nulla blocchi il percorso dei raggi X a livello del campione.</li>
		<li>Apporre la camera nella micro-TAC. Avvitare la camera nello stadio del campione micro-CT in modo da ridurre al minimo il movimento durante l'imaging.</li>
		<li>Accendi i raggi X e scatta immagini 2D abbassando verticalmente l'incudine, fino a quando la punta dell'incudine non è circondata dal composito ma non viene rilevato alcun aumento della forza.</li>
		<li>Una volta che l'incudine è incorporata nel composito, chiudere la sorgente di raggi X. Quindi, aprire la camera micro-CT e polimeri il composito attraverso la finestra in plexiglass trasparente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Impostazioni micro-CT<ol>
<li>Impostare la tensione di sorgente su 40 kV e la corrente su 200 μA. Utilizzando un rilevatore di ingrandimento 10x, posizionare il campione all'interno del frame di visualizzazione. Usa l'binning di 2 per le immagini acquisite. NOTA: Poiché il PDL è significativamente meno denso dell'osso e del dente, la visualizzazione del PDL richiede una maggiore potenza e tempo di esposizione. Questo protocollo fornirà le impostazioni per la visualizzazione del PDL.</li>
		<li>Impostare il tempo di esposizione di una singola immagine su 25 s. Impostare la rotazione dello stadio campione su un intervallo di 183 gradi o più. Impostare la scansione per 2500 proiezioni. Non utilizzare alcun filtro sorgente a raggi X, le scansioni risultanti hanno una dimensione voxel di 0,76 μm su ciascun lato.</li>
		<li>Raccogliere una scansione di riferimento per una corretta ricostruzione secondo le linee guida micro-CT. Utilizzare 1/3 di numero di immagini di riferimento come proiezioni totali. Ricostruire il volume senza un binning aggiuntivo, utilizzando un algoritmo filtrato di proiezione posteriore.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Metodo di compensazione (figura 3)
<ol><li>Preparare cinque tubi di microcentrofuga da 1,5 ml.</li>
	<li>Preparare 1,4 ml delle seguenti soluzioni in tubi di micro-centrifuga da 1,5 ml: 4% di paraformaldeide (PFA) in salina tamponata fosfato (PBS), 50% di etanolo (EtOH) in acqua deionizzata (DI), 70% EtOH in acqua DI e due tubi del 100% EtOH. NOTA: pfa viene utilizzato per la fissazione del campione. La compensazione ECi funzionerà anche su campioni non con prefisso. Per cancellare i campioni non con prefisso, è sufficiente saltare il passaggio PFA.</li>
	<li>Posizionare l'emi-madibola sezionata nel 4% di PFA. Coprire con un foglio di alluminio e posizionare sul rocker su un'impostazione delicata a temperatura ambiente per 6 ore.</li>
	<li>Spostare l'emi-madibola al 50% di EtOH. Posizionarlo sul rocker coperto di luce per 16 ore.</li>
	<li>Spostare l'emi-madibola al 70% etoh. Posizionarlo sul rocker coperto di luce per 16 ore.</li>
	<li>Spostare l'emi-madibola al 100% EtOH. Posizionarlo sul rocker coperto di luce per 16 ore.</li>
	<li>Ripetere 3.6. nel secondo tubo EtOH al 100%.</li>
	<li>Preparare 5 ml di ECi in un tubo di vetro o polipropilene. NOTA: ECi scioglie il polistirolo, ma non il polipropilene. Inoltre, se non si utilizza un tessuto con proteine fluorescenti, il campione può essere esposto alla luce durante la procedura di compensazione.</li>
	<li>Spostare l'emi-madibola nel tubo ECi. Coprire il tubo con un foglio di alluminio e posizionarlo sul rocker su un ambiente delicato per un minimo di 12 ore. NOTA: Il protocollo può essere messo in pausa qui. Il campione disidratato può essere conservato in ECi a temperatura ambiente. Il punto di congelamento o fusione di ECi è da 6,5 a 8,0 °C. Non conservare a 4 °C.</li>
	<li>L'emi-madibola è pronta per l'imaging con microscopio a fluorescenza. NOTA: Durante l'imaging, il campione deve essere immerso nell'ICE per rimanere otticamente trasparente.</li>
</ol>

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<li>Connizzo, B. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonuniformity+in+Periodontal+Ligament%3A+Mechanics+and+Matrix+Composition%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dental+Research%22%5BJournal%5D)">Nonuniformity in Periodontal Ligament: Mechanics and Matrix Composition.</a> Journal of Dental Research. 2, 179-186 (2020).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La generazione di OTM nei topi è altamente desiderata a causa delle dimensioni, della genetica e dei vantaggi di gestione. L'uso della mattiere fornisce una facile manipolazione sia in termini di dissezione tissutale che di preparazione e imaging del campione. Qui abbiamo presentato un metodo per generare OTM con movimento trascizionale del dente all'interno dell'osso entro 7 giorni da OTM. Utilizzando questo protocollo, la durata complessiva del movimento del dente può essere estesa, poiché la bobina attivata fornisce u...

Il processo biologico di base nel movimento ortodontico dei denti (OTM) è il rimodellamento osseo. Il trigger per questo processo di rimodellamento è attribuito a cambiamenti nella struttura del legamento parodontale (PDL) come lo stress della matrice extracellulare (ECM), la necrosi, la distruzione e la formazione dei vasisanguigni 1,2,3. Altri possibili fattori scatenanti per il rimodellamento osseo alveolare sono correlati al rilevamento della forza da parte degli osteociti nell'osso, così come alla deformazione meccanica dell'osso alveolare stesso; tuttavia il loro ruolo in OTM non è ancora del tutto chiarito4,5.
Nonostante molti studi volti a rivelare le relazioni struttura-funzione del PDL durante l'OTM, un chiaro meccanismo funzionale deve ancora esseredefinito 6,7. La ragione principale di ciò è la sfida nel recupero dei dati di un tessuto molle (PDL) situato tra due tessuti duri (cemento e osso alveolare). I metodi accettati per raccogliere informazioni strutturali di solito richiedono fissazione e sezionamento che interrompono e modificano la struttura PDL. Inoltre, la maggior parte di questi metodi fornisce dati 2D che, anche se non distorti, forniscono solo informazioni parziali e localizzate. Poiché il PDL non è uniforme nella sua struttura e funzione, è giustificato un approccio che affronta la struttura 3D intatta dell'intero complesso dentale-PDL-osso.
Questo documento descriverà un metodo per generare un OTM nei topi e due metodi che consentono la visualizzazione 3D delle fibre di collagene nel PDL senza alcuna sezione del campione.
I modelli murini sono ampiamente utilizzati per esperimenti in vivo in medicina, biologia dello sviluppo, somministrazione di farmaci e studi strutturali. Possono essere geneticamente modificati per eliminare o migliorare proteine e funzioni specifiche; forniscono un controllo dello sviluppo rapido, ripetibile e prevedibile; sono anche facili da immaginare grazie alle loro piccole dimensioni8. Nonostante i loro numerosi vantaggi, i modelli di topo nella ricerca dentale non vengono utilizzati frequentemente, specialmente quando le manipolazioni cliniche sono giustificate, principalmente a causa dei denti di piccole dimensioni. Modelli animali come ratti9,10,11,cani12,13,maiali14,15,16 e scimmie 17 sono usati più spesso dei topi. Con il recente sviluppo di tecniche di imaging ad alta risoluzione, i vantaggi dell'utilizzo di un modello di mouse per decifrare i processi contorti in OTM sono numerosi. Questo articolo presenta un metodo per generare un movimento mesiale del dente molare nella madibola con livelli di forza costanti che innescano il rimodellamento osseo. La maggior parte degli esperimenti OTM sui roditori sono fatti nella mascella, poiché la mobilità della mattiglia e la presenza della lingua aggiungono un altro livello di complessità. Tuttavia, la madibola ha molti vantaggi quando si desidera l'integrità strutturale 3D. Può essere facilmente sezionato come un osso intero; in alcune specie può essere separato in due emi-madibole attraverso la sifisi fibrosa; è compatto, piatto e contiene solo i denti senza spazi seno. Al contrario, la mascella è una parte del cranio e strettamente correlata ad altri organi e strutture, quindi è necessaria una sezione estesa per sezionare l'osso alveolare con i denti associati.
Utilizzando una camera di umidità interna accoppiata a un sistema di carico all'interno di una micro-TAC ad alta risoluzione che consente il miglioramento della fase, abbiamo sviluppato un metodo per visualizzare tessuti fibrosi freschi in 3D comeprecedentemente descritto 9,18,19,20,21,22,23. I tessuti freschi vengono scansionati immediatamente dopo che l'animale è stato sacrificato senza alcuna colorazione o fissazione, il che riduce i manufatti tissutali e le alterazioni delle proprietà biomeccaniche. Questi dati 3D possono essere utilizzati per analisi di distribuzione e direzione delle fibre come descritto altrove19.
Il secondo metodo di imaging 3D di tessuti interi qui presentato si basa sulla pulizia ottica della madibola che consente l'imaging delle fibre PDL attraverso l'osso senza alcuna sezione. È interessante notare che consente anche la visualizzazione delle fibre di collagene dell'osso stesso, tuttavia questo non sarà discusso qui. In generale, ci sono due metodi per la pulizia dei tessuti. Il primo è la radura a base acquosa in cui il campione è immerso in una soluzione acquosa con un indice di rifrazione maggiore di 1,4 attraverso una semplice immersione, iperidratazione o immersione di idrogel. Tuttavia, questo metodo è limitato nel livello di trasparenza e nella conservazione strutturale del tessuto e quindi richiede la fissazione del tessuto. Il secondo metodo che produce campioni altamente trasparenti e non richiede fissazione è il metodo di compensazione a base disolventi 24,25. Abbiamo generato un metodo di compensazione modificato a base di solventi basato sull'etil-3-fenilprop-2-enoato (etil cinnamato, ECi) per i campioni mandibolari. Questo metodo ha i vantaggi di utilizzare agenti di compensazione non tossici per uso alimentare, restringimento minimo dei tessuti e conservazione delle proteine fluorescenti.

<table><tbody><tr><td>Siringa BD Luer-Lok da 1 mL</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>soluzione salina tamponata con fosfato</td><td>VWR Life Sciences</td><td>0780-10L</td><td></td></tr><tr><td>200 etanolo a prova</td><td>VWR Life Sciences</td><td>V1016</td> Lega di alluminio 5019 <td></td></tr><tr><td>filo</td><td>Sigma-aldrich</td><td>GF15828813</td><td>0,08 mm di diametro, lunghezza 100°, tempra dura. Usato come legatura del filo attorno al molare.</td></tr><tr><td>Avizo 9.7</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>N/A</td><td>Utilizzato per analizzare le scansioni microCT</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holders</td><td>Strumenti per la scienza fine</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Clr Plan-Apochromat 20x/1.0, CorrVIS-IR M27 85mm</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td>Utilizzato per l'imaging di seconda generazione armonica</td></tr><tr><td>Impugnatura a cono a presa, a terminazione singola, a forma di mano</td><td>G.Hartzell e figlio</td><td>126-CSH3</td><td>Impugnatura del specchio di ispezione</td></tr><tr><td>EC Plan-Neofluar 5x/0.16</td><td>Zeiss</td><td>440321-9902</td><td>Utilizzato per l'imaging a foglio luminoso</td></tr><tr><td>Elipar DeepCure-S LED lampada polimerizzante</td><td>3M ESPE</td><td>76985</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf safe-lock tubes, 1.5mL</td><td>Eppendorf</td><td>22363204</td><td></td></tr><tr><td>Ethyl cinnamate, >= 98%</td><td>Sigma-aldrich</td><td>W243000-1KG-K</td><td></td></tr><tr><td>Ago ipodermico, 27G x 1/2'' </td><td>BD</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Ketathesia 100mg/ml</td><td>Henry Schein Salute degli animali</td><td>NDC:11695-0702-1</td><td></td></tr><tr><td>Tergicristalli delicati KIMWIPES</td><td>Kimberly-Clark</td><td>21905-026 (numero di catalogo VWR)</td><td>Acquistato da VWR</td></tr><tr><td>LightSheet Z.1 sistema di microscopio a doppia illuminazione</td><td>Zeiss</td><td>LightSheet Z.1/LightSheet 7</td><td>Utilizzato per l'imaging di fogli luminosi</td></tr><tr><td>LSM 880 NLO multi-fotone microscopio</td><td>Zeiss</td><td>LSM 880 NLO</td><td>Utilizzato per l'imaging a due fotoni</td></tr><tr><td>MEGAmicro, piano, diametro 5 mm, filettatura SS</td><td>Hahnenkratt</td><td>6220</td><td>Specchio ispezionativo della superficie frontale</td></tr><tr><td>Macchina MicroCT, MicroXCT-200</td><td>Xradia</td><td>MICRO XCT-200</td><td></td></tr><tr><td>Mini-Colibri</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-01</td><td></td></tr><tr><td>PermaFlo Composito fluido</td><td>Ultradent</td><td>948</td><td></td></tr><tr><td>Piattaforma procedurale</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Realizzato su misura con materiali di laboratorio</td></tr><tr><td>Microfono stereo di routine M80</td><td>Leica Micosystems</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Sentalloy NiTi molla elicoidale aperta</td><td>TOMY Inc.</td><td></td><td>Una bobina NiTi chiusa di 0,15 mm di diametro con un diametro interno della bobina di 0,9 mm eroga una forza di 10 g. Prodotti simili possono essere acquistati da Dentsply Sirona.</td></tr><tr><td>Filo per legatura in acciaio inossidabile T-304, diametro 0,009''</td><td>Ortodonzia</td><td>SBLW109</td><td>0,009'' (23 mm) di diametro, tempra morbida</td></tr><tr><td>X-Ject E (xilazina) 100mg/ml</td><td>Henry Schein Salute animale</td><td>NDC:11695-7085-1</td><td></td></tr><tr><td>Z100 Restaurativo, colore A2 3M</td><td>ESPE</td><td>5904A2</td><td></td></tr></tbody></table>

imaging 3d delle fibre di collagene pdl durante il movimento ortodontico dei denti nel modello murino mandibolare

3D Imaging of PDL Collagen Fibers during Orthodontic Tooth Movement in Mandibular Murine Model

Il movimento ortodontico dei denti è un complesso processo biologico di rimodellamento alterato dei tessuti molli e duri come risultato di forze esterne. Per comprendere questi complessi processi di rimodellamento, è fondamentale studiare i tessuti dentali e parodontali all'interno del loro contesto 3D e quindi ridurre al minimo qualsiasi sezionamento e artefatti tissutali. I modelli di topo sono spesso utilizzati nella biologia dello sviluppo e strutturale, così come nella biomeccanica a causa delle loro piccole dimensioni, alto tasso metabolico, genetica e facilità di manipolazione. In linea di principio questo li rende anche modelli eccellenti per studi relativi all'odontoiatria. Tuttavia, un grosso impedimento è la loro piccola dimensione del dente, i molari in particolare. Questo documento ha lo scopo di fornire un protocollo passo dopo passo per generare il movimento ortodontico dei denti e due metodi per l'imaging 3D del componente fibroso legamento parodontale di un molare mandibolare del topo. Il primo metodo presentato si basa su una configurazione micro-CT che consente l'imaging di miglioramento della fase dei tessuti di collagene fresco. Il secondo metodo è un metodo di compensazione ossea che utilizza cinnamato etilico che consente l'imaging attraverso l'osso senza sessare e preserva la fluorescenza endogena. Combinando questo metodo di compensazione con topi reporter come Flk1-Cre; TdTomato ha fornito una prima opportunità nel suo genere di immagine della vascuola 3D nel PDL e nell'osso alveolare.

Questo articolo presenta un metodo per produrre OTM e due metodi per l'imaging 3D di fibre di collagene all'interno del PDL senza alcuna sezione. Ai fini della ricerca animale, quando l'allineamento dei denti non è necessario, un movimento del dente è considerato ortodontico se genera rimodellamento dell'osso alveolare a tutti i livelli delle radici. È necessario un livello di forza costante applicato sui denti per generare un OTM affidabile. Qui, una bobina NiTi a memoria di forma attivata viene utilizzata per generare ...

Presentiamo un protocollo per generare movimento ortodontico dei denti nei topi e metodi per la visualizzazione 3D delle fibre di collagene e dei vasi sanguigni del legamento parodontale senza sezioni.

Imaging 3D delle fibre di collagene PDL durante il movimento ortodontico dei denti nel modello murino mandibolare

Orthodontic tooth movement is a complex biological process of altered soft and hard tissue remodeling as a result of external forces. In order to ...

Il movimento ortodontico dei denti è un complesso processo biologico che coinvolge forze esterne e rimodellamento di tessuti molli e duri. Per comprendere questi processi, è fondamentale studiare il dente e i tessuti parodontali all'interno del contesto 3D. Il modello murino è un buon candidato per tali studi a causa delle sue dimensioni, dell'alto tasso metabolico e delle vaste informazioni genetiche che abbiamo.Tuttavia, creare movimento ortodontico dei denti nei topi non è facile a causa delle loro piccole dimensioni. Inoltre, i metodi di analisi strutturale di solito coinvolgono il sezionamento, che interrompe la struttura 3D e il contesto del tessuto. Per un tessuto non uniforme, come il PDL, preservare la struttura e il contesto 3D è di importanza critica.Per affrontare questi due ostacoli, forniamo un protocollo per generare il movimento ortodontico mesiale dei denti del primo molare mandibolare nei topi e descriviamo due metodi che consentono la visualizzazione 3D del legamento parodontale senza separare il tessuto. Per posizionare il mouse anestetizzato per l'inserimento del dispositivo ortodontico, agganciare l'incisivo superiore al loop di graffetta. Immobilizzare gli in

3d-imaging-pdl-collagen-fibers-during-orthodontic-tooth-movement

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In situ carico di compressione e Correlativo imaging non invasiva del Bone-parodontale legamento-dente Fibrosa comune

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Un metodo di analisi cellulare per condilo mandibolare murino e morfometrica

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Utilizzo di topi knockout Stat3 inducibili specifici per il lignaggio osteoblastico per studiare il rimodellamento dell'osso alveolare durante il movimento ortodontico dei denti

Qui mostriamo passo dopo passo un protocollo di movimento ortodontico dei denti gestibile operato su un modello mascellare murino. Con la spiegazione esplicita di ogni passaggio e la dimostrazione visiva, i ricercatori possono padroneggiare questo modello e applicarlo alle loro esigenze sperimentali con alcune modifiche.

La creazione di un modello ortodontico mascellare murino

Qui, presentiamo un protocollo per lo studio del movimento ortodontico dei denti (OTM), che funge da modello adatto per studiare i meccanismi di adattamento osseo, riassorbimento radicolare e risposta delle cellule ossee agli stimoli meccanici. Questa guida completa fornisce informazioni dettagliate sul modello OTM, sull'acquisizione della microtomografia computerizzata e sulla successiva analisi.

Studiare il movimento ortodontico dei denti nei topi

Impianto intracranico di GL261 cellule in C57BL / 6 topi produce gliomi maligni che ricapitolano molte delle caratteristiche del glioblastoma multiforme umano. Abbiamo usato GL261 cellule che esprimono stabilmente luciferasi per permetterci di...

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Imaging 3D delle fibre di collagene PDL durante il movimento ortodontico dei denti nel modello murino mandibolare

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