Name: Piggy iperattivoTrasponsi-mediata dalla trasposizione della linea germinale nel verme dellesercito autunnale, Spodoptera frugiperda (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Scopri la trasformazione germinale mediata da piggyBac nel lepidottero Spodoptera frugiperda. Questo metodo efficiente consente la produzione di insetti transgenici per la genomica funzionale e il controllo dei parassiti.

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La ricerca riportata è supportata dalla National Science Foundation I / UCRC, dal Center for Arthropod Management Technologies, sotto Grant No IIP-1821936 e da partner industriali, Agriculture and Food Research Initiative Competitive Grant No. 2019-67013-29351 e National Institute of Food and Agriculture, US Department of Agriculture (2019-67013-29351 e 2353057000).

1. Sintesi in vitro di mRNA hyPBase
NOTA: La sequenza di codifica completa della sequenza hyPBase è stata sintetizzata e inserita in un vettore pTD1-Cas9 (vedi la Tabella dei materiali)per produrre il costrutto pTD1-hyPBase, che contiene una cassetta che esprime hyPBase, promotore T7: poliedrino-5' UTR: hyPBase: poliedrina-3' UTR: poly (A). La sequenza completa del costrutto pTD1-hyPBase è fornita nel Materiale supplementare.
<ol><li>Preparazione del modello per la sintesi in vitro<ol>
<li>Eseguire una reazione PCR per amplificare la cassetta che esprime hyPBase utilizzando un primer in avanti, 5'- atgcggtgtgaaataccgcacagatgcg-3' e un primer inverso 5'- tagaggccccaaggggttatgctag-3', polimerasi ad alta fedeltà e plasmide pTD1-hyPBase come modello. NOTA: La reazione PCR (volume finale di 50 μL) contiene 5,0 μL di 10x tampone di reazione, 4,0 μL di 10 mM di desossinucleoside trifosfato (dNTP), 1,0 μL di plasmide (50 μg/μL), 1,0 μL di polimerasi ad alta fedeltà, 1,0 μL ciascuno di primer avanti e indietro da 10 μM e 33 μL di acqua priva di nucleasi. Le impostazioni erano le seguenti: un'incubazione iniziale di 95 °C per 3 minuti, seguita da 35 cicli di 98 °C per 10 s, 60 °C per 15 s e 68 °C per 2 min.</li>
		<li>Controllare il prodotto PCR su un gel di agarosio all'1% a 120 V in tampone fresco di acido tetraacetico Tris-acetato-etilendiammina (TAE) per 30 minuti e purificare il prodotto con il kit di estrazione del gel. NOTA: non utilizzare il kit di purificazione del prodotto PCR. Anche una traccia del plasmide pTD1-hyPBase riduce significativamente l'efficienza della sintesi in vitro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sintesi in vitro di mRNA hyPBase utilizzando un kit commerciale<ol>
<li>Scongelare completamente i reagenti congelati, mantenere l'enzima e 2x soluzione NTP/CAP sul ghiaccio e lasciare il tampone di reazione 10x scongelato a temperatura ambiente.</li>
		<li>Assemblare la reazione a temperatura ambiente aggiungendo i seguenti componenti: 2x soluzione NTP/CAP: 10 μL; 10x Tampone di reazione: 2 μL; Modello DNA: 0,1-0,2 μg; Miscela enzimatica: 2 μL; Acqua priva di nucleasi a 20 μL.</li>
		<li>Mescolare accuratamente i reagenti convogliando delicatamente la miscela su e giù e incubare a 37 °C per 2-4 ore.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Recupero dell'mRNA sintetizzato mediante precipitazione del cloruro di litio<ol>
<li>Aggiungere 30 μL di soluzione di precipitazione LiCl, mescolare accuratamente facendo scorrere il tubo e quindi mantenere a -20 °C per ≥ 30 minuti.</li>
		<li>Centrifugare a 4 °C per 15 minuti alla massima velocità e rimuovere con cura il surnatante.</li>
		<li>Lavare il pellet una volta con 1 mL di etanolo al 70%, ricentravorare e rimuovere accuratamente il surnatante.</li>
		<li>Asciugare il pellet a temperatura ambiente per 1-2 minuti, quindi risospesciare il pellet con 20-40 μL di acqua priva di nucleasi.</li>
		<li>Diluire 1 μL di soluzione di mRNA con 9 μL di acqua priva di nucleasi. Prendi 2 μL per determinare la concentrazione di mRNA e usa 8 μL per controllare la qualità dell'mRNA su un gel di agarosio all'1% a 100 V in tampone TAE fresco per 40 minuti.</li>
		<li>Aliquotare la soluzione di mRNA e conservare congelata a -70 °C per un massimo di un anno. NOTA: Non asciugare completamente il pellet di mRNA; potrebbe essere più difficile scioglierlo in acqua.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Microiniezione
<ol><li>Raccolta di uova<ol>
<li>Metti 12 pupe maschili e 12 pupe femmine in una scatola di 15 cm x 15 cm x 10 cm. Coprire la scatola con un tovagliolo di carta. Posizionare una soluzione di saccarosio al 10% nella scatola per l'alimentazione degli adulti.</li>
		<li>Il giorno 2 dopo l'eclosion, esporre gli adulti a una luce intensa durante la notte.</li>
		<li>Il giorno 3 dopo l'eclosion, trasferisci gli adulti dal passaggio 2.1.2 in un luogo buio. Raccogliere gli embrioni entro 2 ore dall'ovodeposizione.</li>
		<li>Aggiungere gocce d'acqua al pezzo di un tovagliolo di carta con uova fresche conservate in una capsula di Petri su ghiaccio. Trasferire delicatamente le uova su un vetrino con un pennello sottile e allinearle una ad una su una diapositiva di vetro. Tenere i vetrini con le uova allineate sul ghiaccio prima della microiniezione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Configurazione della microiniezione<ol>
<li>Iniettare una miscela di un plasmide transgenico che esprime proteine fluorescenti verdi (EGFP) (200 ng/μL), pBac: hr5ie1-EGFP-SV40, mRNA hyPBase (200 ng/μL) e acqua distillata sterile nelle uova, utilizzando la pressione di compensazione del microiniettore automatizzato (vedere la tabella dei materiali).</li>
		<li>Conservare le uova iniettate a 27 ± 1 °C, 60 ± 10% di umidità relativa fino alla schiusa.</li>
		<li>Nutrire le larve tratteggiate con una dieta artificiale e trasferire ogni larva in una piccola tazza all'inizio del 3° stadio instar (~ 6 mm di lunghezza e il colore del corpo diventa nero).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Screening di fluorescenza e incrocio genetico
<ol><li>Raccogli le pupe e posiziona ~ 150 pupe femmine e ~ 150 pupe maschili in una gabbia di 35 cm x 35 cm x 35 cm. Appendere diversi pezzi di carta assorbente (~ 30 cm x 15 cm) nella gabbia per raccogliere le uova.</li>
	<li>Raccogliere gli asciugamani di carta con le uova ogni giorno e mantenere le uova a 27 ± 1 °C, 60 ± il 10% di umidità relativa fino alla schiusa.</li>
	<li>Tenere le larve neonate a 4 °C per 5 minuti per immobilizzarle, quindi trasferirle su una piastra ghiacciata.</li>
	<li>Schermare le larve neonate immobilizzate sotto uno stereomicroscopio a fluorescenza. Selezionare i neonati EGFP-positivi, portarli allo stadio pupale in ~ 2 settimane a 27 ± 1 ° C e separarli per sesso in base alle differenze fenotipiche nei segmenti dell'addome ventrale. NOTA: La pupa femminile ha un'apertura genitale a fessura sull'ottavo segmento addominale e i margini cefalici del nono e decimo segmento curvano verso l'apertura genitale. L'apertura genitale della pupa maschile ha una leggera elevazione sul nono segmento addominale.</li>
	<li>Posiziona le pupe EGFP-positive e le pupe selvatiche del sesso opposto in un rapporto maschio: femmina di 1: 1 in una gabbia. Sib-cross gli adulti che esprimono EGFP per produrre le generazioni successive.</li>
</ol>4. Rilevazione PCR dell'inserzione transgenica
<ol><li>Estrarre il DNA genomico dalle singole larve wild-type e EGFP-positive utilizzando qualsiasi kit commerciale di estrazione del DNA genomico seguendo le istruzioni del produttore.</li>
	<li>Eseguire una reazione PCR utilizzando il DNA genomico come modello; un primer in avanti, 5'- acgtacgctcctcgtgttccgttc-3' situato nella regione del promotore ie1; e un primer inverso, 5'- aagcactgcacgccgtaggtcag-3' situato nella regione EGFP del vettore di trasformazione.</li>
	<li>Impostare ogni reazione PCR (volume finale di 40 μL) per contenere 20 μL della miscela di polimerasi, 1,0 μL di DNA genomico (40 μg/μL), 1,0 μL ciascuno di 10 μM di primer avanti e indietro e 17 μL di acqua priva di nucleasi. Utilizzare le seguenti impostazioni: un'incubazione iniziale di 95 °C per 3 minuti, seguita da 35 cicli di 95 °C per 20 s, 56 °C per 20 s e 68 °C per 40 s impostazioni.</li>
	<li>Controllare i prodotti PCR su un gel di agarosio all'1% a 120 V per 30 min.</li>
</ol>5. Determinazione del sito di inserimento transgenico
<ol><li>Eseguire la TAIL-PCR ad alta efficienza utilizzando il DNA genomico come modello per determinare il sito di integrazione dell'inserimento transgenico negli insetti EGFP-positivi.<ol>
<li>Eseguire le reazioni PCR seguendo i passaggi descritti altrove9.<ol>
<li>Utilizzare tre primer, P1: 5'-atcagtgacacttaccgcattgacaagcacgcc-3', P2: 5'-tcacgggagctccaagcggcgactg-3' e P3: 5'-atgtcctaaatgcacagcgacggattcgcgct-3', che sono specifici per il vettore piggyBac, rispettivamente nei 3 round di reazione PCR.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sequenziare i prodotti PCR finali per determinare il sito di integrazione.</li>
</ol>

<ol><li>Gui, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+and+transcriptomic+analysis+unveils+population+evolution+and+development+of+pesticide+resistance+in+fall+armyworm+Spodoptera+frugiperda%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Cell%22%5BJournal%5D)">Genomic and transcriptomic analysis unveils population evolution and development of pesticide resistance in fall armyworm Spodoptera frugiperda.</a> Protein Cell. , (2020).</li>
<li>Montezano, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+plants+of+Spodoptera+frugiperda+%28Lepidoptera%3A+Noctuidae%29+in+the+Americas%5BTitle%5D)+AND+%22African+Entomology%22%5BJournal%5D)">Host plants of Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) in the Americas.</a> African Entomology. 26 (2), 286-300 (2018).</li>
<li>Li, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ectopic+expression+of+ecdysone+oxidase+impairs+tissue+degeneration+in+Bombyx+mori%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings%2C+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Ectopic expression of ecdysone oxidase impairs tissue degeneration in Bombyx mori.</a> Proceedings, Biological Sciences. 282 (1809), 20150513(2015).</li>
<li>Ogaugwu, C. E., Schetelig, M. F., Wimmer, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+sexing+system+for+Ceratitis+capitata+%28Diptera%3A+Tephritidae%29+based+on+female-specific+embryonic+lethality%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochemistry+and+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Transgenic sexing system for Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) based on female-specific embryonic lethality.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 43 (1), 1-8 (2013).</li>
<li>Gregory, M., Alphey, L., Morrison, N. I., Shimeld, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+transformation+with+piggyBac%3A+getting+the+number+of+injections+just+right%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Insect transformation with piggyBac: getting the number of injections just right.</a> Insect Molecular Biology. 25 (3), 259-271 (2016).</li>
<li>Otte, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+genetic+transformation+rates+in+honeybees%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Improving genetic transformation rates in honeybees.</a> Scientific Reports. 8 (1), 16534(2018).</li>
<li>Eckermann, K. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperactive+piggyBac+transposase+improves+transformation+efficiency+in+diverse+insect+species%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochemistry+and+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Hyperactive piggyBac transposase improves transformation efficiency in diverse insect species.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 98, 16-24 (2018).</li>
<li>Chen, X., Koo, J., Gurusamy, D., Mogilicherla, K., Palli, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caenorhabditis+elegans+systemic+RNA+interference+defective+protein+1+enhances+RNAi+efficiency+in+a+lepidopteran+insect%2C+the+fall+armyworm%2C+in+a+tissue-specific+manner%5BTitle%5D)+AND+%22RNA+Biology%22%5BJournal%5D)">Caenorhabditis elegans systemic RNA interference defective protein 1 enhances RNAi efficiency in a lepidopteran insect, the fall armyworm, in a tissue-specific manner.</a> RNA Biology. , 1-9 (2020).</li>
<li>Liu, Y. G., Chen, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-efficiency+thermal+asymmetric+interlaced+PCR+for+amplification+of+unknown+flanking+sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">High-efficiency thermal asymmetric interlaced PCR for amplification of unknown flanking sequences.</a> Biotechniques. 43 (5), 649-650 (2007).</li>
<li>Yusa, K., Zhou, L., Li, M. A., Bradley, A., Craig, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hyperactive+piggyBac+transposase+for+mammalian+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+Unites+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A hyperactive piggyBac transposase for mammalian applications.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the Unites States of America. 108 (4), 1531-1536 (2011).</li>
<li>Xu, H., O'Brochta, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+technologies+for+genetically+manipulating+the+silkworm+Bombyx+mori%2C+a+model+Lepidopteran+insect%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings%2C+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Advanced technologies for genetically manipulating the silkworm Bombyx mori, a model Lepidopteran insect.</a> Proceedings, Biological Sciences. 282 (1810), 20150487(2015).</li>
<li>Wu, S. C. -Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((piggyBac+is+a+flexible+and+highly+active+transposon+as+compared+to+sleeping+beauty%2C+Tol2%2C+and+Mos1+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+Unites+States+of+America%22%5BJournal%5D)">piggyBac is a flexible and highly active transposon as compared to sleeping beauty, Tol2, and Mos1 in mammalian cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the Unites States of America. 103 (41), 15008-15013 (2006).</li>
<li>Tamura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germline+transformation+of+the+silkworm+Bombyx+mori+L.+using+a+piggyBac+transposon-derived+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Germline transformation of the silkworm Bombyx mori L. using a piggyBac transposon-derived vector.</a> Nature Biotechnology. 18 (1), 81-84 (2000).</li>
<li>Handler, A. M., Harrell, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germline+transformation+of+Drosophila+melanogaster+with+the+piggyBac+transposon+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Germline transformation of Drosophila melanogaster with the piggyBac transposon vector.</a> Insect Molecular Biology. 8 (4), 449-457 (1999).</li>
<li>Dreyfus, M., Régnier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+poly+%28A%29+tail+of+mRNAs%3A+bodyguard+in+eukaryotes%2C+scavenger+in+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The poly (A) tail of mRNAs: bodyguard in eukaryotes, scavenger in bacteria.</a> Cell. 111 (5), 611-613 (2002).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Il basso tasso di trasposizione e la difficoltà di fornire componenti transgenici in embrioni freschi limitano il successo della trasformazione germinale in molti insetti non modello, specialmente quelli di ordine, Lepidotteri. Per aumentare il tasso di trasformazione della linea germinale, è stata sviluppata una versione iperattiva della trasposasi piggyBac più utilizzata (hyPBase)7,10. Ad oggi, la trasformazione germinale di successo negli insetti lepi...

Il verme dell'esercito autunnale (FAW), Spodoptera frugiperda, è originario delle regioni tropicali e subtropicali dell'America. Attualmente, questo è un erbivoro insetto devastante in più di 100 paesi in tutto il mondo1. Le larve faw si nutrono di oltre 350 piante ospiti, tra cui alcune importanti colture alimentari di base2. La forte capacità migratoria degli adulti FAW contribuisce alla sua recente rapida diffusione dalle Americhe ad altri luoghi1,2. Di conseguenza, questo insetto sta ora minacciando la sicurezza alimentare a livello internazionale. L'applicazione di nuove tecnologie può facilitare studi avanzati in FAW e fornire nuove strategie per gestire questo parassita.
La trasformazione germinale degli insetti è stata utilizzata per studiare la funzione genica e generare insetti transgenici da utilizzare nel controllogenetico3,4. Tra i vari metodi utilizzati per ottenere la trasformazione genetica negli insetti, il metodo basato sugli elementi piggyBac è il metodo più utilizzato5. Tuttavia, a causa del basso tasso di trasposizione, è ancora difficile condurre la transgenesi in insetti non modello. Recentemente, una versione iperattiva di piggyBac transposase (hyPBase) è stata sviluppata6,7. La trasformazione germinale è stata raggiunta in FAW recentemente8, che è il primo rapporto che ha utilizzato l'hyPBase negli insetti lepidotteri. In questo rapporto vengono descritte informazioni dettagliate sull'utilizzo di mRNA hyPBase nella generazione di FAW transgenica. Il metodo qui descritto potrebbe essere applicato per ottenere la trasformazione di altri insetti lepidotteri.

<table><tbody><tr><td>1.5 "Rotoli di cotone dentale</td><td>PlastCare USA</td><td>8542025591</td><td>ALLEVAMENTO</td></tr> 1 <tr><td>oz Coperchi per tazze da soufflé</td><td>DART</td><td>PL1N</td><td></td></tr><tr><td>Tazze per soufflé da 1 oz</td><td>DART</td><td>P100N</td><td>ALLEVAMENTO</td></tr><tr><td>48 oz Contenitori per gastronomia in plastica</td><td>Genpack</td><td>AD48</td><td>REARING</td></tr><tr><td>Set di filtri aggiuntivi (verde)</td><td>NightSea LLC</td><td>SFA-BLFS-GR</td><td>SCREENING</td></tr><tr><td>Vetro borosilicato</td><td>Sutter Instruments</td><td>BF100-50-10</td><td>INIEZIONE</td></tr><tr><td>Vetro borosilicato</td><td>SUTTER INSTRUMENT</td><td>BF-100-50-10</td><td></td></tr><tr><td>Cannocchiale da dissezione</td><td>Nikon</td><td>SMZ745T</td><td>SCREENING</td></tr><tr><td>Pinze peso piuma</td><td>BioQuip</td><td>4750</td><td>REARING</td></tr><tr><td>Gutter Guard</td><td>ThermWell Products</td><td>VX620</td><td>REARING</td></tr><tr><td>Invertita Microscopio</td><td>Olympus</td><td>IX71</td><td>INIEZIONE</td></tr><tr><td>Microiniettore</td><td>Narishige</td><td>IM-300</td><td>INIEZIONE</td></tr><tr><td>Estrattore per micropipette</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-1000</td><td>INIEZIONE</td></tr><tr><td>Vetrini per microscopio</td><td>VWR</td><td>16004-22</td><td>INIEZIONE</td></tr><tr><td>NightSea Sistema completo</td><td>NightSea LLC</td><td>SFA-RB-DIM</td><td>SCREENING</td></tr><tr><td>Azoto gassoso</td><td>AWG/ Scott-Gross</td><td>NI 225</td><td>INIEZIONE</td></tr><tr><td>Asciugamani di carta</td><td>Bounty</td><td>&nbsp; 43217-45074</td><td>REARING</td></tr><tr><td>Spodoptera frugiperda Artificial Diet</td><td>Southland Products, Inc</td><td>N/A [Richiesta Specie/Quantità]</td><td>REARING</td></tr><tr><td>Spodoptera frugiperda Eggs</td><td>Benzon Research, Inc</td><td>N/A [Richiesta Specie/Quantità]</td><td>BREEDING</td></tr><tr><td>Taq MasterMix</td><td></td><td></td><td>miscela polimerasi</td></tr></tbody></table>

piggy iperattivotrasponsi-mediata dalla trasposizione della linea germinale nel verme dell'esercito autunnale, spodoptera frugiperda

Hyperactive piggyBac Transposase-mediated Germline Transformation in the Fall Armyworm, Spodoptera frugiperda

L'inserimento stabile di carichi genetici nei genomi degli insetti utilizzando elementi trasponibili è un potente strumento per studi genomici funzionali e lo sviluppo di strategie genetiche di gestione dei parassiti. L'elemento trasponibile più utilizzato nella trasformazione degli insetti è piggyBace la trasformazione germinale a base di piggyBacè stata condotta con successo negli insetti modello. Tuttavia, è ancora difficile impiegare questa tecnologia in insetti non modello che includono parassiti agricoli. Questo documento riporta la trasformazione germinale di un parassita agricolo globale, il verme dell'esercito autunnale (FAW), Spodoptera frugiperda, utilizzando la trasposasi iperattiva piggyBac (hyPBase).
In questo lavoro, l'mRNA hyPBase è stato prodotto e utilizzato al posto del plasmide helper nelle microiniezioni embrionali. Questo cambiamento ha portato alla generazione di successo di FAW transgenico. Inoltre, vengono descritti anche i metodi di screening degli animali transgenici, il rilevamento rapido basato sulla PCR dell'inserimento transgenico e la determinazione termica asimmetrica interlacciata della PCR (TAIL-PCR) del sito di integrazione. Pertanto, questo documento presenta un protocollo per produrre FAW transgenico, che faciliterà la transgenesi basata su piggyBacin FAW e altri insetti lepidotteri.

Un costrutto per l'espressione del promotore T7 contenente hyPBase: polyhedrin-5'UTR: hyPBase: polyhedrin-3'UTR: poly (A) signal è stato generato (Figura 1A) e amplificato come un frammento PCR ~ 2.2 kb per sintetizzare l'mRNA hyPBase in vitro (Figura 1B). Quindi, l'mRNA hyPBase è stato prodotto e sottoposto a elettroforesi su gel di agarosio. L'mRNA della dimensione prevista (banda ~1,1 kb) è stato rilevato su un gel di agarosio all'1% (<strong class="...

La trasformazione germinale di successo nel verme dell'esercito autunnale, Spodoptera frugiperda,è stata ottenuta utilizzando l'mRNA della trasposasi iperattiva piggyBac.

Piggy iperattivoTrasponsi-mediata dalla trasposizione della linea germinale nel verme dell'esercito autunnale, Spodoptera frugiperda

Stable insertion of genetic cargo into insect genomes using transposable elements is a powerful tool for functional genomic studies and developing genetic ...

Questo protocollo mostra la produzione di Fall Armyworm transgenico utilizzando il sistema di trasformazione basato su piggyBac. Speriamo che questi metodi possano beneficiare del miglioramento della trasformazione, non solo nel Fall Armyworm, ma anche negli insetti lepidotteri. Il metodo qui descritto rende efficiente la trasformazione germinale degli insetti parassiti lepidotteri.A dimostrare la procedura sarà il Dr.Xien Chen, un borsista post-dottorato nel mio laboratorio. Inizia mettendo 12 pupe maschili e 12 pupe femmine in una scatola. Mettere una soluzione di saccarosio al 10% nella scatola per l'alimentazione degli adulti.Coprire la scatola con un tovagliolo di carta. Il secondo giorno dopo l'eclosione, esporre gli adulti a una luce intensa durante la notte. Il terzo giorno dopo l'eclosion, trasferisci gli adulti in un luogo buio.Raccogli gli embrioni entro due ore dalla sovraposizione. Aggiungere gocce d'acqua al pezzo del tovagliolo di carta con uova fresche conservate in una capsula di Petri su ghiaccio. Trasferire delicatamente le uova su un vetrino con un pennello sottile e allinearle una ad una su una diapositiva di vetro.Tenere i vetrini con le uova allineate sul ghiaccio prima della microiniezione. Iniettare una miscela di 200 nanogrammi per microlitro piggyBac che esprimono plasmide, 200 nanogrammi per microlitro iperattivo piggyBac traspososi mRNA e acqua distillata sterile nelle uova utilizzando la pressione di compensazione del microiniettore automatizzato. Mantenere le uova iniettate a 27 più o meno un grado Celsius, 60 più o meno 10% di umidità relativa fino alla schiusa.Nutri le larve tratteggiate con una dieta artificiale e trasferisci ogni larva in una piccola tazza nella fase iniziale di cagliata e stella. Raccogli le pupe e metti circa 150 pupe femmine e 150 maschi in una gabbia. Appendere diversi pezzi di asciugamani di carta 30 centimetri per 15 centimetri di dimensione nella gabbia per raccogliere le uova.Raccogliere gli asciugamani di carta con le uova ogni giorno e mantenere le uova in condizioni appropriate fino alla schiusa. Tenere le larve neonate a quattro gradi Celsius per cinque minuti per immobilizzarle, quindi trasferirle su una piastra ghiacciata. Schermare le larve neonate immobilizzate sotto uno stereomicroscopio a fluorescenza.Seleziona i neonati EGFP-positivi, sollevali allo stadio pupale, in circa due settimane a 27 più o meno un grado Celsius. L'mRNA iperattivo della trasposasi piggyBac sintetizzato in vitro è stato rilevato utilizzando un gel di agarosio all'1%. Gli embrioni iniettati con PDS non hanno mostrato il segnale EGFP, mentre gli embrioni iniettati con plasmide e piggyBac iperattivo che esprimono EGFP e gli embrioni iniettati con mRNA di trasposasi piggyBac hanno mostrato fluorescenza EGP, indicando che la costruzione di piggyBac ha avuto successo.Le larve G1 ottenute da uova risultanti da un auto-incrocio di adulti G0 hanno mostrato un forte segnale EGFP. Un frammento contenente il promotore e il frammento EGFP è stato amplificato con successo utilizzando il DNA genomico isolato dalle larve EGFP-positive come modello. Tuttavia, lo stesso frammento non è stato rilevato quando il DNA genomico è stato isolato dalle larve selvatiche come modello.Le uova per la microiniezione devono essere il più fresche possibile e devono essere sempre tenute sul ghiaccio prima della microiniezione per rallentarne lo sviluppo. Questa tecnica apre la strada ai ricercatori per rispondere alle domande sulla genomica funzionale degli insetti nocivi e sviluppare metodi di controllo genetico per questo parassita globale.

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In organismi modello, transgenesi in grado di manipolare le funzioni del gene, mentre RNAi può knockdown trascritti di mRNA specifico 1-2. Questo protocollo si propone di illustrare le tecniche necessarie per introdurre in modo stabile il DNA trasmessi e transitori di RNA a doppio filamento nel nematode...

RNAi mediata Knockdown Gene e Transgenesi dalla microiniezione nel nematode Necromenic Pristionchus pacificus</em

La mosca mediterranea della frutta (medfly) Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) è un parassita dell'agricoltura mondiale. Una comprensione più profonda della sua biologia è fondamentale per controllare le popolazioni di mosche e quindi ridurre l'impatto economico. La microiniezione di embrioni è uno strumento fondamentale che consente sia la trasformazione della linea germinale che gli studi di genetica inversa in questa specie.

Consegna degli acidi nucleici attraverso Embrione microiniezione in tutto il mondo agricolo parassita,<em&gt; Capitata Ceratitis</em

Questo protocollo dimostra come generare tumori clonali fluorescente segnato, geneticamente definite nei dischi immaginali antennali (EAD) occhio Drosophila /. Esso descrive come sezionare la EAD e il cervello dalla terza larve instar e come elaborarli per visualizzare e quantificare i cambiamenti di espressione genica e l'invasività del tumore.

Il<em&gt; Drosophila</em&gt; Immaginale Disc tumore Modello: visualizzazione e la quantificazione di espressione genica e di Tumor invasività Utilizzando genetica Mosaici

Imaging della morfogenesi di embrioni insetto con luce microscopio a fluorescenza foglio basata è diventato stato dell'arte. Questo protocollo descrive e confronta tre tecniche di montaggio appropriate per gli embrioni Tribolium castaneum, presenta due linee transgeniche misura romanzo ben adatto per l'imaging in tempo reale, discute controlli di qualità essenziali e indichi limitazioni dell'esperimento corrente.

Luce Scheda a base di microscopia a fluorescenza di vita o fissate e colorate<em&gt; Tribolium castaneum</em&gt; embrioni

Qui presentiamo protocolli per la raccolta e microinjecting mais precellular embrioni di Diabrotica allo scopo di eseguire dosaggi funzionali-genomica come trasformazione di germline ed editing CRISPR/Cas9-genomico.

Microiniezione di Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera, embrioni per la trasformazione di Germline o CRISPR/Cas9 Editing genomico

Qui presentiamo un protocollo per iniettare uova di cricket, una tecnica che serve come metodo fondamentale in molti esperimenti nel cricket, tra cui, ma non solo, l'interferenza dell'RNA e la manipolazione genomica.

Iniezione di uova di Gryllus bimaculatus

Forniamo un protocollo dettagliato per l'allevamento, la microiniezione delle uova e per l'accoppiamento efficiente del firebrat Thermobia domestica per generare e mantenere ceppi mutanti dopo l'editing del genoma.

Microiniezione delle uova e accoppiamento efficiente per l'editing genomico nella Termbia domestica Firebrat

Qui è presentato un protocollo di microiniezione embrionale Helicoverpa armigera (Hübner) e identificazione di mutanti knockout creati dall'editing del genoma CRISPR / Cas9. Gli insetti mutanti consentono ulteriori ricerche sulla funzione genica e sull'interazione tra diversi geni in vivo.

Microiniezione embrionale e identificazione di mutanti knockout di Helicoverpa Armigera (Hübner) modificata dal genoma CRISPR/Cas9

Il toolkit genomico funzionale per i nematodi parassiti Strongyloides stercoralis e Strongyloides ratti comprende transgenesi, mutagenesi mediata da CRISPR/Cas9 e RNAi. Questo protocollo dimostrerà come utilizzare la microiniezione intragonennale per introdurre transgeni e componenti CRISPR in S. stercoralis e S. ratti.

Generazione di transgenici e knockout in specie di Strongyloides mediante microiniezione

Scopri la trasformazione germinale mediata da piggyBac nel lepidottero Spodoptera frugiperda. Questo metodo efficiente consente la produzione di insetti transgenici per la genomica funzionale e il controllo dei parassiti.

Piggy iperattivoTrasponsi-mediata dalla trasposizione della linea germinale nel verme dellesercito autunnale, Spodoptera frugiperda (Video) | JoVE Journal

Piggy iperattivoTrasponsi-mediata dalla trasposizione della linea germinale nel verme dell'esercito autunnale, Spodoptera frugiperda

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