Name: Instaurazione di arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-16T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 39 s
Description: Scopri come instaurare l'arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti per studiare le risposte fisiologiche e la neuroinfiammazione. Questo metodo fornisce un modello affidabile per la ricerca in neuroscienza.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Gli autori ringraziano Liang Zhang per aver aiutato a raccogliere i dati video durante l'esperimento. Questo studio è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (numero di sovvenzione: 82070479) e dai fondi di ricerca fondamentale per le università centrali (numero di sovvenzione: 3332022128).

I protocolli sono stati sottoposti a una revisione istituzionale e hanno ricevuto l'approvazione del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali, dell'ospedale Fuwai, dell'Accademia cinese delle scienze mediche (FW-2021-0005). Tutte le procedure sperimentali sono state eseguite in conformità con la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio pubblicata dal National Institutes of Health.
NOTA: I ratti maschi di Sprague-Dawley (peso: 500-600 g, età: 12-14 settimane) sono stati tenuti in condizioni di laboratorio standard con libero accesso al cibo e all'acqua. I ratti sono stati assegnati in modo casuale in due gruppi (n = 6, ciascun gruppo): il gruppo DHCA e il gruppo CPB a temperatura normale (gruppo NtCPB).
1. Lavori preparatori
<ol><li>Sterilizzare gli strumenti chirurgici (pinze, forbici, micropinze, un elettrocoagulatore, un rasoio, ecc.) prima dell'esperimento (Figura 1).</li>
	<li>Garantire la disponibilità dei materiali di consumo, che includono seta 2-0, una cannula da 16 G (catetere endotracheale), una cannula da 22 G, una cannula da 16 G fatta in casa (catetere endovenoso multi-orifizio), siringhe per iniezione, garze e nastro adesivo. NOTA: Per la cannula da 16 G fatta in casa, utilizzare un bisturi per tagliare due o tre orifizi di 2 mm di diametro sulla punta della cannula, che contribuiranno a rendere più fluido il drenaggio venoso.</li>
	<li>Garantire la disponibilità di sevoflurano, lidocaina al 2%, soluzione salina, eparina (5 UI/ml, 250 UI/ml), epinefrina (40 μg/ml), noradrenalina (20 μg/ml), amido idrossietilico e bicarbonato.</li>
	<li>Assicurarsi che i circuiti DHCA contengano un serbatoio (modificato dal contagocce di Murphy), una pompa a rulli, uno scambiatore di calore, un ossigenatore a membrana, tubi di collegamento e un serbatoio dell'acqua (Figura 2). Collegare il circuito e mescolare 12 ml di amido idrossietilico con 1 ml di eparina sodica (250 UI) e 1 ml di soluzione salina. Innescare il circuito con 14 mL della soluzione di adescamento con la pompa a rulli che ruota delicatamente (10-40 mL/min). NOTA: Il serbatoio viene rimodellato da un dispositivo trasfusionale con il contagocce di Murphy. La parte di afflusso venoso del contagocce rimane a 10-15 cm e la parte di uscita venosa rimane a 10 cm.</li>
</ol>2. Anestesia e incannulamento
<ol><li>Anestetizzare i ratti con sevoflurano al 2% -3% e quindi testare la mancanza del riflesso congiuntivale e del rilassamento muscolare dopo che il ratto perde conoscenza. NOTA: Il riflesso congiuntivale si riferisce alla chiusura istantanea della palpebra ogni volta che la cornea viene toccata. Utilizzare un batuffolo di cotone per toccare leggermente la cornea. Quando la profondità dell'anestesia è sufficiente, le palpebre non si chiudono.</li>
	<li>Eseguire l'intubazione endotracheale con una cannula da 16 G dopo che il riflesso congiuntivale scompare e non si osserva alcuna resistenza muscolare. Collegare il tubo a un ventilatore e impostare i parametri facendo clic sui pulsanti sul ventilatore (volume corrente: 1,0-1,2 ml / 100 g, frequenza cardiaca: 80 battiti al minuto [bpm], I: E = 1: 1, frazione di ossigeno inspirato: 60%).</li>
	<li>Metti una coperta elettrica sotto il topo e fissa il topo con del nastro adesivo. Applicare unguento oftalmico agli occhi per prevenire la secchezza. Rasare i capelli sulla regione inguinale sinistra, sulla regione cervicale destra e sulla coda con un rasoio. Quindi, disinfettare la pelle tre volte con iodio e alcool.</li>
	<li>Controlla la profondità dell'anestesia prima di passare ai passaggi successivi. Se la frequenza respiratoria è superiore a quella impostata dal ventilatore (80 bpm), o se c'è rigidità muscolare, quindi aumentare la concentrazione di sevoflurano in uscita. NOTA: Quando la profondità dell'anestesia è adeguata, il ritmo respiratorio deve essere sincronizzato con il ventilatore e i muscoli devono essere completamente rilassati senza tensione. Controllare la profondità dell'anestesia ogni 30 minuti per assicurarsi che il ratto non stia sperimentando alcun ritorno di coscienza durante la procedura.</li>
	<li>Utilizzare un bisturi per tagliare la pelle nella regione inguinale sinistra (circa 1 cm) e sezionare delicatamente il muscolo e il tessuto per esporre la vena femorale sinistra e l'arteria. Separare attentamente l'arteria.</li>
	<li>Cannulare un catetere endovenoso da 22 G nell'arteria femorale sinistra. Ligare l'arteria e il catetere con una seta 2-0 (nella regione di incannulamento). Utilizzare eparina contenente soluzione salina (5 UI / ml) per lavare la cannula per evitare la coagulazione. Collegare il catetere con il sensore di pressione per monitorare la pressione sanguigna.</li>
	<li>Tagliare la pelle della coda (circa 1,5 cm), quindi utilizzare un bisturi per tagliare la fascia superficiale dell'arteria caudale per esporre l'arteria della coda, che si trova nel mezzo del campo chirurgico.</li>
	<li>Cannulare l'arteria caudale con un catetere endovenoso da 22 G. Ligare l'arteria e il catetere con una seta 2-0 (nella regione di incannulamento). Utilizzare eparina contenente soluzione salina (5 UI / ml) per lavare il catetere per evitare la coagulazione. NOTA: Quando si incannula il catetere endovenoso, la mano sinistra tiene l'arteria / vena con una pinza e la mano destra perfora l'arteria / vena con l'ago all'interno del catetere e quindi inserisce la cannula nell'arteria.</li>
	<li>Tagliare la pelle sulla vena giugulare destra (circa 2 cm), quindi separare il muscolo e il tessuto per esporre la vena. Inserire un catetere endovenoso multi-orifizio fatto in casa da 16 G nella vena giugulare esterna destra e inserirlo con attenzione nella vena cava inferiore destra o nell'atrio destro. NOTA: La vena femorale sinistra e l'arteria sono sotto la superficie della regione inguinale sinistra. La vena è più spessa dell'arteria e il colore del sangue delle arterie è rosso vivo. La vena giugulare destra si trova nel mezzo della regione cervicale destra; Quando la pelle viene tagliata e i muscoli sono separati, la vena può essere vista (larga circa 0,3-0,4 cm). Quando la punta del catetere tocca l'atrio destro, l'onda della pressione sanguigna fluttuerà. Quindi, dopo aver tirato indietro un po 'il catetere, la punta del catetere sarà nella vena cava superiore.</li>
	<li>Somministrare eparina sodica (500 UI/kg) attraverso la vena esterna destra. Coprire ogni regione cannulata con una garza umida per evitare la contaminazione. NOTA: Mettere una scatola sotto il tavolo operatorio per sollevarlo di circa 40 cm.</li>
</ol>3. Avvio del DHCA
<ol><li>Collegare prima il circuito DHCA con il catetere nell'arteria caudale e mantenere la portata della pompa a 1-2 ml / min. Quindi, collegare il serbatoio con il catetere nella vena giugulare esterna destra. Assicurati che ci sia sempre un livello ematico di circa 1 cm nel serbatoio.</li>
	<li>Accendere il serbatoio dell'acqua e impostare prima la temperatura dell'acqua a 37 °C.</li>
	<li>Dopo che la pressione sanguigna è stabile, aumentare delicatamente il flusso della pompa fino a 80-100 ml / kg / min per pompare il sangue.</li>
</ol>4. Raffreddamento
<ol><li>Impostare la temperatura ambiente a circa 20 °C. Metti i cubetti di ghiaccio in guanti usa e getta e poi mettili sulla testa e sui lati del topo. Regolare la temperatura del serbatoio in tempo reale in base alla temperatura rettale dei ratti.</li>
	<li>Raccogliere 0,1 ml di sangue dall'arteria femorale sinistra e posizionarlo sulla macchina del gas del sangue per l'analisi dei gas del sangue. Modificare i parametri rilevanti del ventilatore in modo appropriato in base ai risultati dell'emogasanalisi (ad es. PaCO2). NOTA: la frequenza cardiaca e la pressione sanguigna possono cambiare e la portata della pompa deve essere regolata di conseguenza. Il gradiente di temperatura tra il serbatoio dell'acqua e il ratto deve essere inferiore a 10 °C. Assicurarsi che la temperatura possa essere ridotta a 15-20 °C entro 30 minuti. L'intervallo normale di PaCO2 è 35-45 mmHg. Se i risultati dei gas ematici mostrano un PaCO2 inferiore, si può diminuire il volume corrente e viceversa.</li>
</ol>5. Arresto circolatorio ipotermico profondo
<ol><li>Quando la temperatura rettale scende a 15-20 °C, cambiare i guanti monouso (contenenti ghiaccio) per garantire il mantenimento dell'ipotermia profonda durante l'arresto circolatorio.</li>
	<li>Arrestare la pompa a rulli, mantenere il serbatoio a contatto con l'ambiente e drenare lentamente il sangue dalla vena giugulare esterna al serbatoio.</li>
	<li>Prestare attenzione alla forma d'onda della pressione sanguigna. Quando la pressione sanguigna e la frequenza cardiaca sono 0, interrompere il drenaggio e tenere chiuso il serbatoio. Spegnere il ventilatore. NOTA: La durata dell'arresto circolatorio varia a seconda dello scopo dell'esperimento.</li>
</ol>6. Riscaldamento e riperfusione
<ol><li>Rimuovere tutti i guanti monouso e aumentare la temperatura ambiente a 25 °C. Ripristinare la ventilazione dell'ossigenatore a membrana mantenendo il taglio del tubo di drenaggio venoso. Accendere la pompa a rulli per assicurarsi che il sangue nel serbatoio torni lentamente al corpo del ratto.</li>
	<li>Accendere il ventilatore. Una volta che il livello ematico nel serbatoio rimane a 1 cm, allentare il tubo di drenaggio e drenare lentamente il sangue dall'atrio destro al serbatoio.</li>
	<li>Accendere la lampada di riscaldamento, la piastra riscaldante e il serbatoio dell'acqua. Impostare la temperatura del serbatoio dell'acqua a 25 °C in primo luogo, quindi regolare la temperatura di uscita in modo tempestivo in base alla temperatura rettale del ratto. NOTA: La lampada riscaldante deve essere diretta verso i grandi vasi sanguigni nella cavità toracica del ratto e deve essere mantenuta a una certa distanza per evitare di bruciare i tessuti. Prestare attenzione alla differenza di temperatura tra la temperatura di uscita e la temperatura rettale del ratto (<10 °C). Se necessario, testare il gas del sangue, quindi regolare di conseguenza i parametri del ventilatore e somministrare bicarbonato, elettroliti, ecc.</li>
	<li>Rimuovere la lampada riscaldante dopo che la temperatura rettale ritorna a 34 °C. NOTA: Questo passaggio, come continuazione del rapido processo di riscaldamento, dovrebbe essere lento. In questa fase, i parametri dell'apparecchiatura del vaporizzatore di sevoflurano, del ventilatore meccanico e della pompa a rulli possono essere ripristinati ai livelli all'inizio del CPB.</li>
</ol>7. Svezzamento del CPB
<ol><li>Ridurre lentamente e gradualmente la portata della pompa a rulli e regolare la velocità di drenaggio venoso fino a quando la portata si riduce a 1 ml / min. NOTA: Ogni regolazione della portata deve essere osservata per 3-5 minuti.</li>
	<li>Mantenere il serbatoio a contatto con l'ambiente (togliendo il tappo del serbatoio). Infondere il sangue rimanente nel circuito con una portata di 1 ml/min.</li>
	<li>Arrestare l'ossigenazione a membrana e la pompa a rulli.</li>
	<li>Eutanasia il ratto dopo un periodo di ventilazione meccanica in anestesia profonda. NOTA: questa è una procedura terminale. La durata tra lo svezzamento del CPB e l'eutanasia varia a seconda dei diversi protocolli di studio. Ricordarsi di disinfettare le ferite con iodio e alcool e quindi coprire ogni regione cannulata con garza umida per evitare la contaminazione prima dell'eutanasia. Aumentare la concentrazione di sevoflurano per aumentare la profondità dell'anestesia.</li>
</ol>

<ol><li>Lewis, F. J., Taufic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closure+of+atrial+septal+defects+with+the+aid+of+hypothermia%3B+experimental+accomplishments+and+the+report+of+one+successful+case%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Closure of atrial septal defects with the aid of hypothermia; experimental accomplishments and the report of one successful case.</a> Surgery. 33 (1), 52-59 (1953).</li>
<li>Miler, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMiler%2C+RD+%22Miller%27s+Anesthesia.%2C+eighth+edition%22">Miller's Anesthesia., eighth edition</a>. , Saunders. Philadephia, US. (2015).</li>
<li>Gocoł, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+deep+hypothermia+in+cardiac+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Environmental+Research+and+Public+Health%22%5BJournal%5D)">The role of deep hypothermia in cardiac surgery.</a> International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (13), 7061(2021).</li>
<li>Zhu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+surgery+for+renal+or+adrenal+tumor+with+vena+cava+thrombus%3A+A+single-institution+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The role of deep hypothermic circulatory arrest in surgery for renal or adrenal tumor with vena cava thrombus: A single-institution experience.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 13 (1), 85(2018).</li>
<li>Poon, S. S., Estrera, A., Oo, A., Field, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+moderate+hypothermic+circulatory+arrest+with+selective+antegrade+cerebral+perfusion+superior+to+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+elective+aortic+arch+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Interactive+Cardiovascular+and+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Is moderate hypothermic circulatory arrest with selective antegrade cerebral perfusion superior to deep hypothermic circulatory arrest in elective aortic arch surgery.</a> Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 23 (3), 462-468 (2016).</li>
<li>Giuliano, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+profile+in+a+canine+model+of+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Inflammatory profile in a canine model of hypothermic circulatory arrest.</a> Journal of Surgical Research. 264, 260-273 (2021).</li>
<li>Wang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperoxia+management+during+deep+hypothermia+for+cerebral+protection+in+circulatory+arrest+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+Journal%22%5BJournal%5D)">Hyperoxia management during deep hypothermia for cerebral protection in circulatory arrest rabbit model.</a> ASAIO Journal. 58 (4), 330-336 (2012).</li>
<li>Jungwirth, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurologic+outcome+after+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+rats%3A+Description+of+a+new+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: Description of a new model.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 131 (4), 805-812 (2006).</li>
<li>Engels, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+rat+model+for+the+investigation+of+the+systemic+inflammation+response+and+induced+organ+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage.</a> Journal of Inflammation. 11, 26(2014).</li>
<li>Chen, Q., Sun, K. P., Huang, J. S., Wang, Z. C., Hong, Z. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resveratrol+attenuates+neuroinflammation+after+deep+hypothermia+with+circulatory+arrest+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Resveratrol attenuates neuroinflammation after deep hypothermia with circulatory arrest in rats.</a> Brain Research Bulletin. 155, 145-154 (2020).</li>
<li>Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Triptolide+improves+neurobehavioral+functions%2C+inflammation%2C+and+oxidative+stress+in+rats+under+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Aging%22%5BJournal%5D)">Triptolide improves neurobehavioral functions, inflammation, and oxidative stress in rats under deep hypothermic circulatory arrest.</a> Aging. 13 (2), 3031-3044 (2021).</li>
<li>Liu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+target+to+reduce+microglial+inflammation+and+neuronal+damage+after+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel target to reduce microglial inflammation and neuronal damage after deep hypothermic circulatory arrest.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (6), 2431-2444 (2020).</li>
<li>Pinto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+extracellular+isoform+of+superoxide+dismutase+has+a+significant+impact+on+cardiovascular+ischaemia+and+reperfusion+injury+during+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardio-Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass.</a> European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (6), 1035-1044 (2016).</li>
<li>Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga, T., Minatoya, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+recovery+cardiopulmonary+bypass+model+without+transfusion+or+inotropic+agents+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (133), e56986(2018).</li>
<li>Ha, J. Y., Kim, J. S., Kim, S. E., Son, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+activation+of+mitophagy+and+autophagy+by+staurosporine+protects+against+dopaminergic+neuronal+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Simultaneous activation of mitophagy and autophagy by staurosporine protects against dopaminergic neuronal cell death.</a> Neuroscience Letters. 561, 101-106 (2014).</li>
<li>Yamamoto, A., Yue, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+and+its+normal+and+pathogenic+states+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Autophagy and its normal and pathogenic states in the brain.</a> Annual Review of Neuroscience. 37, 55-78 (2014).</li>
<li>You, X. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+cardiopulmonary+bypass+model%3A+Application+of+a+miniature+extracorporeal+circuit+composed+of+asanguinous+prime%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extra-Corporeal+Technology%22%5BJournal%5D)">Rat cardiopulmonary bypass model: Application of a miniature extracorporeal circuit composed of asanguinous prime.</a> Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (1), 60-65 (2005).</li>
<li>Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beneficial+effects+of+chlorogenic+acid+treatment+on+neuroinflammation+after+deep+hypothermic+circulatory+arrest+may+be+mediated+through+CYLD%2FNF-%CE%BAB+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Beneficial effects of chlorogenic acid treatment on neuroinflammation after deep hypothermic circulatory arrest may be mediated through CYLD/NF-κB signaling.</a> Brain Research. 1767, 147572(2021).</li>
<li>Li, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+expression+profiles+of+circular+RNAs+in+the+rat+hippocampus+after+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">Differential expression profiles of circular RNAs in the rat hippocampus after deep hypothermic circulatory arrest.</a> Artificial Organs. 45 (8), 866-880 (2021).</li>
<li>Linardi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+versus+fast+rewarming+after+hypothermic+circulatory+arrest%3A+effects+on+neuroinflammation+and+cerebral+oedema%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Slow versus fast rewarming after hypothermic circulatory arrest: effects on neuroinflammation and cerebral oedema.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 58 (4), 792-780 (2020).</li>
<li>Engelman, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Society+of+Thoracic+Surgeons%2C+The+Society+of+Cardiovascular+Anesthesiologists%2C+and+The+American+Society+of+ExtraCorporeal+Technology%3A+Clinical+practice+guidelines+for+cardiopulmonary+bypass--Temperature+management+during+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The Society of Thoracic Surgeons, The Society of Cardiovascular Anesthesiologists, and The American Society of ExtraCorporeal Technology: Clinical practice guidelines for cardiopulmonary bypass--Temperature management during cardiopulmonary bypass.</a> Annals of Thoracic Surgery. 100 (2), 748-757 (2015).</li>
<li>Jenke, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AdipoRon+attenuates+inflammation+and+impairment+of+cardiac+function+associated+with+cardiopulmonary+bypass-induced+systemic+inflammatory+response+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">AdipoRon attenuates inflammation and impairment of cardiac function associated with cardiopulmonary bypass-induced systemic inflammatory response syndrome.</a> Journal of the American Heart Association. 10 (6), 018097(2021).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

L'incannulamento è la procedura più fondamentale per stabilire il DHCA nei ratti. Prima dell'incannulamento, immergere l'arteria con 0,5 ml di lidocaina al 2% renderà più facile la cannulazione. Dopo l'incannulamento, è necessaria l'eparinizzazione con 500 UI/kg di eparina attraverso la vena giugulare esterna per evitare la formazione di microtrombi17. Abbiamo ripetutamente scoperto che questa dose di eparina può raggiungere l'obiettivo di un tempo di coagulazione attivato (ACT) >480 s. I...

L'arresto circolatorio ipotermico profondo (DHCA) è stato utilizzato in cardiochirurgia dal 19531. Il DHCA comporta la riduzione della temperatura interna del paziente a livelli profondamente ipotermici (15-22 ° C) prima di interrompere globalmente il flusso sanguigno al corpo2. L'arresto circolatorio può fornire un campo operativo relativamente incruento. L'ipotermia profonda diminuisce il metabolismo, specialmente nel cervello e nel miocardio, che è un metodo efficace di protezione contro l'ischemia3. Il DHCA è comunemente applicato durante gli interventi chirurgici per cardiopatia congenita complessa, malattia dell'arco aortico e persino tumori renali o surrenali con un trombo della vena cava 4,5. Pertanto, la definizione di modelli animali DHCA fornisce un riferimento importante per il perfezionamento della procedura e la prevenzione delle complicanze in ambito clinico.
Sebbene i modelli possano essere stabiliti con cani6, conigli7 e altri animali, è preferibile utilizzare ratti a causa della loro operabilità e basso costo. Il modello di ratto DHCA è stato descritto per la prima volta nel 2006 da Jungwirth et al.8. È stato riscontrato che la durata dell'arresto circolatorio ha avuto un impatto sugli esiti neurologici. Da allora, i modelli di ratto DHCA sono stati ampiamente studiati. È stato chiarito che il DHCA potrebbe provocare la sindrome da risposta infiammatoria sistemica (SIRS)9. In studi successivi, i farmacologi hanno scoperto che la neuroinfiammazione correlata al DHCA indotta da SIRS potrebbe essere attenuata dal resveratrolo10 e dal triptolide11. Il nostro team ha anche scoperto che la neuroinfiammazione correlata al DHCA potrebbe essere attenuata inibendo la proteina legante l'RNA inducibile dal freddo12. Nel sistema cardiovascolare, la superossido dismutasi ha un effetto cardioprotettivo sulle lesioni da ischemia/riperfusione (I/R) durante il DHCA13. Questi risultati hanno ampliato la comprensione dei processi fisiopatologici correlati al DHCA e hanno offerto nuove direzioni per migliorare i risultati del DHCA. Tuttavia, i risultati riguardanti l'endotossiemia, lo stress ossidativo e l'autofagia dopo DHCA sono inconcludenti. DHCA utilizza la stessa tecnologia operativa del bypass cardiopolmonare (CPB)14, ma la sua strategia di gestione è diversa e le fasi per generare DHCA differiscono tra i vari team 8,9,10,11. Il presente studio mira a fornire un metodo per stabilire la procedura DHCA nei ratti.

<table><tbody><tr><td>Scambiatore</td><td>di calore Xi' an Xijing Medical Appliance Co., Ltd</td> Ossigenatore a membrana <td>Animal-M</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Dongguan Kewei Medical Instrument Co., Ltd.</td><td>Micro-M</td><td></td></tr><tr><td>Monitor</td><td>Chengdu Techman Co., Ltd</td><td>BL-420s</td><td></td></tr><tr><td>Pompa a rulli</td><td>Changzhou Prefluid Technology Co., Ltd</td><td>BL100</td><td></td></tr><tr><td>SD Rat</td><td>HFK Bioscience Co., Ltd.</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Sevoflurane</td><td>Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H20150020</td><td></td></tr><tr><td>Rasoio</td><td>Hangzhou Huayuan Pet Products Co., Ltd.</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizzatore</td><td>SPACECABS</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Ventilatore</td><td>Shanghai Alcott Biotech Co., Ltd</td><td>ALC-V8S</td><td></td></tr><tr><td>Serbatoio dell'acqua</td><td>Maquet Critical Care AB</td><td>Jostra HCU20-600</td><td></td></tr></tbody></table>

instaurazione di arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti

Establishment of Deep Hypothermic Circulatory Arrest in Rats

L'arresto circolatorio ipotermico profondo (DHCA) viene applicato di routine durante gli interventi chirurgici per cardiopatia congenita complessa e malattia dell'arco aortico. Il presente studio mira a fornire un metodo per stabilire il DHCA nei ratti. Per valutare l'impatto del processo DHCA sui segni vitali, è stato utilizzato come controllo un modello di ratto di bypass cardiopolmonare (CPB) a temperatura normale senza arresto circolatorio. Come previsto, DHCA ha portato ad una significativa diminuzione della temperatura corporea e della pressione arteriosa media. L'analisi dei gas ematici ha indicato che il DHCA ha aumentato i livelli di acido lattico ma non ha influenzato il pH del sangue e le concentrazioni di emoglobina, ematocrito, Na+, Cl−, K+ e glucosio. Inoltre, rispetto ai ratti CPB a temperatura normale, i risultati della microscopia elettronica a trasmissione hanno mostrato un lieve aumento degli autofagosomi ippocampali nei ratti DHCA.

Come gruppo di controllo, i ratti CPB a temperatura normale (NtCPB) senza arresto circolatorio hanno mostrato una pressione arteriosa media stabile (MAP) e una temperatura corporea durante l'intera procedura, mentre la MAP dei ratti DHCA è diminuita durante l'arresto cardiaco (p &lt; 0,01, Figura 3A). La temperatura dei ratti DHCA è scesa rapidamente durante la fase di raffreddamento e si è ripresa gradualmente durante la fase di riscaldamento. Durante lo svezzamento dei ratti dai c...

Questo protocollo presenta l'instaurazione di un arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti, che può essere applicato per studiare la sindrome da risposta infiammatoria sistemica, il danno da ischemia/riperfusione, lo stress ossidativo, la neuroinfiammazione, ecc.

Instaurazione di arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti

Deep hypothermic circulatory arrest (DHCA) is routinely applied during surgeries for complex congenital heart disease and aortic arch disease. The present ...

Instaurazione di arresto circolatorio ipotermico profondo nel ratto. Arresto circolatorio ipotermico profondo, DHCA viene applicato di routine durante interventi chirurgici di cardiopatia congenita complessa e malattia dell'arco aortico. Il presente studio mira a fornire un metodo per stabilire il DHCA nei ratti.I protocolli hanno ricevuto una revisione istituzionale e hanno ottenuto l'approvazione del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali, dell'ospedale Fuwai, dell'Accademia cinese delle scienze mediche. Lavori preparatori. Assicurarsi che i circuiti CPB contengano un serbatoio modificato dal contagocce morphs, dalla pompa a rulli, dallo scambiatore di calore, dall'ossigenatore a membrana, dal tubo di collegamento e da un serbatoio dell'acqua collegato al circuito e produca 12 millilitri di amido idrossi con un millilitro di eparina sodica e un millilitro di soluzione salina innescando il circuito con una soluzione di adescamento da 40 millilitri con la pompa a rulli che ruota delicatamente.Due, anestesia e incannulamento. Collegare il tubo con il ventilatore e i parametri laterali. Metti una coperta elettrica e la destra e affronta la destra con del nastro adesivo.Applicare unguento oftalmico agli occhi per prevenire la secchezza. Rasare i capelli sulla regione inguinale destra, sulla regione cervicale destra e sulla coda con il rasoio. Quindi disinfettare la pelle con aldeide e alcool.Tagliare la pelle e la regione inguinale sinistra e sezionare il muscolo e tessuto molle osseo per esporre la vena femorale sinistra e l'arteria. Separare attentamente l'arteria. Cannulare catetere endovenoso calibro 22 nell'arteria femorale sinistra.Arteria e catetere legati con seta. Utilizzare soluzione salina contenente eparina per lavare la cannula per evitare la coagulazione. Collegare il catetere con il sensore di pressione per monitorare la pressione sanguigna.Tagliare la pelle della coda e poi utilizzare un bisturi per tagliare la specia superficiale dell'arteria caudale per esporre l'arteria della coda che si trova nel mezzo del campo chirurgico. Cannulare l'arteria caudale con il catetere endovenoso di gauge 22. Arteria ligata e catetere con seta.Utilizzare soluzione salina contenente eparina per lavare il catetere per evitare la coagulazione. Tagliare la pelle della giugulare destra della vena, quindi separare muscolo e tessuto per esporre la vena. Inserire un catetere endovenoso multiage fatto in casa di 16 gauge nella giugulare esterna destra della vena e inserirlo nella vena cava inferiore destra o nell'atrio destro con attenzione.Somministrare eparina sodica dove la vena esterna destra copre ogni regione cannulata con palline umide per evitare la contaminazione. Tre, collegare il circuito con il catetere nell'arteria della coda e mantenere la pompa bassa velocità da uno a due millilitri al minuto. Quindi collegare il serbatoio con il catetere nella vena giugulare esterna destra.Assicurati che ci sia sempre un livello ematico di circa un centimetro nel serbatoio. Accendere il serbatoio dell'acqua e impostare prima la temperatura dell'acqua a 37 gradi centigradi. Dopo che la pressione sanguigna è stabile, aumentare delicatamente la pompa di flusso fino a 80-100 millilitri al minuto.Quattro, raffreddamento. Impostare la temperatura ambiente a circa 20 gradi centigradi. Metti i cubetti di ghiaccio in questi guanti monouso e poi mettili sulla testa e sui lati giusti.La temperatura della vasca è stata suggerita in tempo reale in base alla temperatura rettale del riso. Modificare correttamente i parametri rilevanti del ventilatore in base ai risultati dell'analisi dei gas del sangue. Cinque, arresto circolatorio di ipotermia profonda.Quindi la temperatura rettale scende a 15-20 gradi centigradi. Cambiare l'impacco di ghiaccio e smaltire i guanti per garantire il mantenimento dell'ipotermia profonda durante l'arresto circolatorio. Arrestare la pompa a rulli.Mantenere il serbatoio a contatto con l'ambiente e drenare lentamente il sangue dalla vena giugulare esterna al serbatoio. Presta attenzione alla riforma della pressione sanguigna. Dopo che non c'è pressione sanguigna e battito cardiaco, interrompere il drenaggio e tenere chiuso il serbatoio.Spegnere il ventilatore. Sei, riscaldamento e riperfusione. Rimuovere tutti i guanti monouso e aumentare la temperatura ambiente a 25 gradi centigradi.Ripristinare la memoria ossigeno inter ventilazione mantenendo il taglio del tubo di drenaggio venoso. Accendere la pompa a rulli per assicurarsi che il sangue nel serbatoio torni lentamente al corpo destro. Accendere il ventilatore dopo che il livello del sangue nel serbatoio rimane un centimetro.Utilizzando il tubo di drenaggio e drenare lentamente il sangue dall'atrio destro al serbatoio. Accendere la lampada riscaldante, la piastra elettrica e il serbatoio dell'acqua. Impostare la temperatura del serbatoio dell'acqua su 25 gradi centigradi.Quindi regolarlo tempestivamente sulla temperatura sinistra. Rimuovere la lampada riscaldante dopo che la temperatura rettale è tornata a 34 gradi centigradi. Sette, svezzamento dalla CPB.Ridurre lentamente e gradualmente il rullo della portata della pompa e regolare la velocità del genere vena nella portata ridurre a un millilitro al minuto. Mantenere il serbatoio a contatto con l'ambiente. Infondere il sangue rimanente in un circuito con una portata di un millilitro al minuto.Arrestare l'ossigenazione della memoria e la pompa a rulli. Eutanasia dopo un periodo di ventilazione meccanica e anestesia profonda. Risultati rappresentativi.Come gruppo di controllo, la temperatura normale CPB, NtCPB, ratto. Senza l'arresto circolatorio ha mostrato una MAP della pressione arteriosa media stabile e la temperatura corporea durante l'intera procedura. Mentre la MAP dei ratti DHCA è diminuita durante l'arresto cardiaco.La temperatura dei ratti DHCA è scesa rapidamente durante la fase di raffreddamento e si è ripresa gradualmente durante la fase di rotazione. Lo svezzamento del circuito DHCA la temperatura dei ratti DHCA è tornata alla normalità. I dati di cui sopra hanno indicato che la nostra procedura DHCA ha imitato i cambiamenti effettivi della temperatura e della MAP dei pazienti nelle cliniche.L'effetto del processore DHCA e dell'aumento è stato studiato mediante analisi dei gas ematici. Dopo il contatto dell'intero sangue con la soluzione primaria, la concentrazione di emoglobina era superiore a sei grammi per decilitter in entrambi i gruppi. Lo svezzamento dalla superficie del DHCA, è aumentato a nove grammi per decilitter a causa della reinfusione del sangue rimanente nel circuito CPB nella destra.L'ematocrito, HCT, ha mostrato la tendenza simile a HB. Dopo la riperfusione del DHCA l'acido lattato è aumentato rapidamente, il che è stato più pronunciato nel gruppo DHCA. Il pH è diminuito dopo la procedura DHCA, che era molto probabilmente il risultato dell'accumulo di acido lattato. Durante l'intero esperimento, la concentrazione di sodio, cloruro, ioni potassio e glucosio non ha mostrato differenze significative ogni 10 punti.Questo risultato suggerisce che il DHCA ha solo indotto l'aumento dell'acido lattato, ma non ha influenzato il pH del sangue e la concentrazione di emoglobina, ematocrito, ioni sodio, ioni cloruro, ioni potassio e glucosio. Al fine di valutare l'impatto del DHCA sull'autofagia neuronale, abbiamo usato il microscopio elettronico a trasmissione e sorprendentemente abbiamo trovato e aumentato il numero di autofagosomi nell'ippocampo dei ratti DHCA. I dati di cui sopra hanno indicato che il nostro modello DHCA ha imitato i cambiamenti effettivi della temperatura e della MAP dei pazienti nelle cliniche.Questo modello può essere applicato per studiare la sindrome da risposta infiammatoria sistemica, la neuroinfiammazione, eccetera.

establishment-of-deep-hypothermic-circulatory-arrest-in-rats

Research

Ricerca

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

Un modello potente per perioperatoria e critica lesioni legate ai reni per acuti è presentato. Utilizzando tutto il corpo ipoperfusione indotta da arresto cardiaco è possibile replicare quasi alterazioni istologiche e funzionali del clinico AKI.

Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Occlusione carotidea bilaterale accoppiato con ipotensione sistemica produce ischemia cerebrale globale nel ratto, con conseguenti danni al dell'ippocampo con severità riproducibile. Soggetti animali sono compromesse con modelli prevedibili di danni cerebrali, si riprendono speditamente, ed i tassi di mortalità sono relativamente bassi.

2-occlusione di vasi / Ipotensione: un modello di ratto di Global Ischemia cerebrale

Precondizionamento ischemico remoto (RIP) è un metodo di tessuti condizionamento contro lo stress dannoso. Abbiamo stabilito un metodo di ischemia telecomando verso l'arto posteriore, gonfiando un bracciale sfigmomanometro per 5-10 min. Le capacità neuroprotettive del RIP sono stati dimostrati in un modello di degenerazione retinica nei roditori.

Arto Remote ischemica precondizionamento: una tecnica neuroprotettivo nei roditori

Questo articolo descrive un modello di ratto di fibrillazione ventricolare indotta elettricamente e rianimazione mediante compressione toracica, ventilazione e somministrazione di scosse elettriche che simula un episodio di arresto cardiaco improvviso e rianimazione cardiopolmonare convenzionale. Il modello consente di raccogliere informazioni sulla fisiopatologia dell'arresto cardiaco e di esplorare nuove strategie di rianimazione.

Un modello di ratto di fibrillazione ventricolare e Rianimazione dal convenzionale chiuso petto Tecnica

Questo articolo descrive come eseguire il bypass cardiopolmonare in topi. Questo modello di romanzo faciliterà l'indagine dei meccanismi molecolari coinvolti nel danno dell'organo.

Esclusione cardiopolmonare in un modello murino: un nuovo approccio

Qui, presentiamo un protocollo per descrivere un modello di recupero semplice bypass cardiopolmonare senza trasfusione o agenti inotropi in un ratto. Questo modello permette lo studio di lungo termine le conseguenze dell'esclusione cardiopolmonare multiple-organo.

Un modello di esclusione cardiopolmonare di recupero senza trasfusione o agenti inotropi in ratti

Presentato qui è un protocollo per stabilire infarto pontino acuto in un modello di ratto tramite stimolazione elettrica con un singolo impulso.

Istituzione dell'infarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica

Questo articolo descrive due metodi di induzione dell'ipotermia di breve durata su tutto il corpo nei ratti. Il primo, metodo a induzione rapida, impiega il raffreddamento attivo utilizzando ventole e spray etanolo per una rapida diminuzione della temperatura. Il secondo metodo è un metodo di raffreddamento graduale. Ciò si ottiene utilizzando la combinazione di anestesia isoflurano e la riduzione delle impostazioni di temperatura sul tappetino termico omeotermico. Ciò si traduce in una...

Induzione dell'ipotermia di breve durata nei ratti utilizzando modelli per studi che esaminano la rilevanza clinica e i meccanismi

Il presente studio mostra la creazione di tre diversi modelli di donazione polmonare (donazione post-morte cerebrale, donazione post-morte circolatoria e donazione post-shock emorragico). Confronta i processi infiammatori e i disturbi patologici associati a questi eventi.

Studio di modelli sperimentali di donazione di organi per il trapianto di polmone

Questo protocollo descrive la raccolta, la sutura e il monitoraggio dei lembi fasciocutanei nei ratti che consentono una buona visualizzazione e manipolazione del flusso sanguigno attraverso i vasi epigastrici inferiori superficiali mediante il serraggio e la legatura dei vasi femorali. Questo è fondamentale per gli studi che coinvolgono il precondizionamento ischemico.

Il lembo assiale dell'arteria epigastrica inferiore superficiale per studiare gli effetti del precondizionamento ischemico in un modello di ratto

L'obiettivo è sviluppare un nuovo modello di perfusione polmonare ex vivo (EVLP) nei ratti in grado di sostenere una funzione polmonare costante per 4 ore durante l'EVLP e fornire all'industria specifiche di implementazione che offriranno un metodo robusto per applicare l'EVLP ai modelli di roditori.

Istituzione di un nuovo sistema di perfusione polmonare ex vivo per polmoni di ratto dopo la morte circolatoria

Scopri come instaurare l'arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti per studiare le risposte fisiologiche e la neuroinfiammazione. Questo metodo fornisce un modello affidabile per la ricerca in neuroscienza.

Instaurazione di arresto circolatorio ipotermico profondo nei ratti

Esplora altri video