Name: Un modello murino eterotopico per lo studio del trapianto laringeo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-13T12:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 15 s
Description: Scopri la procedura di trapianto laringeo eterotopico nel topo, un modello economico per studi immunologici. Questo metodo microchirurgico consente analisi dettagliate sul rigetto del trapianto laringeo.

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Vorremmo ringraziare Randall Raish per la sua eccellente videografia e assistenza al montaggio.

Questa ricerca è stata eseguita in conformità con il Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). I topi BalbC (10-12 settimane) sono stati utilizzati come donatori e i topi C57 / BL6 (10-12 settimane) sono stati utilizzati come riceventi perché i loro principali complessi di istocompatibilità, H-2Db e H-2Kb, rispettivamente, sono immunologicamente incompatibili e quindi la risposta immunitaria all'innesto può essere ulteriormente studiata. Tutti gli strumenti utilizzati durante l'intervento chirurgico sono stati sterilizzati (vedi Figura supplementare S1 e Figura supplementare S2) e il campo chirurgico è stato mantenuto sterile per tutto il protocollo secondo le istruzioni IACUC.
1. Chirurgia del donatore e acquisizione dell'innesto
<ol><li>Iniettare al donatore buprenorfina a rilascio prolungato (3,25 mg/kg di peso corporeo per via sottocutanea) 30 minuti prima di iniziare la procedura. Posizionare il topo nella scatola dell'anestesia del roditore per l'induzione dell'anestesia al 3% di isoflurano erogato con 1 L/min O2 flusso. Dopo che l'animale è completamente anestetizzato, trasferire il topo nell'area di rasatura e somministrare isoflurano all'1,5% con flusso di 1 L/min O2 per il mantenimento dell'anestesia. Confermare la profondità dell'anestesia con un pizzico di punta.</li>
	<li>Rasare il petto e il collo del topo fino alla mascella e applicare la crema depilatoria. Dopo 30 secondi, pulire la crema con una garza sterile bagnata con acqua e trasferire il mouse nell'area chirurgica.</li>
	<li>Applicare lubrificante per gli occhi del topo. Posizionare il mouse su una piastra riscaldante supplementare drappeggiata per garantire una corretta temperatura corporea.</li>
	<li>Immobilizzare il topo, preparare l'area chirurgica tre volte con iodio povidone e alcool, quindi drappeggiare il topo. NOTA: Controllare la profondità dell'anestesia con un pizzico del dito del piede e mantenere l'anestesia all'1,5% di isoflurano e 1 L / min O2 flusso tramite una maschera facciale durante la procedura.</li>
	<li>Fai una piccola incisione orizzontale appena superiore alla tacca soprasternale. Usando le forbici sottili, sollevare la pelle bilateralmente attraverso quell'incisione fino alla mandibola. Eliminare un segmento cutaneo a forma di trapezio con conseguente esposizione delle ghiandole salivari bilaterali, dei muscoli sternomastoidei, dei muscoli digastrici e dell'aspetto superiore dello sterno (Figura 2A).</li>
	<li>Eliminare le ghiandole salivari bilaterali usando il cauterizzazione nella parte superiore dove viene visualizzata una piccola vena che viaggia attraverso la ghiandola (Figura 2A). NOTA: Se non si presta attenzione a cauterizzare la nave prima di rimuovere la ghiandola, in questa fase si può riscontrare un sanguinamento significativo.</li>
	<li>Ritrarre delicatamente i tessuti linfoidi e adiposi lateralmente per esporre i muscoli sternomastoidi e cinghia. Sezionare i muscoli sternomastoidei bilaterali dai tessuti circostanti e ritrarli lateralmente usando i divaricatori. NOTA: Questa manovra esporrà completamente il complesso LTE con i muscoli della cinghia e fornirà uno spazio di lavoro confortevole per la dissezione delle arterie carotidi (Figura 2B).</li>
	<li>Fare un'incisione della linea mediana tra i muscoli della cinghia e asportarli bilateralmente, facendo attenzione a non danneggiare la ghiandola tiroidea sottostante e lasciandola sul complesso LTE. NOTA: Dopo questo passaggio, le arterie carotidi bilaterali dovrebbero essere visibili (Figura 2C).</li>
	<li>Sezionare circonferenzialmente le arterie carotidi comuni al livello della clavicola inferiormente e al livello della biforcazione carotidea superiormente. Sezionare il nervo vago e la vena giugulare interna dalle arterie carotidi. Non includerli nell'innesto procurato. NOTA: L'arteria tiroidea superiore può essere vista appena superiore alla biforcazione che viaggia medialmente. Lasciare intatta la fascia sottile che circonda questo vaso e non tentare di sezionarlo circonferenzialmente. Questa nave fornisce il flusso sanguigno al complesso LTE e fungerà da peduncolo dopo il trapianto. La conservazione di questa nave è della massima importanza.</li>
	<li>Sezionare le arterie carotidi interne ed esterne abbastanza in alto da essere in grado di legare e dividere. Se c'è difficoltà con la visualizzazione dei vasi, utilizzare un divaricatore separato per ritrarre i muscoli digastrici lateralmente. NOTA: Evitare di sezionare l'arteria carotide esterna più vicino alla biforcazione per evitare danni all'arteria tiroidea superiore. In questa fase, l'arteria occipitale, che si dirama dalla carotide esterna e segue parallelamente all'arteria carotide interna, può essere incontrata e non deve essere confusa con l'arteria carotide interna, che è più grande e si trova più in profondità (Figura 2D).</li>
	<li>Utilizzo di 8-0 suture di nylon, ligate le arterie carotidi interne da 2 a 3 mm superiori alla biforcazione carotidea. Ligare le arterie carotidi esterne almeno 3 mm superiore al punto di ramificazione dell'arteria tiroidea superiore. NOTA: Dopo queste legature, il complesso LTE sarà pedicolata attraverso le arterie tiroidee superiori alle arterie carotidi bilaterali.</li>
	<li>Ligare le arterie carotidi comuni a livello dello sterno e tagliare bilateralmente tutti i vasi legati. Mantenere i peduncoli vascolari sulla parte superiore del complesso LTE per evitare danni accidentali durante un'ulteriore dissezione. Per evitare perdite di gas o perdita involontaria di anestesia, assicurarsi che l'animale sia scaduto prima di effettuare tagli alle vie aeree.</li>
	<li>Dividere i muscoli infraioidi a livello dello ioide. Creare una faringotomia anteriore appena inferiore allo ioide. Portare l'incisione fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE superiormente.</li>
	<li>Transettare la trachea sotto il quinto anello tracheale e portare l'incisione attraverso l'esofago fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE inferiormente. Liberare la trachea e l'esofago dalla fascia prevertebrale sottostante da una direzione inferiore a superiore. NOTA: Mantenere i peduncoli vascolari sulla parte superiore del complesso LTE per evitare danni accidentali durante un'ulteriore dissezione.</li>
	<li>Creare una faringotomia anteriore appena inferiore allo ioide. Portare l'incisione fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE superiormente. Dividere eventuali attacchi linfoidi o del tessuto connettivo rimanenti tra il complesso LTE e il tessuto circostante. Rimuovere l'innesto. NOTA: L'innesto contiene la laringe donatrice, la trachea, le ghiandole tiroidee, le ghiandole paratiroidi, l'esofago e i muscoli laringei come unità composita (Figura 2E).</li>
</ol>2. Preparazione dell'innesto
<ol><li>Posizionare l'innesto procurato in una piastra di Petri sterile e lavarlo con soluzione salina normale per eliminare eventuali coaguli di sangue. Utilizzando micro pinze, mungere delicatamente il sangue e coaguli dalle arterie carotidi bilaterali. Dilatare le arterie carotidi bilaterali usando microdilatatori da 1 mm.</li>
	<li>Utilizzando un ago a punta smussata da 30 G, iniettare circa 2 ml di soluzione salina eparinizzata in ciascuna arteria carotide per lavare l'innesto. NOTA: Il sangue e la soluzione salina possono essere visti fluire fuori dall'arteria carotide controlaterale e piccole estremità dei vasi liberi, che conferma intatte arterie tiroidee superiori.</li>
	<li>Eliminare l'avventizia lontano dalle estremità arteriose in modo che abbiano bordi puliti per l'anastomosi. NOTA: L'innesto può essere lasciato in soluzione salina eparinizzata e una breve pausa può essere presa per un massimo di 3 ore prima di trapiantarlo nel ricevente9.</li>
</ol>3. Chirurgia ricevente e anastomosi dei vasi
<ol><li>Preparare il topo ricevente nello stesso modo descritto per il donatore dopo l'induzione dell'anestesia, la rasatura e le fasi di preparazione chirurgica. Iniettare al topo ricevente un analgesico a rilascio prolungato per via sottocutanea 30 minuti prima dell'inizio dell'intervento.</li>
	<li>Usando un bisturi, fai un'incisione del collo della linea mediana che si estende dalla mascella superiormente allo sterno inferiormente. Sollevare la pelle sul lato sinistro e ritrarla lateralmente.</li>
	<li>Eliminare la ghiandola salivare sinistra, cauterizzando i vasi superiori come descritto in precedenza. Asportare il tessuto adiposo e linfoide dividendo eventuali vasi visibili con cauterizzazione a bassa temperatura, facendo attenzione a non danneggiare la vena giugulare esterna sottostante (Figura 3A).</li>
	<li>Sezionare circonferenzialmente la vena giugulare esterna. Utilizzare almeno 5 mm di lunghezza libera della nave per l'anastomosi. Utilizzare cauterizzazione o ligate a bassa temperatura e dividere eventuali vene relativamente grandi che si diramano dalla vena giugulare.</li>
	<li>Sezionare il muscolo sternomastoideo e ritrarlo lateralmente. Mantenere la vena sezionata protetta dietro il muscolo per evitare il contatto diretto con il divaricatore.</li>
	<li>Eliminare i muscoli della cinghia sinistra per accedere all'arteria carotide ricevente. Sezionare circonferenzialmente l'arteria carotide comune dalla clavicola inferiormente fino alla biforcazione carotidea superiormente (Figura 3B).</li>
	<li>Passare il materiale di fondo sotto la vena giugulare esterna e applicare i morsetti V3 a doppia approssimazione del vaso.</li>
	<li>Posizionare una sutura di nylon 10-0 attraverso la parete anteriore della vena giugulare esterna nella posizione della venotomia desiderata e utilizzare questa sutura per tirare anteriormente e tendere la nave.</li>
	<li>Tagliare la sutura con microforbici abbastanza in profondità da creare la venotomia a fessura singola della giusta dimensione e assicurarsi che il taglio sia completamente attraverso la parete venosa.</li>
	<li>Utilizzando un ago a punta smussata da 30 G, lavare l'interno della vena con soluzione salina eparinizzata.</li>
	<li>Posizionare il complesso LTE del donatore tra l'arteria carotide sinistra ricevente e la vena giugulare esterna sinistra. Allineare l'estremità libera dell'arteria carotide sinistra del donatore verso la vena giugulare esterna sinistra del ricevente e smussare le estremità dei vasi con forbici affilate.</li>
	<li>Utilizzando quattro suture interrotte in nylon 10-0, anastomosi l'arteria carotide sinistra del donatore e la vena giugulare esterna sinistra del ricevente in modo end-to-side.</li>
	<li>Far scorrere il materiale di sfondo sotto l'arteria carotide comune ricevente e posizionare i morsetti del vaso A3 a doppia approssimazione sull'arteria carotide comune ricevente. Creare un'arteriotomia allo stesso modo della venotomia. NOTA: Assicurarsi che l'arteriotomia abbia le stesse dimensioni del lume dell'arteria carotide del donatore. Se è troppo grande, si verificherà un sanguinamento abbondante dopo la rimozione dei morsetti. Se è troppo piccolo, il flusso di sangue all'innesto sarà ostruito.</li>
	<li>Anastomosi l'arteria carotide destra del donatore all'arteria carotide sinistra ricevente in modo end-to-side utilizzando sei suture interrotte in nylon 10-0. NOTA: La corretta tecnica microvascolare deve essere rispettata durante tutta l'anastomosi del vaso. Il passaggio attraverso la parete posteriore provoca un flusso sanguigno notevolmente ristretto, mettendo in pericolo la sopravvivenza dell'innesto. A causa delle piccole dimensioni delle navi, cercare di rifare le suture è molto difficile.</li>
	<li>Rimuovere i morsetti sul lato venoso. Se si riscontra sanguinamento, applicare una leggera pressione con punte di cotone.</li>
	<li>Rimuovere i morsetti sull'arteria e applicare immediatamente una leggera pressione con punte di cotone. NOTA: In questa fase è previsto un certo sanguinamento, che di solito si interrompe dopo 1 minuto con una leggera pressione.</li>
	<li>Controllare l'integrità del flusso sanguigno nell'arteria e nella vena. NOTA: Con il flusso arterioso intatto, di solito si vede la pulsazione dell'arteria carotide del donatore e la ghiandola tiroidea del donatore cambia dal suo colore trasparente arrossato al suo colore rossastro originale. Si può anche osservare la colorazione rossa delle piccole navi sul complesso LTE.</li>
	<li>Irrigare il campo chirurgico con soluzione salina eparinizzata e chiudere l'incisione cutanea con una sutura monofilamento 5-0 in modo corrente. Applicare un unguento antibiotico o un adesivo cutaneo sull'incisione.</li>
	<li>Iniettare 1 mL di soluzione salina calda per via sottocutanea per tenere conto della perdita di liquidi durante l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Interrompere l'anestesia e trasferire il mouse in una gabbia di recupero. Osservare il mouse su una piastra riscaldante fino a quando non è completamente sveglio per evitare l'ipotermia.</li>
</ol>

<ol><li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).</li>
<li>Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+and+psychosocial+consequences+of+total+laryngectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy.</a> Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).</li>
<li>Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunomodulatory+role+of+mesenchymal+stem+cell+therapy+in+vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation.</a> Journal of Transplantation. 2016, (2016).</li>
<li>Kluyskens, P., Ringoir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Follow-up+of+a+human+larynx+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Follow-up of a human larynx transplantation.</a> Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).</li>
<li>Krishnan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+current+status+of+human+laryngeal+transplantation+in+2017%3A+A+state+of+the+field+review%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review.</a> Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).</li>
<li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).</li>
<li>Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+laryngeal+transplant+model%3A+technical+advancements+and+a+redefined+rejection+grading+system%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).</li>
<li>Shipchandler, T. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+mouse+model+for+studying+laryngeal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">New mouse model for studying laryngeal transplantation.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).</li>
<li>Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+preservation+techniques+in+a+vascularized+rat+laryngeal+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model.</a> The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).</li>
<li>Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Updates+on+larynx+cancer+epidemiology%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Journal+of+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Updates on larynx cancer epidemiology.</a> Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).</li>
<li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), (1992).</li>
<li>Work, W. P., Boles, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larynx%3A+Replantation+in+the+dog%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Otolaryngology-Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Larynx: Replantation in the dog.</a> Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).</li>
<li>Birchall, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model+for+experimental+revascularized+laryngeal+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation.</a> British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).</li>
<li>Nakai, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+of+laryngeal+transplantation+with+normal+circulation+maintained+by+combination+with+the+tongue%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue.</a> Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).</li>
<li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+laryngeal+allograft+survival+using+low-dose+everolimus%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngology-Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus.</a> Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).</li>
<li>Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ten-month+laryngeal+allograft+survival+with+use+of+pulsed+everolimus+and+anti-%CE%B1%CE%B2+T-cell+receptor+antibody+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-αβ T-cell receptor antibody immunosuppression.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).</li>
<li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoy+NF-%CE%BAB+fortified+immature+dendritic+cells+maintain+laryngeal+allograft+integrity+and+provide+enhancement+of+regulatory+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Decoy NF-κB fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells.</a> The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti. Le spese di viaggio e soggiorno di Egehan Salepci per la ricerca sono state finanziate dal Consiglio per la ricerca scientifica e tecnologica della Turchia (TUBITAK).

L'incidenza e la prevalenza del cancro della laringe sono aumentate rispettivamente del 12% e del 24% negli ultimi tre decenni e molti di questi pazienti subiscono una laringectomia per il trattamento10. Questa procedura peggiora significativamente la qualità della vita di una persona e quindi è necessario un trattamento alternativo. L'allotrapianto composito vascolarizzato della laringe può migliorare la capacità del paziente di respirare e parlare; Tuttavia, la ricerca è ancora necessaria prima ...

Per i pazienti affetti da danni irreparabili alla laringe o cancro della laringe, una laringectomia totale è spesso l'unica opzione1. La laringectomia totale lascia i pazienti senza la capacità di respirare e parlare da soli, oltre a sperimentare disagio sociale e psicologico2. I pazienti con cancro della laringe che necessitano di una laringectomia totale sono eccellenti potenziali candidati per il trapianto laringeo. Mentre è stato eseguito il trapianto laringeo umano nel contesto di danni laringei irreparabili, l'allotrapianto della laringe è attualmente evitato in questi pazienti a causa del timore di recidiva del tumore, della possibilità di rigetto cronico e delle infezioni derivate dal donatore3. L'immunosoppressione è la causa principale di queste preoccupazioni. La drammatica perdita del primo paziente con trapianto parziale di laringe a causa della recidiva del tumore dopo trattamento immunosoppressivo convenzionale è la prova che un regime immunosoppressivo appropriato dovrebbe essere messo a punto prima di ulteriori tentativi di trapianto nei pazienti con cancro della laringe 4,5.
Per comprendere meglio la risposta immunitaria dell'ospite a una laringe trapiantata, il primo modello di trapianto laringeo nei ratti è stato sviluppato nel 1992 da Strome, e miglioramenti alla tecnica chirurgica sono stati apportati nel 2002 6,7. Sebbene questo modello sia efficace per lo studio del trapianto laringeo, la mancanza di agenti immunologici specifici per il ratto e il costo più elevato associato ai modelli di ratto hanno portato allo sviluppo di un nuovo modello murino per lo studio del trapianto laringeo nel 20098.
L'applicazione principale della tecnica descritta è studiare diversi regimi farmacologici immunosoppressori nel trapianto laringeo. Il miglioramento delle attuali terapie immunosoppressive può ampliare il pool di candidati e portare a un trapianto sicuro nei pazienti oncologici. I vantaggi di questo modello murino sono il suo rapporto costo-efficacia e l'ampia disponibilità di dati immunologici e reagenti.
I team che lavorano su regimi di trattamento immunosoppressivo per il trapianto laringeo possono utilizzare questo metodo per raccogliere un grande volume di dati immunologici e diversi regimi farmacologici possono essere rapidamente testati e confrontati. Altre potenziali modalità di trattamento che possono modulare la risposta immunitaria al trapianto, come le iniezioni di cellule staminali, possono anche essere testate utilizzando questo modello. Infine, possono essere ideati esperimenti per osservare gli effetti sistemici a lungo termine del trapianto laringeo estendendo il periodo di follow-up.
La tecnica qui descritta utilizza anastomosi end-to-side per fornire flusso arterioso e venoso a un innesto eterotopico di laringe. L'innesto è un complesso laringotracheoesofageo (LTE) che comprende la laringe, le ghiandole tiroidee, le ghiandole paratiroidi, la trachea e l'esofago del donatore, con arterie carotidi bilaterali e peduncoli intatti. Un'arteria carotide donatrice è anastomizzata all'arteria carotide ricevente e fornisce il flusso sanguigno arterioso, mentre l'altra arteria carotide donatrice è anastomizzata alla vena giugulare esterna ricevente e fornisce il flusso sanguigno venoso (Figura 1).
Sono state apportate diverse modifiche alla tecnica chirurgica del modello di ratto per garantire il successo nel modello murino. Ad esempio, è stato utilizzato un agente anestetico inalato al posto di un agente iniettabile per aumentare il controllo sulla profondità dell'anestesia e ridurre le complicanze. La sutura continua viene utilizzata nell'anastomosi arterioso-arteriosa nei ratti; Tuttavia, a causa delle dimensioni ridotte dei vasi del topo, questo è tecnicamente difficile e può causare il restringimento del lume 7 del vaso. Di conseguenza, le suture interrotte vengono utilizzate nel modello murino e migliorano la pervietà del vaso. Inoltre, nel modello di ratto, il peduncolo dell'arteria tiroidea superiore (STA) viene sezionato e visualizzato. Date le dimensioni più piccole della STA nei topi, questa dissezione potrebbe causare danni e persino la transezione dello STA. Di conseguenza, non viene sezionato nel modello murino. Invece, la fascia vicina viene preservata per garantire che la STA sia mantenuta intatta.
Le principali potenziali insidie di questa tecnica includono il danneggiamento dei peduncoli complessi LTE del donatore, l'arteriotomia o la venotomia di dimensioni errate, l'occlusione dei vasi nei siti di anastomosi o il lasciare spazi vuoti nei siti di anastomosi che possono causare sanguinamento. Per evitare questi passi falsi, è necessario prestare attenzione quando si procura l'innesto del donatore lasciando un bracciale di tessuto attorno al peduncolo STA. L'arteriotomia e la venotomia dovrebbero essere abbastanza grandi da consentire il flusso sanguigno, ma abbastanza piccole da prevenire perdite. Un numero appropriato di punti di sutura dovrebbe essere usato per le anastomosi per chiudere eventuali spazi vuoti, ma non troppi per occludere i vasi.
Se si ottiene familiarità con le tecniche microchirurgiche, questa procedura può essere eseguita in circa 3 ore. Questo modello di trapianto laringeo può essere eseguito in modo affidabile nei topi e utilizzato per studiare la risposta immunitaria dell'ospite dopo allotrapianto composito vascolarizzato.

<table><tbody><tr><td>#1 Graffette</td><td>, graffette</td><td>OP-7404</td>, <td>le clip sono sagomate manualmente per essere utilizzate come divaricatori</td></tr><tr><td>Siringhe da insulina da 1 cc&nbsp;</td><td>BD&nbsp;</td><td>329412</td><td>27 G 5/8</td></tr><tr><td>10-0 Ethilon Nylon Suture</td><td>Ethicon</td><td>2870G</td><td></td></tr><tr><td>25 G Ago di scorrimento di precisione</td><td>BD&nbsp;</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>Siringa con punta Luer-Lok da 1 su 3 mL</td><td>BD&nbsp;</td><td></td><td></td>309657</tr><tr><td>30 G Aghi smussati standard sterili</td><td>Cellink</td><td>NZ5300505001</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Suture Monocryl</td><td>Ethicon</td><td>Y822G</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Suture in nylon Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>2815G</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Adson</td><td>Fine Science Tools</td><td>11027-12</td><td>Dritto, 1 x 2 denti</td></tr><tr><td>Forbici avventiziane</td><td>S & T</td><td>SAS-10</td><td>19 mm, 10 cm,</td></tr><tr><td>pinza ad angolo</td> dritto <td>Strumenti per la scienza fine</td><td>00109-11</td><td>45/11 cm</td></tr><tr><td>Lacrime artificiali Lubrificante Unguento oftalmico</td><td>Akorn Animal Health</td><td>59399-162-35</td><td></td></tr><tr><td>Cerotto in tessuto Punta delle dita</td><td>Cardinal Healthcare</td><td>299399</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Solution Swabsticks</td><td>Purdue Products</td><td>67618-153-01</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex Iniezione</td><td>CIII</td><td>12495-0757-1</td><td>0,3 mg/mL</td></tr><tr><td>Pinza per l'applicazione di pinze senza blocco</td><td>Accurato Chirurgico & Strumenti Scientifici</td><td>ASSI. CAF5</td><td>14 cm</td></tr><tr><td>Cotton Swabs</td><td>Puritan</td><td>10806-001-PK</td><td></td></tr><tr><td>DeBakey pinze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dermabond Mini</td><td>Cardinal Healthcare</td><td>315999</td><td></td></tr><tr><td>Tavole da dissezione</td><td>Mopec</td><td>22-444-314</td><td></td></tr><tr><td>Falcon sterile monouso Petri Dish&nbsp;</td><td>Corning</td><td>25373-041</td><td>35 millimetri</td></tr> forbici <tr><td>fini</td><td>strumenti di scienza fine</td><td>14029-10</td><td>curvo affilato-smussato 10 cm</td></tr><tr><td>dorato A5 2 velocità lama clipper&nbsp;</td><td>Oster</td><td>008OST-78005-140</td> <td># 10</td></tr><tr><td>Depilatore Formula sensibile</td><td>Nair</td><td>2260000033</td><td></td></tr><tr><td>Eparina&nbsp;</td><td>Meitheal Pharmaceuticals</td><td>71288-4O2-10</td><td>10.000 unità USP per 10 mL</td></tr><tr><td>di isoflurano</td><td>Piramal Healthcare</td><td>66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Cautere a punta fine micro a bassa temperatura</td><td>Bovie Medical</td><td>AA90</td><td></td></tr><tr><td>Mercian Visibility Materiale di sfondo</td><td>Synovis Micro Companies</td><td>VB3</td><td></td></tr><tr><td>Morsetto approssimatore microvascolare verde senza telaio</td><td>Accurato Chirurgico e Amp; Strumenti Scientifici</td><td>ASSI. ABB11V</td><td>0,4-1 mm Diametro vaso</td></tr><tr><td>Kit maschera facciale per topo</td><td>Xenotec</td><td>XRK-S</td><td></td></tr><tr><td>Piccolo portaaghi</td><td>S & T</td><td>C-14 W</td><td>5,5", 8 mm, 0,4 mm</td></tr><tr><td>Press n' Seal</td><td>Glad</td><td>70441</td><td></td></tr><tr><td>Bisturi</td><td>Braun</td><td>BA210</td><td>10 lame</td></tr><tr><td>Morsetto per mini vaso singolo</td><td>Accurato Chirurgico e Strumenti Scientifici</td><td>ASSI. ABB11M.31</td> <td>(8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Coppia nera</td></tr><tr><td>Stereomicroscopio</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Tamponi sterili per la preparazione dell'alcol Fisherbrand</td><td></td><td>06-669-62</td><td></td></tr><tr><td>Fogli sterili monouso</td><td>per teli Dynarex</td><td>DYN4410-CASE</td><td></td></tr><tr><td>Garze sterili</td><td>Dukal</td><td>1212</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina sterile&nbsp;</td><td>Hospira</td><td>236173</td><td>NaCl 0,9%</td></tr> <tr><td>Guanti chirurgici sterili</td><td>Gammex</td><td>851_A</td><td></td></tr><tr><td>Pinze dritte</td><td>Strumenti per scienze fini</td><td>00108-11</td> Pinze per tessuti da <td>11 cm</td></tr><tr><td></td><td>Accurato Chirurgico e Strumenti Scientifici</td><td>ASSI. JFLP3</td><td>13,5 cm, 8 mm, 0,3 mm</td></tr><tr><td>Forbici per modelli Vannas&nbsp;</td><td>Accurato Chirurgico & Strumenti Scientifici</td><td>ASSI. SDC15RV</td><td>15 cm, 8 mm, lama curva da 7 mm</td></tr><tr><td>Forbici a molla Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-10</td><td>Tagliente da 3 mm, punta curva</td></tr> del <tr><td>dilatatore del vaso&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>00126-11</td><td>Diametro 0,1 mm/Dilatatore per vasi angolato 10/11 cm</td></tr><tr><td>, linea classica</td><td>S& T</td><td>D-5a.3 L</td><td>9 mm, 0.3 mm, angolato 10</td></tr></tbody></table>

un modello murino eterotopico per lo studio del trapianto laringeo

A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

Il trapianto eterotopico laringeo, sebbene sia una procedura tecnicamente impegnativa, offre maggiori analisi scientifiche e benefici in termini di costi rispetto ad altri modelli animali. Sebbene descritta per la prima volta da Shipchandler et al. nel 2009, questa tecnica non è ampiamente utilizzata, probabilmente a causa delle difficoltà nell'apprendimento della tecnica microchirurgica e del tempo necessario per padroneggiarla. Questo documento descrive in dettaglio i passaggi chirurgici, nonché le potenziali insidie da evitare, al fine di incoraggiare un uso efficace di questa tecnica.
In questo modello, le arterie carotidi bilaterali della laringe donatrice sono anastomizzate, all'arteria carotide ricevente e alla vena giugulare esterna, consentendo il flusso sanguigno attraverso l'innesto. Il flusso sanguigno può essere confermato intraoperatoriamente dalla visualizzazione del riempimento del sangue nelle arterie carotidi bilaterali dell'innesto, dall'arrossamento delle ghiandole tiroidee dell'innesto e dal sanguinamento dai micro vasi nell'innesto. Gli elementi cruciali per il successo includono la delicata conservazione dei vasi dell'innesto, l'arteriotomia e la venotomia delle dimensioni corrette e l'utilizzo del numero appropriato di punti di sutura sulle anastomosi arterioso-arteriose e arterioso-venose per fissare i vasi senza perdite e prevenire l'occlusione. 
Chiunque può diventare esperto in questo modello con una formazione sufficiente ed eseguire la procedura in circa 3 ore. Se eseguito con successo, questo modello consente di eseguire studi immunologici con facilità e a basso costo.

Conferma del successo del trapianto Utilizzando il protocollo sopra descritto, è possibile valutare il flusso sanguigno al complesso LTE osservando la pulsazione dell'arteria carotide del donatore dopo aver rimosso i morsetti dei vasi. La pulsazione è tipicamente visibile e l'immediata colorazione rossa dell'arteria donatrice conferma il flusso sanguigno attivo (Figura 4A). Se l'anastomosi non è efficace, l'arteria non avrà pulsazione, apparirà parzialmente collassata e s...

Lo scopo di questo manoscritto è quello di descrivere le fasi microchirurgiche necessarie per eseguire un trapianto laringeo eterotopico nei topi. I vantaggi di questo modello murino rispetto ad altri modelli animali di trapianto laringeo sono il suo rapporto costo-efficacia e la disponibilità di saggi e dati immunologici.

Un modello murino eterotopico per lo studio del trapianto laringeo

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...

Sono stati descritti modelli di trapianto laringeo in topi e ratti. Il precedente lavoro di Senior alter si è concentrato sull'ideazione di un metodo più efficiente utilizzando le arterie carotidi del donatore per l'anastomosi, ovviando alla necessità di sezionare le arterie tiroidee superiori. In questo video, abbiamo descritto questa procedura nei topi.Questo modello di trapianto laringeo murino consente di condurre studi immunologici con facilità e a basso costo. Sebbene tecnicamente più impegnativo a causa delle dimensioni ridotte dei vasi rispetto a un modello di ratto, questa procedura può essere eseguita in circa tre ore se si ottiene familiarità con le fasi chirurgiche. Dopo che l'animale è completamente anestetizzato, trasferire il topo nell'area di rasatura dove verrà erogato l'isoflurano all'1,5% con un litro al minuto di flusso di ossigeno tramite una maschera facciale per il mantenimento dell'anestesia.Confermare la profondità dell'anestesia con un pizzico di punta. Rasare il petto e il collo del topo fino alla mascella e applicare la crema depilatoria. E dopo 30 secondi, pulire la crema e trasferire il mouse nell'area chirurgica.Immobilizzare il topo e preparare l'area chirurgica tre volte con povidone-iodio e alcool, quindi drappeggiare. Fai una piccola incisione orizzontale appena superiore alla tacca soprasternale. Usando le forbici sottili, sollevare la pelle bilateralmente attraverso l'incisione fino alla mandibola e asportare un segmento di pelle a forma di trapezio.Eliminare le ghiandole salivari bilaterali usando il cauterizzazione nella parte superiore dove viene visualizzata una piccola vena che viaggia attraverso la ghiandola. Sezionare i muscoli sternocleidomastoidei bilaterali dai tessuti circostanti e ritrarli lateralmente. Fare un'incisione della linea mediana sui muscoli della cinghia e asportarli bilateralmente facendo attenzione a non danneggiare la ghiandola tiroidea sottostante e lasciarla sul complesso laringotracheale esofageo o LTE.Dopo questo passaggio, sono visibili arterie carotidi bilaterali. Sezionare circonferenzialmente le arterie carotidi comuni al livello della clavicola inferiormente e al livello della biforcazione carotidea superiormente. Il nervo vago e la vena giugulare interna sono sezionati liberi dalle arterie carotidi e non inclusi nell'innesto procurato.Sezionare le arterie carotidi interne ed esterne abbastanza in alto da essere in grado di legare e dividere. Utilizzando una sutura di nylon 10-0, ligate le arterie carotidi interne da due a tre millimetri superiori alla biforcazione carotidea. Ligare le arterie carotidi esterne almeno tre millimetri sopra il punto di ramificazione dell'arteria tiroidea superiore e ligare le arterie carotidi comuni a livello dello sterno.Tagliare tutte le navi ligate bilateralmente. Mantenere i peduncoli vascolari sulla parte superiore del complesso LTE per evitare danni accidentali durante un'ulteriore dissezione. Per evitare perdite di gas o perdita involontaria di anestesia, assicurarsi che l'animale sia scaduto prima di effettuare tagli alle vie aeree.Transettare la trachea sotto il quinto anello tracheale e portare l'incisione attraverso l'esofago fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE inferiormente. Liberare la trachea e l'esofago dalla fascia prevertebrale sottostante da inferiore a superiore. Creare una faringectomia anteriore appena inferiore allo ioide.Portare l'incisione fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE superiormente. Dividere eventuali attacchi linfoidi o del tessuto connettivo rimanenti tra il complesso LTE e il tessuto circostante. E infine, rimuovere l'innesto.Posizionare l'innesto procurato in una capsula di Petri sterile e lavare con soluzione salina normale per eliminare eventuali coaguli di sangue. Dilatare le arterie carotidi bilaterali usando microdilatatori di un millimetro. Utilizzando un ago smussato calibro 30, iniettare circa due millilitri di soluzione salina eparinizzata in ciascuna arteria carotide per lavare l'innesto.Sangue e soluzione salina saranno visti sciacquare fuori dall'arteria carotide controlaterale e piccole estremità dei vasi liberi che confermano intatte arterie tiroidee superiori. L'innesto può essere lasciato in soluzione salina eparinizzata e una breve pausa può essere presa per un massimo di tre ore prima di trapiantarlo nel ricevente. Preparare il topo ricevente esattamente nello stesso modo descritto per il donatore dopo l'induzione dell'anestesia, la rasatura e le fasi di preparazione chirurgica.Iniettare nel topo ricevente un analgesico a rilascio prolungato per via sottocutanea 30 minuti prima dell'inizio dell'intervento. Usando un bisturi, fai un'incisione del collo della linea mediana che si estende dalla mascella superiormente allo sterno inferiormente. Sollevare la pelle sul lato sinistro e ritrarla lateralmente.Asportare la ghiandola salivare sinistra cauterizzando i vasi superiori come precedentemente descritto. Asportare il tessuto adiposo e linfoide dividendo eventuali vasi visibili con cauterizzazione a bassa temperatura. Fare attenzione a non danneggiare la sottostante vena giugulare esterna.Sezionare circonferenzialmente la vena giugulare esterna. Utilizzare almeno cinque millimetri di lunghezza libera della nave per l'anastomosi. Sezionare il muscolo sternomastoideo e ritrarlo lateralmente.Sezionare circonferenzialmente l'arteria carotide comune dalla clavicola inferiormente fino alla biforcazione carotidea superiormente. Passare il materiale di fondo sotto la vena giugulare esterna e applicare i morsetti per vasi B-3 a doppia approssimazione. Posizionare una sutura di nylon 10-0 attraverso la parete anteriore della vena giugulare esterna nella posizione della monotomia desiderata e utilizzare la sutura per tirare anteriormente l'intento della nave.Tagliare in profondità la sutura con micro forbici per facilitare la creazione della venotomia a fessura singola di dimensioni adeguate e per garantire che il taglio sia completamente attraverso la parete venosa. Utilizzando un ago smussato calibro 30, lavare l'interno della vena con soluzione salina eparinizzata. Posizionare il complesso LTE del donatore tra l'arteria carotide sinistra ricevente e la vena giugulare esterna sinistra.Allineare l'estremità libera dell'arteria carotide sinistra del donatore verso la vena giugulare esterna sinistra del ricevente e smussare l'estremità usando forbici affilate. Utilizzando quattro suture interrotte in nylon 10-0, anastomosi l'arteria carotide sinistra del donatore e la vena giugulare esterna sinistra del ricevente in modo end-to-side. Far scorrere il materiale di sfondo sotto l'arteria carotide comune ricevente e applicare i morsetti dei vasi A-3 a doppia approssimazione.Creare un'arteriotomia allo stesso modo della venotomia. Anastomosi l'arteria carotide destra del donatore all'arteria carotide sinistra ricevente in modo end-to-side. L'utilizzo di sei punti di sutura interrotti con nylon 10-0 è ideale per l'anastomosi arteriosa.Rimuovere i morsetti sul lato venoso. Se si riscontra sanguinamento, applicare una leggera pressione con punte di cotone. Rimuovere i morsetti sull'arteria e applicare immediatamente una leggera pressione con punte di cotone.Un certo sanguinamento è previsto al passo che di solito si ferma dopo un minuto con una leggera pressione. Controllare l'integrità del flusso sanguigno nell'arteria nella vena. Con il flusso arterioso intatto, di solito si osserva la pulsazione dell'arteria carotide del donatore e la ghiandola tiroidea del donatore cambierà dal suo colore trasparente arrossato al suo colore rossastro originale.Si può anche osservare la colorazione rossa delle piccole navi sul complesso LTE. Chiudere l'incisione cutanea con sutura monofilamento 5-0 in modo eseguito. Applicare un adesivo cutaneo sull'incisione.Iniettare un millilitro di soluzione salina calda per via sottocutanea per tenere conto della perdita di liquidi durante l'intervento chirurgico. Interrompere l'anestesia e trasferire il mouse in una gabbia di recupero. Osservare il mouse su una piastra riscaldante fino a quando non è completamente sveglio per evitare l'ipotermia.Il successo chirurgico può essere valutato immediatamente dopo aver rimosso i morsetti del vaso. La figura A è rappresentativa di un intervento chirurgico di successo perché il flusso sanguigno può essere visualizzato nelle arterie carotidi della laringe del donatore e le ghiandole tiroidee sono diventate rosse. La figura B è rappresentativa di un intervento chirurgico non riuscito perché il flusso sanguigno non può essere visualizzato nelle arterie carotidi della laringe del donatore e le ghiandole tiroidee sono rimaste pallide.Dopo 15 giorni in assenza di immunosoppressione, la maggior parte dei riceventi non ha flusso di sangue al trapianto. La pervietà dell'arteria può essere valutata macroscopicamente sezionando il complesso laringotracheale libero dal tessuto ricevente circostante e visualizzando l'anastomosi end-to-side. Grazie. Dopo aver visto questo video, dovresti capire come trapiantare eterotopicamente un complesso tracheoesofageo laringeo da un topo all'altro in circa tre ore.Questo modello fattibile e relativamente a basso costo offre un potenziale significativo nello studio del ruolo del sistema immunitario nel rigetto del complesso laringotracheale, offrendo così il potenziale per nuove terapie nel trapianto di organi.

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Il modello di topo eterotopica trapianto di cuore è stato provato da molti ricercatori ad essere un metodo importante per lo studio dei meccanismi di rifiuto e di risposta immunitaria. Tuttavia, i metodi impiegati sono ancora difficili. Modificando le tecniche standard che abbiamo avuto successo con più di 1000 trapianti.

Il trapianto cardiaco eterotopico nel Mice

Questo video mostra e mette a confronto due modelli sperimentali per studiare lo sviluppo della malattia delle vie aeree obliterante (OAD) nei topi, il modello eterotopico e trapianto ortotopico tracheale.

Eterotopica e trapianto ortotopico tracheale in topi utilizzati come modelli per studiare lo sviluppo della malattia delle vie aeree obliterante

Il modello murino di trapianto di cuore cervicale è adatto per immunologica nonché studi danno da ischemia riperfusione. Abbiamo modificato la procedura utilizzando una tecnica bracciale non sutura ed eseguito più di 1.000 trapianti di successo con questo approccio.  Qui, forniamo ulteriori dettagli di questa tecnica per integrare il video.

Murino cervicale Cuore trapianto Modello utilizzando una tecnica Cuff Modificato

Stenosi dell'innesto per rappresentare un ostacolo critico in sostituzione di tessuto ingegnerizzato delle vie respiratorie. Per studiare i meccanismi cellulari alla base di stenosi, utilizziamo un modello murino di tessuti ingegnerizzati sostituzione tracheale con cellule mononucleari seminato del midollo osseo (BM-MNC). Qui, abbiamo dettaglio nostro protocollo, compreso produzione dell'impalcatura, BM-MNC isolamento, innesto semina e l'impianto.

Semina e impianto di un innesto trachea tessutale biosintetico in un modello murino

Nel presente protocollo, un modello di trapianto di cuore di topo viene utilizzato per studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto cardiaco. In questo modello di trapianto di cuore eterotopico, l'efficienza operativa è migliorata e la sopravvivenza degli innesti cardiaci è assicurata da un'anastomosi cervicale end-to-end dell'impianto cardiaco utilizzando una tecnica di bracciale modificata.

Una tecnica di bracciale modificata per il modello di trapianto di cuore eterotopico cervicale del topo

I modelli di trapianto cardiaco murino rappresentano preziosi strumenti di ricerca per lo studio dell'immunologia dei trapianti. Il presente protocollo descrive il trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo che prevede il posizionamento di polsini sull'arteria carotide comune del ricevente e sul tronco dell'arteria polmonare del donatore per consentire il flusso sanguigno laminare.

Trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo utilizzando bracciali vascolari

Il modello murino di trapianto tracheale intrapolmonare (IPTT) è utile per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree (OAD) dopo il trapianto di polmone. Offre approfondimenti sul comportamento immunologico e angiogenico polmonare specifico nell'obliterazione delle vie aeree dopo allotrapianto con elevata riproducibilità. Qui descriviamo la procedura IPTT e i suoi risultati attesi.

Trapianto tracheale intrapolmonare murino: un modello per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree dopo il trapianto di polmone

Questo protocollo presenta una tecnica di trapianto cervicale eterotopico senza cuffia e basata su suture nei topi, progettata per consentire il posizionamento affidabile di un secondo innesto cardiaco eterotopico per valutare la tolleranza immunitaria specifica del donatore in condizioni fisiologiche con minima interferenza da materiale estraneo.

Modello cervicale senza suture con cuffia per trapianto cardiaco eterotopico secondario per valutare la tolleranza immunitaria specifica del donatore nei topi

Presentiamo un modello murino riproducibile di allotrapianto composito vascolarizzato eterotopo da arto posteriore a collo. Questo protocollo supermicrochirurgico, che prevede anastomosi vasali da 0,3-0,5 mm, integra la guida del filamento di nylon e la cuffia venosa. Fornisce una piattaforma affidabile per studi traslazionali su tolleranza, lesioni ischemiche-reperfusione e meccanismi immunologici nell'allotrapiante composito vascolarizato.

Trapianto eterotopico da arto posteriore a collo nel topo: un modello supermicrochirurgico di allotrapianto composito vascolarizzato

Questo protocollo presenta una tecnica semplificata di anastomosi per suture end-to-side per il trapianto di cuore cervicale murino, fornendo un modello robusto e riproducibile per lo studio dell'immunologia dei trapianti.

Trapianto cardiaco eterotopico cervicale usando la tecnica dell'anastomosi end-to-side per studiare l'immunologia del trapianto

Scopri la procedura di trapianto laringeo eterotopico nel topo, un modello economico per studi immunologici. Questo metodo microchirurgico consente analisi dettagliate sul rigetto del trapianto laringeo.

Un modello murino eterotopico per lo studio del trapianto laringeo

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