Name: Acquisizione dei dati di risonanza magnetica funzionale a riposo nel ratto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 41 s
Description: Scopri l'acquisizione di dati rs-fMRI nel ratto utilizzando isoflurano e dexmedetomidina a basso dosaggio. Questo metodo preserva la funzione delle reti cerebrali e mantiene la fisiologia quasi normale per cinque ore.

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Questo lavoro è stato supportato da finanziamenti del National Institute of Health (NIH) del National Institute on Drug Abuse (NIDA) [DJW, EDKS ed EMB sono stati supportati dalla sovvenzione R21DA044501 assegnata ad Alan I. Green e DJW sono stati supportati da Grant T32DA037202 ad Alan J. Budney] e dal National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism (NIAAA) [Grant F31AA028413 a Emily D. K. Sullivan]. Un ulteriore supporto è stato fornito attraverso il fondo di alan I. Green come Raymond Sobel Professor of Psychiatry a Dartmouth.
Hanbing Lu è supportato dal National Institute on Drug Abuse Intramural Research Program, NIH.
Gli autori desiderano riconoscere e ringraziare il compianto Alan I. Green. La sua incrollabile dedizione al campo dei disturbi concomitanti ha contribuito a stabilire la collaborazione tra gli autori. Lo ringraziamo per il suo tutoraggio e la sua guida, che ci mancherà molto.

Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti su uno scanner MRI 9.4 T e sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee del Dartmouth College. È stata ottenuta un'ulteriore approvazione per registrare e mostrare gli animali utilizzati nel video e nelle figure seguenti.
1. Preparazioni prima della scansione
<ol><li>Linea di infusione sottocutanea<ol>
<li>Rimuovere parzialmente un ago da 23 G dalla confezione in modo che la punta dell'ago rimanga sterile.</li>
		<li>Tenere saldamente il mozzo dell'ago e utilizzare una lama di rasoio per segnare l'albero dell'ago dove incontra il mozzo.</li>
		<li>Bloccare un portaaghi attorno all'albero direttamente sotto il punteggio e rompere delicatamente l'albero dal mozzo.</li>
		<li>Inserire 1/3 dell'albero dell'ago (estremità smussata) nella linea PE50 precedentemente sterilizzata con una lunghezza della linea sufficiente per estendersi dalla pompa del farmaco all'animale all'interno del foro del magnete.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Diluizione di dexmedetomidina e atipamezolo<ol>
<li>Preparare una soluzione di dexmedetomidina cloridrato diluito utilizzando 0,5 mL di 0,5 mg/mL di brodo miscelato con 9,5 mL di soluzione salina sterile in un flacone di vetro trasparente e sterile (concentrazione diluita = 0,025 mg/mL).</li>
		<li>Preparare una soluzione di atipamezolo diluito utilizzando 0,1 mL di brodo da 5 mg/mL miscelato con 9,9 mL di soluzione salina sterile in un flacone di vetro trasparente e sterile (concentrazione diluita = 0,05 mg/mL).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Parametri di scansione<ol>
<li>Utilizzare i parametri presentati nella Tabella 1 per preparare le sequenze di scansione.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Anestesia di fase 1: induzione e preparazione animale
<ol><li>Apparecchio<ol>
<li>Assicurarsi che tutte le apparecchiature siano accese e funzionino correttamente, compresi il miscelatore di ossigeno e aria, la piastra riscaldante e il sistema di scavenging attivo (vedere figura 1).</li>
		<li>Impostare il set point di temperatura dell'impianto di riscaldamento su 37,5 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Induzione animale<ol>
<li>Posizionare l'animale (ratto Sprague Dawley maschio di 90 giorni) nella camera di induzione e indurre l'anestesia con il 2,5% di isoflurano nel 30% di aria arricchita di ossigeno. NOTA: è possibile utilizzare una vasta gamma di età degli animali ed entrambi i sessi.</li>
		<li>Una volta che l'animale è anestetizzato, rimuoverlo dalla camera, pesare l'animale e posizionarlo nel cono del naso (al 2,5% di isoflurano) sulla piastra riscaldante nello spazio di preparazione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparazione animale<ol>
<li>Applicare un unguento lubrificante oftalmico su ciascun occhio per evitare l'essiccazione.</li>
		<li>Confermare la profondità dell'anestesia con una mancanza di risposta al pizzico della dita.</li>
		<li>Usa i clipper per radere un'area quadrata di 2 "per 2" sulla regione lombare inferiore della schiena dell'animale (cioè direttamente sopra la coda).</li>
		<li>Somministrare 0,015 mg/kg di soluzione di dexmedetomidina con un'iniezione intraperitoneale (p.i.) (ad esempio, un ratto da 300 g riceverebbe 0,18 ml) nel quadrante inferiore destro dell'addome utilizzando un ago da 25 G.</li>
		<li>Commutare il flusso di isoflurano dallo spazio di preparazione alla culla dell'animale.</li>
		<li>Sposta l'animale nella culla dell'animale. Posizionare saldamente i denti anteriori del topo sopra e nella barra del morso. Spingere il cono del naso sopra il naso per garantire una vestibilità aderente. NOTA: Se il cono del naso non copre la mascella inferiore, utilizzare un film di paraffina per tenere delicatamente la mascella chiusa mentre si sigilla anche intorno al cono del naso.</li>
		<li>Posizionare il pad respiratorio sotto l'addome del ratto sotto la gabbia toracica e ricodizionarlo fino a quando la forma d'onda della respirazione mostra una depressione profonda centrata su ciascun respiro (vedere la forma d'onda della respirazione nella Figura 2).</li>
		<li>Monitorare la respirazione dell'animale utilizzando il software di monitoraggio della fisiologia. Passare alla fase successiva dell'anestesia quando la respirazione è inferiore a 40 respiri/ min (bpm; circa 5 minuti dopo l'iniezione di dexmedetomidina).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Anestesia di fase 2: configurazione animale
<ol><li>Inserire le barre auricolari nel condotto uditivo per stabilizzare la testa del ratto nella culla dell'animale. Una volta posizionato, tirare in avanti sulla barra del morso e confermare che la testa non si muova. Regolare di riconseguire il cono del naso e il film di paraffina secondo necessità (vedere Figura 3a).</li>
	<li>Inserire la sonda di temperatura in un coperchio della sonda monouso prelubrificato. Inserire delicatamente la sonda di temperatura di circa 1/2 "nel retto e fissarla alla base della coda con nastro adesivo medico.</li>
	<li>Posizionare la clip del pulsossimetro sull'area metatarsale del piede posteriore, assicurandosi che la fonte di luce si trova sul fondo del piede (palmo). NOTA: la rotazione della clip può influire sul segnale; quindi, la creazione di un supporto per mantenere la zampa e la clip in posizione verticale porterà a una maggiore stabilità. Si noti inoltre che fino a quando il ratto non è a temperatura corporea normale, la saturazione di ossigeno può essere bassa (<95%).</li>
	<li>Utilizzare il peso del ratto per calcolare la velocità di infusione per espellere 0,015 mg/kg/h di dexmedetomidina (un ratto da 300 g riceve 0,18 ml/h).</li>
	<li>Impostare la pompa del farmaco per espellere la velocità di infusione calcolata.</li>
	<li>Riempire una siringa da 3 ml con la soluzione sterile e diluita di dexmedetomidina e inserire la punta dell'ago nell'estremità aperta della linea di infusione sterilizzata (che si estende dalla pompa del farmaco alla culla animale con l'ago sottocutaneo precedentemente attaccato). Riempire la linea e fissare la siringa nel supporto della siringa della pompa del farmaco.</li>
	<li>Spostare il blocco pusher in avanti fino a quando non tocca lo stantuffo e il farmaco viene espulso dall'ago, assicurandosi che la linea di infusione sia completamente piena.</li>
	<li>Usando una salvietta icool, pulire l'area rasata per rimuovere eventuali peli randagi.</li>
	<li>Pizzicare la pelle di circa due dita sopra la base della coda. Inserire 1/3 dell'ago della linea di infusione nella pelle tendata.</li>
	<li>Fissare l'ago alla pelle con un pezzo da 3 "di nastro medico largo. Posizionare un secondo pezzo di nastro medico largo sopra il primo, attraverso il ratto, e attaccato a entrambi i lati della culla dell'animale (vedere Figura 4). NOTA: È di fondamentale importanza che l'ago ferromagnetico sia ben fissato per impedire il movimento durante la scansione.</li>
	<li>Iniziare l'infusione di dexmedetomidina sottocutanea.</li>
	<li>Posiziona un pezzo di garza sul ponte del naso del ratto per creare una superficie piana per la bobina. Utilizzare nastro di carta, che non interferisce con il segnale MRI, per fissare la bobina alla testa del ratto, centrandola sul cervello (vedere Figura 3b,c).</li>
	<li>Fissare tutte le linee e i cavi all'interno della culla animale con nastro da laboratorio e verificare se tutti i segnali fisiologici sono stabili (vedere Figura 2).</li>
	<li>Posiziona gli asciugamani di carta sopra l'animale, fissandoli alla culla dell'animale con del nastro da laboratorio. Se si utilizza un sistema di riscaldamento ad aria, avvolgere un foglio di plastica attorno all'intera culla per contenere l'aria calda.</li>
	<li>Sposta l'animale nel foro e sintonizza il magnete.</li>
</ol>4. Anestesia di fase 3: acquisizione della scansione anatomica
<ol><li>Ridurre l'isoflurano all'1,5%, con conseguente aumento costante della respirazione a circa 45-50 bpm. Rimanere a questo livello per tutta la durata della scansione anatomica.</li>
	<li>Utilizzare la scansione del localizzatore FLASH per assicurarsi che il cervello sia allineato con l'isocentro del magnete (Figura 5a). Riposizionare l'animale e ripetere se necessario.</li>
	<li>Eseguire la scansione del localizzatore RARE ad alta risoluzione e utilizzare questo output di scansione per allineare 15 fette sagittali centrate sul cervello (da sinistra a destra, Figura 5b).</li>
	<li>Usando la fetta sagittale centrale, allineare la fetta assiale centrale alla decussazione della commessura anteriore, che appare come una macchia scura (Figura 5c). Prendete nota dell'offset della sezione da utilizzare in un secondo momento nelle scansioni dello stato di riposo.</li>
	<li>Acquisisci 23 fette utilizzando i protocolli assiali FLASH e RARE per aiutare nella registrazione in uno spazio comune durante l'analisi post-scansione.</li>
	<li>Shim attraverso tutto il cervello usando la sequenza PRESS.</li>
</ol>5. Fase 4: acquisizione della scansione dello stato di riposo
<ol><li>Dopo aver completato le scansioni anatomiche, ridurre l'isoflurano allo 0,5% allo 0,75%, regolando in modo che la respirazione dell'animale sia di 60-65 respiri al minuto. Rimanere a questo livello per almeno 10 minuti prima di iniziare la scansione dello stato di riposo per garantire la stabilità.</li>
	<li>Quando la fisiologia è stabile (l'intervallo respiratorio è di 60-75 bpm senza ansimare o irregolarità, la temperatura corporea interna è di 37,5 ± 1,0 ° C e la saturazione di ossigeno è del 95% o superiore), acquisire una scansione EPI a 15 fette utilizzando la stessa fetta offset della serie assiale anatomica.</li>
	<li>Al termine di ogni scansione dello stato di riposo, controllare la qualità utilizzando un'analisi dei componenti indipendente (ICA) per scomporre i dati in componenti spaziali e temporali.</li>
	<li>Ottenere almeno tre scansioni dello stato di riposo di alta qualità.</li>
</ol>6. Recupero post-scansione
<ol><li>Al termine della scansione, aumentare l'isoflurano al 2% e interrompere l'infusione sottocutanea di dexmedetomidina.</li>
	<li>Rimuovere la culla dell'animale dal foro del magnete, scartare l'animale e rimuovere le barre auricolari, la sonda di temperatura, la clip del pulsossimetro e l'ago dexmedetomidina.</li>
	<li>Iniettare 0,015 mg/kg della soluzione diluita di atipamezolo nel muscolo della zampa posteriore del ratto usando una siringa da 1 mL con un ago da 25 G (cioè, un ratto da 300 g riceverebbe 0,09 ml).</li>
	<li>Rimettete il topo nella gabbia di casa sopra una piastra riscaldante e monitorate fino a quando l'animale non è deambulante.</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La stabilità dell'animale, sia fisicamente che fisiologicamente, è la chiave per ottenere dati di alta qualità sullo stato di riposo. Questo protocollo raggiunge la stabilità muovendosi attraverso quattro fasi distinte di anestesia. È imperativo che l'animale abbia raggiunto le soglie fisiologiche impostate prima di passare alla fase successiva dell'anestesia; poiché questo metodo si basa su meccanismi autoregolatori fisiologici, i singoli animali possono richiedere quantità di tempo leggermente diverse in ogni fase dell...

La risonanza magnetica funzionale allo stato di riposo (rs-fMRI) è una misura del segnale dipendente dal livello di ossigeno nel sangue (BOLD) quando il cervello è a riposo e non impegnato in alcun compito particolare. Questi segnali possono essere utilizzati per misurare le correlazioni tra le regioni del cervello per determinare la connettività funzionale all'interno delle reti neurali. rs-fMRI è ampiamente utilizzato negli studi clinici a causa della sua non invasività e della bassa quantità di sforzo richiesto ai pazienti (rispetto alla fMRI basata su attività) che lo rende ottimale per diverse popolazioni dipazienti 1.
I progressi tecnologici hanno permesso di adattare rs-fMRI per l'uso in modelli di roditori per scoprire i meccanismi alla base degli stati di malattia (vedi riferimento2 per la revisione). I modelli animali preclinici, compresi i modelli di malattia o knockout, consentono una vasta gamma di manipolazioni sperimentali non applicabili nell'uomo e gli studi possono anche utilizzare campioni post-mortem per migliorare ulteriormente gli esperimenti2. Tuttavia, a causa della difficoltà sia nel limitare il movimento che nel mitigare lo stress, l'acquisizione della risonanza magnetica nei roditori viene tradizionalmente eseguita in anestesia. Gli agenti anestetici, a seconda della loro farmacocinetica, farmacodinamica e bersagli molecolari, influenzano il flusso sanguigno cerebrale, il metabolismo cerebrale e potenzialmente influenzano le vie di accoppiamento neurovascolare.
Ci sono stati numerosi sforzi per sviluppare protocolli anestetici che preservino l'accoppiamento neurovascolare e la funzione della retecerebrale3,4,5,6,7,8. In precedenza abbiamo riportato un regime anestetico che applicava una bassa dose di isoflurano insieme a una bassa dose dell'agonista del recettore adrenergico α2 dexmedetomidina9. I ratti con questo metodo di anestesia hanno mostrato robuste risposte BOLD alla stimolazione dei baffi in regioni coerenti con le vie di proiezione stabilite (nuclei talamici ventrolaterali e ventromediali, corteccia somatosensoriale primaria e secondaria); sono state rilevate in modo coerente anche reti cerebrali a riposo su larga scala, tra cui la rete in modalità predefinita10,11 e la rete di salienza12. Inoltre, questo protocollo anestetico consente l'imaging ripetuto sullo stesso animale, che è importante per monitorare longitudinalmente la progressione della malattia e l'effetto delle manipolazioni sperimentali.
Nel presente studio, descriviamo in dettaglio la configurazione sperimentale, la preparazione degli animali e le procedure di monitoraggio fisiologico coinvolte. In particolare, descriviamo le fasi anestetiche specifiche e l'acquisizione delle scansioni durante ogni fase. La qualità dei dati viene valutata dopo ogni scansione a riposo. Nella discussione è incluso anche un breve riepilogo dell'analisi post-scansione. I laboratori interessati a scoprire il potenziale dell'uso di rs-fMRI nei ratti troveranno utile questo protocollo.

<table><tbody><tr><td>Risonanza magnetica 9.4T</td><td>Varian/Bruker</td><td></td><td>Varian aggiornato con la console Bruker con software Paravision 6.0.1</td></tr><tr><td>Miscelatore aria-ossigeno Sechrist</td><td></td><td>Modello 3500CP-G</td><td></td></tr><tr><td>Analisi delle neuroimmagini funzionali (AFNI)</td><td>NIMH/NIH</td><td>Versione AFNI_18.3.03</td><td>Disponibile gratuitamente all'indirizzo: https://afni.nimh.nih.gov/</td></tr> <tr><td>Animal Cradle</td><td>RAPID Biomedical</td><td>LHRXGS-00563</td><td>supporto per ratti con barra del morso, cono del naso e barre auricolari</td></tr><tr><td>Monitoraggio della fisiologia animale Sistema di gating</td><td>SAII</td><td>Modello 1025</td><td>Sistema compatibile con MR che include saturazione di ossigeno, temperatura, respirazione e pulsossimetria a fibre ottiche Add-on</td></tr><tr><td>Antisedan (atipamezolo cloridrato)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-867-7097</td><td>Zoetis, Produttore Articolo #10000449</td></tr><tr><td>Forbici in ceramica sicure per la risonanza magnetica</td><td>MRIequip.com</td><td>Clippers MT-6003</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-882-1032</td><td>Kit combinato per rifinitore di ritocco Wahl, Produttore Articolo #09990-1201</td></tr><tr><td>Dexmedesed (dexmedetomidina cloridrato)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1801</td><td>Dechra Veterinary Products, Produttore Articolo#17033-005-10</td></tr><tr><td>Termometro rettale digitale copre</td><td>Medline</td><td>MDS9608</td><td></td></tr><tr><td>FMRIB Libreria software</td><td>FMRIB</td><td>MELODIC Versione 3.15</td><td>Disponibile gratuitamente presso: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki</td></tr><tr><td>Heating Pad</td><td>Cara Inc.</td><td>Modello 50</td><td></td></tr><tr><td>Pinze emostatice, diritte</td><td>Kent Scientific</td><td>INS750451-2</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Veterinario</td><td>07-893-1389</td><td>Patterson Private Label, Produttore Articolo #14043-0704-06</td></tr><tr><td>Vaporizzatore di isoflurano</td><td>VetEquip Inc.</td><td></td><td></td>911103</tr><tr><td>Nastro da laboratorio, aghi da 3/4"</td> <td>VWR International</td><td>89097-990</td><td></td></tr><tr><td>, 23 gauge</td><td>BD</td><td>305145</td><td>mozzo in plastica rimosso</td></tr><tr><td>Parafilm Laboratory Film</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-0260</td><td>Medline Industries Inc., Produttore Articolo #HSFHS234526A</td></tr><tr><td>Bobina di superficie planare</td><td>Bruker</td><td>T12609</td><td>Polietilene da 2 cm</td></tr><tr><td> Tubo</td><td>Braintree Scientific</td><td>PE50 50FT</td><td>0.023" (diametro interno), 0.038" (diametro esterno)</td></tr><tr><td>Unguento oftalmico</td><td>Puralube Patterson Veterinary</td><td>07-888-2572</td><td>Dechra Veterinary Products, Produttore Articolo #211-38</td></tr><tr><td>Sprague Dawley Rats</td><td>Charles River</td><td>400 SAS SD</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina sterile allo 0,9%</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-892-4348</td><td>Aspen Vet, Produttore Articolo #14208186</td></tr><tr><td>Tamponi sterili per la preparazione dell'alcol</td><td>Medline</td><td>MDS090735</td><td></td></tr><tr><td>Nastro chirurgico, 1" (3M Durapore)</td><td>Medline</td><td>MMM15381Z</td><td>3M Healthcare, "nastro medico largo"</td></tr><tr><td>Nastro chirurgico in carta bianca, 1/2" (3M Micropore)</td><td>Medline</td><td>MMM15300</td><td>Siringhe 3M Healthcare</td></tr><tr><td>, 1 ml con ago calibro 25</td><td>BD</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>Siringhe, 3 mL</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Sistema di induzione e lavaggio ventilato</td><td>VetEquip Inc.</td><td>942102</td><td>Camera di induzione da 2 litri con 411724</td></tr><tr><td></td><td></td>di evacuazione<td></td><td></td></tr> attiva <tr>Cubo di evacuazione <td>Omega 931600</td>, cono di evacuazione <td>"vuoto"</td>921616, non rebreathing<td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

acquisizione dei dati di risonanza magnetica funzionale a riposo nel ratto

Acquisition of Resting-State Functional Magnetic Resonance Imaging Data in the Rat

La risonanza magnetica funzionale allo stato di riposo (rs-fMRI) è diventata un metodo sempre più popolare per studiare la funzione cerebrale in uno stato di riposo, non di attività. Questo protocollo descrive un metodo di sopravvivenza preclinica per ottenere dati rs-fMRI. La combinazione di isoflurano a basso dosaggio con infusione continua dell'agonista del recettore adrenergico α2 dexmedetomidina fornisce un'opzione robusta per un'acquisizione dati stabile e di alta qualità preservando la funzione della rete cerebrale. Inoltre, questa procedura consente la respirazione spontanea e la fisiologia quasi normale nel ratto. Ulteriori sequenze di imaging possono essere combinate con l'acquisizione dello stato di riposo creando protocolli sperimentali con stabilità anestetica fino a 5 ore utilizzando questo metodo. Questo protocollo descrive la configurazione delle apparecchiature, il monitoraggio della fisiologia del ratto durante quattro fasi distinte dell'anestesia, l'acquisizione di scansioni dello stato di riposo, la valutazione della qualità dei dati, il recupero dell'animale e una breve discussione dell'analisi dei dati post-elaborazione. Questo protocollo può essere utilizzato in un'ampia varietà di modelli di roditori preclinici per aiutare a rivelare i cambiamenti della rete cerebrale risultanti che si verificano a riposo.

Dopo ogni scansione dello stato di riposo, la stabilità viene valutata utilizzando un'analisi dei componenti indipendente (ICA; script di esempio incluso in File supplementari). Nella Figura 6 sono illustrati esempi di output di componenti da scansioni a stato di riposo. La Figura 6a mostra un componente di segnale da una scansione con elevata stabilità. Si noti che spazialmente, il componente ha un'elevata regionalità. All'interno del corso tem...

Questo protocollo descrive un metodo per ottenere dati stabili di risonanza magnetica funzionale (rs-fMRI) allo stato di riposo da un ratto utilizzando isoflurano a basso dosaggio in combinazione con dexmedetomidina a basso dosaggio.

Acquisizione dei dati di risonanza magnetica funzionale a riposo nel ratto

Resting-state functional magnetic resonance imaging (rs-fMRI) has become an increasingly popular method to study brain function in a resting, non-task ...

La risonanza magnetica funzionale allo stato di riposo, o fMRI a riposo, è diventata un metodo sempre più popolare per studiare la funzione cerebrale in uno stato di riposo non di attività. I progressi tecnologici hanno permesso di adattare la fMRI allo stato di riposo per l'uso in modelli di roditori e può essere utilizzata per scoprire i meccanismi alla base degli stati patologici. Il protocollo qui descritto combina isoflurano a basso dosaggio con dexmedetomidina a basso dosaggio, consentendo l'acquisizione di dati di alta qualità e la conservazione della funzione della rete cerebrale.Questo metodo consente anche la respirazione spontanea e la fisiologia quasi normale per un massimo di cinque ore. In questo video, copriamo il monitoraggio della fisiologia del ratto durante quattro fasi distinte di anestesia, induzione e preparazione animale, configurazione animale, acquisizione di scansioni anatomiche e acquisizione di scansioni a riposo seguite da valutazione della qualità dei dati. Utilizzando un sistema per fornire anestetico inalato e eliminare i gas di scarico da tutte le aree necessarie, indurre l'anestesia con il 2,5% di isoflurano nel 30% di aria arricchita di ossigeno.Una volta che l'animale è anestetizzato, rimuoverlo dalla camera, pesare l'animale e posizionarlo nel cono del naso sulla piastra riscaldante nello spazio di preparazione, rimanendo al 2,5% di isoflurano. Applicare un unguento lubrificante oftalmico su ciascun occhio per evitare l'essiccazione. Conferma la profondità dell'anestesia con una mancanza di risposta al pizzico della punta, Usa i clipper per radere un'area quadrata di due pollici per due pollici sulla regione lombare inferiore della schiena dell'animale direttamente sopra la coda.Somministrare 0,015 milligrammi per chilogrammo di soluzione di dexmedetomidina con un'iniezione intraperitoneale nel quadrante inferiore destro dell'addome utilizzando un ago calibro 25. Commutare il flusso di isoflurano dallo spazio di preparazione alla culla dell'animale. Sposta l'animale nella culla dell'animale.Posizionare saldamente i denti anteriori del topo sopra e nella barra del morso. Spingere il cono del naso sopra il naso per garantire una vestibilità aderente. Se il cono del naso non copre la mascella inferiore, Parafilm può essere utilizzato per tenere delicatamente la mascella chiusa mentre sigilla anche intorno al cono del naso.Posiziona il pad respiratorio sotto l'addome dell'animale sotto la gabbia toracica e riposizionalo fino a quando la forma d'onda della respirazione mostra una depressione profonda centrata su ogni respiro. Passare alla fase successiva dell'anestesia quando la respirazione è inferiore a 40 respiri al minuto. Inserisci le barre auricolari nel condotto uditivo per stabilizzare la testa del ratto nella culla dell'animale.Una volta posizionato, tirare in avanti sulla barra del morso e confermare che la testa non si muova. Riregolare il cono del naso e parafilm secondo necessità. Inserire la sonda di temperatura in un coperchio della sonda monouso prelubrificato.Inserire delicatamente la sonda di temperatura di circa 1/2 pollice nel retto e fissarla alla base della coda con nastro adesivo medico. Posizionare la clip del pulsossimetro sulla zona metatarsale del piede posteriore, assicurandosi che la fonte di luce si trova sul fondo del piede. La rotazione della clip può influenzare il segnale, quindi, la creazione di un supporto per mantenere la zampa e la clip in posizione verticale porterà a una maggiore stabilità.Calcolare la velocità di infusione per 0,015 milligrammi per chilogrammo all'ora di dexmedetomidina. Impostare la pompa del farmaco sulla velocità di infusione calcolata e riempire la linea di infusione. Usando una salvietta icool, pulire l'area rasata per rimuovere eventuali peli randagi.Pizzicare la pelle di circa due dita sopra la base della coda. Inserire 1/3 dell'ago della linea di infusione nella pelle tendata. Fissare l'ago alla pelle con un pezzo da tre pollici di nastro medico largo.Posiziona un secondo pezzo di nastro medico largo sopra il primo attraverso il ratto e attaccato a entrambi i lati della culla dell'animale. È di fondamentale importanza che l'ago ferromagnetico sia ben fissato per impedire il movimento durante la scansione. Iniziare l'infusione di dexmedetomidina sottocutanea.Posiziona un pezzo di garza sul ponte del naso del ratto per creare una superficie piana per la bobina. Utilizzare nastro di carta, che non interferisce con il segnale MRI, per fissare la bobina alla testa del ratto, centrandola sul cervello. Posiziona gli asciugamani di carta sopra l'animale, fissandoli alla culla dell'animale con del nastro da laboratorio.Se si utilizza un sistema di riscaldamento ad aria, avvolgere un foglio di plastica attorno all'intera culla per contenere l'aria calda. Sposta l'animale nel foro e sintonizza il magnete. Ridurre l'isoflurano all'1,5%, con conseguente aumento costante della respirazione a circa 45-50 respiri al minuto.Rimanere a questo livello per tutta la durata della scansione anatomica. Utilizzare la scansione del localizzatore FLASH per assicurarsi che il cervello sia allineato con l'isocentro del magnete. Riposizionare l'animale e ripetere se necessario.Esegui la scansione del localizzatore RARE ad alta risoluzione e utilizza questo output di scansione per allineare 15 fette sagittali centrate sul cervello. Usando la fetta sagittale centrale, allineare la fetta assiale centrale alla decussazione della commessura anteriore, che appare come una macchia scura. Prendete nota dell'offset della sezione da utilizzare in un secondo momento nelle scansioni dello stato di riposo.Acquisisci 23 fette utilizzando i protocolli assiali FLASH e RARE per aiutare nella registrazione in uno spazio comune durante l'analisi post-scansione. Shim attraverso tutto il cervello usando la sequenza PRESS. Dopo aver completato le scansioni anatomiche, ridurre l'isoflurano allo 0,5-0,75% regolando in modo che la respirazione dell'animale sia da 60 a 65 respiri al minuto.Rimanere a questo livello per almeno 10 minuti prima di iniziare la scansione dello stato di riposo per garantire la stabilità. Quando la fisiologia è stabile, acquisire una scansione EPI a 15 fette utilizzando lo stesso offset a fette della serie assiale anatomica. Al termine di ogni scansione dello stato di riposo, verificare la qualità utilizzando un'analisi dei componenti indipendente per scomporre i dati in componenti spaziali e temporali.Ottenere almeno tre scansioni dello stato di riposo di alta qualità. Al termine della scansione, aumentare l'isoflurano al 2% e interrompere l'infusione sottocutanea di dexmedetomidina. Rimuovere la culla dell'animale dal foro del magnete e riportare l'animale nello spazio di preparazione.Iniettare 0,015 milligrammi per chilogrammo della soluzione diluita di atipamezolo nel muscolo della zampa posteriore del ratto usando un ago calibro 25. Rimettete il topo nella gabbia di casa sopra una piastra riscaldante e monitorate fino a quando l'animale non è deambulante. Utilizzando un'analisi indipendente dei componenti, valutare la stabilità dopo ogni scansione dello stato di riposo.Mostrato qui è un esempio di stabilità molto elevata. Si noti che, spazialmente, i componenti hanno un'elevata regionalità. All'interno del corso temporale mostrato nel pannello centrale, il segnale è stabile e non prevedibile, il che è indicativo della vera attività cerebrale.Lo spettro di potenza nella parte inferiore mostra prevalentemente basse frequenze. Di seguito è mostrato un componente di disturbo della stessa scansione. Si noti la non regionalità, il corso temporale ad alta frequenza e il singolo picco ad alta frequenza nello spettro di potenza.I componenti del rumore devono essere rimossi dal rumore durante l'analisi post-scansione. Infine, questo componente proviene da una scansione in cui l'anestesia non era stabile. Il percorso temporale visualizzato è variabile e irregolare.Quando ciò accade, sono necessari miglioramenti al protocollo anestetico, comunemente al soffitto del cono del naso e allo scavenging dei gas di scarico. La stabilità dell'animale, sia fisicamente che fisiologicamente, è la chiave per ottenere dati di alta qualità sullo stato di riposo. È imperativo che l'animale soddisfi le soglie fisiologiche stabilite prima di passare alla fase successiva dell'anestesia.Seguendo questa tecnica di sopravvivenza, la fMRI allo stato di riposo può essere utilizzata in studi longitudinali, in combinazione con manipolazioni sperimentali, e per esplorare modelli di malattia. La combinazione di isoflurano a basso dosaggio con dexmedetomidina utilizzata in questo protocollo consente un'ampia varietà di studi preclinici per i ricercatori interessati a visualizzare il cervello del roditore nel suo stato di riposo.

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Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Abbiamo sviluppato un metodo per il controllo simultaneo risonanza magnetica funzionale e la registrazione elettrofisiologica del cervello dei roditori, fornendo una piattaforma per l'indagine del rapporto tra attività neurale e il livello di ossigenazione blood dipendente (BOLD) segnale RM.

FMRI simultanea ed Elettrofisiologia nel cervello roditori

Fonte: Chiu, S., et al. Risonanza magnetica a contrasto di fase nell'arteria carotide comune di ratto. J. Vis. Exp. (2018). Questo video mostra la risonanza magnetica a contrasto di fase (PC-MRI) per misurare il flusso sanguigno nell'arteria carotide comune di un ratto. Dopo aver assicurato un ratto anestetizzato sul letto della risonanza magnetica e aver assicurato parametri fisiologici stabili, l'arteria carotide comune viene scansionata per acquisire immagini a intervalli definiti. Il flusso...

 Risonanza magnetica a contrasto di fase per valutare il flusso sanguigno nelle arterie di un ratto

Fonte: Blanc, J., et al. Spettroscopia di risonanza magnetica funzionale a 7 t nella corteccia del barile di ratto durante l'attivazione dei baffi. J. Vis. Exp. (2019)Questo video mostra il metodo di analisi dei cambiamenti metabolici nella corteccia del barile di ratto utilizzando la spettroscopia di risonanza magnetica funzionale durante la stimolazione dei baffi. Gli spettri dei metaboliti al basale vengono confrontati con gli spettri stimolati per rilevare l'aumento del lattato nella...

Spettroscopia di risonanza magnetica funzionale della corteccia del fusto di ratto durante la stimolazione dei baffi

La tomografia a emissione di positroni per piccoli animali consente di valutare i due principali substrati energetici del cervello: glucosio e chetoni. Nel presente metodo, 11C-acetoacetato e 18F-fluorodesossiglucosio vengono iniettati in sequenza in ciascun animale e il loro assorbimento viene misurato quantitativamente in specifiche regioni cerebrali determinate dalle immagini di risonanza magnetica.

Un protocollo PET-MRI a doppio tracciante per la misura quantitativa dell'assorbimento dei substrati energetici cerebrali regionali nel ratto

Sono stati tradizionalmente condotti studi funzionali del sistema uditivo dei mammiferi utilizzando tecniche spazialmente concentrati come registrazioni elettrofisiologiche. Il seguente protocollo descrive un metodo di visualizzare modelli su larga scala di attività emodinamica evocata nel gatto corteccia uditiva utilizzando la risonanza magnetica funzionale.

Imaging funzionale di Auditory Cortex in gatti adulti utilizzando ad alto campo fMRI

Questo protocollo descrive un metodo standard per la simultanea risonanza magnetica funzionale e la stimolazione cerebrale profonda nei roditori. L'uso combinato di questi strumenti sperimentali consente l'esplorazione di attività downstream globale in risposta alla stimolazione elettrica a qualsiasi bersaglio cervello.

La stimolazione cerebrale profonda con simultanea fMRI in Roditori

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di misurare il flusso sanguigno nell'arteria carotica comune ratto utilizzando la risonanza magnetica di contrasto di fase non invadente.

Fase di contrasto risonanza magnetica nell'arteria carotica comune ratto

Dopo aver controllato di sangue-ossigeno-livello-dipendente funzionale imaging a risonanza magnetica (fMRI grassetto) che la corrispondente zona della corteccia somatosensoriale barile campo (chiamata S1BF) è correttamente attivato, il principale obiettivo di questo studio è quello di quantificare il contenuto del lattato fluttuazioni nei cervelli del ratto attivati dalla spettroscopia di risonanza magnetica del protone localizzata (1H-MRS) a 7 T.

Spettroscopia di risonanza magnetica funzionale a 7 T nella corteccia di canna del ratto durante l'attivazione Whisker

La risonanza magnetica (RMI) sui cani svegli senza restrizioni è un nuovo metodo con diversi vantaggi rispetto all'imaging con moderazione fisica o chimica. Questo protocollo introduce un metodo di formazione conveniente che riduce al minimo la formazione nell'ambiente MRI, che può essere costoso, e massimizza il pool di soggetti disponibile per la risonanza magnetica funzionale canina.

Cani da addestramento per l'imaging a risonanza magnetica funzionale ascia di ascia di tempo e senza restrizioni

Viene descritta una nuova procedura dettagliata per l'imaging funzionale di ratti svegli e fissati con la testa.

Protesi alla testa per il neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa

L'acquisizione di dati di tomografia dinamica a emissione di positroni (PET) e la ricostruzione in intervalli di tempo consente l'analisi della connettività cerebrale metabolica a livello di singolo soggetto. Descriviamo un metodo per acquisire dati PET dinamici [18F]FDG del cervello di ratto e ottenere una matrice di connettività attraverso l'estrazione di curve tempo-attività di volumi di interesse.

Studio della connettività cerebrale metabolica utilizzando la tomografia a emissione di positroni dinamica 2-deossi-2-[18F]Fluoro-D-glucosio a livello di singolo soggetto

Scopri l'acquisizione di dati rs-fMRI nel ratto utilizzando isoflurano e dexmedetomidina a basso dosaggio. Questo metodo preserva la funzione delle reti cerebrali e mantiene la fisiologia quasi normale per cinque ore.

Acquisizione dei dati di risonanza magnetica funzionale a riposo nel ratto

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